저자는 호주 연구 협의회 및 국민 건강과 호주의 의학 연구 협의회에서 기금을 인정하고 또한 감사드립니다 microcontact 인쇄 SU-8 마스터를위한 호주 국립 제조 시설. SHN는 고등 교육 말레이시아 Universiti Sains 말레이시아의 교육부에 의해 지원됩니다.

1. PLL-PEG-비오틴과 유리 Coverslips의 패시베이션 이 단계는 그 세포가 microcontract 인쇄 (2 단계-3A) 또는 딥 펜 리소그래피 (단계 3B)로 만든 유리 coverslip의 특정 지역에 준수하고 마이그레이션 있도록 표면을 패시베이션하기 위해 설계되었습니다. 패시베이션를 들어, 폴리-L-라이신 (PLL) 및 폴리에틸렌 글리콜 (PEG)의 공동 폴리머는 PEG 분자의 20 %가 비오틴 (PLL-PEG-비오틴)에 이식되는 사용됩니다. <ol><li> 유리 coverslips (18mm X 18mm), 100 % 에탄올의 랙에 잠수함을 청소하고 30 분에 sonicating 목욕탕에서 랙을 배치합니다. 공기 또는 질소의 흐름에 따라 유리 coverslips를 말린다. </li><li> 다음 1 M NaOH의 30 분의 유리 coverslips를 sonicate. 이후 조심스럽게 1.5 L 밀리 Q H 2 O.로 가득 찬 비커에 랙을 찍어하여 유리 표면을 세정 린스 과정을 신선한 밀리 Q H 2 O 할 때마다 사용을 세 번 반복합니다. 에 유리 coverslips을 건조60 오븐 ° C. </li><li> 깨끗한 유리의 장소 반은 부분적으로 H 2 O.로 가득 찬 24 잘 플레이트로 구성되어 습기 챔버에 개별적으로 coverslips 각 유리 coverslip에 PBS에서 PLL-PEG-비오틴 (1 MG / ML) 15 μl를 버려라. 나머지 깨끗한 유리 coverslips의 다른 반쪽을 가지고주의 깊게 샌드위치 PEG 솔루션을. 습기 챔버에서 1 시간 동안 coverslips 둡니다. PEG-코팅 표면을 스크랩 않고 부드럽게 거리에 서로 끼어 coverslips을 밀고 밀리 Q H 2 O.과 함께 씻어 물은 PEG-처리 측면에 감정 밀어해야합니다. 필요한 경우, 치료를 표면과 종이 타월에 공기 건조 유리 coverslips이 위쪽으로 향하고 있습니다. 자세한 사용까지 진공 건조기에서 유리 coverslips를 저장합니다. </li></ol> 2. Microcontact 인쇄를위한 우표의 제작 우리는 passivated 유리 coverslips에 패턴 streptavidin 트랙 두 프로세스를 설명합니다. 첫 번째, 마이크rocontact 인쇄는 일반적으로 PDMS 스탬프가 캐스팅되어있는 실리콘 마스터의 제조가 필요합니다. 우리의 경우, PDMS 스탬프의 패턴은 25 μm의 기능 높이 290 μm 센터 - 투 - 센터를 간격을두고 아르 100 μm 전체 선입니다. 다음, 우리는 적절한 실리콘 마스터 (단계 2.1-2.3)와 PDMS 스탬프 (단계 2.4) 제조하는 방법을 간단히 설명합니다. 그러나, 유리 coverslips에 단백질 패턴을 인쇄에 적합한 문헌 19-23에 설명 microcontact 인쇄에 대한 여러 프로토콜이 있습니다. 석사도 맞춤 제작과 상업 소스에서 구입하실 수 있습니다. <ol><li> MilliQ H 2 O.으로 철저하게 10 시간 20 분의 웨이퍼를 씻어. : 첫째, 피라냐 솔루션 (황산 산의 V와 30 % 과산화수소 3시 1분 V)에 잠복기하여 실리콘 웨이퍼 (4 &quot;직경)을 청소 150 오븐에 웨이퍼를 건조 ° CO / N. </li><li> 백퍼센트 이소 프로필 알코올에 이어 100 % 아세톤으로 깨끗하고 마른 실리콘 웨이퍼를 씻어. 다음40 초 동안 3,100 rpm으로 웨이퍼 위에 GM1070 SU-8 포토 레지스트 (Gersteltec SARL)의 스핀 코트 2 ML은 25 μm 두께의 레이어를 만들 수 있습니다. 샘플 후 95에서 추가로 5 분 뒤에 5 분 ° C.에 65 ° C에서 핫 플레이트에 구운합니다 </li><li> 원하는 패턴 (Quintel Q6000 마스크 aligner를 사용하는 예를 들어)와 photomask에서 60 초에 UV 빛 SU-8 포토 레지스트를 노출하고 제빵 과정은 2.2에서 설명 반복합니다. 그런 다음 샘플 100 % 이소 프로필 알코올에 헹구어 및 질소 흐름 하에서 건조 4 분에 대한 SU-8 개발자 (Gersteltec SARL)에 웨이퍼를 immersing에 의해 개발되었습니다. UV 빛에 노출되지 SU-8 포토 레지스트의 영역은 따라서 PDMS 스탬프의 역 패턴을 생성, 삭제됩니다. </li><li> 다음 단계는 실리콘 마스터에서 PDMS 스탬프를 캐스팅하는 것입니다. 첫째, 철저하게 엘라스토머 성 예비 중합체의 10 부품 (Sylgard 184)와 경화 에이전트 한 부분을 (w / w) 섞는다. 진공 라인에 부착 된 건조기에서 가스를 제거하다에게, 혼합물을 공기 방울을 제거하려면1 시간에. 다음, 높이 약 1cm에 페트리 접시 안에 실리콘 마스터에 PDMS 엘라스토머을 부어 1 시간 70에서 오븐 ° C에서 마스터와 PDMS 혼합물을 치료. 마지막으로, PDMS 스탬프는 실리콘 마스터에서 제거하고 크기로 절단됩니다. </li></ol> 3. Passivated 유리 Coverslips로 패턴의 Streptavidin 또는 접착제 큐 유리 coverslips을 부동화 한 후, 단백질 패턴은 microcontact 인쇄 (단계 3A) 또는 딥 - 펜 리소그래피 (단계 3B)로 인쇄됩니다. 우리의 경우, streptavidin는 RGD의 기울기 (4 단계)을위한 기반을 형성 선,로 인쇄됩니다. 동일한 절차는 접착제 패턴을 만들 매트릭스 단백질을 인쇄에 사용할 수 있습니다. 표면 위에 분자의 패터닝을위한 microcontact 인쇄에 대한 대안 방법은 딥 펜 리소그래피입니다. 딥 펜 리소그래피에서 캔틸레버는 표면에 솔루션의 작은 볼륨을 전송하는 데 사용됩니다. cantilevers의 크기, V솔루션의 점성이 표면에 캔틸레버 시간에 문의 인쇄 챔버의 표면과 습도의 소수성는 인쇄 기능의 크기를 확인합니다. 이 방법의 장점은 주인과 우표를 조작 할 필요가 없습니다에 따라 다른 패턴이 각 실험 인쇄 할 수 있다는 것입니다. 단점은 주어진 패턴을 인쇄 딥 펜 리소그래피는 많은 실험실에서 사용하지 못할 수 있습니다 전문 악기를 요구하는 데 시간이 오래 걸립니다 있다는 것입니다. 우리가 사용하는 딥 펜 리소그래피 장비는 Bioforce Nanoscience에서 NanoeNabler했다. 여기, 우리가 SPT10 cantilevers를 사용하는, 직경 &lt;10 μm이었다 작은 점을 출력한다. 3A. Microcontact 인쇄 (μCP) 기술 <ol><li> 세척 및 PDMS 스탬프가 더 친수성 ​​수 있도록, 1.5 시간에 대한 UV와 오존 (Bioforce Nanoscience에서 예를 들어, UV 오존 Procleaner)의 PDMS 스탬프의 패턴 측면을 취급합니다. 또한, 플라즈마를 사용하여같은 목적을 위해 짧은 시간에 청소기. 이 과정은 인쇄 과정을 개선 산화 PDMS 표면 24, 만듭니다. </li><li> 오존 또는 플라즈마 치료, 장소와는 PDMS 스탬프에 10 μl streptavidin을 (PBS 1 MG / ML) 확산과 습윤 챔버 (예 : 부분적으로 채워진 6 잘 판으로, 단계 1.3 참조) 1 시간에 출발 후 즉시 . 트랙 형광 현미경으로 볼 수 있어야 경우, 해당 streptavidin-AlexaFluor350 같은 형광에 복합이다 streptavidin을 사용합니다. </li><li> 조직 종이와 공기를 약 1 분 동안 우표를 건조와 도장에서 초과 streptavidin을 제거합니다. 살짝 PLL-PEG-비오틴 - 코팅 유리 coverslip에 도장을 누릅니다. </li><li> 형광 streptavidin이 단계 3.a2에 사용 된 경우 epifluorescence 현미경을 사용하여 패턴을 검사합니다. 건조기에 인쇄 된 표면을 저장합니다. </li></ol> 3B. 수영 펜 리소그래피 <ol><li> 먼저, 1 MG / ML streptavidin 또는 stre의 1 부분을 혼합글리세롤의 10 부분 (V / V)와 ptavidin - AlexaFluor350하고 캔틸레버에 혼합물의 5 μl를로드합니다. 딥 펜 리소그래피 장비의 작동 설명서에 설명 된대로 다음 인쇄 작업을 시작합니다. 약 5 μm의 스폿 사이즈를 줄이기 위해 인쇄 속도를 조정하고, 표면에 캔틸레버의 표면 또는 수직 거리에 캔틸레버의 시간을 문의하십시오. 그림 2C에 표시된 예에서, 점 행과 10-15 μm로 설정 열 분리와 라인에 인쇄되었습니다. 이 거리가 서로 병합에서 점을 방지하기 위해 충분하지만 대부분의 현미경 설정보기의 단일 필드에 여러 점의 볼 수 있습니다. </li><li> 건조기에 인쇄 된 표면을 저장합니다. </li></ol> 4. Streptavidin-패턴 표면 위에 접착제 그라디언트를 만들기 우리는 streptavidin (그림 3) 또는 공동으로 코팅되어 유리 coverslips에 비오틴-RGD의 접착제 그라디언트를 만들passivated 유리 coverslips에 ntain streptavidin 패턴 (그림 5). 표면 기울기를 만들려면, 우리는 수동적 확산에 의해 안정적인 솔루션 기울기를 만들어 상업적으로 이용 가능한 마이크로 유체 장치 (Ibidi에서 끈적 - 슬라이드 Chemotaxis 3D이라고도 함) 사용됩니다. streptavidin 구속력이 사이트에 대해 경쟁하기 위해, 우리는 (그림 1 참조) RGD에 복합 아니었다 비오틴-RGD과 비오틴의 두 반대 그라디언트를 고용. <ol><li> 끈적 - 슬라이드 Chemotaxis 3D 장치의 끈적한면에 streptavidin - 코팅 또는 패턴 유리 coverslips을 준수합니다. 몇 시간에 대한 누설이없는 것을 확인하려면, 장치의 가장자리는 따뜻하게 바셀린의 얇은 층으로와 파라핀 왁스의 1 부분 (w / w)에 바세린 1 부분의 혼합물의 두 번째 층으로 밀봉되어 있습니다. </li><li> 채널 6 μl PBS로 장치의 채널을 입력합니다. 그런 다음 PBS 70 &amp; m에서 0.03 μg / μl 비오틴-4-fluorescein의 70 μl로 두 저수지를 작성U, 0.03 μg의 L / μl 비오틴-RGD 각각 PBS 인치 1 시간에 어둠 속에서 RT의 샘플을 품다. </li><li> 비오틴 솔루션을 제거하고 여전히 PBS로 두 번 마이크로 유체 장치에 부착 동안주의 깊게 표면을 씻어. 접착제 그라디언트의 방향을 표시하고 필요한 경우에 대해 4 ° C에서 PBS로 가득 장치를 저장하지만 장치가 밖으로 건조하지 않도록. 필요한 경우, 형광 현미경으로 접착제 기울기를 분석 할 수 있습니다. </li></ol> 5. 라이브 셀 이미징에 대한 Fluorophores과 세포의 Labelling 세포는 형광 현미경으로 세포 추적을 지원 형광 염료로 표시됩니다. 일반 프로브는 형광 세포 기관 마커, 세포 핵을 레이블 등 Syto 64 레드입니다. 이렇게하려면 셀을 먼저 한 다음 45 분을위한 문화 미디어 1 μM Syto 64 레드와 incubated, PBS로 세 번 씻어 마지막으로 PBS를 추가로 세 번 씻어 수 있습니다. 세포가 아니어야합니다오랜 기간 동안 PBS에 보관. 셀 추적의 대체 염료는 세포질에 얼룩 CellTracker 시리즈이며, 세포 마이그레이션 및 부서 동안 유지됩니다. 형광 융합 단백질과 세포의 Transfection는 마이그레이션하는 동안 관심의 단백질의 subcellular 배포판을 기록 할 특히 유용합니다. 그러나, 유기 염료보다 일반적으로 사진 표백제를 빠르게 형광 단백질은 장기 관찰 있도록 할 수없는 경우가 있습니다. 6. Microfluidics 장치로 가용성식이 그라데이션으로 셀의로드 <ol><li> 동일한 전화 번호의 두 튜브로 휘황 표시 셀 및 분할을 계산합니다. 이러한 10% 태아 소 혈청 (FBS)과 낮은 포도당 Dulbecco의 수정 이글 중간 (DMEM)로 chemoattractant를 포함하는 미디어와 셀 중 하나 관을 씻고 resuspend. 세탁 및 chemoattractant, 0퍼센트 FBS와 즉 DMEM없이 미디어 세포의 다른 튜브를 resuspend. 최종 농도각 튜브에 세포의 5 × 10 5 세포 / ML해야합니다. </li><li> 마이크로 유체 장치 (단계 4.3에서)에서 모든 솔루션을 제거하고 (7 단계 참조) 현미경 스테이지에 배치합니다. 한 저수지와 다른에 HELA 세포의 70 μl (10 % FBS DMEM 5 × 10 5 세포 / ML)로 세포의 70 μl를 (0 % FBS DMEM 5 × 10 5 세포 / ML)로드합니다. 대충 증발을 방지하기 위해 저수지 위에 테이프를 배치합니다. 표면에 세포가 이전 영상에 대한 사전 incubated 경우,이 세포는 그라디언트없이 성장 미디어 장치에로드하는 것이 좋습니다. 장치는 다음 현미경 스테이지에 배치하고 미디어는 다른에서 10 % FBS와 하나 저수지와 DMEM에 FBS가없는 그라디언트 미디어 즉 DMEM로 대체됩니다. </li></ol> 7. 세포 이미징 및 데이터 분석 라이브 <ol><li> 현미경 (니콘 티-E)에 전환하고 실험을 시작하기 전에 적어도 1 시간을 무대를 따뜻하게. </li><li> 확인이 micr의 채널ofluidic 장치가 시야에 있으며 셀이 초점에 있습니다. 이러한 노출 시간과 형광 필터, 셀 및 트랙을 캡처 시야 및 형광의 이미지 시퀀스뿐만 아니라 시간 포인트 및 녹화 길이 (예 : 16 시간마다 15 분) 등의 이미지 수집 매개 변수를 선택합니다. </li><li> 이러한 ImageJ 수동 추적 또는 Ibidi Chemotaxis 및 마이그레이션 도구 적절한 소프트웨어와 데이터를 분석합니다. </li></ol>

<ol>
	<li>Pulsipher, A., Yousaf, M. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surface+Chemistry+and+Cell+Biological+Tools+for+the+Analysis+of+Cell+Adhesion+and+Migration.">Surface Chemistry and Cell Biological Tools for the Analysis of Cell Adhesion and Migration.</a> Chem. BioChem. 11, 745-753 (2010).</li><li>Hall, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+cytoskeleton+and+cancer.">The cytoskeleton and cancer.</a> Cancer Metastasis Reviews. 28, 5-14 (2009).</li><li>Parsons, J. T., Horwitz, A. R., Schwartz, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+adhesion:+integrating+cytoskeletal+dynamics+and+cellular+tension.">Cell adhesion: integrating cytoskeletal dynamics and cellular tension.</a> Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 11, 633-643 (2010).</li><li>Geiger, B., Spatz, J. P., Bershadsky, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Environmental+sensing+through+focal+adhesions.">Environmental sensing through focal adhesions.</a> Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 10, 21-33 (2009).</li><li>Roussos, E. T., Condeelis, J. S., Patsialou, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemotaxis+in+cancer.">Chemotaxis in cancer.</a> Nature Reviews Cancer. 11, 573-587 (2011).</li><li>Petrie, R. J., Doyle, A. D., Yamada, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Random+versus+directionally+persistent+cell+migration.">Random versus directionally persistent cell migration.</a> Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 10, 538-549 (2009).</li><li>Geiger, B., Yamada, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+architecture+and+function+of+matrix+adhesions.">Molecular architecture and function of matrix adhesions.</a> Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 3, (2011).</li><li>Ngalim, S. H., Magenau, A., Saux, G. L. e., Gooding, J. J., Gaus, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+do+cells+make+decisions:+engineering+micro-+and+nanoenvironments+for+cell+migration.">How do cells make decisions: engineering micro- and nanoenvironments for cell migration.</a> Journal of Oncology. 2010, 363106 (2010).</li><li>Roy, D. C., Wilke-Mounts, S. J., Hocking, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chimeric+fibronectin+matrix+mimetic+as+a+functional+growth-+and+migration-promoting+adhesive+substrate.">Chimeric fibronectin matrix mimetic as a functional growth- and migration-promoting adhesive substrate.</a> Biomaterials. 32, 2077-2087 (2011).</li><li>Jin, T., Xu, X., Hereld, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemotaxis,+chemokine+receptors+and+human+disease.">Chemotaxis, chemokine receptors and human disease.</a> Cytokine. 44, 1-8 (2008).</li><li>Xu, X., Jin, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+G-protein+Coupled+Receptor+(GPCR)-mediated+Signaling+Events+that+Control+Chemotaxis+of+Dictyostelium+Discoideum.">Imaging G-protein Coupled Receptor (GPCR)-mediated Signaling Events that Control Chemotaxis of Dictyostelium Discoideum.</a> J. Vis. Exp. (55), e3128 (2011).</li><li>Chung, B. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Gradient-generating+Microfluidic+Device+for+Cell+Biology.">A Gradient-generating Microfluidic Device for Cell Biology.</a> J. Vis. Exp. (7), e271 (2007).</li><li>Rhoads, D. S., Guan, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+directional+cell+migration+on+defined+FN+gradients:+role+of+intracellular+signaling+molecules.">Analysis of directional cell migration on defined FN gradients: role of intracellular signaling molecules.</a> Exp. Cell Res. 313, 3859-3867 (2007).</li><li>Park, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simple+haptotactic+gradient+generation+within+a+triangular+microfluidic+channel.">Simple haptotactic gradient generation within a triangular microfluidic channel.</a> Lab on a Chip. 10, 2130-2138 (2010).</li><li>Li Jeon, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neutrophil+chemotaxis+in+linear+and+complex+gradients+of+interleukin-8+formed+in+a+microfabricated+device.">Neutrophil chemotaxis in linear and complex gradients of interleukin-8 formed in a microfabricated device.</a> Nat. Biotech. 20, 826-830 (2002).</li><li>Joanne Wang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+microfluidics-based+turning+assay+reveals+complex+growth+cone+responses+to+integrated+gradients+of+substrate-bound+ECM+molecules+and+diffusible+guidance+cues.">A microfluidics-based turning assay reveals complex growth cone responses to integrated gradients of substrate-bound ECM molecules and diffusible guidance cues.</a> Lab on a Chip. 8, 227-237 (2008).</li><li>Pujic, Z., Mortimer, D., Feldner, J., Goodhill, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assays+for+eukaryotic+cell+chemotaxis.">Assays for eukaryotic cell chemotaxis.</a> Combinatorial Chemistry &amp; High Throughput Screening. 12, 580-588 (2009).</li><li>Thery, M., Piel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adhesive+micropatterns+for+cells:+a+microcontact+printing+protocol.">Adhesive micropatterns for cells: a microcontact printing protocol.</a> Cold Spring Harbor protocols. 2009, pdb prot5255 (2009).</li><li>Shen, K., Qi, J., Kam, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microcontact+Printing+of+Proteins+for+Cell+Biology.">Microcontact Printing of Proteins for Cell Biology.</a> J. Vis. Exp. (22), e1065 (2008).</li><li>Shin, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+assay+for+simultaneous+culture+of+multiple+cell+types+on+surfaces+or+within+hydrogels.">Microfluidic assay for simultaneous culture of multiple cell types on surfaces or within hydrogels.</a> Nat. Protocols. 7, 1247-1259 (2012).</li><li>Qin, D., Xia, Y., Whitesides, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Soft+lithography+for+micro-+and+nanoscale+patterning.">Soft lithography for micro- and nanoscale patterning.</a> Nat. Protocols. 5, 491-502 (2010).</li><li>Huang, Y., Agrawal, B., Sun, D., Kuo, J. S., Williams, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidics-based+devices:+New+tools+for+studying+cancer+and+cancer+stem+cell+migration.">Microfluidics-based devices: New tools for studying cancer and cancer stem cell migration.</a> Biomicrofluidics. 5, 13412 (2011).</li><li>Hillborg, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Crosslinked+polydimethylsiloxane+exposed+to+oxygen+plasma+studied+by+neutron+reflectometry+and+other+surface+specific+techniques.">Crosslinked polydimethylsiloxane exposed to oxygen plasma studied by neutron reflectometry and other surface specific techniques.</a> Polymer. 41 (00), 6851-6863 (2000).</li><li>Liu, L., Ratner, B. D., Sage, E. H., Jiang, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endothelial+Cell+Migration+on+Surface-Density+Gradients+of+Fibronectin,+VEGF,+or+Both+Proteins.">Endothelial Cell Migration on Surface-Density Gradients of Fibronectin, VEGF, or Both Proteins.</a> Langmuir. 23, 11168-11173 (2007).</li><li>Friedl, P., Wolf, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plasticity+of+cell+migration:+a+multiscale+tuning+model.">Plasticity of cell migration: a multiscale tuning model.</a> The Journal of Cell Biology. 188, 11-19 (2010).</li><li>Moazzam, F., DeLano, F. A., Zweifach, B. W., Schmid-Sch&#246;nbein, G. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+leukocyte+response+to+fluid.">The leukocyte response to fluid.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 94, 5338-5343 (1997).</li><li>Walker, G. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+flow+and+diffusion+on+chemotaxis+studies+in+a+microfabricated+gradient+generator.">Effects of flow and diffusion on chemotaxis studies in a microfabricated gradient generator.</a> Lab on a Chip. 5, 611-618 (2005).</li><li>Perl, A., Reinhoudt, D. N., Huskens, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microcontact+Printing:+Limitations+and+Achievements.">Microcontact Printing: Limitations and Achievements.</a> Adv. Mater. 21, 2257-2268 (2009).</li><li>Salaita, K., Wang, Y., Mirkin, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Applications+of+dip-pen+nanolithography.">Applications of dip-pen nanolithography.</a> Nat. Nano. 2, 145-155 (2007).</li><li>Wouters, D., Schubert, U. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nanolithography+and+nanochemistry:+probe-related+patterning+techniques+and+chemical+modification+for+nanometer-sized+devices.">Nanolithography and nanochemistry: probe-related patterning techniques and chemical modification for nanometer-sized devices.</a> Angewandte Chemie (International ed. in English). 43, 2480-2495 (2004).</li><li>Xia, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Directional+control+of+cell+motility+through+focal+adhesion+positioning+and+spatial+control+of+Rac+activation.">Directional control of cell motility through focal adhesion positioning and spatial control of Rac activation.</a> FASEB J. 22, 1649-1659 (2008).</li><li>Oakes, P. W., Beckham, Y., Stricker, J., Gardel, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tension+is+required+but+not+sufficient+for+focal+adhesion+maturation+without+a+stress+fiber+template.">Tension is required but not sufficient for focal adhesion maturation without a stress fiber template.</a> The Journal of Cell Biology. 196, 363-374 (2012).</li></ol>

우리는 공개 할 상업적 이익이 없습니다.

이 프로토콜에서는, 우리는 세포 이주에 대한 화학적으로 수정 표면과 chemoattractant 그라디언트의 효과를 연구하기 (Ibidi에서 끈적 - 슬라이드 Chemotaxis 3D) 상업적으로 이용 가능한 마이크로 유체 장치를 사용했습니다. 그라디언트는 채널의 길이를 따라 확산에 의해 설립되기 때문에 이러한 마이크로 유체 설정은 흐름을 필요로하지 않습니다. 흐름이 differentially 등 안정적인 초점 adhesions 작?...

감독 세포 이주는 많은 세포의 기본 특성이며, 배아 개발, 감염에 대한 방어와 상처 치유 등 많은 정상적인 생리 과정의 핵심 부분입니다. 또한, 세포 마이그레이션은 또한 혈관 질환, 종양 세포의 전이 및 만성 염증의 1,2 등 여러 질병에 눈에 잘 띄는 역할을합니다. 클래식 세포 마이그레이션 상태 동안 - 편광, 돌출부 확장, 부착, 힘 생성 및 후면 철회 형성은 - 일반적으로 3,4를 사용할 수 있습니다, 신호 통합 조정하는이 spatiotemporal 메커니즘의 해설이 더 도전했습니다. 세포 외 기질 (ECM)은 세포 접착을위한 기판으로 제공하며, 고유의 화학 5 물리적 여섯 다양성을 통해, 셀 탐색 7,8에 대한 방향 신호를 제공합니다. 이러한 접착제 단서 9, 수용성 요소 10-12 외에도 &lt;/ 저녁을 먹다&gt; 같은 chemokines 및 성장 요인으로 할 수 chemoattractant 수용체 및 하류 motogenic 신호를 통해 직접 세포 이주를 유도. 현재, 그것은 참여와 유착 수용체 (즉, integrins) 또는 수용체 티로신 키나제의 (RTK)와 같은 chemoattractant 수용체를 통해 신호가 지배적인지 알 수 없습니다. 또한이 수용체 시스템의 계층 셀 타입 특정 있는지 여부 알려져 있습니다. 라이브 세포 현미경은 대량 assays에 액세스 할 수 있으며, 고정 13,14 및 가용성 단서 15 16의 그라디언트를 생성하기 위해 마이크로 유체 장치와 결합 될 수있는 정보의 풍부한을 제공합니다. 여기에 설명 된 방법은 쉽게 세포 생물학 연구실 (그림 1)으로 구현 될 수있는 세포 마이그레이션에 대한 이미지 분석을 만들 수있는 상업적으로 이용 가능한 마이크로 유체 챔버와 함께 표면 변형에 대한 간단하고 안정적인 일련의 단계를 사용합니다. 조립마이크로 유체 장치는 유리 17 비교하고 diffusible 분자의 기울기는 최소 16 시간을위한 안정적인 광학 특성이 있습니다. 이 시스템은 epifluorescence 및 고급 현미경 기술을 사용할 수 있습니다. 다른 chemotaxis 설정에서 18과는 달리,이 시스템은 천천히 마이그레이션, 자기편 세포를 녹음에 적합합니다. 중요한 시스템은 모듈 방식이며, 쉽게 대체 접착제 또는 용해 마이그레이션 단서 및 다양한 세포 유형의 시험의 소개가 있습니다.

<table border="1">
	<tbody>
 <tr>
 <td>Name of Reagent/Material</td>
 <td>Company</td>
 <td>Catalogue Number</td>
 <td>Comments</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Coverglass staining outfits</td>
 <td>Thomas Scientific</td>
 <td>8542 E40</td>
 <td>Coverslip rack</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Oven</td>
 <td>Binder</td>
 <td></td>
 <td>ED 53 series</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Silicon wafer</td>
 <td>Silicon Quest</td>
 <td>708-007</td>
 <td>Boron doped &lt;100&gt; wafer, 4" diameter, 500 &mu;m, single side polished</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>GM1070 SU-8 photoresist</td>
 <td>Gersteltec Sarl</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>SU-8 developer</td>
 <td>Gersteltec Sarl</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Sylgard 184 curing agent</td>
 <td>Dow Corning</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Sylgard 184 elastomer prepolymer</td>
 <td>Dow Corning</td>
 <td></td>
 <td >&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>PLL-PEG-biotin (20%)</td>
 <td>SuSos AG</td>
 <td>PLL(20)-g[3.5]-PEG(2)/PEG(3.4)-Biotin (20%)</td>
 <td>1 mg/ml in PBS</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Fluorescein</td>
 <td>Sigma</td>
 <td>46955</td>
 <td>1 mM in PBS</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Streptavidin-AlexaFluor350</td>
 <td>Invitrogen</td>
 <td>S-11249</td>
 <td>1 mg/ml in PBS</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Biotin-4-fluorescein</td>
 <td>Invitrogen</td>
 <td>B-1370</td>
 <td>0.03 &mu;g/&mu;l in PBS</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Biotin-RGD</td>
 <td>GenScript</td>
 <td>SC1208</td>
 <td>0.03 mg/ml in PBS</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Syto 64 Red</td>
 <td>Invitrogen</td>
 <td> S-11346 </td>
 <td>1 &mu;M in PBS</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Sticky slide chemotaxis 3D</td>
 <td>Ibidi</td>
 <td>80328</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>200 &mu;l Greiner yellow bevelled tip</td>
 <td>Greiner Bio-One</td>
 <td>739261</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Vaseline</td>
 <td>Sigma</td>
 <td>16415</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Paraffin wax, mp 55-57 &deg;C</td>
 <td>Sigma</td>
 <td>327204</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Nano eNabler 10 &mu;m cantilever </td>
 <td>BioForce</td>
 <td>SPT-S-C-10s</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Image J software</td>
 <td>National Institute of Health</td>
 <td></td>
 <td ><a href="http://rsbweb.nih.gov/ij/download.html" target="_blank">rsbweb.nih.gov/ij/download.html</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Manual Tracking plugin</td>
 <td>Fabrice Cordeli&egrave;res</td>
 <td></td>
 <td ><a href="http://rsb.info.nih.gov/ij/plugins/track/track.html" target="_blank">rsb.info.nih.gov/ij/plugins/track/track.html</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Chemotaxis and Migration Tool</td>
 <td>Ibidi GmbH</td>
 <td></td>
 <td><a href="http://www.ibidi.com/applications/ap_chemotaxis.html" target="_blank">www.ibidi.com/applications/ap_chemotaxis.html</a></td>
 </tr>
	 </tbody>
 </table>

creating adhesive and soluble gradients for imaging cell migration with fluorescence microscopy

세포는 세포 외 기질 및 성장 요인과 같은 수용성 신호의 glycoproteins와 같은 접착제 신호의 높은 농도를 향해 감지하고 마이그레이션 할 수 있습니다. 여기, 우리는 라이브 세포 이미징와 호환되는 마이크로 유체 챔버에 접착제 및 가용성 신호의 반대 그라디언트를 만드는 방법을 설명합니다. 폴리-L-라이신 및 폴리에틸렌 글리콜 (PLL-PEG)의 공중 합체는 유리 coverslips을 패시베이션 및 분자 및 세포의 비 특정 흡착을 방지하기 위해 사용된다. 다음 microcontact 인쇄 또는 딥 펜 리소그래피는 접착제 단서로 biotinylated 펩타이드 아르기닌 - 글리신 - 아스파르트 산 (RGD)에 포인트를 고정 역할을 passivated 표면에 streptavidin의 트랙을 만드는 데 사용됩니다. 마이크로 유체 장치는 수정 표면에 배치하고 streptavidin 트랙에 접착제 신호 (100 % 0 % RGD에 RGD)의 기울기를 만드는 데 사용됩니다. 마지막으로, 같은 마이크로 유체 장치는 chemoattractant suc의 기울기를 만드는 데 사용됩니다접착제 신호의 기울기의 반대 방향으로 용해 신호로 태아 소 혈청 (FBS)과 같은 H.

셀 철새 신호를 25 통합 방법을 이해하기 위해, 우리는 경쟁 접착제 및 가용성 그라디언트 (그림 1) 환경에서 마이그레이션하는 형광 현미경으로 이미지 셀에 방법을 개발했습니다. 형광 streptavidin과 biotinylated RGD를 포함 접착제 트랙이 microcontact 인쇄 트랙과 딥 펜 리소그래피 (그림 2)로 만들어졌습니다. 성공적인 microcontact 인쇄는 접착제 트랙과 안티 오염 지역 명?...

Watch this Scientific Journal Video about Creating Adhesive and Soluble Gradients for Imaging Cell Migration with Fluorescence Microscopy at JoVE.com

Creating Adhesive and Soluble Gradients for Imaging Cell Migration with Fluorescence Microscopy

라이브 셀 마이그레이션 연구에 대한 현미경 챔버의 접착제 및 가용성 그라디언트의 조립 방법이 설명되어 있습니다. 엔지니어링 환경 솔루션 기울기와 antifouling 표면과 접착제 트랙을 결합하기 때문에 하나가지도 단서의 상대적 중요성을 확인할 수 있습니다.

형광 현미경과 영상 셀 마이그레이션을위한 접착제 및 가용성식이 그라디언트를 만들기

Cells can sense and migrate towards higher concentrations of adhesive cues such as the glycoproteins of the extracellular matrix and soluble cues such as ...

creating-adhesive-soluble-gradients-for-imaging-cell-migration-with

Research

JoVE Journal

Bioengineering

12.5K 조회수.  The University of New South Wales. 라이브 셀 마이그레이션 연구에 대한 현미경 챔버의 접착제 및 가용성 그라디언트의 조립 방법이 설명되어 있습니다. 엔지니어링 환경 솔루션 기울기와 antifouling 표면과 접착제 트랙을 결합하기 때문에 하나가지도 단서의 상대적 중요성을 확인할 수 있습니다.

비디오: Creating Adhesive and Soluble Gradients for Imaging Cell Migration with Fluorescence Microscopy

Insertion of Flexible Neural Probes Using Rigid Stiffeners Attached with Biodissolvable Adhesive

Microelectrode arrays for neural interface devices that are made of biocompatible thin-film polymer are expected to have extended functional lifetime because the flexible material may minimize adverse tissue response caused by micromotion. However, their flexibility prevents them from being accurately inserted into neural tissue. This article demonstrates a method to temporarily attach a flexible microelectrode probe to a rigid stiffener using biodissolvable polyethylene glycol (PEG) to facilitate precise, surgical insertion of the probe. A unique stiffener design allows for uniform distribution of the PEG adhesive along the length of the probe. Flip-chip bonding, a common tool used in microelectronics packaging, enables accurate and repeatable alignment and attachment of the probe to the stiffener. The probe and stiffener are surgically implanted together, then the PEG is allowed to dissolve so that the stiffener can be extracted leaving the probe in place. Finally, an in vitro test method is used to evaluate stiffener extraction in an agarose gel model of brain tissue. This approach to implantation has proven particularly advantageous for longer flexible probes (&gt;3 mm). It also provides a feasible method to implant dual-sided flexible probes. To date, the technique has been used to obtain various in vivo recording data from the rat cortex.

Insertion of flexible neural microelectrode probes is enabled by attaching probes to rigid stiffeners with polyethylene glycol (PEG). A unique assembly process ensures uniform and repeatable attachment. After insertion into tissue, the PEG dissolves and the stiffener is extracted. An in vitro test method evaluates the technique in agarose gel.

Biodissolvable 접착제가 부착 된 강성 보강재를 사용하여 유연한 신경 프로브의 삽입

Microelectrode  arrays for neural interface devices that are made of biocompatible thin-film  polymer are expected to have extended functional lifetime ...

연구

생체공학

High-resolution Spatiotemporal Analysis of Receptor Dynamics by Single-molecule Fluorescence Microscopy

Single-molecule microscopy is emerging as a powerful approach to analyze the behavior of signaling molecules, in particular concerning those aspect (e.g., kinetics, coexistence of different states and populations, transient interactions), which are typically hidden in ensemble measurements, such as those obtained with standard biochemical or microscopy methods. Thus, dynamic events, such as receptor-receptor interactions, can be followed in real time in a living cell with high spatiotemporal resolution. This protocol describes a method based on labeling with small and bright organic fluorophores and total internal reflection fluorescence (TIRF) microscopy to directly visualize single receptors on the surface of living cells. This approach allows one to precisely localize receptors, measure the size of receptor complexes, and capture dynamic events such as transient receptor-receptor interactions. The protocol provides a detailed description of how to perform a single-molecule experiment, including sample preparation, image acquisition and image analysis. As an example, the application of this method to analyze two G-protein-coupled receptors, i.e., &#946;2-adrenergic and &#947;-aminobutyric acid type B (GABAB) receptor, is reported. The protocol can be adapted to other membrane proteins and different cell models, transfection methods and labeling strategies.

This protocol describes how to use total internal reflection fluorescence microscopy to visualize and track single receptors on the surface of living cells and thereby analyze receptor lateral mobility, size of receptor complexes as well as to visualize transient receptor-receptor interactions. This protocol can be extended to other membrane proteins.

단일 분자 형광 현미경에 의한 수용체 역학의 고해상도 시공간 분석

Single-molecule microscopy is emerging as a powerful approach to analyze the behavior of signaling molecules, in particular concerning those aspect (e.g., ...

From Fast Fluorescence Imaging to Molecular Diffusion Law on Live Cell Membranes in a Commercial Microscope

It has become increasingly evident that the spatial distribution and the motion of membrane components like lipids and proteins are key factors in the regulation of many cellular functions. However, due to the fast dynamics and the tiny structures involved, a very high spatio-temporal resolution is required to catch the real behavior of molecules. Here we present the experimental protocol for studying the dynamics of fluorescently-labeled plasma-membrane proteins and lipids in live cells with high spatiotemporal resolution. Notably, this approach doesn&#8217;t need to track each molecule, but it calculates population behavior using all molecules in a given region of the membrane. The starting point is a fast imaging of a given region on the membrane. Afterwards, a complete spatio-temporal autocorrelation function is calculated correlating acquired images at increasing time delays, for example each 2, 3, n repetitions. It is possible to demonstrate that the width of the peak of the spatial autocorrelation function increases at increasing time delay as a function of particle movement due to diffusion. Therefore, fitting of the series of autocorrelation functions enables to extract the actual protein mean square displacement from imaging (iMSD), here presented in the form of apparent diffusivity vs average displacement. This yields a quantitative view of the average dynamics of single molecules with nanometer accuracy. By using a GFP-tagged variant of the Transferrin Receptor (TfR) and an ATTO488 labeled 1-palmitoyl-2-hydroxy-sn-glycero-3-phosphoethanolamine (PPE) it is possible to observe the spatiotemporal regulation of protein and lipid diffusion on &#181;m-sized membrane regions in the micro-to-milli-second time range.

Spatial distribution and temporal dynamics of plasma membrane proteins and lipids is a hot topic in biology. Here this issue is addressed by a spatio-temporal image fluctuation analysis that provides conceptually the same physical quantities of single particle tracking, but it uses small molecular labels and standard microscopy setups.

상용 현미경에서 라이브 세포막에 분자 확산 법률에 빠른 형광 이미징

It has become increasingly evident that the spatial distribution and the motion of membrane components like lipids and proteins are key factors in the ...

Fluorescence-quenching of a Liposomal-encapsulated Near-infrared Fluorophore as a Tool for In Vivo Optical Imaging

Optical imaging offers a wide range of diagnostic modalities and has attracted a lot of interest as a tool for biomedical imaging. Despite the enormous number of imaging techniques currently available and the progress in instrumentation, there is still a need for highly sensitive probes that are suitable for in vivo imaging. One typical problem of available preclinical fluorescent probes is their rapid clearance in vivo, which reduces their imaging sensitivity. To circumvent rapid clearance, increase number of dye molecules at the target site, and thereby reduce background autofluorescence, encapsulation of the near-infrared fluorescent dye, DY-676-COOH in liposomes and verification of its potential for in vivo imaging of inflammation was done. DY-676 is known for its ability to self-quench at high concentrations. We first determined the concentration suitable for self-quenching, and then encapsulated this quenching concentration into the aqueous interior of PEGylated liposomes. To substantiate the quenching and activation potential of the liposomes we use a harsh freezing method which leads to damage of liposomal membranes without affecting the encapsulated dye. The liposomes characterized by a high level of fluorescence quenching were termed Lip-Q. We show by experiments with different cell lines that uptake of Lip-Q is predominantly by phagocytosis which in turn enabled the characterization of its potential as a tool for in vivo imaging of inflammation in mice models. Furthermore, we use a zymosan-induced edema model in mice to substantiate the potential of Lip-Q in optical imaging of inflammation in vivo. Considering possible uptake due to inflammation-induced enhanced permeability and retention (EPR) effect, an always-on liposome formulation with low, non-quenched concentration of DY-676-COOH (termed Lip-dQ) and the free DY-676-COOH were compared with Lip-Q in animal trials.

Fluorescence-quenching of a Liposomal-encapsulated Near-infrared Fluorophore as a Tool for In Vivo Optical Imaging

The use of fluorophores for in vivo imaging can be greatly limited by opsonization, rapid clearance, low detection sensitivity and cytotoxic effects on the host. Encapsulation of fluorophores in liposomes by film hydration and extrusion leads to fluorescence quenching and protection which enables in vivo imaging with high detection sensitivity.

위한 도구로 리포좀 캡슐화 된 근적외선 형광의 형광 담금질<em&gt; 생체</em&gt; 광학 이미징

Optical imaging offers a wide range of diagnostic modalities and has attracted a lot of interest as a tool for biomedical imaging. Despite the enormous ...

Photoactivated Localization Microscopy with Bimolecular Fluorescence Complementation (BiFC-PALM)

Protein-protein interactions (PPIs) are key molecular events to biology. However, it remains a challenge to visualize PPIs with sufficient resolution and sensitivity in cells because the resolution of conventional light microscopy is diffraction-limited to ~250 nm. By combining bimolecular fluorescence complementation (BiFC) with photoactivated localization microscopy (PALM), PPIs can be visualized in cells with single molecule sensitivity and nanometer spatial resolution. BiFC is a commonly used technique for visualizing PPIs with fluorescence contrast, which involves splitting of a fluorescent protein into two non-fluorescent fragments. PALM is a recent superresolution microscopy technique for imaging biological samples at the nanometer and single molecule scales, which uses phototransformable fluorescent probes such as photoactivatable fluorescent proteins (PA-FPs). BiFC-PALM was demonstrated by splitting PAmCherry1, a PA-FP compatible with PALM, for its monomeric nature, good single molecule brightness, high contrast ratio, and utility for stoichiometry measurements. When split between amino acids 159 and 160, PAmCherry1 can be made into a BiFC probe that reconstitutes efficiently at 37 &#176;C with high specificity to PPIs and low non-specific reconstitution. Ras-Raf interaction is used as an example to show how BiFC-PALM helps to probe interactions at the nanometer scale and with single molecule resolution. Their diffusion can also be tracked in live cells using single molecule tracking (smt-) PALM. In this protocol, factors to consider when designing the fusion proteins for BiFC-PALM are discussed, sample preparation, image acquisition, and data analysis steps are explained, and a few exemplary results are showcased. Providing high spatial resolution, specificity, and sensitivity, BiFC-PALM is a useful tool for studying PPIs in intact biological samples.

Photoactivated Localization Microscopy with Bimolecular Fluorescence Complementation BiFC-PALM

Protein-protein interactions are visualized in cells with nanometer spatial resolution by combining bimolecular fluorescence complementation (BiFC) with photoactivated localization microscopy (PALM). Described here is the use of BiFC-PALM for imaging Ras-Raf interactions in U2OS cells for visualizing the nanoscale clustering and diffusion of individual Ras-Raf complexes.

이분자 형광 보완과 광 활성화 현지화 현미경 (BiFC-PALM)

Protein-protein interactions (PPIs) are key molecular events to biology. However, it remains a challenge to visualize PPIs with sufficient resolution and ...

Polydimethylsiloxane-polycarbonate Microfluidic Devices for Cell Migration Studies Under Perpendicular Chemical and Oxygen Gradients

This paper reports a microfluidic device made of polydimethylsiloxane (PDMS) with an embedded polycarbonate (PC) thin film to study cell migration under combinations of chemical and oxygen gradients. Both chemical and oxygen gradients can greatly affect cell migration in vivo; however, due to technical limitations, very little research has been performed to investigate their effects in vitro. The device developed in this research takes advantage of a series of serpentine-shaped channels to generate the desired chemical gradients and exploits a spatially confined chemical reaction method for oxygen gradient generation. The directions of the chemical and oxygen gradients are perpendicular to each other to enable straightforward migration result interpretation. In order to efficiently generate the oxygen gradients with minimal chemical consumption, the embedded PC thin film is utilized as a gas diffusion barrier. The developed microfluidic device can be actuated by syringe pumps and placed into a conventional cell incubator during cell migration experiments to allow for setup simplification and optimized cell culture conditions. In cell experiments, we used the device to study migrations of adenocarcinomic human alveolar basal epithelial cells, A549, under combinations of chemokine (stromal cell-derived factor, SDF-1&#945;) and oxygen gradients. The experimental results show that the device can stably generate perpendicular chemokine and oxygen gradients and is compatible with cells. The migration study results indicate that oxygen gradients may play an essential role in guiding cell migration, and cellular behavior under combinations of gradients cannot be predicted from those under single gradients. The device provides a powerful and practical tool for researchers to study interactions between chemical and oxygen gradients in cell culture, which can promote better cell migration studies in more in vivo-like microenvironments.

The control of chemical and oxygen gradients is essential for cell cultures. This paper reports a polydimethylsiloxane-polycarbonate (PDMS-PC) microfluidic device capable of reliably generating combinations of chemical and oxygen gradients for cell migration studies, which can be practically utilized in biological labs without sophisticated instrumentation.

셀 마이그레이션 연구에서 수직 화학 산소 그라디언트에 대한 폴리 디메틸 실록산 - 폴리 카보네이트 미세 유체 장치

This paper reports a microfluidic device made of polydimethylsiloxane (PDMS) with an embedded polycarbonate (PC) thin film to study cell migration under ...

Conducting Multiple Imaging Modes with One Fluorescence Microscope

Fluorescence microscopy is a powerful tool to detect biological molecules in situ and monitor their dynamics and interactions in real-time. In addition to conventional epi-fluorescence microscopy, various imaging techniques have been developed to achieve specific experimental goals. Some of the widely used techniques include single-molecule fluorescence resonance energy transfer (smFRET), which can report conformational changes and molecular interactions with angstrom resolution, and single-molecule detection-based super-resolution (SR) imaging, which can enhance the spatial resolution approximately ten&#160;to twentyfold compared to diffraction-limited microscopy. Here we present a customer-designed integrated system, which merges multiple imaging methods in one microscope, including conventional epi-fluorescent imaging, single-molecule detection-based SR imaging, and multi-color single-molecule detection, including smFRET imaging. Different imaging methods can be achieved easily and reproducibly by switching optical elements. This set-up is easy to adopt by any research laboratory in biological sciences with a need for routine and diverse imaging experiments at a reduced cost and space relative to building separate microscopes for individual purposes.

Here we present a practical guide of building an integrated microscopy system, which merges conventional epi-fluorescent imaging, single-molecule detection-based super-resolution imaging, and multi-color single-molecule detection, including single-molecule fluorescence resonance energy transfer imaging, into one set-up in a cost-efficient way.

실시 한 형광 현미경으로 여러 영상 모드

Fluorescence microscopy is a powerful tool to detect biological molecules in situ and monitor their dynamics and interactions in real-time. In addition to ...

Visualizing Adhesion Formation in Cells by Means of Advanced Spinning Disk-Total Internal Reflection Fluorescence Microscopy

In living cells, processes such as adhesion formation involve extensive structural changes in the plasma membrane and the cell interior. In order to visualize these highly dynamic events, two complementary light microscopy techniques that allow fast imaging of live samples were combined: spinning disk microscopy (SD) for fast and high-resolution volume recording and total internal reflection fluorescence (TIRF) microscopy for precise localization and visualization of the plasma membrane. A comprehensive and complete imaging protocol will be shown for guiding through sample preparation, microscope calibration, image formation and acquisition, resulting in multi-color SD-TIRF live imaging series with high spatio-temporal resolution. All necessary image post-processing steps to generate multi-dimensional live imaging datasets, i.e. registration and combination of the individual channels, are provided in a self-written macro for the open source software ImageJ. The imaging of fluorescent proteins during initiation and maturation of adhesion complexes, as well as the formation of the actin cytoskeletal network, was used as a proof of principle for this novel approach. The combination of high resolution 3D microscopy and TIRF provided a detailed description of these complex processes within the cellular environment and, at the same time, precise localization of the membrane-associated molecules detected with a high signal-to-background ratio.

An advanced microscope that permit fast and high-resolution imaging of both, the isolated plasma membrane and the surrounding intracellular volume, will be presented. The integration of spinning disk and total internal reflection fluorescence microscopy in one setup allows live imaging experiments at high acquisition rates up to 3.5 s per image stack.

회전 디스크-총 내부 반사 형광 현미경 검사 법 고급 시각화에 의해 세포 접착 형성

In living cells, processes such as adhesion formation involve extensive structural changes in the plasma membrane and the cell interior. In order to ...

3D Analysis of Multi-cellular Responses to Chemoattractant Gradients

Various limitations of 2D cell culture systems have sparked interest in 3D cell culture and analysis platforms, which would better mimic the spatial and chemical complexity of living tissues and mimic in vivo tissue functions. Recent advances in microfabrication technologies have facilitated the development of 3D in vitro environments in which cells can be integrated into a well-defined extracellular matrix (ECM) and a defined set of soluble or matrix associated biomolecules. However, technological barriers have limited their widespread use in research laboratories. Here, we describe a method to construct simple devices for 3D culture and experimentation with cells and multicellular organoids in 3D microenvironments with a defined chemoattractant gradient. We illustrate the use of this platform for analysis of the response of epithelial cells and organoids to gradients of growth factors, such as epidermal growth factor (EGF). EGF gradients were stable in the devices for several days leading to directed branch formation in breast organoids. This analysis allowed us to conclude that collective gradient sensing by groups of cells is more sensitive vs. single cells. We also describe the fabrication method, which does not require photolithography facilities nor advanced soft lithography techniques. This method will be helpful to study 3D cellular behaviors in the context of the analysis of development and pathological states, including cancer.

We describe a method to construct devices for 3D culture and experimentation with cells and multicellular organoids. This device allows analysis of cellular responses to soluble signals in 3D microenvironments with defined chemoattractant gradients. Organoids are better than single cells at detection of weak noisy inputs.

화학 유인 그라데이션에 대 한 다중 세포 반응의 3D 분석

Various limitations of 2D cell culture systems have sparked interest in 3D cell culture and analysis platforms, which would better mimic the spatial and ...

Traction Microscopy Integrated with Microfluidics for Chemotactic Collective Migration

Cells change migration patterns in response to chemical stimuli, including the gradients of the stimuli. Cellular migration in the direction of a chemical gradient, known as chemotaxis, plays an important role in development, the immune response, wound healing, and cancer metastasis. While chemotaxis modulates the migration of single cells as well as collections of cells in vivo, in vitro research focuses on single-cell chemotaxis, partly due to the lack of the proper experimental tools. To fill that gap, described here is a unique experimental system that combines microfluidics and micropatterning to demonstrate the effects of chemical gradients on collective cell migration. Furthermore, traction microscopy and monolayer stress microscopy are incorporated into the system to characterize changes in cellular force on the substrate as well as between neighboring cells. As proof-of-concept, the migration of micropatterned circular islands of Madin-Darby canine kidney (MDCK) cells is tested under a gradient of hepatocyte growth factor (HGF), a known scattering factor. It is found that cells located near the higher concentration of HGF migrate faster than those on the opposite side within a cell island. Within the same island, cellular traction is similar on both sides, but intercellular stress is much lower on the side of higher HGF concentration. This novel experimental system can provide new opportunities to studying the mechanics of chemotactic migration by cellular collectives.

Collective cell migration in development, wound healing, and cancer metastasis is often guided by the gradients of growth factors or signaling molecules. Described here is an experimental system combining traction microscopy with a microfluidic system and a demonstration of how to quantify the mechanics of collective migration under biochemical gradient.

화학적 집단 이동을 위한 미세 유체와 통합된 견인 현미경 검사법

Cells change migration patterns in response to chemical stimuli, including the gradients of the stimuli. Cellular migration in the direction of a chemical ...