우리는 그림의 일부 돕는 호세 Burgert 감사합니다. 우리는 잉고 Selbach (및 그룹 &quot;Edelkrebsprojekt NRW&quot;) 실험 동물 연구실을 공급하기 위해 자신의 노력에 감사드립니다. 우리는 원고의 첫 번째 버전을 교정 안나 C. 슈나이더 감사합니다. 이 연구는 에미 뇌터 DFG 보조금 SM 206 / 3-1과 여성의 능력에 대한 쾰른 대학의 시작 기금에 의해 지원되었다.

이 절차는 해부 유럽 공동체위원회 (22)의 지령 ND 2010년 9월 (63분의 2,010 / EU)에 따른다. 1. 준비 <ol><li> 크기 ≥8 cm 남녀 가재, Pacifastacus의 leniusculus (다나)를 얻습니다. 동물은 매우 중요하고 복부와 복부 사지가 그대로 있는지 확인합니다. </li><li> 등딱지를 검사하는주의이 표피는 단단하고 견고한입니다. 사전 및 postmolt 동물 소프트 갑이 때문에 많은 매개 변수 변경 털갈이 과정에서 실험에 적합하지 않다 (예를 들면, 운동 활성의 감소). </li><li> , 해부하는 동안 사용되는 모든 도구 및 재료를 조립 달아 및 신경 코드의 desheathing 그림 2와 제공되는 보충 교재에 나와. </li></ol><img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig2highres.jpg" /> 그림 2 : <strong&gt; 재료 및 도구를 달아 및 신경 코드의 desheathing, 해부에 사용됩니다. (1) 얼음을 가득 큰 양동이; (2) 왕새우 식염수; (3) 염수 디스펜서; (4) 해부 현미경; (5) 해부 접시; (6) 강한 가위; (7) 집게 (8) 스프링 가위; 분명 실 가드 늘어서 (9) 페트리 접시; (10)의 고정 핀; (11) 감기 램프 소스. 2. 총 해부 <ol><li> 20 분 - 15 얼음에 동물을 마취. 이 방혈 단계와, 상기 표본이 절차 동안 가재 식염수로 세정 정기적해야 보낸 싱크대 랩 벤치 총 해부의 첫 번째 부분을 수행한다. </li><li> 동물의 복부 측면을 잡고 흉부 (그림 3-1)에 가까운 자신의 기지를 모두 발톱을 잘라 강력한 가위를 사용합니다. 왼쪽과 오른쪽 uropod (그림 3-2)를 제거합니다. </li><li> 검은 실 가드 늘어서 해부 접시에 동물의 복부 측면을 놓습니다. Eleva텔슨 (그림 4A)에서 복부를 아래에 얼음을 넣고 핀 테 두흉부. </li><li> 60 ml의 냉장 왕새우 식염수 ~와 식염수 디스펜서를 입력합니다. 발톱 개방 (그림 4B)를 통해 차가운 식염수로 가재를 관류. 과도한 염분은 uropods의 인하를 통해 오프 배출됩니다. 일어난 과다 출혈 동안 얼음으로 가재를 커버 </li><li> 단지 강한 가위 (도 5a)를 사용하여 동물의 눈 후부 절단 한 횡으로 동물을 참살. 그림 (b)에 나타낸 바와 같이 기본 관절 근처의 모든 걷고 다리를 제거합니다. </li><li> 두흉부의 나머지 부분에서 마지막 흉부 세그먼트와 복부를 분리합니다. 두 번째 도보 다리의 구멍에 가위의 끝을 삽입하고 반대편에 절단하여 두 번째 도보 다리의 레벨 (흉부 세그먼트 3)에서 첫 번째 컷을 확인합니다. (도 6A-1). </li><li> t을 통해 양측이 첫 번째 컷을 확장그는 (그림 6A-2) 두흉부. </li><li> 내부 장기의 일부 볼 수 있도록 열려있는 동물을 뒤집습니다. 시편의 앞쪽 부분에 눈에 띄는 소화선 (그림 6B-3)을 누르고 복강에서 생식 기관을 제거하기 위해 집게를 사용합니다. </li><li> 두흉부 (그림 6C)의 앞쪽 부분을 제거합니다. 나머지 흉부 (그림 6D-4)의 양면에, 아가미를 커버 등딱지의 측면 부분을 제거하는 측면 컷을 사용합니다. 아가미를 제거하고 차가운 식염수 표본을 씻어. </li><li> 그림 6E-5에 표시된대로 흉골 판의 전체 길이를 잘라 해부를 계속합니다. pleuron 및 swimmerets (그림 6E 빨간색 표시) 사이의 최대 수평 위치에서이 컷을 확인합니다. 같은 컷 반대편에 진행합니다. 차가운 식염수 표본을 씻어. </li><li> dissectio에서 나머지 해부을 수행N 현미경입니다. 검은 실 가드 늘어서하고 표본을 덮도록 왕새우 식염수로 채워진 해부 접시에 왕새우의 복부 복부 측면을 놓습니다. 참고 : 다음 단계 (2.12-4.8)는 오른 손잡이 실험자에 적용 방향 지시 사항이 포함되어 있습니다. 다음 단계 (2.12-6.8)에서는 차가운 생리 식염수, 등 간격으로 매 20-30 분 바닷가 식염수를 교체 건강한 신경 시스템을 유지하는 것이 중요하다. </li><li> 후방 텔슨에서와 전방 등딱지의 유적에서 곤충 핀 시편을 고정합니다. 왼쪽 텔슨 점과 테이블의 가장자리에 평행하도록 시험편을 놓는다. </li><li> 걷는 다리 구멍 (그림 7A)를 통해 잡아 표본을 엽니 다 (그림 7B 흰색 화살표)를 당겨 왼쪽 손에 거친 집게를 사용합니다. 그들의 복부 대형 2 배측 굴근 가닥 (도 7b-1, C-1)를 식별 및 컷도 7b에 도시 된 바와 같이 기초. </li><li> 지느러미 (심장)에서 내려 흉골 동맥 (그림 7C-2)를 식별하기 위해 복부, 4 번째 흉부 세그먼트에서. 이 복부 동맥을 형성, 신경 코드에서 프로젝트 전에이 동맥은 바로 신경 코드 (그림 7C-3) 위에 자리 잡고 있습니다. </li><li> 흉골 동맥을 가로로 쪼개다. 그림 7 (c)에서 알 수 있듯이, 가위 중 하나 블레이드를 사용하여, 먼저 동맥을 들어 올려 복부에 위치한 신경 코드가 표시되는 경우에만 잘라. </li><li> (오른쪽) 전방 지느러미 굴근을 수정합니다. 그들은 비전을 차단하지 않도록이 핀 최대 뻗어 위치에서 수행되어야하며, 시편 뻗어 상태를 유지합니다. 등쪽 근육 가닥 (그림 8-1을), 관련 신경과 최초의 복부 신경절, A1 및 A2를 고정 할 때 N1, N2, N3와 볼 (그림 8)입니다. </li><li> 사양을 잡고 왼쪽 손에 집게를 사용하여도보로 다리 중 하나 오프닝에서 imen. 다음 해부 전반에 걸쳐 단계 개방 시편을 유지하기 위해 부드럽게 잡아 당깁니다. </li><li> 신경 코드로부터 가장 먼 위치에 신경을 횡단면 N3. (그림 8-3). </li><li> 그림 8-4에서와 같이 복부 apodeme에 가까운 굴곡 근육을 잘라. 신경 코드 나 신경 N2 손상되지 않도록주의하십시오. </li><li> 단계 2.18 및 신경 N3 2.19와 A5에 남아있는 복부 신경절 A2의 굴근를 반복합니다. </li><li> 지난 복부 신경절에서, A6는 복부 apodeme에서 지느러미 굴근을 절감하고 시편은 그림 9와 같이 보일 것입니다. </li><li> A6 (그림 9-1)의 신경 흉골 플레이트 뒤쪽으로 절단하고 복부 부분 (그림 9-2)를 유지한다. 굴근 (그림 9-3)와 지느러미 부분을 폐기하십시오. 걷는 다리의 구멍을 통해 핀 전방 흉골 판을 수정,및 후방 A6에. </li></ol> 3. 미세 해부 <ol><li> 바로 입력 전방 부분과 테이블 &#39;가장자리쪽으로 후방 부분 현미경으로 시료를 놓습니다. </li><li> cephalothoracic sterna의 가장 앞쪽 부분을 제거하기 위해 그림 10A와 같이 집게를 사용합니다. 참고 : 흉부 신경과 관련된 신경이 부분적으로 다리 근육과 cephalothoracic sterna이 적용됩니다. cephalothoracic sterna 서로로부터 복부 신경 코드가있는 내측 캐비티로부터 보행 다리의 측 방향 위치 공동을 분리하는 골격을 형성한다. </li><li> 나머지 외골격도 10b에 표시된 구조 -1 B2 사이의 근육을 잘라. 잡아 복부 신경 코드 (그림 10C)의 앞쪽 끝을 들어 올려 집게를 사용합니다. 주 : 신경 선이 과정에서 손상 될 수 있으므로 NERV 발생을 방지전자 코드를 여러 번. </li><li> 신경 코드 (그림 10C-3)를 들어 올리고 옆으로 흉부 신경을 잘라. 피닝에 적합한 길이의이 신경을 유지합니다. 집게로웠다 신경의 체인의 압착 부분을 제거합니다 (그림 10C-4) T4 모든 조직 전방을 멀리 절단하여. </li><li> 왼쪽의 앞쪽 부분에 시편을 놓고 A1에 초점을 맞 춥니 다. 적당한 길이 (최대. 1cm)을 밖으로 달아위한에서 A1의 신경 N1과 N2를 잘라. </li><li> A2에 초점 신경 N1, N2,이 세그먼트의 N3 (그림 11)를 식별합니다. 복부 신경절 A2-A5의 신경 N1은 각 세그먼트 (그림 11A-1)에서 두 흉골 cuticular infoldings 사이에 거주하는 근육에 의해 보호됩니다. 후방 흉골 cuticular infolding 함께 한 컷을 확인합니다. 복부의 측면 가장자리에서 시작도 11a에 도시 된 바와 같이 중간 선을 향해 진행합니다. </li><li> 타겟 N1은 여전히​​ 코브이면조직과 빨간 근육 번들 가로 질러, 그림 11B (빨간색 화살표)에 표시하지만,이 때 앞쪽 흉골 cuticular infoldings 및 신경 N1 모두 (그림 11B-2). </li><li> 가능 (그림 11C-3)로 같은 말단 신경 N1을 잘라. 신경 N1 완전히 볼 수 있으며 전방 및 후방 분기 (그림 11C)에서 확인할 수 있습니다. </li><li> 반대측 신경 N1을 진행하고 먼저 신경절 (그림 11D)에 가까운 내측 시작, 후방 흉골 cuticular infolding을 따라 근육을 잘라. 신경이 여전히 조직이 적용되는 경우, 근육 번들 가로 질러, 이번에 전방 흉골 cuticular infoldings 및 신경 N1 모두가 비슷한 11B-2 그림. 같은 말단 가능한 신경 N1을 잘라. </li><li> 적당한 길이 (약. 0.5 cm) 핀 고정이 신경절의 신경 N2를 잘라. </li><li> 반복 A3-A5의 신경에 대한 3.7-3.11 단계를 반복합니다. </li><li> NER을 잘라같은 원심 가능 (그림 12A)와 같은 신경절 A6의 보이는 군. 이 신경절을 들어 올려 흉골 판에서 신경의 체인을 분리 시작 A6의 여러 신경 잡아 집게를 사용합니다. </li><li> 신경 코드를 해제하는 동안 그림 12B (흰색 화살표)에서 입증 된 바와 같이, 전방 방향으로 부드럽게 잡아 당깁니다. 개개의 신경이 해제됨에 따라, 신경 코드 (도 12C)의 측 복부에 부착 될 수 복부 동맥을 제거한다. 신경 코드가 완전히 격리 될 때까지이 (부드럽게) 컷 당겨 순서를 계속합니다. </li><li> 분명 실 가드 늘어서과 왕새우 식염수 (그림 12D) 가득 페트리 접시에 신경절의 절연 체인을 전송합니다. </li></ol> 4. 페트리 접시에 신경 코드 피닝 참고 : 신경 코드를 핀 (보충 참조) 스테인레스 스틸 와이어에서 잘라 작은 핀을 사용합니다. 집게로 끝나는에만 신경을 터치 squeez을하지 않습니다접속사 또는 신경 전자. <ol><li> 부드러운 스트레칭을 적용하는 동안, 직선 신경의 사슬을 핀입니다. </li><li> 위를 향 등의면 페트리 접시에 신경 코드 (그림 13, 검은 선)을 정렬합니다. 신경절의 복부 측면은 그 볼록 의해 식별 될 수있다; 몸 윗면은 평평하다. 측면에 흉부 신경을 핀입니다. 길이 방향 축을 따라 신경 코드를 스트레칭, A6의 신경을 계속합니다. </li><li> 신경 코드에 90 ° 각도로 A1의 신경을 핀입니다. </li><li> A2로 넘어 신경 코드 (도 1A)에 대하여 35~45 °의 각도로 신경 N2 핀. </li><li> . 그림 14에 설명 된대로 달아 전에 전방 및 후방 지점에 신경 N1을 분리 신경 N1의 후방 지점 집게 일쌍 전방으로 다른 손으로 집어 미세 집게 두 쌍을 사용합니다. 만 대부분의 선단부를 선택하는주의신경 가지들. 이제 조심스럽게 잡아 당겨서. </li><li> 신경 코드 (그림 1A)에 90 ° 각도로 신경 N1의 전방 지점을 핀입니다. 전방 N1 분기 및 신경 N2 사이에 신경 N1의 후방 지점을 핀입니다. </li><li> 신경 A3-A5의 신경의 단계 4.4-4.6를 반복합니다. 길이에 신경 코드 스트레치 그것뿐만 아니라 횡 방향 관념 동안. </li></ol> 5. 신경절을 Desheathing <ol><li> 실험자의 손은 항상 흔들림 방지하기 위해 안정적인 비행기에 쉬고하는 방식으로 준비를 놓습니다. desheath하기 위해서는 아래에서 신경절 신경 코드를 밝히는. </li><li> A5에 복부 신경절 A1에 초점을 맞 춥니 다. 신경절과 신경 N2 및 N3 (그림 15A 빨간색 화살표) 사이에 후부, 신경절 칼집을 통한 소정의 측면 컷을 만들기 위해 좋은 봄 가위를 사용합니다. </li><li> 매우 f를 사용하여 신경절 칼집을 선택도 15a-1에 나타낸 바와 같이 오프라인 집게와, 상기 시스 접속사 횡 방향으로 가로 질러 절단. 짜거나 가위로 신경 코드를 절단하지 않도록주의하십시오. </li><li> 아직도 잡고 집게가 신경절 (그림 15B-2, -3)의 측면 테두리를 따라 잘라 지속적으로 신경절 칼집을 해제합니다. 덮개를 제거합니다. 대안은 고정되어 있지만, 신경 코드가 압착되지 않는 그런 방법으로 접속사의 양측에 Pin. </li><li> 반복 A5 모든 복부 신경절 A1에 대한 5.2-5.4 단계를 반복합니다. </li><li> 흉부 신경절과 유사한 방식으로 신경절 A6를 Desheathe. 신경절에 A6 시작 전방을 desheathe 후방 방향으로 진행하기 위해. 신경절의 체인의 후단에 A6의 신경절 칼집을 핀입니다. </li></ol> 모터 뉴런 6. 세포 외 녹음 <ol><li> 내가 보여 세포 외 녹음에 사용되는 모든 도구 및 재료를 조립N 그림 16B와 보충 교재에 나와. 녹화 설정의 개요는도 16a에 도시된다. 앰프는 이전의 기록에 적어도 30 분 동안 워밍업 할 수 있도록,이 실험 (그림 16C)에 사용 된 모든 전자 기기를 시작합니다. 컴퓨터를 켜고 레코딩 소프트웨어를 시작합니다. </li><li> 현미경 테이블에 신경절의 체인을 놓고 아래에서 조명. 신경절 (도 17A 및 B) 상기 표적 신경과 가까운 위치에서 상기 기준 전극에 근접하지만, 실 가드 측에 기록 전극을 삽입한다. 기록 전극 (그림 17C) 주위 대상 신경을 구부리고. </li><li> 전극과 신경 사이의 접촉을 보장하고 측면 (F의 igure 17D)에 핀, 약간 신경을 스트레칭. 점토를 이용하여 현미경 테이블 전극 케이블을 고정하므로 원하는 위치에 유지. </li><li> 사용바셀린 (둥근 팁) 20 게이지 바늘로 채워진 주사기 (도 17E-3) 입욕 용액으로부터 표적 신경 차단. 우선, 기록 전극의 주위에 약간의 실 가드 바셀린을 한 덩어리. 결과는 기록 전극 (도 17E-4)의 근방을 덮는 실 가드 바셀린의 층이다. 바로이 계층에 공기 방울을 신경에 가볍게 두드 피하기 않도록주의하십시오. </li><li> 식염수 (도 17F)의 액면까지의 모든면에서 바세린 기록 전극 봉쇄. </li><li> 누구의 활동을 모니터링해야 모든 대상 신경에 대해이 절차를 반복합니다. </li><li> 녹음을 시작합니다. 연속적 또는 프리 갭 획득 모드 5 kHz의 샘플링 레이트를 사용한다. 다음 매개 변수에 세포 외 앰프를 설정하고, (신호 1,000 배를 증폭 수집 소프트웨어 설정이 증폭 매개 변수를 포함하는데주의를 기울여야) 1000 얻기2,000 Hz에서 (하이 컷) 300 헤르츠 (Hz 로우 컷)의 다 대역 통과 필터 범위. </li></ol>

<ol>
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Synaptic Neuropils.</a> J Comp Neurol. 234 (2), 182-191 (1985).</li><li>Skinner, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Structure+of+the+4th+Abdominal-Ganglion+of+the+Crayfish,+Procambarus-Clarki+(Girard)+I.+Tracts+in+the+Ganglionic+Core.">The Structure of the 4th Abdominal-Ganglion of the Crayfish, Procambarus-Clarki (Girard) I. Tracts in the Ganglionic Core.</a> J Comp Neurol. 234 (2), 168-181 (1985).</li><li>Mulloney, B., Tschuluun, N., Hall, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Architectonics+of+crayfish+ganglia.">Architectonics of crayfish ganglia.</a> Microsc Res Techniq. 60 (3), 253-265 (2003).</li><li>Braun, G., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cholinergic+modulation+of+the+swimmeret+motor+system+in+crayfish.">Cholinergic modulation of the swimmeret motor system in crayfish.</a> J Neurophys. 70 (6), 2391-2398 (1993).</li><li>Davis, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motoneuron+Morphology+and+Synaptic+Contacts+-+Determination+by+Intracellular+Dye+Injection.">Motoneuron Morphology and Synaptic Contacts - Determination by Intracellular Dye Injection.</a> Science. 168 (3937), 1358-1360 (1970).</li><li>Altman, J. S., Tyrer, N. M., Strausfeld, N. J., Miller, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Filling+Selected+Neurons+with+Cobalt+through+Cut+Axons.">Filling Selected Neurons with Cobalt through Cut Axons.</a> Neuroanatomical Techniques. , 373-402 (1980).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

<html> 가재의 해부학 및 복부 신경절 이전에 5, 18, ​​19, 20을 설명되었지만 그것은 중요한 신경의 절단을 방지하기 위해 절개 전에 급 숙지 권장된다. 그것은 고립 된 신경 코드의 저하를 방지하기 위해 23 ° C 이하의 온도에서 준비를 유지하는 것이 중요합니다. 이 용액을 차가운 입욕 가재 염수 매 20-30 분 여분으로 쉽게 달성 될 수있다. 이러한 상황에서 신경절 체인?...

왕새우 swimmerets는 자세 제어의 기능을 수행하고, 동물이 앞으로 수영 리듬 때 이길 자신의 굴 또는 암컷이 알 5, 6 탄산 가스를 환기 시키십시오. 신호 가재, Pacifastacus의 leniusculus의 swimmerets을, 다섯 번째 두 번째에서 쌍으로 발생 복부 (7)의 각 측면에 하나의 다리와 복부 세그먼트. 중추 신경계 손상은 동물뿐만 아니라 절연 신경 코드 준비 swimmeret 운동 자체를 구동 모터 두둑 리듬에 생성한다. 더 감각 피드백 또는 내림차순 입력되는 현재 존재하지 않는 경우 생성 된 리듬 모터 패턴은 허구 식 이동 (1, 2)라고한다. swimmeret 시스템에서는이 모터 패턴이 그대로 동물에서 측정 swimmerets의 활성에서 어떤 파라미터에서 다르지 않다. 각 swimmeret의 움직임의 위치는 하나의 C로 제한되는 미세 회로에 의해 구동hemiganglion 1 orresponding -. 3 각 저항기에서 다섯 식별 비 요동 치고의 interneurons를 포함하는 패턴 생성 커널이있다. 그들은 기능적 것을 특징으로 할 수 있습니다 동력 행정의 억제제 (IPS) 또는 Return 키 스트로크의 억제제 (IRS) 8. 자신의 교류 활동이 상호 억제 (9)에 의해 구동 오히려 이러한 IPS와 국세청의 interneurons는 내생 발진기 없습니다. 이들의 interneurons 직접 swimmeret 운동 뉴런을 억제하기 때문에, 상기 교류 PS-RS 운동은 열을 발생한다. 운동력은 그러나, 또한 다른 독립 미소의 코디 활성의 생성을 필요로하지 않지만. swimmeret 시스템에서 이러한 조정은 사지가 정확한 시간에 활성화되어 있도록 보장하는 조정 저항기에 의해 설정됩니다. 이 마이크로는 각 세그먼트 11 ~ 15 세 확인 된 신경 세포에 의해 만들어집니다. 이 프로토콜은 일 제공E는 처음 단계별 해부 가이드 신경절 (A6 T4에,도 1)의 체인을 분리. 우리는 고립 된 복부 신경 코드를 고정하고 각 신경절을 desheathe하는 방법을 보여줍니다. 이 격리 신경계 대비, swimmeret 운동을 담당하는 신경 세포 전기 생리 및 형태 학적 실험에 사용하기위한 준비가되어 있습니다. 이 프로토콜의 두번째 부분은 모터 swimmeret 패턴의 주요 특징을 설명한다. 이 세포 외로 레코드에 대한 단계별 가이드를 swimmeret 운동 뉴런의 활동을 포함한다. RS의 운동 신경의 축색 돌기 (axon)은 PS 모터 신경의 축색 돌기 (axon)가 같은 신경의 후방 지점을 통해 (그림 1) 프로젝트 동안, 신경 N1의 전방 지점을 통해 프로젝트 4. 따라서 그들의 활동은 차동 핀 전극이 지점에서 녹음 할 수 있습니다. <img alt="그림 1" fo:content-width="2in" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig1highres.jpg" width="200" /><br/&gt; 그림 1 : 복부 신경절 6 (A6)과 T4의 개략도에 흉부 신경절 4 (T4)에서 고립 신경계 :. 흉부 신경절 4; T5 : 흉부 신경절 5; A1, A2 ... A6 복부 신경절 1, 복부 신경절이 ... 복부 신경절 (6); N1 : 신경 N1; N2 : 신경 N2; N3 : 신경 N3; PS : 파워 스트로크; RS : 리턴 스트로크. 방향 약어 : A = 전방; P = 후방. 이 해부 절차 및 시연 전기 생리학 기술 학부 학생들을위한 편리하고 생리 학생 실용적인 교육 과정을 보완 할 수있다. 신경절 절연 체인 신경계 기능, 조정, 또는 swimmeret 미세 회로 (6)의 변조뿐 아니라 운동 (16) (17) 적응 행동의 신경 조절을 연구하기 위해 다수의 실험에 사용되었다. 가재 swimmeret 시스템은 이와 같이 방대한드립니다 흥미로운 교육 또는 t의모든 가재와 허구 모터 패턴의 세포 외 기록의 복부 신경 코드의 절개로 시작하는 기회를 비가.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="606">
	<tbody>
		<tr height="38">
			<td height="38" style="height:38px;width:131px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:131px;">Type</td>
			<td style="width:139px;">Company</td>
			<td style="width:103px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:103px;">Comments/&#160;&#160; Description</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">4-channel extracellular amplifier: MA 102&#160;</td>
			<td style="width:131px;">Amplifier</td>
			<td style="width:139px;">Elektroniklabor, Zoologie, Universit&#228;t zu K&#246;ln, Germany</td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="160">
			<td height="160" style="height:160px;width:131px;">air-table</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:139px;">Technical Manufacturing Corporation 
			(TMC) a unit of AMETEK Ultra Precision Technologies, Peabody, MA, USA</td>
			<td style="width:103px;">63-534</td>
			<td style="width:103px;">for intracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="80">
			<td height="80" style="height:80px;width:131px;">Axon Digidata 1440A</td>
			<td style="width:131px;">Digitizer</td>
			<td style="width:139px;">Axon Instruments, Molecular Devices Design, Union City, CA</td>
			<td style="width:103px;">DD1440A</td>
			<td style="width:103px;">digitizes recorded signals&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:131px;">big bucket&#160;</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">filled with ice</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">Clampex &#38; Clampfit</td>
			<td style="width:131px;">pClamp 10, recording and analysis software</td>
			<td style="width:139px;">Molecular Devices Design, Union City, CA</td>
			<td style="width:103px;">pClamps 10 Standard</td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">cold lamp source</td>
			<td style="width:131px;">with flexible light guide (fiber optic bundle)&#160;</td>
			<td style="width:139px;">Euromex microscopes holland, Arnhem, BD</td>
			<td style="width:103px;">LE.5211 &#38; LE.5235</td>
			<td style="width:103px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:131px;">computer and monitor</td>
			<td style="width:131px;">equipped with recording software</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:131px;">container and pipette for liquid waste&#160;</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
		</tr>
		<tr height="160">
			<td height="160" style="height:160px;width:131px;">crayfish saline&#160;</td>
			<td style="width:131px;">contains (in mM): 5.4 KCl, 2.6 MgCl2, 13.5 CaCl2, and 195 NaCl, buffered with 10mM Tris base and 4.7mM maleic acid; aerated for 3 hours. Adjust at pH of 7.4.&#160;</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">always keep at temperatures ~ 4&#176; C</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">dextran, Texas Red (3000MW, lysine fixable)</td>
			<td style="width:131px;">fluorescent dye, lysine fixable</td>
			<td style="width:139px;">Life Technologies GmbH, Darmstadt, Germany</td>
			<td style="width:103px;">D3328</td>
			<td style="width:103px;">for intracellular dyefill of neurons</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:131px;">differential pin electrodes</td>
			<td style="width:131px;">made from stainless steel &#632; 0.2 mm</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">dissection dish&#160;</td>
			<td style="width:131px;">(l x w x h) 15x7x5 cm; linned with black silicone</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">used in the gross disection</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:131px;">faraday cage</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:131px;">fixing pins</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for pinning the specimen</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">forceps (biology, Dumont #5)</td>
			<td style="width:131px;">Forceps: Biology, tip 0.05 x 0.02 mm, length 11cm, INOX</td>
			<td style="width:139px;">Fine Science Tools (FST), Germany</td>
			<td style="width:103px;">11252-20</td>
			<td style="width:103px;">fine forceps: used to pick nerves</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">forceps (biology, Dumont #55)</td>
			<td style="width:131px;">Forceps: Biology, tip 0.05 x 0.02 mm, length 11cm, INOX</td>
			<td style="width:139px;">Fine Science Tools (FST), Germany</td>
			<td style="width:103px;">11255-20</td>
			<td style="width:103px;">extra fine forceps: used for desheathing</td>
		</tr>
		<tr height="80">
			<td height="80" style="height:80px;width:131px;">forceps (electronic, Dumont #5)</td>
			<td style="width:131px;">Forceps: Standard, tip 0.1 x 0.06 mm, length 11cm, INOX</td>
			<td style="width:139px;">Fine Science Tools (FST), Germany</td>
			<td style="width:103px;">11251-20</td>
			<td style="width:103px;">coarse forceps:&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; used to grab specimen and pins</td>
		</tr>
		<tr height="120">
			<td height="120" style="height:120px;width:131px;">intracellular electrode</td>
			<td style="width:131px;">Borosilicate glass capillaries (outer/inner diameter: 1mm/0.5mm), with filament</td>
			<td style="width:139px;">Sutter Instruments, Novato, CA</td>
			<td style="width:103px;">BF100-50-10</td>
			<td style="width:103px;">for intracellular recording and dyefill of neurons</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">Leica S8 Apo StereoZoom</td>
			<td style="width:131px;">Dissection Microscope&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; Zoom 1x - 8x</td>
			<td style="width:139px;">Leica, Germany</td>
			<td style="width:103px;">10446298</td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:131px;">microscope table</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">mirror</td>
			<td style="width:131px;">to illuminate preparation from below</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:131px;">modeling clay</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">Olympus SZ61</td>
			<td style="width:131px;">Dissection Microscope&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; Zoom 0.67x - 4.5x</td>
			<td style="width:139px;">Olympus, Germany</td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for the dissection</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">petri dish&#160;</td>
			<td style="width:131px;">94 x 16 mm; lined with clear silicone</td>
			<td style="width:139px;">Greiner bio-one, Germany</td>
			<td style="width:103px;">633180</td>
			<td style="width:103px;">used to pin the isolated chain of ganglia</td>
		</tr>
		<tr height="80">
			<td height="80" style="height:80px;width:131px;">ring scissors</td>
			<td style="width:131px;">ThoughCut, cutting edge: sharp/blunt, straight: 13cm</td>
			<td style="width:139px;">Fine Science Tools (FST), Germany</td>
			<td style="width:103px;">14054-13</td>
			<td style="width:103px;">for gross dissection&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; (steps 2.1 - 2.11)</td>
		</tr>
		<tr height="100">
			<td height="100" style="height:100px;width:131px;">saline dispenser&#160; with a 16 gauge needle (outer &#632; 1.6mm) attached via a flexible tube.</td>
			<td style="width:131px;">Volume ~ 60ml,</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">used for exsanguination</td>
		</tr>
		<tr height="120">
			<td height="120" style="height:120px;width:131px;">spring scissors or alternative: Vannas spring scissors</td>
			<td style="width:131px;">cutting edge: 8 mm, tip diameter: 0.2mm, straight: 10cm or cutting edge 2.5 mm, tip diameter 0.075 mm, straight: 8cm</td>
			<td style="width:139px;">Fine Science Tools (FST), Germany</td>
			<td style="width:103px;">15024-10 or&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; 15000-08</td>
			<td style="width:103px;">for desheathing&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">stainless steel wire &#632; 0.125 mm&#160;</td>
			<td style="width:131px;">to cut pins of 4-7 mm length</td>
			<td style="width:139px;">Goodfellow GmbH, Bad Nauheim, Germany</td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for pinning of the nerve cord</td>
		</tr>
		<tr height="140">
			<td height="140" style="height:140px;width:131px;">student Vannas&#160; spring scissors or alternative:&#160; Moria Spring Scissors</td>
			<td style="width:131px;">cutting edge: 5mm, tip diameter: 0.35mm, straight: 9cm or cutting edge: 5mm, tip diameter 0,1 mm, straight: 8 cm</td>
			<td style="width:139px;">Fine Science Tools (FST), Germany</td>
			<td style="width:103px;">91500-09 or&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; 15396-00</td>
			<td style="width:103px;">for gross and fine disection&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; (steps 2.11 - 3.14)</td>
		</tr>
		<tr height="100">
			<td height="100" style="height:100px;width:131px;">sylgard</td>
			<td style="width:131px;">184 Silicone Elastomer Base and Curing Agent; for black sylgard add activated carbon</td>
			<td style="width:139px;">Dow Corning, Midland, MI, USA</td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
		</tr>
		<tr height="100">
			<td height="100" style="height:100px;width:131px;">syringe filled with petroleum jelly and equipped with a 20 gauche needle with rounded tip</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

the swimmeret system of crayfish: a practical guide for the dissection of the nerve cord and extracellular recordings of the motor pattern

여기에서 우리는 왕새우 복부 신경 코드의 해부를 보여줍니다. 제제는 지난 흉부 신경절 (T4, T5) 및 복부 신경절 쇄 (A1 내지 A6)을 포함한다. swimmeret 시스템 : 신경절이 체인 pleopods (swimmerets)의 운동을 구동 코디 중추 신경계 (CNS)의 일부를 포함한다. 그것은 가재의 각 swimmeret이 리듬 교류 활동 1-3를 생성 독자적 패턴 생성 커널에 의해 구동되는 다섯 년 이상으로 알려져있다. 운동 뉴런 swimmeret 각 근육의 해부학 적 및 기능적으로 구별되는 4 개의 집단에 분포를 포함한다. 하나는 swimmeret의 후퇴 (전원 뇌졸중, PS)에 대한 책임이 있습니다. 다른 하나는 swimmeret의 길게 끌기 (귀국일 스트로크, RS)를 구동한다. swimmeret 시스템의 운동 뉴런은 생체 내에서 자연적으로 기록 된 패턴과 동일하다 허구 모터 패턴을 생성 할 수있다 </EM&gt; 1. 이 보고서의 목적은 리듬을 생성하는 네트워크와 학생들의 실제적인 실험 과정에 대한 독립적 인 초소형의 조정을 공부 재미 있고 편리한 모델 시스템을 소개하는 것입니다. 제공하는 프로토콜은 신경의 절연 체인의 달아 신경을 desheathing와 격리 신경 시스템에서 세포 외로 swimmerets 허구 모터 패턴을 기록, 왕새우의 복부 신경 코드의 해부에 대한 단계별 지침이 포함되어 있습니다. 또한, 우리는 수상 돌기에서 세포 내 기록 swimmeret 신경 세포의 활동을 모니터 할 수 있습니다. 여기에서 우리는 간단히 이러한 기술을 설명하고 몇 가지 예를 제공합니다. 또한, swimmeret 뉴런의 형태는 다양한 염색 기술을 사용하여 평가할 수있다. 여기에서 우리는 염료 가득 뉴런과 swimmeret 운동 신경의 풀 backfills (이온 토 포레 시스에 의해) 세포의 예를 제공합니다. 우리가 실험실에서우리는 세포 수준에서 미세 회로 사이의 허구 운동, 중추 신경계의 활동에 대한 감각 피드백의 효과 및 조정의 기본 기능을 연구하기 위해이 준비를 사용합니다.

RS 및 PS 번 신경절의 운동 신경 세포에서 동시 녹화,이 운동 신경 풀 교류 활성은, 허구 식 이동 패턴을 나타내는 (도 18)를 모니터링 할 수있다. <img alt="그림 18" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig18highres.jpg" /> 그림 18 : 하나의 신경절 및 차등 핀 전극의 배치의 개략도 세포 외 RS 모터 뉴런의 기록 (상단 트레이스) 및 PS 모터 뉴런 (낮은 추적).....

Watch this Scientific Journal Video about The Swimmeret System of Crayfish: A Practical Guide for the Dissection of the Nerve Cord and Extracellular Recordings of the Motor Pattern at JoVE.com

The Swimmeret System of Crayfish: A Practical Guide for the Dissection of the Nerve Cord and Extracellular Recordings of the Motor Pattern

Here we describe the dissection of the crayfish abdominal nerve cord. We also demonstrate an electrophysiological technique to record fictive locomotion from swimmeret motor neurons.

왕새우의 Swimmeret 시스템 : 신경 코드 및 모터 패턴의 세포 외 녹음의 해부를위한 실무 가이드

Here we demonstrate the dissection of the crayfish abdominal nerve cord. The preparation comprises the last two thoracic ganglia (T4, T5) and the chain of ...

the-swimmeret-system-crayfish-practical-guide-for-dissection-nerve

Research

JoVE Journal

Neuroscience

11.9K 조회수.  University of Cologne. Here we describe the dissection of the crayfish abdominal nerve cord. We also demonstrate an electrophysiological technique to record fictive locomotion from swimmeret motor neurons. 

비디오: The Swimmeret System of Crayfish: A Practical Guide for the Dissection of the Nerve Cord and Extracellular Recordings of the Motor Pattern

Multielectrode Array Recordings of the Vomeronasal Epithelium

Understanding neural circuits requires methods to record from many neurons simultaneously. For in vitro studies, one currently available technology is planar multielectrode array (MEA) recording. Here we document the use of MEAs to study the mouse vomeronasal organ (VNO), which plays an essential role in the detection of pheromones and social cues via a diverse population of sensory neurons expressing hundreds of types of receptors. Combining MEA recording with a robotic liquid handler to deliver chemical stimuli, the sensory responses of a large and diverse population of neurons can be recorded. The preparation allows us to remove the intact neuroepithelium of the VNO from the mouse and stimulate with a battery of chemicals or potential ligands while monitoring the electrical activity of the neurons for several hours. Therefore, this technique serves as a useful method for assessing ligand activity as well as exploring the properties of receptor neurons. We present the techniques needed to prepare the vomeronasal epithelium, MEA recording, and chemical stimulation.

Multielectrode array (MEA) recordings provide a method for studying the electrical activity of large populations of neurons. Here, we present the details of a MEA preparation to record from the mouse vomeronasal epithelium while simultaneously stimulating the tissue.

Vomeronasal 상피의 Multielectrode 배열 레코딩

Understanding neural circuits requires methods to record from many neurons simultaneously. For in vitro studies, one currently available technology is ...

연구

신경과학

Physiological Recordings of High and Low Output NMJs on the Crayfish Leg Extensor Muscle

We explain in detail how to expose and conduct electrophysiological recordings of synaptic responses for high (phasic) and low (tonic) output motor neurons innervating the extensor muscle in the walking leg of a crayfish. Distinct differences are present in the physiology and morphology of the phasic and tonic nerve terminals. The tonic axon contains many more mitochondria, enabling it to take a vital stain more intensely than the phasic axon. The tonic terminals have varicosities, and the phasic terminal is filiform. The tonic terminals are low in synaptic efficacy but show dramatic facilitated responses. In contrast, the phasic terminals are high in quantal efficacy but show synaptic depression with high frequency stimulation. The quantal output is measured with a focal macropatch electrode placed directly over the visualized nerve terminals. Both phasic and tonic terminals innervate the same muscle fibers, which suggests that inherent differences in the neurons, rather than differential retrograde feedback from the muscle, account for the morphological and physiological differentiation.

This article demonstrates how to conduct electrophysiological recordings of synaptic responses on the extensor muscle in the walking leg of a crayfish and how the nerve terminals are visualized to show the gross morphological differences of high- and low-output nerve terminals.

크레이 레그 신근 근육에 높은 및 낮은 출력 NMJs의 생리 레코딩

We explain in detail how to expose and conduct electrophysiological recordings of synaptic responses for high (phasic) and low (tonic) output motor ...

Spinal Cord Electrophysiology II: Extracellular Suction Electrode Fabrication

Development of neural circuitries and locomotion can be studied using neonatal rodent spinal cord central pattern generator (CPG) behavior. We demonstrate a method to fabricate suction electrodes that are used to examine CPG activity, or fictive locomotion, in dissected rodent spinal cords. The rodent spinal cords are placed in artificial cerebrospinal fluid and the ventral roots are drawn into the suction electrode. The electrode is constructed by modifying a commercially available suction electrode. A heavier silver wire is used instead of the standard wire given by the commercially available electrode. The glass tip on the commercial electrode is replaced with a plastic tip for increased durability. We prepare hand drawn electrodes and electrodes made from specific sizes of tubing, allowing consistency and reproducibility. Data is collected using an amplifier and neurogram acquisition software. Recordings are performed on an air table within a Faraday cage to prevent mechanical and electrical interference, respectively.

A demonstration of the fabrication and use of an extracellular suction electrode used to measure electrophysiological recordings of neonatal rodent spinal cords in vitro

척수 전기 생리학 II : 세포 흡입 전극 제작

Development of neural circuitries and locomotion can be studied using neonatal rodent spinal cord central pattern generator (CPG) behavior. We demonstrate ...

Whole Mount Preparation of the Adult Drosophila Ventral Nerve Cord for Giant Fiber Dye Injection

To analyze the axonal and dendritic morphology of neurons, it is essential to obtain accurate labeling of neuronal structures. Preparing well labeled samples with little to no tissue damage enables us to analyze cell morphology and to compare individual samples to each other, hence allowing the identification of mutant anomalies.
In the demonstrated dissection method the nervous system remains mostly inside the adult fly. Through a dorsal incision, the abdomen and thorax are opened and most of the internal organs are removed. Only the dorsal side of the ventral nerve cord (VNC) and the cervical connective 
(CvC) containing the big axons of the giant fibers (GFs)1 are exposed, while the brain containing the GF cell body and dendrites remains2 in the 
intact head. In this preparation most nerves of the VNC should remain attached to their muscles. 
Following the dissection, the intracellular filling of the giant fiber (GF) with a fluorescent dye is demonstrated. In the CvC the GF axons are located at the dorsal surface and thus can be easily visualized under a microscope with differential interference contrast (DIC) optics. This allows the injection of the GF axons with dye at this site to label the entire GF including the axons and their terminals in the VNC. This method results in reliable and strong staining of the GFs allowing the neurons to be imaged immediately after filling with an epifluorescent microscope. Alternatively, the fluorescent signal can be enhanced using standard immunohistochemistry procedures3 suitable for high resolution confocal microscopy.

Whole Mount Preparation of the Adult Drosophila Ventral Nerve Cord for Giant Fiber Dye Injection

An in vivo dissection of the adult Drosophila ventral nerve cord (VNC) is demonstrated. This particular dissection method causes little damage to the VNC allowing the subsequent labeling of the giant fiber neurons with fluorescent dye for high resolution imaging.

성인 전체 마운트 준비 Drosophila</em장 섬유 염료 주입을위한> 복부 신경 코드

To analyze the axonal and dendritic morphology of neurons, it is essential to obtain accurate labeling of neuronal structures. Preparing well labeled ...

Tissue Preparation and Immunostaining of Mouse Sensory Nerve Fibers Innervating Skin and Limb Bones

Detection and primary processing of physical, chemical and thermal sensory stimuli by peripheral sensory nerve fibers is key to sensory perception in animals and humans. These peripheral sensory nerve fibers express a plethora of receptors and ion channel proteins which detect and initiate specific sensory stimuli. Methods are available to characterize the electrical properties of peripheral sensory nerve fibers innervating the skin, which can also be utilized to identify the functional expression of specific ion channel proteins in these fibers. However, similar electrophysiological methods are not available (and are also difficult to develop) for the detection of the functional expression of receptors and ion channel proteins in peripheral sensory nerve fibers innervating other visceral organs, including the most challenging tissues such as bone. Moreover, such electrophysiological methods cannot be utilized to determine the expression of non-excitable proteins in peripheral sensory nerve fibers. Therefore, immunostaining of peripheral/visceral tissue samples for sensory nerve fivers provides the best possible way to determine the expression of specific proteins of interest in these nerve fibers. So far, most of the protein expression studies in sensory neurons have utilized immunostaining procedures in sensory ganglia, where the information is limited to the expression of specific proteins in the cell body of specific types or subsets of sensory neurons. Here we report detailed methods/protocols for the preparation of peripheral/visceral tissue samples for immunostaining of peripheral sensory nerve fibers. We specifically detail methods for the preparation of skin or plantar punch biopsy and bone (femur) sections from mice for immunostaining of peripheral sensory nerve fibers. These methods are not only key to the qualitative determination of protein expression in peripheral sensory neurons, but also provide a quantitative assay method for determining changes in protein expression levels in specific types or subsets of sensory fibers, as well as for determining the morphological and/or anatomical changes in the number and density of sensory fibers during various pathological states. Further, these methods are not confined to the staining of only sensory nerve fibers, but can also be used for staining any types of nerve fibers in the skin, bones and other visceral tissue.

Immunocytochemical identification of peripheral sensory nerve fiber subtypes (and detection of protein expression therein) are key to the understanding of molecular mechanisms underlying peripheral sensation. Here we describe methods for preparation of peripheral/visceral tissue samples, such as skin and limb bones, for specific immunostaining of peripheral sensory nerve fibers.

피부와 사지 본즈 Innervating 마우스 감각 신경 섬유의 조직 준비 및 Immunostaining

Detection and primary processing of physical, chemical and thermal sensory stimuli by peripheral sensory nerve fibers is key to sensory perception in ...

A Simple One-step Dissection Protocol for Whole-mount Preparation of Adult Drosophila Brains

There is an increasing interest in using Drosophila to model human brain degenerative diseases, map neuronal circuitries in adult brains, and study the molecular and cellular basis of higher brain functions. A whole-mount preparation of adult brains with well-preserved morphology is critical for such whole brain-based studies, but can be technically challenging and time-consuming. This protocol describes an easy-to-learn, one-step dissection approach of an adult fly head in less than 10 s, while keeping the intact brain attached to the rest of the body to facilitate subsequent processing steps. The procedure helps remove most of the eye and tracheal tissues normally associated with the brain that can interfere with the later imaging step, and also places less demand on the quality of the dissecting forceps. Additionally, we describe a simple method that allows convenient flipping of the mounted brain samples on a coverslip, which is important for imaging both sides of the brains with similar signal intensity and quality. As an example of the protocol, we present an analysis of dopaminergic (DA) neurons in adult brains of WT (w1118) flies. The high efficacy of the dissection method makes it particularly useful for large-scale adult brain-based studies in Drosophila.

A Simple One-step Dissection Protocol for Whole-mount Preparation of Adult Drosophila Brains

The adult Drosophila brain is a valuable system for studying neuronal circuitry, higher brain functions, and complex disorders. An efficient method to dissect whole brain tissue from the small fly head will facilitate brain-based studies. Here we describe a simple, one-step dissection protocol of adult brains with well-preserved morphology.

간단한 한 단계 성인의 전체 마운트 준비에 대한 해부 프로토콜<em&gt; 초파리</em&gt; 두뇌

There is an increasing interest in using Drosophila to model human brain degenerative diseases, map neuronal circuitries in adult brains, and study the ...

Visualization of the Axonal Projection Pattern of Embryonic Motor Neurons in Drosophila

The establishment of functional neuromuscular circuits relies on precise connections between developing motor axons and target muscles. Motor neurons extend growth cones to navigate along specific pathways by responding to a large number of axon guidance cues that emanate from the surrounding extracellular environment. Growth cone target recognition also plays a critical role in neuromuscular specificity. This work presents a standard immunohistochemistry protocol to visualize motor neuron projections of late stage-16 Drosophila melanogaster embryos. This protocol includes a few key steps, including a genotyping procedure, to sort the desired mutant embryos; an immunostaining procedure, to tag embryos with fasciclin II (FasII) antibody; and a dissection procedure, to generate filleted preparations from fixed embryos. Motor axon projections and muscle patterns in the periphery are much better visualized in flat preparations of filleted embryos than in whole-mount embryos. Therefore, the filleted preparation of fixed embryos stained with FasII antibody provides a powerful tool to characterize the genes required for motor axon pathfinding and target recognition, and it can also be applied to both loss-of-function and gain-of-function genetic screens.

Visualization of the Axonal Projection Pattern of Embryonic Motor Neurons in Drosophila

This work details a standard immunohistochemistry method to visualize motor neuron projections of late stage-16 Drosophila melanogaster embryos. The filleted preparation of fixed embryos stained with FasII antibody provides a powerful tool to characterize the genes required for motor axon pathfinding and target recognition during neural development.

배아 운동 뉴런의 Axonal 투영 패턴의 시각화<em&gt; Drosophila</em

The establishment of functional neuromuscular circuits relies on precise connections between developing motor axons and target muscles. Motor neurons ...

Recording Synaptic Plasticity in Acute Hippocampal Slices Maintained in a Small-volume Recycling-, Perfusion-, and Submersion-type Chamber System

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful analysis of synaptic transmission modulation when performing field potential or intracellular recordings. This manuscript describes methodological aspects that might be helpful in improving experimental conditions for the maintenance of acute brain slices and for recording field excitatory postsynaptic potentials in a commercially available submersion chamber with an outflow-carbogenation unit. The outflow-carbogenation helps to stabilize the oxygen level in experiments that rely on the recycling of a small buffer reservoir to enhance the cost-efficiency of drug experiments. In addition, the manuscript presents representative experiments that examine the effects of different carbogenation modes and stimulation paradigms on the activity-dependent synaptic plasticity of synaptic transmission.

This protocol describes the stabilization of the oxygen level in a small volume of recycled buffer and methodological aspects of recording activity-dependent synaptic plasticity in submerged acute hippocampal slices.

급성 Hippocampal 조각에 작은 볼륨 재활용-, 관류-침수 형 챔버 시스템 유지에 시 냅 스가 소성을 기록

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful ...

In Vivo Single-Molecule Tracking at the Drosophila Presynaptic Motor Nerve Terminal

An increasing number of super-resolution microscopy techniques are helping to uncover the mechanisms that govern the nanoscale cellular world. Single-molecule imaging is gaining momentum as it provides exceptional access to the visualization of individual molecules in living cells. Here, we describe a technique that we developed to perform single-particle tracking photo-activated localization microscopy (sptPALM) in Drosophila larvae. Synaptic communication relies on key presynaptic proteins that act by docking, priming, and promoting the fusion of neurotransmitter-containing vesicles with the plasma membrane. A range of protein-protein and protein-lipid interactions tightly regulates these processes and the presynaptic proteins therefore exhibit changes in mobility associated with each of these key events. Investigating how mobility of these proteins correlates with their physiological function in an intact live animal is essential to understanding their precise mechanism of action. Extracting protein mobility with high resolution in vivo requires overcoming limitations such as optical transparency, accessibility, and penetration depth. We describe how photoconvertible fluorescent proteins tagged to the presynaptic protein Syntaxin-1A can be visualized via slight oblique illumination and tracked at the motor nerve terminal or along the motor neuron axon of the third instar Drosophila larva.

In Vivo Single-Molecule Tracking at the Drosophila Presynaptic Motor Nerve Terminal

Here we illustrate how single molecule photo-activated localization microscopy can be carried out on the motor nerve terminal of a live Drosophila melanogaster third instar larva.

Vivo에서 단일 분자 초파리 연 접 모터 신경 맨끝에 추적

An increasing number of super-resolution microscopy techniques are helping to uncover the mechanisms that govern the nanoscale cellular world. ...

Where You Cut Matters: A Dissection and Analysis Guide for the Spatial Orientation of the Mouse Retina from Ocular Landmarks

Accurately and reliably identifying spatial orientation of the isolated mouse retina is important for many studies in visual neuroscience, including the analysis of density and size gradients of retinal cell types, the direction tuning of direction-selective ganglion cells, and the examination of topographic degeneration patterns in some retinal diseases. However, there are many different ocular dissection methods reported in the literature that are used to identify and label retinal orientation in the mouse retina. While the method of orientation used in such studies is often overlooked, not reporting how retinal orientation is determined can cause discrepancies in the literature and confusion when attempting to compare data between studies. Superficial ocular landmarks such as corneal burns are commonly used but have recently been shown to be less reliable than deeper landmarks such as the rectus muscles, the choroid fissure, or the s-opsin gradient. Here, we provide a comprehensive guide for the use of deep ocular landmarks to accurately dissect and document the spatial orientation of an isolated mouse retina. We have also compared the effectiveness of two s-opsin antibodies and included a protocol for s-opsin immunohistochemistry. Because orientation of the retina according to the s-opsin gradient requires retinal reconstruction with Retistruct software and rotation with custom code, we have presented the important steps required to use both of these programs. Overall, the goal of this protocol is to deliver a reliable and repeatable set of methods for accurate retinal orientation that is adaptable to most experimental protocols. An overarching goal of this work is to standardize retinal orientation methods for future studies.

This protocol provides a comprehensive dissection and analysis guide for the use of deep ocular landmarks, s-opsin immunohistochemistry, Retistruct, and custom code to accurately and reliably orient the isolated mouse retina in anatomical space.

어디 당신이 문제: 한 해 부 자르고 눈 랜드마크에서 마우스 망막의 공간적 방향에 대 한 분석 가이드

Accurately and reliably identifying spatial orientation of the isolated mouse retina is important for many studies in visual neuroscience, including the ...