이 작품은 건강 보조금 R01 DK091526 (JO), NSF 0,852,416 (DTE)의 국립 연구소와 시카고 당뇨병 프로젝트에 의해 지원되었다.

1. 마우스 독도 준비 <ol><li> C57BL / 6 쥐를 해부 및 콜라게나 소화 피콜 밀도 구배 분리에 의해 섬을 격리 할 것. (2,3에서 참조 조브 기사 참조). </li><li> 10 % FBS, 1 % 페니실린 / 스트렙토 마이신, 및 배양 접시에 20 mM의 HEPES를 포함하는 RPMI-1640 배지에 독도를 품다 (37 ° C, 5 % CO 2). 후 분리, 배양 실험에 사용하기 전에 24 시간 동안 섬. 일관된 결과를 보장하기 위해 1-2 일 안에 독도를 사용합니다. </li></ol> 2. 미세 유체 플랫폼 만들기 <ol><li> 각 장치 계층에 대한 투명성 포토 마스크의 미세 형상을 생성합니다 : 1) 입구와 출구, perifusion 실 2) 포도당 미세 유체 층 (8 mm 직경 × 3 mm의 150 μL), 마이크로 웰 3) 200 μm의 막 (500 μm의 직경, 100 깊은 μM), 4) 가스 미세 유체 층. </li><li> 입구와 출구 층을 제조하기에 탈기, 예비 혼합 된 PDMS를 부어2 시간 동안 80 ° C에서 빈 페트리 접시 및 치료에 1.5 mm의 높이. 2mm 직경의 입력 / 출력 포트를 펀치. </li><li> 글루코스 미세 층을 제조하기 위해, 실리콘 웨이퍼에서 04 번의 700 ㎛의 층을 형성하는 SU8-2150이 350 ㎛의 층을 스핀. <ol><li> 700 μm의 키 마스터를 생산, 개발 후 SU8에 마이크로 패턴을 전송하는 데 적합한 포토 마스크를 통해 UV 빛에 노출됩니다. </li><li> 3mm의 높이로이 마스터에 탈기, 예비 혼합 된 PDMS를 붓고 2 시간 동안 80 ° C에서 치료. 이 컷은 면도날과 모양을 PDMS. </li><li> 2mm 직경의 입력 / 출력 포트들뿐만 아니라 8mm 직경 챔버 펀치. </li></ol></li><li> 마이크로 웰과 200 ㎛ 멤브레인을 제조하기 위해, 100 μm의 SU8-2100 스핀. 이 100 μm의 키 마스터에 마이크로 웰 패턴을 전송하는 동일한 자외선 리소그래피를 적용합니다. <ol><li> 스핀은 30 초 동안 900 rpm에서이 마스터로, 예 혼합 PDMS를 탈기하고 10 분 동안 80 ° C에서 치료. SPI마이크로 웰의 패턴을 포함하는 200 ㎛ PDMS 막으로 인해 발생하는 동일한 조건을 이용하여 제 위에 NA의 두번째 층. </li><li> 이 막을 통해 2mm 직경의 입력 / 출력 포트를 펀치 </li></ol></li><li> 가스 미세 유체 층을 제조하기 위해, 100 μm의 SU8-2100 스핀. 이 100 μm의 키 마스터에 가스 미세 패턴을 전송하는 동일한 자외선 리소그래피를 적용합니다. <ol><li> 1.5 mm의 높이로이 마스터에 탈기, 예비 혼합 된 PDMS를 붓고 2 시간 동안 80 ° C에서 치료. 면도날 모양으로 PDMS를 잘라. </li><li> 이 층을 2mm 직경의 입력 / 출력 포트를 펀치 </li></ol></li><li> , 여러 레이어를 결합, 스카치 테이프로 청소 코로나 아크에 노출 한 후 다음과 같은 순서로 손으로 맞추어을 준비합니다. <ol><li> 마이크로 웰이 위를 향하도록 바닥 가스 층에 막을 본드. </li><li> 마이크로 웰 막 위에 포도당 미세 접합. </li><li> 입구와 출구 층 O를 결합n은 전체 어셈블리를 캡슐화 맨. </li><li> 상단에 1kg의 무게를 추가하고 3 시간 동안 100 ° C에서 소성하여 결합을 강화. </li></ol></li><li> 물에서 장치 전체를 침지 한 후, 수층에 물을 로딩하여 완성 장치를 누설 테스트. 이어서, 빈 주사기와 가스층을 통해 공기 흐름. </li><li> 장치를 사용할 때까지 4 ° C에 저장되어있는 PBS 버퍼와 다음 플러시 수성 층을 70 % 에탄올로 누출이 장치를 소독. </li></ol> 3. Microdispenser 설치 <ol><li> 산소 혼합 및 배달 설정을 구성하는 2 microdispensers, 5 V, 20 V DC 전원 공급 장치, 디지털 I / O 보드를 얻습니다. <ol><li> 포함 된 드라이버 유닛에 microdispensers 통제 리드를 연결합니다. </li><li> 랩뷰 컨트롤에 해당 포트에서 디지털 I / O 보드에 드라이버를 연결합니다. </li><li> 드라이브 유니에 연락처를 대응하는 5 V, 20 V 전원 공급 장치를 연결합니다TS. </li><li> 가스 제어 (부록)을위한 LabVIEW 코드를 실행하는 노트북, 디지털 I / O를 연결합니다. </li></ol></li><li> 반면 다른 압축 공기에, 모두 5 % CO 2와 질소 한 microdispenser를 연결합니다. 2 PSI에 모두 가스를 설정합니다. 이전에 마이크로 유체 장치를 입력하는 T-접합에 디스펜서 &#39;출력을 사용하여 네트워크에 연결한다. </li><li> 누설 검사 장치를 사용하여, (장치 목록 및 대표적인 결과 참조) 광섬유 산소 센서와 물에 용해 된 산소를 측정하면서, 5~21% 산소 사이 microdispensers를 순환시킴으로써 산소 변조의 과도 응답을 특성화. </li></ol> 4. 현미경으로 설정 <ol><li> 거꾸로 현미경의 가열 단계에 장치를 장착합니다. </li><li> 장치에 0 % ~ 21 % O 2 가스를 연결하고 산소 센서를 보정합니다. </li><li> 분수의 집에 포도당 미세 유체의 출력 포트를 연결합니다. </li><li> 크렙스 링거 중탄산에게 준비버퍼 (KRB) : 129 밀리미터의 NaCl, 5 mM의 탄산 수소 나트륨, 4.7 밀리미터의 KCl, 1.2 mM의 KH 2 PO 4, 1 ㎜ 염화칼슘 2 · 2H 2 O, 1.2 ㎜ 망초 · 7H 2 O, 10 mM의 HEPES 산도 7.35-7.40 2 ㎜ 기저 글루코스, 5 % FBS. </li><li> 원뿔 튜브가 37 ° C의 물을 욕조에 목욕을 50 ㎖에 각각 2 ㎜, 14 mM의 포도당을 포함하는 두 개의 버퍼 솔루션을 준비합니다. </li><li> 튜브에 250 μL / 분에서 버퍼를 그리는 연동 펌프를 연결합니다. 미세 유체 장치를 입력하기 전에 37 ° C의 열판에 튜브를 흐른다. </li><li> 독도를 염색하기 위해, 각각 최종 염료 5 μM의 농도 2.5 μM에 도달 KRB 2 ㎖에 100 % 에탄올에 DMSO 및 Rh123에서의 Fura-2 오전에 추가합니다. </li><li> 10 μL 피펫으로 섬을 선택하고 37 ℃에서 30 분 동안 염료 품어 </li><li> 포도당 마이크로 입구를 통해 장치에 약 20 섬을로드합니다. T 백에 콘센트에서 버퍼를 프라이밍에 의해 챔버에 독도를 직접그는 입구. </li><li> 여분의 염료를 씻어 10 분 동안 버퍼에 독도를 Perfuse. </li></ol> 5. 동시에 산소와 포도당 자극을 실행 <ol><li> 14 mM의 자극의 15 분 뒤에 KRB2에 의해 설립 기준의 5 분으로 포도당 자극 펄스를 제공하고 KRB2에서 15 분 동안 세척한다. </li><li> Rh123 용의 Fura-2와 534 방출 녹음 380분의 340 nm의 여기 파장. </li><li> 각 실험 전에 정상 펄스 (14 mM의 정상 산소)의 측정을 수행합니다. </li><li> 산소 변조 (저산소증 / 간헐적 인 저산소증)의 경우, 만 대류 교란을 최소화하기 위해, 자극과 세척 단계와 다른 단계에있는 아무 흐름 중에 버퍼 흐름을 적용합니다. </li><li> ELISA 인슐린 분석을 위해 1 분 간격으로 혈당 콘센트에서 폐수를 수집합니다. </li></ol>

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	<li>Lo, J. F., Wang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Islet+Preconditioning+via+Multimodal+Microfluidic+Modulation+of+Intermittent+Hypoxia.">Islet Preconditioning via Multimodal Microfluidic Modulation of Intermittent Hypoxia.</a> Anal. Chem. 84 (4), 1987-1993 (2012).</li><li>Qi, M., Barbaro, B., Wang, S., Wang, Y., Hansen, M., Oberholzer, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+Pancreatic+Islet+Isolation:+Part+I:+Digestion+and+Collection+of+Pancreatic+Tissue.">Human Pancreatic Islet Isolation: Part I: Digestion and Collection of Pancreatic Tissue.</a> J. Vis. Exp.. , e1125 (2009).</li><li>Qi, M., Barbaro, B., Wang, S., Wang, Y., Hansen, M., Oberholzer, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+Pancreatic+Islet+Isolation:+Part+II:+Purification+and+Culture+of+Human+Islets.">Human Pancreatic Islet Isolation: Part II: Purification and Culture of Human Islets.</a> J. Vis. Exp.. , e1343 (2009).</li><li>Shapiro, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Islet+Transplantation+in+Seven+Patients+with+Type+1+Diabetes+Mellitus+Using+a+Glucocorticoid-Free+Immunosuppressive+Regimen.">Islet Transplantation in Seven Patients with Type 1 Diabetes Mellitus Using a Glucocorticoid-Free Immunosuppressive Regimen.</a> N. Engl. J. Med. 343 (4), 230-238 (2000).</li><li>Adewola, A. F., Wang, Y., Harvat, T., Eddington, D. T., Lee, D., Oberholzer, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Multi-Parametric+Islet+Perifusion+System+within+a+Microfluidic+Perifusion+Device.">A Multi-Parametric Islet Perifusion System within a Microfluidic Perifusion Device.</a> J. Vis. Exp.. , e1649 (2010).</li><li>Mohammed, J. S., Wang, Y., Harvat, T. A., Oberholzer, J., Eddington, D. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+device+for+multimodal+characterization+of+pancreatic+islets.">Microfluidic device for multimodal characterization of pancreatic islets.</a> Lab Chip. 9, 97-106 (2009).</li><li>Carreras, A., Kayali, F., Zhang, J., Hirotsu, C., Wang, Y., Gozal, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Metabolic+Effects+Of+Intermittent+Hypoxia+In+Mice:+Steady+Versus+High+Frequency+Applied+Hypoxia+Daily+During+The+Rest+Period.">Metabolic Effects Of Intermittent Hypoxia In Mice: Steady Versus High Frequency Applied Hypoxia Daily During The Rest Period.</a> AJP - Regu Physiol. 303 (7), 700-709 (2012).</li><li>Lee, E. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Time-dependent+changes+in+glucose+and+insulin+regulation+during+intermittent+hypoxia+and+continuous+hypoxia.">Time-dependent changes in glucose and insulin regulation during intermittent hypoxia and continuous hypoxia.</a> Eur. J. Appl. Physiol. , (2012).</li><li>Kane, B. J., Zinner, M. J., Yarmush, M. L., Toner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Liver-specific+functional+studies+in+a+microfluidic+array+of+primary+mammalian+hepatocytes.">Liver-specific functional studies in a microfluidic array of primary mammalian hepatocytes.</a> Anal. Chem. 78, 4291-4298 (2006).</li><li>Lam, R. H. W., Kim, M. C., Thorsen, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Culturing+aerobic+and+anaerobic+bacteria+and+mammalian+cells+with+a+microfluidic+differential+oxygenator.">Culturing aerobic and anaerobic bacteria and mammalian cells with a microfluidic differential oxygenator.</a> Anal. Chem. 81, 5918-5924 (2009).</li><li>Polinkovsky, M., Gutierrez, E., Levchenko, A., Groisman, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fine+temporal+control+of+the+medium+gas+content+and+acidity+and+on-chip+generation+of+series+of+oxygen+concentrations+for+cell+cultures.">Fine temporal control of the medium gas content and acidity and on-chip generation of series of oxygen concentrations for cell cultures.</a> Lab Chip. 9, 1073-1084 (2009).</li><li>Mehta, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+measurement+and+control+of+oxygen+levels+in+microfluidic+poly(dimethylsiloxane)+bioreactors+during+cell+culture.">Quantitative measurement and control of oxygen levels in microfluidic poly(dimethylsiloxane) bioreactors during cell culture.</a> Biomed. Microdev. 9 (2), 123-134 (2007).</li><li>Vollmer, A. P., Probstein, R. F., Gilbert, R., Thorsen, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+an+integrated+microfluidic+platform+for+dynamic+oxygen+sensing+and+delivery+in+a+flowing+medium.">Development of an integrated microfluidic platform for dynamic oxygen sensing and delivery in a flowing medium.</a> Lab Chip. 5, 1059-1066 (2005).</li><li>Chen, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+of+oxygen+gradients+in+microfluidic+devices+for+cell+culture+using+spatially+confined+chemical+reactions.">Generation of oxygen gradients in microfluidic devices for cell culture using spatially confined chemical reactions.</a> Lab Chip. 11, 3626-3633 (2011).</li><li>Lo, J. F., Sinkala, E., Eddington, D. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oxygen+gradients+for+open+well+cellular+cultures+via+microfluidic+substrates.">Oxygen gradients for open well cellular cultures via microfluidic substrates.</a> Lab Chip. 10, 2394-2401 (2010).</li></ol>

저자는 더 경쟁 재정적 이익이 없다는 것을 선언합니다.

이 섬의 저산소증 기술에 통합 된 여러 양식은 현재 몇 점은 문제를 해결하려면 여기 지적했다. 먼저 고립 된 섬이 저하 인해 선방 세포에서 소화 효소에 문화를 분해하는 것을 계속한다. 섬 격리 후 1-2 일 실험을 표준화하면 일관성있는 결과를 얻기에 따라서 중요합니다. 둘째, 수성 유동은 층류 확산 사이의 경계에서 대류 일소 방지 할 저산소증 및 간헐적 저산소증 동안 중단 하였다. 이것은 베?...

동적 저산소증은 특히 섬 이식, 생물학에서 중요하다 동적 저산소증은 많은 생물 조직에서 중요한 생리뿐만 아니라 병리 생리 학적 매개 변수입니다. 산소의 변화는, 예를 들어, 혈관 신생의 잠재적 발달 신호이다. 또한, 저산소증에 공간과 시간적 패턴 HIF1 - 알파를 조절하고 췌장 암과 같은 질병에 역할을한다. 저산소증은 섬 이식 결과에 영향을 미치는 교란 요인이다. 최근, 저산소증, 또는 간헐적 인 저산소증 (IH)의 시간적 진동은 &quot;사전 조정&quot;독도 1에 혜택을 증명하고있다. 그러나, 섬의 생리에 대한 정적 및 과도 모두 저산소증 효과는 잘 주로 섬의 미세 환경을 제어하는​​ 적절한 도구의 부족으로 이해하고, 공부 못하고있다. 독도 아니라 생체 내에서 혈관이 있습니다 췌장은 50-400입니다<html> 56, 베타 세포와 포도당 항상성에 대한 책임은 알파 세포를 포함한 내분비 세포의 M의 구상 집계. 독도 ATP에 민감한 칼륨 (K ATP) 채널과 인슐린 과립의 세포 외 유출을 유발 칼슘 유입의 결과를 열어 ATP 생산에 혈액, 흡수와 작용 리드 자극 포도당에 노출 된 경우. 산소이 심하게 대사 프로세스를 구동 및 인슐린 분비가 현저 글루코스 구배 이외에 혈류와 산소 공급의 역학에 의해 영향 중요하다. 그들은 높은 각, 췌장 관류대로 독도는 쉽게 모세 혈관에서 하나의 셀 길이 내에서 생체 내에서이 포도당 - 인슐린 반응을 수행 할 수 있습니다. 그러나 intraislet 모세관의 고밀도 네트워크는 아일렛 분리 2,3 동안 콜라게나 제에 의해 제거된다. 따라서, 산소와 영양소를 모두 공급으로 인해 확산 제한으로 100 μm의 경계에 제한됩니다. 섬의 미세 환경을 다시 단계 &quot;&gt; 현재 기술은 제한된 성공 다시 섬의 원시 산소와 포도당 역학, 생리 및 병리 생리 학적 조건을 모델링의 핵심은 정교한 흐름을 필요로하고 섬 기능의 지속적인 모니터링이 부족 표준 저산소 챔버로 달성하기가 어렵습니다. 또한, 유형 이식 치료는 I 당뇨병은 췌장 생리 (5.6 %, 40 mmHg로)에 비해 훨씬 낮은 PO 2 (&lt;2 %, 5 ~ 15 mmHg로) 가지고 간 포털 시스템 4 저산소증에 고립 된 섬을 노출합니다. 이식 후, 섬 이식은 revascularized 될 2 주 이상 걸릴. 이는 저산소 노출 아일릿의 포도당 - 인슐린 결합 메커니즘을 손상하는 것이 증명되었다. 자극 - 분비 커플 링 인자, 칼슘 신호, 미토콘드리아의 잠재력, 인슐린 반응 속도 사이에서 쉽게 미세 유체를 사용하여 모니터링 할 수 있습니다. 우리의 이전의 마이크로 유체 기술이 재 입증알 - 시간이 하나의 섬 5,6 주위의 수성 미세 환경의 정확한 조절과 모니터링. 그러나, 섬의 저산소 성 손상의 정량화 동시 자극 및 모니터링 기술의 부족에 의해 좌절된다. 따라서, 산소 및 아일릿 모니터링 미세 유체 제어 결합 아일릿 저산소증 연구를 향상시킬 수있다. 미세 유체는 수성과 산소 미세 환경을 재현하고 변조 할 수있다 조직 문화 저산소증 연구를위한 표준 기술은 저산소 챔버를 기반으로하고있다. 일반적으로, 저산소 챔버 분 스케일 동적 저산소증과 호환 ~ 10 ~ 30 분의 평형 번에 하나의 산소 농도를 제공합니다. 최근 두 연구는 포도당에 의한 인슐린 반응 7,8에 상반되는 결과로, 전체 마우스에 간헐적 저산소 노출 작은 사용자 지정 챔버를 사용했다. 전체 동물 수준에서, 호흡으로 산소가 직접 트란 아니라는 것을 명심인해 호흡기의 컨트롤에, PO 2 모세관 섬 예정. 또한,이 연구는 표준화 된 산소 수준이 없습니다 없으며 독도의 조직 수준에서 실시간 측정을 제공 않습니다. 한편, 산소 가스가 미세 유체 채널 네트워크를 통해 산소를 제어함으로써, 이러한 한계를 넘어 설 수있다. 또한, 미세 유체는 산소 변조시 표준​​ 저산소 챔버와 위업하실 수 없습니다 라이브 영상과 호환됩니다. 이러한 신규 한 마이크로 유체의 숫자는 표적 세포 9-14 위에 미디어 흐름 마이크로 채널에 산소 농도를 용해 된 폴리 디메틸 실록산의 가스 투과성을 이용하는 접근한다. 이 소자는 또한 다수의 이산 산소 농도, 형광 기반 산소 센서 및 온 - 칩에서도 화학적 산소 발생을 통합 하였다. 액체 매화 기반의 미세 유체 내가으로 힘든 시간을 안정적, 지속적으로 그라데이션을 유지하는이T 조건 흐름에 민감하다 대류 혼합에 따라 달라집니다. 비교에서, 우리는 여기에 사용 된 기술은 산소 전달의 확산 경로를 감소에 초점을 맞춘다. 가스 매화 전단 흐름은 직접 세포 나 췌장 조직의 시드 막에 걸쳐 산소를 확산에 의해 제거된다. 이 매화를 제어하는​​ 데 필요한 여분의 마이크로 유체를 제거하고 그 자체가 인슐린 분비를 트리거 할 수있는 섬, 불필요한 전단 응력을 방지 할 수 있습니다. 이 플랫폼은 활성 산소 종 (ROS)을 설명하는 데 사용 된 최대 규제 세포 배양 1.15의과 산소 저산소 두 극단 (2-97%의 O 2)에서. 때문에 산소와 전단 흐름의 제거를 직접 배달에, 우리의 확산 기반 플랫폼은 섬 저산소증 공부를위한 최적의 미세 유체 솔루션을 제공합니다. 모드의 자극 및 모니터링 섬 마일을 공부에 적용 할 때 확산 기반의 미세 유체는 또한 추가 혜택을 제공합니다crophysiology. 확산 장벽 막을 사용함으로써, 액체는 저산소 자극 독립적 수성 글루코스 자극의 컨트롤을 가능하게 산소 변조로부터 단리 할 수​​있다. 이는 독도에 대한 공간적으로 핀 포인트 배달 샌드위치 같은 동시 자극을 만듭니다. 가스가 일시적으로 컴퓨터 microinjectors를 통해 변조 더욱이, 우리는 60 초 미만의 과도와 디지털 21-0% 산소 농도를 조절 할 수 있습니다. 현미경의 산소와 포도당의 미세 환경의 동적 컨트롤은 표준 저산소 챔버를 사용 불가능하거나 매우 성가신되지 않을 것 실시간 멀티 모드 프로토콜을 할 수 있습니다. 이 장치를 사용하여, 칼슘 신호 (의 Fura-AM), 미토콘드리아 전위 (로다 민 (123)), 및 인슐린 속도론 (ELISA)을 저산소 하에서 동적 포도당 인슐린 반응의 완벽한 그림을 제공하기 위해 모니터링되었다.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Reagent/Material</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spinner</td>
			<td>Laurell</td>
			<td>WS-400</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SU8</td>
			<td>MicroChem</td>
			<td>SU8-2150/SU8-2100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital Hotplate</td>
			<td>PMC Dataplate</td>
			<td>722A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UV Curing Lamp</td>
			<td>OmniCure</td>
			<td>S1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PMDS</td>
			<td>Dow Chemical</td>
			<td>Sylgard 184</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Corona Wand</td>
			<td>ETP</td>
			<td>BD-20AC</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vacuum Chamber</td>
			<td>Bel-Art</td>
			<td>420220000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microdispensers</td>
			<td>The Lee Company</td>
			<td>IKTX0322000A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5 V and 20 V DC Power</td>
			<td>Radio Shack</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NI USB</td>
			<td>National Instrument</td>
			<td>NI USB-6501</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thermometer</td>
			<td>Omega Engineering, Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peristaltic Pump</td>
			<td>Gilson</td>
			<td>Minipulse 2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oxygen Sensor</td>
			<td>Ocean Optics</td>
			<td>NeoFox</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fraction Collector</td>
			<td>Gilson</td>
			<td>203</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pippette</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>Finnpipette II 100&#956;l</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inverted Epifluorescence Microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>DMI 4000B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 ml Conical Tubes</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fura-2 Fluorescence Dye</td>
			<td>Molecular Probes, Life Technologies</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rhodamine 123 Fluorescence Dye</td>
			<td>Molecular Probes, Life Technologies</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Culture Media</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>RPMI-1640</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glucose</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bovine Serum Albumin</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30 in Silicone Tubings</td>
			<td>Cole-Parmer</td>
			<td></td>
			<td>1/16 in x 1/8 in</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.5 ml Eppendorf Tubes</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Y-connectors</td>
			<td>Cole-Parmer</td>
			<td></td>
			<td>1/16 in and 4 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe Connectors</td>
			<td>Cole-Parmer</td>
			<td></td>
			<td>female Luer plug 1/16 in</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight Connectors</td>
			<td>Cole-Parmer</td>
			<td></td>
			<td>1/16 in</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Elbow Connector</td>
			<td>Cole-Parmer</td>
			<td></td>
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quantitative and temporal control of oxygen microenvironment at the single islet level

하나의 기술에서 포도당 자극 분비 커플 링 요소를 동시에 산소 및 모니터링은 특히 이식 환경에서, 섬 저산소증의 병리 생리 학적 상태를 모델링하는 것이 중요합니다. 기본 저산소 챔버 기술은 동시에 자극을 변조 또는 이용 글루코스 자극 - 분비 커플 링 요소의 실시간 모니터링을 제공 할 수 없다. 이러한 어려움을 해결하기 위해, 우리는 확산 막을 통해 수성 및 가스 위상 변조 모두를 통합하는 다층 마이크로 유체 기술을 적용 하였다. 이 형광 현미경을 통해 상기 커플 링 요소의 모니터링을 가능하게 투명 폴리 디메틸 실록산 (PDMS) 장치 내의 microscaled 섬 주위에 자극 샌드위치를​​ 만듭니다. 또한, 가스 입력은 0-21% 간의 산소의 정량적, 정 분 변조를 제공 microdispensers의 쌍에 의해 제어된다. 이 간헐적 저산소증이 섬의 새로운 현상을 조사하기 위해 적용T 전처리. 또한, 복합 현미경으로 무장 한, 우리는 이러한 저산소 발생시 상세한 칼슘과 K ATP 채널 역학 볼 수 있었다. 우리는 독도를 공부뿐만 아니라 많은 생체 조직에 가치있는 도구로, 미세 유체 저산소증, 특히이 동시 듀얼 위상 방법을 구상.

이 섬의 저산소증 기술의 중심이 분 규모의 과도와 같은 마이크로 유체 챔버에서 수성과 기상 자극을 조절하는 기능입니다. 그림 1)의 대표 결과 섬의 챔버 내에서 측정 된 듀얼 자극 및 B) 빠른 변조. 챔버에 형광의 도입으로 도시 수성 변조, 혼합 3-4 분 균형을 달성한다. 또한, 산소는 2 분 정도로 짧은 기간에 산소의 순환을 가능하게 빠른 과도로 5-21% 강화 될 수있다. 도 2에</stro...

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Quantitative and Temporal Control of Oxygen Microenvironment at the Single Islet Level

미세 유체 산소 제어 생물학적 실험 저산소 챔버를 통해 단지 편리함과 속도보다 더 부여. 막을 통해 확산을 통해 구현 특히, 미세 유체 산소 마이크로 수준에서 동시 액체 및 기체 상 변조를 제공 할 수있다. 이 기술은 섬의 병태 생리를 연구하는 동적 멀티 파라미터 실험은 중요 할 수 있습니다.

단일 베이 수준에서 산소 미시의 양 및 시간 제어

Simultaneous oxygenation and monitoring of glucose stimulus-secretion coupling factors in a single technique is critical for modeling pathophysiological ...

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

9.1K 조회수.  University of Michigan-Dearborn.  미세 유체 산소 제어 생물학적 실험 저산소 챔버를 통해 단지 편리함과 속도보다 더 부여. 막을 통해 확산을 통해 구현 특히, 미세 유체 산소 마이크로 수준에서 동시 액체 및 기체 상 변조를 제공 할 수있다. 이 기술은 섬의 병태 생리를 연구하는 동적 멀티 파라미터 실험은 중요 할 수 있습니다. 

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A Microfluidic-based Hydrodynamic Trap for Single Particles

The ability to confine and manipulate single particles in free solution is a key enabling technology for fundamental and applied science. Methods for particle trapping based on optical, magnetic, electrokinetic, and acoustic techniques have led to major advancements in physics and biology ranging from the molecular to cellular level. In this article, we introduce a new microfluidic-based technique for particle trapping and manipulation based solely on hydrodynamic fluid flow. Using this method, we demonstrate trapping of micro- and nano-scale particles in aqueous solutions for long time scales. The hydrodynamic trap consists of an integrated microfluidic device with a cross-slot channel geometry where two opposing laminar streams converge, thereby generating a planar extensional flow with a fluid stagnation point (zero-velocity point). In this device, particles are confined at the trap center by active control of the flow field to maintain particle position at the fluid stagnation point. In this manner, particles are effectively trapped in free solution using a feedback control algorithm implemented with a custom-built LabVIEW code. The control algorithm consists of image acquisition for a particle in the microfluidic device, followed by particle tracking, determination of particle centroid position, and active adjustment of fluid flow by regulating the pressure applied to an on-chip pneumatic valve using a pressure regulator. In this way, the on-chip dynamic metering valve functions to regulate the relative flow rates in the outlet channels, thereby enabling fine-scale control of stagnation point position and particle trapping. The microfluidic-based hydrodynamic trap exhibits several advantages as a method for particle trapping. Hydrodynamic trapping is possible for any arbitrary particle without specific requirements on the physical or chemical properties of the trapped object. In addition, hydrodynamic trapping enables confinement of a "single" target object in concentrated or crowded particle suspensions, which is difficult using alternative force field-based trapping methods. The hydrodynamic trap is user-friendly, straightforward to implement and may be added to existing microfluidic devices to facilitate trapping and long-time analysis of particles. Overall, the hydrodynamic trap is a new platform for confinement, micromanipulation, and observation of particles without surface immobilization and eliminates the need for potentially perturbative optical, magnetic, and electric fields in the free-solution trapping of small particles.

In this article, we present a microfluidic-based method for particle confinement based on hydrodynamic flow. We demonstrate stable particle trapping at a fluid stagnation point using a feedback control mechanism, thereby enabling confinement and micromanipulation of arbitrary particles in an integrated microdevice.

단일 입자 Microfluidic 기반 유체 트랩

The ability to confine and manipulate single particles in free solution is a key enabling technology for fundamental and applied science.  Methods for ...

연구

생체공학

Spatio-Temporal Manipulation of Small GTPase Activity at Subcellular Level and on Timescale of Seconds in Living Cells

Dynamic regulation of the Rho family of small guanosine triphosphatases (GTPases) with great spatiotemporal precision is essential for various cellular functions and events1, 2. Their spatiotemporally dynamic nature has been revealed by visualization of their activity and localization in real time3. In order to gain deeper understanding of their roles in diverse cellular functions at the molecular level, the next step should be perturbation of protein activities at a precise subcellular location and timing. 
To achieve this goal, we have developed a method for light-induced, spatio-temporally controlled activation of small GTPases by combining two techniques: (1) rapamycin-induced FKBP-FRB heterodimerization and (2) a photo-caging method of rapamycin. With the use of rapamycin-mediated FKBP-FRB heterodimerization, we have developed a method for rapidly inducible activation or inactivation of small GTPases including Rac4, Cdc424, RhoA4 and Ras5, in which rapamycin induces translocation of FKBP-fused GTPases, or their activators, to the plasma membrane where FRB is anchored. For coupling with this heterodimerization system, we have also developed a photo-caging system of rapamycin analogs. A photo-caged compound is a small molecule whose activity is suppressed with a photocleavable protecting group known as a caging group. To suppress heterodimerization activity completely, we designed a caged rapamycin that is tethered to a macromolecule such that the resulting large complex cannot cross the plasma membrane, leading to virtually no background activity as a chemical dimerizer inside cells6. Figure 1 illustrates a scheme of our system. With the combination of these two systems, we locally recruited a Rac activator to the plasma membrane on a timescale of seconds and achieved light-induced Rac activation at the subcellular level6.

A method for spatio-temporal control of small GTPase activity by light is described. This method is based on rapamycin-induced FKBP-FRB heterodimerization and photo-caging systems. Optimization of light-irradiation enables the spatio-temporally controlled activation of small GTPases at the subcellular level.

리빙 셀의 Subcellular 수준과 초 Timescale에 작은 GTPase 활동의 Spatio-시간적 조작

Dynamic regulation of the Rho family of small guanosine triphosphatases (GTPases) with great spatiotemporal precision is essential for various cellular ...

Engineering a Bilayered Hydrogel to Control ASC Differentiation

Natural polymers over the years have gained more importance because of their host biocompatibility and ability to interact with cells in vitro and in vivo. An area of research that holds promise in regenerative medicine is the combinatorial use of novel biomaterials and stem cells. A fundamental strategy in the field of tissue engineering is the use of three-dimensional scaffold (e.g., decellularized extracellular matrix, hydrogels, micro/nano particles) for directing cell function. This technology has evolved from the discovery that cells need a substrate upon which they can adhere, proliferate, and express their differentiated cellular phenotype and function 2-3. More recently, it has also been determined that cells not only use these substrates for adherence, but also interact and take cues from the matrix substrate (e.g., extracellular matrix, ECM)4. Therefore, the cells and scaffolds have a reciprocal connection that serves to control tissue development, organization, and ultimate function. Adipose-derived stem cells (ASCs) are mesenchymal, non-hematopoetic stem cells present in adipose tissue that can exhibit multi-lineage differentiation and serve as a readily available source of cells (i.e. pre-vascular endothelia and pericytes). Our hypothesis is that adipose-derived stem cells can be directed toward differing phenotypes simultaneously by simply co-culturing them in bilayered matrices1. Our laboratory is focused on dermal wound healing. To this end, we created a single composite matrix from the natural biomaterials, fibrin, collagen, and chitosan that can mimic the characteristics and functions of a dermal-specific wound healing ECM environment.

This protocol focuses on utilizing the inherent ability of stem cells to take cue from their surrounding extracellular matrix and be induced to differentiate into multiple phenotypes. This methods manuscript extends our description and characterization of a model utilizing a bilayered hydrogel, composed of PEG-fibrin and collagen, to simultaneously co-differentiate adipose-derived stem cells1.

ASC의 분화를 제어하는​​ Bilayered 히드로겔 꾸민

Natural polymers over the years have gained more importance because of their host biocompatibility and ability to interact with cells in vitro and in ...

Nanomanipulation of Single RNA Molecules by Optical Tweezers

A large portion of the human genome is transcribed but not translated. In this post genomic era, regulatory functions of RNA have been shown to be increasingly important. As RNA function often depends on its ability to adopt alternative structures, it is difficult to predict RNA three-dimensional structures directly from sequence. Single-molecule approaches show potentials to solve the problem of RNA structural polymorphism by monitoring molecular structures one molecule at a time. This work presents a method to precisely manipulate the folding and structure of single RNA molecules using optical tweezers. First, methods to synthesize molecules suitable for single-molecule mechanical work are described. Next, various calibration procedures to ensure the proper operations of the optical tweezers are discussed. Next, various experiments are explained. To demonstrate the utility of the technique, results of mechanically unfolding RNA hairpins and a single RNA kissing complex are used as evidence. In these examples, the nanomanipulation technique was used to study folding of each structural domain, including secondary and tertiary, independently. Lastly, the limitations and future applications of the method are discussed.

Optical tweezers have been used to study RNA folding by stretching individual molecules from their 5&#8217; and 3&#8217; ends. Here common procedures are described to synthesize RNA molecules for tweezing, calibration of the instrument, and methods to manipulate single molecules.

광 핀셋으로 단일 RNA 분자의 Nanomanipulation

A large portion of the human genome is transcribed but not translated. In this post genomic era, regulatory functions of RNA have been shown to be ...

A Label-free Technique for the Spatio-temporal Imaging of Single Cell Secretions

Inter-cellular communication is an integral part of a complex system that helps in maintaining basic cellular activities. As a result, the malfunctioning of such signaling can lead to many disorders. To understand cell-to-cell signaling, it is essential to study the spatial and temporal nature of the secreted molecules from the cell without disturbing the local environment. Various assays have been developed to study protein secretion, however, these methods are typically based on fluorescent probes which disrupt the relevant signaling pathways. To overcome this limitation, a label-free technique is required.
In this paper, we describe the fabrication and application of a label-free localized surface plasmon resonance imaging (LSPRi) technology capable of detecting protein secretions from a single cell. The plasmonic nanostructures are lithographically patterned onto a standard glass coverslip and can be excited using visible light on commercially available light microscopes. Only a small fraction of the coverslip is covered by the nanostructures and hence this technique is well suited for combining common techniques such as fluorescence and bright-field imaging.
A multidisciplinary approach is used in this protocol which incorporates sensor nanofabrication and subsequent biofunctionalization, binding kinetics characterization of ligand and analyte, the integration of the chip and live cells, and the analysis of the measured signal. As a whole, this technology enables a general label-free approach towards mapping cellular secretions and correlating them with the responses of nearby cells.

Inter-cellular communication is critical for controlling various physiological activities within and outside the cell. This paper describes a protocol for measuring the spatio-temporal nature of single cell secretions. To achieve this, a multidisciplinary approach is used which integrates label-free nanoplasmonic sensing with live cell imaging.

단일 세포 분비물의 공간 - 시간 영상의 레이블이없는 기술

Inter-cellular communication is an integral part of a complex system that helps in maintaining basic cellular activities. As a result, the malfunctioning ...

Engineering Molecular Recognition with Bio-mimetic Polymers on Single Walled Carbon Nanotubes

Semiconducting single-wall carbon nanotubes (SWNTs) are a class of optically active nanomaterial that fluoresce in the near infrared, coinciding with the optical window where biological samples are most transparent. Here, we outline techniques to adsorb amphiphilic polymers and polynucleic acids onto the surface of SWNTs to engineer their corona phases and create novel molecular sensors for small molecules and proteins. These functionalized SWNT sensors are both biocompatible and stable. Polymers are adsorbed onto the nanotube surface either by direct sonication of SWNTs and polymer or by suspending SWNTs using a surfactant followed by dialysis with polymer. The fluorescence emission, stability, and response of these sensors to target analytes are confirmed using absorbance and near-infrared fluorescence spectroscopy. Furthermore, we demonstrate surface immobilization of the sensors onto glass slides to enable single-molecule fluorescence microscopy to characterize polymer adsorption and analyte binding kinetics.

We present a protocol for engineering the corona phase of near infrared fluorescent single walled carbon nanotubes (SWNTs) using amphiphilic polymers and DNA to develop sensors for molecular targets without known recognition elements.

단일 벽 탄소 나노 튜브에 바이오 모방 고분자와 공학 분자 인식

Semiconducting single-wall carbon nanotubes (SWNTs) are a class of optically active nanomaterial that fluoresce in the near infrared, coinciding with the ...

A Microfluidic System with Surface Patterning for Investigating Cavitation Bubble(s)&#8211;Cell Interaction and the Resultant Bioeffects at the Single-cell Level

In this manuscript, we first describe the fabrication protocol of a microfluidic chip, with gold dots and fibronectin-coated regions on the same glass substrate, that precisely controls the generation of tandem bubbles and individual cells patterned nearby with well-defined locations and shapes. We then demonstrate the generation of tandem bubbles by using two pulsed lasers illuminating a pair of gold dots with a few-microsecond time delay. We visualize the bubble-bubble interaction and jet formation by high-speed imaging and characterize the resultant flow field using particle image velocimetry (PIV). Finally, we present some applications of this technique for single cell analysis, including cell membrane poration with macromolecule uptake, localized membrane deformation determined by the displacements of attached integrin-binding beads, and intracellular calcium response from ratiometric imaging. Our results show that a fast and directional jetting flow is produced by the tandem bubble interaction, which can impose a highly localized shear stress on the surface of a cell grown in close proximity. Furthermore, different bioeffects can be induced by altering the strength of the jetting flow by adjusting the standoff distance from the cell to the tandem bubbles.

A Microfluidic System with Surface Patterning for Investigating Cavitation Bubble(s)&amp;#8211;Cell Interaction and the Resultant Bioeffects at the Single-cell Level

A microfluidic chip was fabricated to produce pairs of gold dots for tandem bubble generation and fibronectin-coated islands for single-cell patterning nearby. The resultant flow field was characterized by particle image velocimetry and was employed to study various bioeffects, including cell membrane poration, membrane deformation, and intracellular calcium response.

단일 세포 수준에서 캐비테이션 버블 (들) -cell 상호 작용 및 결과 Bioeffects을 조사하기위한 표면 패터닝와 마이크로 유체 시스템

In this manuscript, we first describe the fabrication protocol of a microfluidic chip, with gold dots and fibronectin-coated regions on the same glass ...

An Ultrahigh-throughput Microfluidic Platform for Single-cell Genome Sequencing

Sequencing technologies have undergone a paradigm shift from bulk to single-cell resolution in response to an evolving understanding of the role of cellular heterogeneity in biological systems. However, single-cell sequencing of large populations has been hampered by limitations in processing genomes for sequencing. In this paper, we describe a method for single-cell genome sequencing (SiC-seq) which uses droplet microfluidics to isolate, amplify, and barcode the genomes of single cells. Cell encapsulation in microgels allows the compartmentalized purification and tagmentation of DNA, while a microfluidic merger efficiently pairs each genome with a unique single-cell oligonucleotide barcode, allowing &gt;50,000 single cells to be sequenced per run. The sequencing data is demultiplexed by barcode, generating groups of reads originating from single cells. As a high-throughput and low-bias method of single-cell sequencing, SiC-seq will enable a broader range of genomic studies targeted at diverse cell populations.

Single-cell sequencing reveals genotypic heterogeneity in biological systems, but current technologies lack the throughput necessary for the deep profiling of community composition and function. Here, we describe a microfluidic workflow for sequencing &gt;50,000 single-cell genomes from diverse cell populations.

단일 셀 게놈 시퀀싱 초고 처리량 미세 플랫폼

Sequencing technologies have undergone a paradigm shift from bulk to single-cell resolution in response to an evolving understanding of the role of ...

Patterning the Geometry of Human Embryonic Stem Cell Colonies on Compliant Substrates to Control Tissue-Level Mechanics

Human embryonic stem cells demonstrate a unique ability to respond to morphogens in vitro by self-organizing patterns of cell fate specification that correspond to primary germ layer formation during embryogenesis. Thus, these cells represent a powerful tool with which to examine the mechanisms that drive early human development. We have developed a method to culture human embryonic stem cells in confined colonies on compliant substrates that provides control over both the geometry of the colonies and their mechanical environment in order to recapitulate the physical parameters that underlie embryogenesis. The key feature of this method is the ability to generate polyacrylamide hydrogels with defined patterns of extracellular matrix ligand at the surface to promote cell attachment. This is achieved by fabricating stencils with the desired geometric patterns, using these stencils to create patterns of extracellular matrix ligand on glass coverslips, and transferring these patterns to polyacrylamide hydrogels during polymerization. This method is also compatible with traction force microscopy, allowing the user to measure and map the distribution of cell-generated forces within the confined colonies. In combination with standard biochemical assays, these measurements can be used to examine the role mechanical cues play in fate specification and morphogenesis during early human development.

Extracellular matrix ligands can be patterned onto polyacrylamide hydrogels to enable the culture of human embryonic stem cells in confined colonies on compliant substrates. This method can be combined with traction force microscopy and biochemical assays to examine the interplay between tissue geometry, cell-generated forces, and fate specification.

조직 수준 역학을 제어하기 위해 준수 기판에 인간 배아 줄기 세포 식민지의 기하학적 패터닝

Human embryonic stem cells demonstrate a unique ability to respond to morphogens in vitro by self-organizing patterns of cell fate specification that ...

Finite Element Modelling of a Cellular Electric Microenvironment

Clinical studies show electrical stimulation (ES) to be a potential therapy for the healing and regeneration of various tissues. Understanding the mechanisms of cell response when exposed to electrical fields can therefore guide the optimization of clinical applications. In vitro experiments aim to help uncover those, offering the advantage of wider input and output ranges that can be ethically and effectively assessed. However, the advancements in in vitro experiments are difficult to reproduce directly in clinical settings. Mainly, that is because the ES devices used in vitro differ significantly from the ones suitable for patient use, and the path from the electrodes to the targeted cells is different. Translating the in vitro results into in vivo procedures is therefore not straightforward. We emphasize that the cellular microenvironment's structure and physical properties play a determining role in the actual experimental testing conditions and suggest that measures of charge distribution can be used to bridge the gap between in vitro and in vivo. Considering this, we show how in silico finite element modelling (FEM) can be used to describe the cellular microenvironment and the changes generated by electric field (EF) exposure. We highlight how the EF couples with geometric structure to determine charge distribution. We then show the impact of time dependent inputs on charge movement. Finally, we demonstrate the relevance of our new in silico model methodology using two case studies: (i) in vitro fibrous Poly(3,4-ethylenedioxythiophene) poly(styrenesulfonate) (PEDOT-PSS) scaffolds and (ii) in vivo collagen in extracellular matrix (ECM).

This paper presents a strategy for building finite element models of fibrous conductive materials exposed to an electric field (EF). The models can be used to estimate the electrical input that cells seeded in such materials receive and assess the impact of changing the scaffold's constituent material properties, structure or orientation.