우리는 유익한 토론 프리 생물학, 대학의학과 동료 감사합니다. 우리는 비행 주식을 제공 블루밍턴 주식 센터 주셔서 감사합니다. 이 작품은 재정적 스위스 국립 과학 재단 (PP00P3_123339)와 SGS에 벨 룩스 재단에 의해 지원되었다

1. 유생 양육 <ol><li> ° C 옥수수 식사 중간에 빛과 타이머가 장착 된 비행 배양기에서 12 시간 빛 - 12 시간 어두운주기에서 25 대중 문화에 변형 또는 유전자 교차 비행을 유지한다. </li><li> 유체 붙여 넣기 (H 2 O를 증류 3-4 ml의 희석 후원자 효모 10g)를 형성하는 물에 후원자 효모를 희석. 옥수수 식사 음식에 작은 방울을 추가하고 튜브를 포함한다. 효모 붙여 넣기를 고집 성인 파리를 방지하기 위해 한 시간 이상 건조시킵니다. 음식의 표면에 물에 희석 효모의 작은 방울을 넣으면 산란을 향상시킬 수 있습니다. 또는 빵 효모 붙여 넣기, 20 % 아세트산 (AcOH) (시그마 알드리치, 스위스 A6283-100ML)를 사용할 수 있습니다. 이를 위해 옥수수 식사 음식 표면에 용액 확산에 Q - 팁의 끝을 담근다. </li><li> 옥수수 식사 음식 유리 병에 (이상 10 일 이내 4 일 이상 오래된, 그러나) 성인 파리를 넣습니다. 기본 설정을 반복하기에 충분한 애벌레를 얻기 위해 각각의 병에 충분한 어른을 넣어여러 번 테스트 및 통계 비교를 할 수 있습니다. 유전 십자가를 위해, 우리는 일반적으로 20 여성과 유리 병 5 ~ 10 남성의 최소를 사용하지만, 일부 라인은 충분한 애벌레 자식을 얻기 위해 더 많은 여성을 필요로합니다. </li><li> 12 시간 동안 알을 낳기 새로운 튜브로 전송할 성인을 허용합니다. 성인은 아침과 저녁에 전송할 수 있습니다. 우리는 일반적으로 7-10일 어른​​를 전송하고 필요한 경우 새 성인을. </li><li> 인큐베이터에있는 모든 12 시간을 촬영 계란 컬렉션을 유지하고 25 유생 ° C, 12 시간 빛을 12 시간 어두운주기와 60 %의 습도를 증가 할 수 있습니다. 달걀 수집 한 후 일정한 어둠 시각적 동작 이동 유충 (DD) 48 시간 (두 개의 빛 어두운주기에 해당)의 생체 구성 요소를 테스트합니다. 이 경우, 빛이없는 별도의 인큐베이터를 사용하지만 같은 온도와 동일한 습도 다른 모든 조건을 유지합니다. 단지 어두운 단계로 전환하기 전에 DD 인큐베이터에 튜브를 전송해야합니다. anoth하기 위해 튜브를 이동하기 전에어 인큐베이터 골판지 상자에 튜브를 넣어하거나 전송하는 동안 빛의 노출 (판지 상자 또는 포장에 포장이 부화기 사이의 이동에 앞서 &quot;등 -에 대한 단계&quot;중에 수행 할 수있다)를 방지하기 위해 알루미늄 호일로 튜브를 래핑합니다. 이 시점 이후 및 실험 개시 될 때까지 빛의 노출에서 동물을 방지합니다. </li><li> 사일 후 (누워 계란 84-108 시간) (4를 참조하십시오. 빛 환경 테스트를 가리 킵니다. 4.4.) 테스트 할 시점에 이른 L3 (먹이 유충)를 수집합니다. </li></ol> 2. 테스트 설정 <ol><li> 일정한 온도와 습도 조건에 어두운 방에서 실험을 수행 할 수 있습니다. </li><li> 어둠 속에서 페트리 접시의 두 사분면을 유지하기 위해, 검은 테이프와 알루미늄 호일로 뚜껑을 포함한다. 이렇게하려면, 뚜껑 둘레의 중심을 표시합니다. 또한 그들 사이의 분리 90 °와 뚜껑의 가장자리에 네 개의 점을 표시합니다. 쉽게 만들려면 약 10 cm 길이의 네 개의 사분면으로 나누어 20 센티미터 정사각형을 그립니다종이 또는 컴퓨터의 도움으로 시트. 알루미늄 호일과 검은 색 테이프 (그림 1A)의 10cm의 사각형을 잘라. 그것을 다루는 첫 번째 층과 검은 테이프와 같은 알루미늄 호일의 제곱 접착에 의해 두 개의 반대 사분면을 커버 또한 뚜껑의 테두리를 충당하기 위해주의해야합니다. 과거에 분석의 두 가지 다소 독특한 형태를 사용 하였다. 우리는 여기에서 페트리 접시를 10 개의 동등한 분기에 분할되어있는 &quot;분기 플레이트&quot;분석을 사용합니다. 다른 &quot;반 판&quot;분석에 페트리 접시가 구분되어 반 (반 빛, 어둠 속에서 절반에 노출) 1,7,8. 지금까지 두 분석간에 유의 한 차이가 게시되지 않았습니다. </li><li> 접착제 그러한 권리 테이블에 광원에서 뚜껑을 표시하는 데 사용되는 하나 사분면 시트. 사분면의 교차점을 중심으로 페트리 접시의 둘레를 표시합니다. 참조가 광원에서 동일한 위치에 항상 테스트 판을 배치하기로 마크를 사용합니다. </li><li> 를 설치램프, 하나 간단한 흰색 전구 (필립스, Softtone 5W) 또는 철 지지대 (피셔 과학, S47808)의 도움으로 페트리 접시 위에 LED 램프 (LED 램프, 80012 화이트 오스람). 전체 테스트 플레이트가 균일하게 조명되는 방식으로 높이를 조정합니다. 그들은 종래의 전구보다 특정 파장을 방출 때문에 우리는 강력 LED 램프의 사용을 권장합니다. 또한 LED는 적은 열을 방출한다. </li><li> 광도계 (환경 미터 PCE EM882)의 도움으로 빛의 강도를 조정합니다. 필요에 따라 350-760 룩스의 필요한 빛의 강도를 달성하기 위해 최대 램프를 아래로 이동. 조정 전원 공급 장치에 램프를 연결하면 램프 (그림 1B)를 이동하지 않고 강도를 변경할 수 있도록 더 많은 유연성을 제공합니다. </li></ol> 3. 플레이트 준비 <ol><li> 증류수 (밀리 포아)에 2.5 % 한천의 200 ML (시그마 - 알드리치, 스위스 A5093-500G)를 확인합니다. </li><li> 테이블 (90 mm 직경의 배양 접시를 놓습니다;GREINER 바이오 - 하나 GmbH는 행 4550 Kremsmeinster, 오스트리아) 뜨거운 아가로 오스 쏟아져 허용합니다. </li><li> 이 솔루션은 완전히 투명하고 액체가 될 때까지 전자 레인지에 아가로 오스 끓인다. 액체 용액이 거품이 포함되어 있지 않은지 확인하십시오. 주의 : 조심스럽게 테이블에 전송 솔루션은 매우 뜨거울 수 있기 때문에! </li><li> 전체 표면이 균일 용액의 얇은 층으로 덮여 때까지 배양 접시에 뜨거운 아가을 부어 약 2 개 또는 세 밀리미터 충분합니다. 코팅, 번호판을하기 전에 응고 아가을 방지하기 위해 신속합니다. 접시를 냉각 할 수 있습니다. 상온에서 번호판을 저장 만 준비 같은 날에 그들을 사용합니다. </li></ol> 4. 빛 성향 테스트 <ol><li> 초파리 이후 테스트 빛의 붉은 파장을 감지 할 수 없습니다 전에 빛의 영향을 방지하기 위해 실험 실에서 붉은 빛 조건에서 작동합니다. t를 조명하는 램프에 장착 된 빨간 전구 (필립스, PFE712E * 8)를 사용하여그는 작업을 배치합니다. </li><li> 25 모든 실험을 통해 온도를 유지 ° C. 히터 나 냉각 장치를 통해 제어 실내 온도가 필요합니다. </li><li> 일정한 어둠 미만 일주기 (섹션 1)에 대한 사육 병에서 어떤 음식을 가져 가라. 유충은 일반적으로 음식의 표면에 파고되기 때문에, 주걱 (피셔 과학, 14-373-25A)의 도움으로 최상위 계층 (약 5 mm 깊이) 가라. 페트리 접시 뚜껑의 바깥면에 음식을 확산, 약간의 물을 추가하고 주걱으로 가볍게 섞는다. </li><li> 음식에서 L3 유충을 먹이 수집합니다. 빛 환경을 테스트 할 때, 부정적인 phototaxis에이 보장되기 때문에 단지 L3 유충을 먹이 / 조기 중요합니다 선택. 방황 / 후반 음식에 크롤 링 L3 유충이나 큰 애벌레는 아마 이미 photobehavior 투입합니다. 자신의 앞쪽에 spiracles이 열려 있고 손가락 같은 형태로 외부로 돌출하기 때문에 먹이 L3 유충 (음수 phototactic)를 인식 할 수 있습니다. 후방 공기 구멍의 세 구멍 각, 대형 분기 머리카락의 4 개의 그룹이 있습니다. 침샘 두 번째 복부 세그먼트 (11)에 확장 할 수 있습니다. 더 하얀 빛을 사용하지 않아야 반면 현미경으로 애벌레를 준비하면 편리합니다. 붉은 빛 램프 실험이 요구되기 전에 입체 현미경으로 준비하면 유충을 분명히 할 필요가있다. </li><li> 수돗물에 잠시 유충을 세척하고 초기 먹이 세 번째 instar의 유충을 (여전히 붉은 빛)를 수집. 테스트 플레이트에 유충을 전송하기 전에, 젖은 붓으로 유충을 가지고 종이 타월이나 여과지로 물기를 잘 흡수. 그것은 동물을 해칠 및 그 동작에 영향을 미칠 수 있기 때문에 너무 과도 애벌레를 건조하지 마십시오. </li><li> 젖은 붓을 사용하여 조심스럽게 접시에 애벌레를 전송합니다. 접시의 중앙에 약 30 유충의 그룹을 배치합니다. 뚜껑을 이미 사분면을 준비와 함께 접시를 덮고 (초를 참조하십시오 실험 준비 광원에서 접시를 설정TION 2). </li><li> 하얀 빛 램프를 켜고 타이머를 시작합니다. 유충은 5 분 접시에 자유롭게 이동하자 재빨리 뚜껑을 제거하고 어둠과 빛의 사분면에있는 유충의 수를 계산합니다. 마커로 각 유충의 위치를​​ 표시하면 계산을 쉽게 할 수 있습니다. 또는 판의 사진을 촬영하고 사후를 계산합니다. 애벌레가 벽에 크롤 링이나 한천로 굴처럼 불분명 빛 환경 설정을 보여 유충은 중립적 환경으로 간주되어야하며, 단지 빛 환경 지수를 계산 유충의 총 수에 포함. </li><li> 계산 후, 유충과 함께 접시를 무시하고 다음 실험을위한 새로운 테스트 플레이트로 교체합니다. 나중에 처리 및 처리를위한 오토 클레이브 비닐 봉투에 사용되는 판을 수집합니다. </li><li> 일단 당신이 새로운 유전자형을 테스트 할 수있는 실험의 충분한 수를 수행했습니다. 유전자형 당 10-15 시험 분석을 위해 충분하다. </li></ol> 5. 사양에 따라 데이터 분석에스 <ol><li> 편의를 엑셀 (마이크로 소프트) 또는 추가 통계 분석을 위해 컴퓨터에서 원점 (원점 연구소)와 같은 데이터 시트에 데이터를 전송합니다. 한 열에서 두 번째 열 빛 사분면에있는 동물의 수와 플레이트 ( &quot;중립&quot;애벌레 포함) 동물의 총 세 번째 어둠 속에서 동물의 숫자를 정렬합니다. </li><li> 다음 공식을 사용하여 각 실험 어둠의 선호 지수 (PREF)를 계산 PREF (농도) = (어둠 속에서 애벌레 수 - 유충의 수에 비추어) / 유충의 총 수 </li><li> 그룹에 대한 적절한 분석과 통계적 데이터 집합을 비교합니다. 여기, 우리는 통계적으로 두 그룹을 비교하는 윌 콕슨이 테스트를 사용합니다. Tukey의 다중 비교와 ANOVA 테스트는 사후 정규 분포 가정이 매니 폴드 그룹에 비해 만족하는 경우 테스트가 수행 할 수 있습니다. </li><li> 일주기에 따라 라인과 시점 사이에 명확하게 비교를 보여주는 그래프를 확인합니다. WE 사용 근원 소프트웨어 (원점 연구소) 통계적 유의성을 테스트하고 적절한 그래프를 생성하지만, 다른 통계 소프트웨어가 도움이 될 수 있습니다. </li></ol>

<ol>
	<li>Sawin-McCormack, E. P., Sokolowski, M. B., Campos, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+and+genetic+analysis+of+Drosophila+melanogaster+photobehavior+during+larval+development.">Characterization and genetic analysis of Drosophila melanogaster photobehavior during larval development.</a> J. Neurogenet. 10, 119-135 (1995).</li><li>Sprecher, S. G., Pichaud, F., Desplan, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adult+and+larval+photoreceptors+use+different+mechanisms+to+specify+the+same+Rhodopsin+fates.">Adult and larval photoreceptors use different mechanisms to specify the same Rhodopsin fates.</a> Genes Dev. 21, 2182-2195 (2007).</li><li>Sprecher, S. G., Desplan, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Switch+of+rhodopsin+expression+in+terminally+differentiated+Drosophila+sensory+neurons.">Switch of rhodopsin expression in terminally differentiated Drosophila sensory neurons.</a> Nature. 454, 533-537 (2008).</li><li>Xiang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light-avoidance-mediating+photoreceptors+tile+the+Drosophila+larval+body+wall.">Light-avoidance-mediating photoreceptors tile the Drosophila larval body wall.</a> Nature. 468, 921-926 (2010).</li><li>Diaz, N. N., Sprecher, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photoreceptors:+unconventional+ways+of+seeing.">Photoreceptors: unconventional ways of seeing.</a> Curr. Biol. 21, R25-R27 (2011).</li><li>Emery, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+CRY+is+a+deep+brain+circadian+photoreceptor.">Drosophila CRY is a deep brain circadian photoreceptor.</a> Neuron. 26, 493-504 (2000).</li><li>Mazzoni, E. O., Desplan, C., Blau, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circadian+pacemaker+neurons+transmit+and+modulate+visual+information+to+control+a+rapid+behavioral+response.">Circadian pacemaker neurons transmit and modulate visual information to control a rapid behavioral response.</a> Neuron. 45, 293-300 (2005).</li><li>Keene, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+visual+pathways+mediate+Drosophila+larval+light+avoidance+and+circadian+clock+entrainment.">Distinct visual pathways mediate Drosophila larval light avoidance and circadian clock entrainment.</a> J. Neurosci. 31, 6527-6534 (2011).</li><li>Gong, Z. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+Pairs+of+Neurons+in+the+Central+Brain+Control+Drosophila+Innate+Light+Preference.">Two Pairs of Neurons in the Central Brain Control Drosophila Innate Light Preference.</a> Science. 330, 499-502 (2010).</li><li>Lilly, M., Carlson, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=smellblind:+a+gene+required+for+Drosophila+olfaction.">smellblind: a gene required for Drosophila olfaction.</a> Genetics. 124, 293-302 (1990).</li><li>Bodenstein, D., Demerec, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+postembryonic+development+of+Drosophila.">The postembryonic development of Drosophila.</a> Biology of Drosophila. , 275-367 (1950).</li><li>Pittendrigh, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circadian+systems:+Entrainment.">Circadian systems: Entrainment.</a> Biological Rhythms. 4 Handbook of Behavioral Neurobiology, 95-124 (1981).</li><li>Collins, B., Kane, E. A., Reeves, D. C., Akabas, M. H., Blau, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Balance+of+Activity+between+LN(v)s+and+Glutamatergic+Dorsal+Clock+Neurons+Promotes+Robust+Circadian+Rhythms+in+Drosophila.">Balance of Activity between LN(v)s and Glutamatergic Dorsal Clock Neurons Promotes Robust Circadian Rhythms in Drosophila.</a> Neuron. 74, 706-718 (2012).</li><li>Keene, A. C., Sprecher, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Seeing+the+light:+photobehavior+in+fruit+fly+larvae.">Seeing the light: photobehavior in fruit fly larvae.</a> Trends Neurosci. 35, 104-110 (2012).</li><li>von Essen, A. M., Pauls, D., Thum, A. S., Sprecher, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Capacity+of+visual+classical+conditioning+in+Drosophila+larvae.">Capacity of visual classical conditioning in Drosophila larvae.</a> Behav. Neurosci. 125, 921-929 (2011).</li></ol>

저자는 공개 아무것도 없어.

설명 빛 환경 테스트는 애벌레 타고난 photobehavior을 활용합니다. 분석은, 설정하기 쉬운 저렴한 비용으로 많은 반복을 허용하고 빛을 감지 및 처리에 대한 중요한 정보를 제공합니다. 실험 패러다임은 개인이 밝거나 어두운 선호 얼마나 많은 상대적으로 신속하게 정량 할 수 있습니다. 이러한 기본 설정은 원유 백분율로 또는 양자 택일 환경 지수 (PREF)로 표시 할 수 있습니다. PREF는 동물의 차이로 ...

여기에서 우리는 어둠의 애벌레 선호 (또는 빛)에 따라 행동 분석을 설명합니다. 애벌레는 먹이를 찾아 다니는 단계 (초기 L3에 L1) 1시 강력하고 진부한 photonegative 응답과 반응. 분석은 유충의 photophobic 행동을 평가하는 목적과 애벌레 한천로 코팅 된 배양 접시에서 자유롭게 이동 그룹의 밝거나 어두운 환경을 비교합니다. 이 행동 분석의 시각 시스템의 감도, 통합과 시간 소성에 대한 정보를 제공뿐만 아니라, 그것은 더 빛 감도와 해당 프로세스가주기 체계에 의해 통제하는 방법에 대한 힌트를 제공합니다. 초파리 유충의 눈 (또한 불리는 Bowlig 기관, BO), 광각의 주요 기관이다. 각각의 눈은 12 광 수용체 (PR)로 구성되어, 여덟 푸에르 토리코는 푸에르 토리코는 파란색에 민감한 rhodopsin5 (RH5) 2,3을 표현 녹색 민감한 rhodopsin6 (RH6)와 네 표현한다. 푸에르 토리코, ALS에 추가애벌레 몸을 벽을 커버 O 클래스 IV의 multidendritic 뉴런은, 유해 빛의 강도 4,5에 응답하는 확인되었습니다. 또한 중앙 유충의 두뇌에 자리 잡고 맥박 조정기 뉴런은 뇌 6,7에서 시계 고유의 푸른 빛을 센서로 작동 빛에 민감한 단백질 Cryptochrome (울어)을 표현하는 것으로 알려져있다. 이 분석으로 테스트 할 때 흥미롭게 야생 유형 동물의 photophobicity 낮과 밤의 과정에서 서로 다른 시간 지점에서주기 구성 요소를 보여줍니다. 빛 어두운 환경 7을 테스트 할 때 꼴 L3 유충의 빛에 반응 황혼에서 새벽에 강한 photophobicity 낮은 photophobicity을 보여 주었다. RH6 - 푸에르 토리코가 없어도있는 동안 흥미롭게 만 RH5-푸에르 토리코는, 빛을 피하기 위해 필요합니다. , RH5-푸에르 토리코 및 RH6 - 푸에르 토리코 모두 빛을 8로 분자 시계를 재설정에 참여하고 있습니다. 외침 경로는에 적절한 행동 출력을 조율하는 다른 빛 감지 경로로 조정해야오늘의 코스입니다. 푸에르 토리코에있는 아세틸 콜린 라이트 회피 행동뿐만 아니라 분자 시계의 유입에 필수적인 역할을한다. 푸에르 토리코에서주기 맥박 조정기 뉴런에 아세틸 콜린 신경 전달 물질을 차단하면 빛 어둠 환경 분석 8 photophobic 반응을 감소시킨다. 동일한 분석을 고용 뉴런의 두 개의 대칭 쌍은 최근 초파리의 9 번째 애벌레 령의 빛 환경을 전환 확인되었습니다. 동물이 아마도 적절한 pupariation 사이트를 찾기 위해 음식을 떠날 때 뉴런의 두 쌍 늦은 애벌레 단계에서 작동 할 수 있습니다. 그러나 시각 경로의 상호 작용과 생체 방식으로 애벌레 시각적 동작을 제어하는​​ 방법의 문제는 크게되지 않은 상태로 유지됩니다. 빛 환경 분석은주기 시간 지점 사이 비교, 다른 가벼운 특성에 따라 라인과주기 상태를 비행 할 수 있습니다. 분석은 쉽게 준비하고 저렴하고 내가 이전에 유용했습니다N 여러 실험실 설명하고 유충에서 빛 파생 된 행동을 연구한다.

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td>Name of Reagent/Material</td>
 <td>Company</td>
 <td>Catalog Number</td>
 <td>Comments</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Agar</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>A5093-500G</td>
 <td>2.5%; Sigma-Aldrich, 9471 Buchs, Switzerland </td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Petri dishes</td>
 <td>Greiner Bio-One GmbH</td>
 <td>633180</td>
 <td>90-mm diameter; Greiner Bio-One GmbH, 4550 Kremsmeinster, Austria</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>LEDs Lamp</td>
 <td>OSARAM </td>
 <td>80012 White</td>
 <td>LED lamp, 80012 White</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Environment Meter</td>
 <td>PCE</td>
 <td>PCE EM882</td>
 <td>Lux, Temp, RH%</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Thermostatic cabinet</td>
 <td>Aqua Lytic (Liebherr)</td>
 <td>ET636-6</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Light timer</td>
 <td>Timer T</td>
 <td>6185.104</td>
 <td>230V/50HZ (check specifications for your country)</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Universal thermostat</td>
 <td>Conrad</td>
 <td>UT200</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Humidifier</td>
 <td>Boneco</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Balck tape</td>
 <td>Tesa</td>
 <td></td>
 <td>5 cm </td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Glue</td>
 <td>Uhu</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>lncubator lamp</td>
 <td>Phillips</td>
 <td>Softtone</td>
 <td>5W</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Timer clock</td>
 <td>Ziliss</td>
 <td></td>
 <td>Ziliss, Switzerland</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Excel Software</td>
 <td>Microsoft</td>
 <td></td>
 <td>Excel</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Origin Software 8.5</td>
 <td>OriginLab</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Backer Yeast</td>
 <td>Migros Switzerland</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Iron support stand 17X28CM</td>
 <td>Fisher Scientific</td>
 <td>S47808</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Acetic acid</td>
 <td>Sigma Aldrich</td>
 <td>A6283-100ML</td>
 <td>20% acetic acid dilluted in H2O</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Red light lamp</td>
 <td>Phillips</td>
 <td>PFE712E*8C</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Spatula </td>
 <td>Fisher Scientific</td>
 <td>14-373-25A</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Power supply</td>
 <td>EA</td>
 <td>EA PS 2042-06B</td>
 <td>Optional</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Aluminium foil</td>
 <td>Prix Coop</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Heater</td>
 <td>GOON</td>
 <td>NSB200C</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Microwave Oven</td>
 <td>Intertronic</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Standard corn meal fly food</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Destilled water </td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

light preference assay to study innate and circadian regulated photobehavior in drosophila larvae

다양한 수준에서 동물의 행동을 제어하는​​ 환경 신호로 빛의 역할을합니다. 초파리 애벌레 신경계 빛 정보를 처리하고 신속하고주기 행동 사이에 공유하는 방법에 대한 기본적인 질문에 대답 할 수있는 독특한 모델로 사용됩니다. 빛에 노출되면 초파리의 애벌레가 박힌 회피 동작을 표시합니다. 비교적 간단한 빛 어두운 환경 시험을 적용 할 수있는 빛에 따라 행동을 조사합니다. 척추 동물과 절지 동물의 시각적 입력을 감지하고 처리에 관련된 신경 경로는 부분적으로 그 처리 빛의 생체 정보와 중복. 빛 감지 시스템과 생체 시스템이 행동 출력을 조정 유지하기 위해 상호 작용하는 방법의 매혹적인 질문은 대부분 미개척 남아있다. 초파리는 뇌의 신경 세포의 작은 숫자로 인해 이러한 문제에 접근하는 영향을 미치는 생물학적 모델, 유전 도구의 가용성이다 신경 속임수 장난감을위한ATION. 제시 빛 어두운 환경 분석은 phototaxis에의주기 제어를 포함한 시각적 인 행동의 범위를 조사 할 수 있습니다.

프로토콜은 위에서 설명한 다음, 우리는 야생형 캔톤-S의 초기 번째 애벌레 경기장에서 빛 어두운 환경은 두 개의 서로 다른주기 시간 CT0 및 CT12에 비행 테스트. 성인은 12 시간 빛을 12 시간 어두운 양육하고 12 시간 동안 알을 낳기 위해 남았다. 유충 같은 빛을 어두운 정권 이틀간 성장. 우리는 일정한 조건 (생체 시계의 실행 무료)에서주기 변조를 테스트하고 싶어하기 때문에 테스트 (그림 3...

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Light Preference Assay to Study Innate and Circadian Regulated Photobehavior in Drosophila Larvae

여기에 우리가 초파리 유충에 대한 빛 어두운 환경 테스트를 설명합니다. 이 분석은 빛을 감지하고 처리 photobehavior의 타고난 및주기 조절에 대한 정보를 제공합니다.

에 타고난 및 시간주기 규제 Photobehavior을 공부하는 빛 환경의 분석<em&gt; 초파리</em&gt; 애벌레

Light acts as environmental signal to control animal behavior at various levels. The Drosophila larval nervous system is used as a unique model to answer ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

Light Preference Assay to Study Innate and Circadian Regulated Photobehavior in Drosophila Larvae

12.8K 조회수.  University of Fribourg. 여기에 우리가 초파리 유충에 대한 빛 어두운 환경 테스트를 설명합니다. 이 분석은 빛을 감지하고 처리 photobehavior의 타고난 및주기 조절에 대한 정보를 제공합니다.

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Laser Capture Microdissection of Drosophila Peripheral Neurons

The dendritic arborization (da) neurons of the Drosophila peripheral nervous system (PNS) provide an excellent model system in which to investigate the molecular mechanisms underlying class-specific dendrite morphogenesis1,2. To facilitate molecular analyses of class-specific da neuron development, it is vital to obtain these cells in a pure population. Although a range of different cell, and tissue-specific RNA isolation techniques exist for Drosophila cells, including magnetic bead based cell purification3,4, Fluorescent Activated Cell Sorting (FACS)5-8, and RNA binding protein based strategies9, none of these methods can be readily utilized for isolating single or multiple class-specific Drosophila da neurons with a high degree of spatial precision. Laser Capture Microdissection (LCM) has emerged as an extremely powerful tool that can be used to isolate specific cell types from tissue sections with a high degree of spatial resolution and accuracy. RNA obtained from isolated cells can then be used for analyses including qRT-PCR and microarray expression profiling within a given cell type10-16. To date, LCM has not been widely applied in the analysis of Drosophila tissues and cells17,18, including da neurons at the third instar larval stage of development. 
Here we present our optimized protocol for isolation of Drosophila da neurons using the infrared (IR) class of LCM. This method allows for the capture of single, class-specific or multiple da neurons with high specificity and spatial resolution. Age-matched third instar larvae expressing a UAS-mCD8::GFP19 transgene under the control of either the class IV da neuron specific ppk-GAL420 driver or the pan-da neuron specific 21-7-GAL421 driver were used for these experiments. RNA obtained from the isolated da neurons is of very high quality and can be directly used for downstream applications, including qRT-PCR or microarray analyses. Furthermore, this LCM protocol can be readily adapted to capture other Drosophila cell types a various stages of development dependent upon the cell type specific, GAL4-driven expression pattern of GFP.

Laser Capture Microdissection of Drosophila Peripheral Neurons

In this video-article we present a method for isolating single or multiple Drosophila da neurons from third instar larvae using the infrared capture (IR) class of Laser Capture Microdissection (LCM). RNA obtained from the isolated neurons can be readily used for downstream applications including qRT-PCR or microarray analyses.

의 레이저 캡처 Microdissection Drosophila 주변 뉴런

The dendritic arborization (da) neurons of the Drosophila peripheral nervous system (PNS) provide an excellent model system in which to investigate the ...

연구

신경과학

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) pacemakers or clocks. Malfunctions in the human circadian system are associated with numerous diseases or disorders. Much progress towards our understanding of the mechanisms underlying circadian rhythms has emerged from genetic screens whereby an easily measured behavioral rhythm is used as a read-out of clock function. Studies using Drosophila have made seminal contributions to our understanding of the cellular and biochemical bases underlying circadian rhythms. The standard circadian behavioral read-out measured in Drosophila is locomotor activity. In general, the monitoring system involves specially designed devices that can measure the locomotor movement of Drosophila. These devices are housed in environmentally controlled incubators located in a darkroom and are based on using the interruption of a beam of infrared light to record the locomotor activity of individual flies contained inside small tubes. When measured over many days, Drosophila exhibit daily cycles of activity and inactivity, a behavioral rhythm that is governed by the animal's endogenous circadian system. The overall procedure has been simplified with the advent of commercially available locomotor activity monitoring devices and the development of software programs for data analysis. We use the system from Trikinetics Inc., which is the procedure described here and is currently the most popular system used worldwide. More recently, the same monitoring devices have been used to study sleep behavior in Drosophila. Because the daily wake-sleep cycles of many flies can be measured simultaneously and only 1 to 2 weeks worth of continuous locomotor activity data is usually sufficient, this system is ideal for large-scale screens to identify Drosophila manifesting altered circadian or sleep properties.

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

We describe procedures for recording daily locomotor activity rhythms of Drosophila and subsequent data analysis. Locomotor activity rhythms are a reliable behavioral output of animal circadian clocks and are used as the standard readout of clock function when studying circadian mutants or examining how the environment regulates the circadian system.

Circadian 리듬을 연구 및 매개 변수 잠을 전위의 활동 시금 Drosophila</em

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) ...

Measuring Circadian and Acute Light Responses in Mice using Wheel Running Activity

Circadian rhythms are physiological functions that cycle over a period of approximately 24 hours (circadian- circa: approximate and diem: day)1, 2. They are responsible for timing our sleep/wake cycles and hormone secretion. Since this timing is not precisely 24-hours, it is synchronized to the solar day by light input. This is accomplished via photic input from the retina to the suprachiasmatic nucleus (SCN) which serves as the master pacemaker synchronizing peripheral clocks in other regions of the brain and peripheral tissues to the environmental light dark cycle3-7. The alignment of rhythms to this environmental light dark cycle organizes particular physiological events to the correct temporal niche, which is crucial for survival8. For example, mice sleep during the day and are active at night. This ability to consolidate activity to either the light or dark portion of the day is referred to as circadian photoentrainment and requires light input to the circadian clock9. Activity of mice at night is robust particularly in the presence of a running wheel. Measuring this behavior is a minimally invasive method that can be used to evaluate the functionality of the circadian system as well as light input to this system. Methods that will covered here are used to examine the circadian clock, light input to this system, as well as the direct influence of light on wheel running behavior.

This article will review methods that can be used to determine circadian function and light responsiveness in mice.

휠 실행 활동을 사용하여 마우스의 Circadian 및 급성 라이트 응답 측정

Circadian rhythms are physiological functions that cycle over a period of approximately 24 hours (circadian- circa: approximate and diem: day)1, 2.  They ...

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular disease and various neurological diseases1. We have optimized simple and robust behavioral assays for determining larval locomotion, adult climbing ability (RING assay), and courtship behaviors of Drosophila. These behavioral assays are widely applicable for studying the role of genetic and environmental factors on fly behavior. Larval crawling ability can be reliably used for determining early stage changes in the crawling abilities of Drosophila larvae and also for examining effect of drugs or human disease genes (in transgenic flies) on their locomotion. The larval crawling assay becomes more applicable if expression or abolition of a gene causes lethality in pupal or adult stages, as these flies do not survive to adulthood where they otherwise could be assessed. This basic assay can also be used in conjunction with bright light or stress to examine additional behavioral responses in Drosophila larvae. Courtship behavior has been widely used to investigate genetic basis of sexual behavior, and can also be used to examine activity and coordination, as well as learning and memory. Drosophila courtship behavior involves the exchange of various sensory stimuli including visual, auditory, and chemosensory signals between males and females that lead to a complex series of well characterized motor behaviors culminating in successful copulation. Traditional adult climbing assays (negative geotaxis) are tedious, labor intensive, and time consuming, with significant variation between different trials2-4. The rapid iterative negative geotaxis (RING) assay5 has many advantages over more widely employed protocols, providing a reproducible, sensitive, and high throughput approach to quantify adult locomotor and negative geotaxis behaviors. In the RING assay, several genotypes or drug treatments can be tested simultaneously using large number of animals, with the high-throughput approach making it more amenable for screening experiments.

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster is a genetically and behaviorally tractable model system that has been used to understand the molecular and cellular basis of many important biological processes for over a century 1. Drosophila has been well exploited to gain insights into the genetic basis of fly behavior.

분석의 방법 Drosophila 행동

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular ...

Local and Global Methods of Assessing Thermal Nociception in Drosophila Larvae

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of thermal nociceptors1,2 while the second involves a wholesale (global) activation of most or all such neurons3. Together, these techniques allow visualization and quantification of the behavioral functions of Drosophila nociceptive sensory neurons.
The Drosophila larva is an established model system to study thermal nociception, a sensory response to potentially harmful temperatures that is evolutionarily conserved across species1,2. The advantages of Drosophila for such studies are the relative simplicity of its nervous system and the sophistication of the genetic techniques that can be used to dissect the molecular basis of the underlying biology4-6 In Drosophila, as in all metazoans, the response to noxious thermal stimuli generally involves a "nocifensive" aversive withdrawal to the presented stimulus7. Such stimuli are detected through free nerve endings or nociceptors and the amplitude of the organismal response depends on the number of nociceptors receiving the noxious stimulus8. In Drosophila, it is the class IV dendritic arborization sensory neurons that detect noxious thermal and mechanical stimuli9 in addition to their recently discovered role as photoreceptors10. These neurons, which have been very well studied at the developmental level, arborize over the barrier epidermal sheet and make contacts with nearly all epidermal cells11,12. The single axon of each class IV neuron projects into the ventral nerve cord of the central nervous system11 where they may connect to second-order neurons that project to the brain.
Under baseline conditions, nociceptive sensory neurons will not fire until a relatively high threshold is reached. The assays described here allow the investigator to quantify baseline behavioral responses or, presumably, the sensitization that ensues following tissue damage. Each assay provokes distinct but related locomotory behavioral responses to noxious thermal stimuli and permits the researcher to visualize and quantify various aspects of thermal nociception in Drosophila larvae. The assays can be applied to larvae of desired genotypes or to larvae raised under different environmental conditions that might impact nociception. Since thermal nociception is conserved across species, the findings gleaned from genetic dissection in Drosophila will likely inform our understanding of thermal nociception in other species, including vertebrates.

Local and Global Methods of Assessing Thermal Nociception in Drosophila Larvae

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of thermal nociceptors1,2 while the second involves a wholesale (global) activation of most or all such neurons3. Together, these techniques allow visualization and quantification of the behavioral functions of Drosophila nociceptive sensory neurons.

에서 열 Nociception를 평가 지역 및 글로벌 방법<em&gt; Drosophila</em&gt; 애벌레

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of ...

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other insects proprioception is provided by specialized sensory organs termed chordotonal organs (ChOs) 2. Like many other organs in Drosophila, ChOs develop twice during the life cycle of the fly. First, the larval ChOs develop during embryogenesis. Then, the adult ChOs start to develop in the larval imaginal discs and continue to differentiate during metamorphosis.
The development of larval ChOs during embryogenesis has been studied extensively 10,11,13,15,16. The centerpiece of each ChO is a sensory unit composed of a neuron and a scolopale cell. The sensory unit is stretched between two types of accessory cells that attach to the cuticle via specialized epidermal attachment cells 1,9,14. When a fly larva moves, the relative displacement of the epidermal attachment cells leads to stretching of the sensory unit and consequent opening of specific transient receptor potential vanilloid (TRPV) channels at the outer segment of the dendrite 8,12. The elicited signal is then transferred to the locomotor central pattern generator circuit in the central nervous system.
Multiple ChOs have been described in the adult fly 7. These are located near the joints of the adult fly appendages (legs, wings and halters) and in the thorax and abdomen. In addition, several hundreds of ChOs collectively form the Johnston's organ in the adult antenna that transduce acoustic to mechanical energy 3,5,17,4.
In contrast to the extensive knowledge about the development of ChOs in embryonic stages, very little is known about the morphology of these organs during larval stages. Moreover, with the exception of femoral ChOs 18 and Johnston's organ, our knowledge about the development and structure of ChOs in the adult fly is very fragmentary.
Here we describe a method for staining and visualizing ChOs in third instar larvae and pupae. This method can be applied together with genetic tools to better characterize the morphology and understand the development of the various ChOs in the fly.

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

A method to immunostain and visualize chordotonal organs in larvae and pupae of Drosophila melanogaster is described.

의 Proprioceptors의 시각화<em&gt; Drosophila</em&gt; 애벌레와 Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

In the following we describe the methodological details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with genetic interference, provides a handle to analyze the neuronal and molecular fundamentals of specifically associative learning in a simple larval brain.
Organisms can use past experience to adjust present behavior. Such acquisition of behavioral potential can be defined as learning, and the physical bases of these potentials as memory traces1-4. Neuroscientists try to understand how these processes are organized in terms of molecular and neuronal changes in the brain by using a variety of methods in model organisms ranging from insects to vertebrates5,6. For such endeavors it is helpful to use model systems that are simple and experimentally accessible. The Drosophila larva has turned out to satisfy these demands based on the availability of robust behavioral assays, the existence of a variety of transgenic techniques and the elementary organization of the nervous system comprising only about 10,000 neurons (albeit with some concessions: cognitive limitations, few behavioral options, and richness of experience questionable)7-10.
Drosophila larvae can form associations between odors and appetitive gustatory reinforcement like sugar11-14. In a standard assay, established in the lab of B. Gerber, animals receive a two-odor reciprocal training: A first group of larvae is exposed to an odor A together with a gustatory reinforcer (sugar reward) and is subsequently exposed to an odor B without reinforcement 9. Meanwhile a second group of larvae receives reciprocal training while experiencing odor A without reinforcement and subsequently being exposed to odor B with reinforcement (sugar reward). In the following both groups are tested for their preference between the two odors. Relatively higher preferences for the rewarded odor reflect associative learning - presented as a performance index (PI). The conclusion regarding the associative nature of the performance index is compelling, because apart from the contingency between odors and tastants, other parameters, such as odor and reward exposure, passage of time and handling do not differ between the two groups9.

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

Drosophila larvae are able to associate odor stimuli with gustatory reward. Here we describe a simple behavioral paradigm that allows the analysis of appetitive associative olfactory learning.

에 Appetitive 연관 강한 학습<em&gt; Drosophila</em&gt; 애벌레

In the following we describe the methodological  details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with ...

Taste Preference Assay for Adult Drosophila

Olfactory and gustatory perception of the environment is vital for animal survival. The most obvious application of these chemosenses is to be able to distinguish good food sources from potentially dangerous food sources. Gustation requires physical contact with a chemical compound which is able to signal through taste receptors that are expressed on the surface of neurons. In insects, these gustatory neurons can be located across the animal's body allowing taste to play an important role in many different behaviors. Insects typically prefer compounds containing sugars, while compounds that are considered bitter tasting are avoided. Given the basic biological importance of taste, there is intense interest in understanding the molecular mechanisms underlying this sensory modality. We describe an adult Drosophila taste assay which reflects the preference of the animals for a given tastant compound. This assay may be applied to animals of any genetic background to examine the taste preference for a desired soluble compound.

Taste Preference Assay for Adult Drosophila

Taste is an important sensory process which facilitates attraction to beneficial substances and avoidance of toxic substances. This protocol describes a simple ingestion assay for determining Drosophila gustatory preference for a given chemical compound.

성인을위한 맛의 기본 설정 분석<em&gt; 초파리</em

Olfactory and gustatory perception of the environment is vital for animal survival.  The most obvious application of these chemosenses is to be able to ...

Novel Assay for Cold Nociception in Drosophila Larvae

How organisms sense and respond to noxious temperatures is still poorly understood. Further, the mechanisms underlying sensitization of the sensory machinery, such as in patients experiencing peripheral neuropathy or injury-induced sensitization, are not well characterized. The genetically tractable Drosophila model has been used to study the cells and genes required for noxious heat detection, which has yielded multiple conserved genes of interest. Little is known however about the cells and receptors important for noxious cold sensing. Although, Drosophila does not survive prolonged exposure to cold temperatures (&#8804;10 &#186;C), and will avoid cool, preferring warmer temperatures in behavioral preference assays, how they sense and possibly avoid noxious cold stimuli has only recently been investigated.
Here we describe and characterize the first noxious cold (&#8804;10 &#186;C) behavioral assay in Drosophila. Using this tool and assay, we show an investigator how to qualitatively and quantitatively assess cold nociceptive behaviors. This can be done under normal/healthy culture conditions, or presumably in the context of disease, injury or sensitization. Further, this assay can be applied to larvae selected for desired genotypes, which might impact thermosensation, pain, or nociceptive sensitization. Given that pain is a highly conserved process, using this assay to further study&#160;thermal nociception will likely glean important understanding of pain processes in other species, including vertebrates.

Novel Assay for Cold Nociception in Drosophila Larvae

Here we demonstrate a novel assay to study cold nociception in Drosophila larvae. This assay utilizes a custom-built Peltier probe capable of applying a focal noxious cold stimulus and results in quantifiable cold-specific behaviors. This technique will allow further cellular and molecular dissection of cold nociception.

콜드 통각에 대한 소설 분석<em&gt; 초파리</em&gt; 애벌레

How organisms sense and respond to noxious temperatures is still poorly understood. Further, the mechanisms underlying sensitization of the sensory ...

Single-cell Resolution Fluorescence Live Imaging of Drosophila Circadian Clocks in Larval Brain Culture

The circadian pacemaker circuit orchestrates rhythmic behavioral and physiological outputs coordinated with environmental cues, such as day/night cycles. The molecular clock within each pacemaker neuron generates circadian rhythms in gene expression, which underlie the rhythmic neuronal functions essential to the operation of the circuit. Investigation of the properties of the individual molecular oscillators in different subclasses of pacemaker neurons and their interaction with neuronal signaling yields a better understanding of the circadian pacemaker circuit. Here, we present a time-lapse fluorescent microscopy approach developed to monitor the molecular clockwork in clock neurons of cultured Drosophila larval brain. This method allows the multi-day recording of the rhythms of genetically encoded fluorescent circadian reporters at single-cell resolution. This setup can be combined with pharmacological manipulations to closely analyze real-time response of the molecular clock to various compounds. Beyond circadian rhythms, this multipurpose method in combination with powerful Drosophila genetic techniques offers the possibility to study diverse neuronal or molecular processes in live brain tissue.

Single-cell Resolution Fluorescence Live Imaging of Drosophila Circadian Clocks in Larval Brain Culture

The goal of this protocol is to establish ex vivo Drosophila larval brain culture optimized to monitor circadian molecular rhythms with long-term fluorescence time-lapse imaging. The application of this method to pharmacological assays is also discussed.

단일 셀 해상도 형광 애벌레 뇌 문화에 살고 있는 초파리 Circadian Clock의 이미징

The circadian pacemaker circuit orchestrates rhythmic behavioral and physiological outputs coordinated with environmental cues, such as day/night cycles. ...