이 작품은 신경 질환의 국립 연구소에 의해 지원과 뇌졸중 알츠하이머 병 연구 투자 노화 (CMT에) NS081333, 알츠하이머 협회 보조금 NIRG-10-171721과 (어에) 정신 건강 보조금 MH096702의 국립 연구소 및 국립 연구소를 부여했다 (YYJ과 JB에) 컬럼비아 대학 파일럿 부여 AG008702에서 센터.

참고 : 모든 동물 실험의 경우, 기관 및 관리 및 실험 동물의 사용을위한 국가 가이드 라인을 따라야했다. 1. 외과 수술 도구 및 솔루션을 준비 <ol><li> 모든 스테인레스 스틸 수술 도구를 압력솥. </li><li> 멸균 분자량 그레이드 탈 증류수 200 증명 무수 에탄올을 희석하여 70 % 에탄올을 준비한다. </li><li> 해밀턴 주사기에 29 G 바늘을 연결합니다. 1 분 동안 반복 그리기 및 배출 nanopure 물에 의해 해밀턴 주사기와 바늘의 내부를 청소합니다. 70 % 에탄올로이 절차를 반복합니다. <ol><li> 해밀턴 주사기의 플런저와 바늘을 제거합니다. 공기는 층류 후드 O / N에서 부분 건조. </li><li> 사용 전에 30 분 동안 자외선 바늘과 주사기를 조사. </li></ol></li><li> 0.9 %의 체적 농도로 최종 중량에 대한 분자 수준의 물에 용해하여 염화나트륨 식염수 용액을 준비한다. Sterili0.2 ㎛의 기공 필터를 통해 여과하여 용액을 ZE. </li></ol> 2. 올리고머 Aβ 1-42 준비 <ol><li> 빠 &#39;등 13 책에서 설명한대로 Monomerize과 정확히 5 mm로 DMSO에 재조합 인간 Aβ 1-42을 재현 탁. </li><li> 수술 전 하루에 100 μm의 멸균 (1X) PBS로 5 mM의 Aβ 1-42 희석. </li><li> 분쇄가 잘 솔루션을 섞는다. </li><li> 4C에서 12 시간 동안 Aβ 1-42 솔루션을 품어. 참고 : 이러한 PBS에 DMSO를 희석 또는 스크램블로 제어 솔루션 / Aβ ​​1-42 펩타이드는 Aβ 1-42와 같은 방법으로 준비되어야한다 역. </li></ol> 사출 좌표를 결정 (3) <ol><li> 정확한 전후방 (AP), 중간 - 측면 (ML)를 결정하기 위해 성인 마우스 뇌 아틀라스를 사용하고 지느러미 - 복부 (DV)는 관심 (14)의 뇌 영역 좌표. 아니테 : 우리는 브레 그마에서 다음 좌표를 대상으로 해마의 치아 이랑을 고른 기술 설명하기 : AP를, -2.00 mm; ML은 1.3 mm의 ±; DV, -2.2 mm이다. AP 값을 선행 음의 부호는 브레 그마의 2.00 mm의 후방을 나타냅니다. ML 값을 선행 ± 기호 중앙에서 왼쪽과 오른쪽 방향을 나타냅니다. 마지막으로, DV 앞에 음의 부호는 뇌의 표면으로부터 복부 이동 나타낸다. </li></ol> 4. 정위 프레임 설정 <ol><li> 수술 얼굴 마스크, 깨끗한 실험실 코트, 멸균 수술 장갑을 착용 할 것. </li><li> 정위 악기와 70 % 에탄올로 마우스 어댑터를 닦습니다. </li><li> 카운터에 무균 수술 드레이프를 놓습니다. </li><li> 무균 수술 드레이프의 상단에 마우스 어댑터 정위기구를 놓습니다. </li><li> 70 % 에탄올로 마우스 가열 패드를 닦습니다. 정위 프레임 침대 위에 가열 패드를 놓습니다. 범용 LABORA를 사용하여마우스 어댑터 침대 위에 가열 패드 아래 테이프에 토리 라벨 테이프. <ol><li> 제조업체의 지시에 따라 온수 순환기 펌프에 전기 패드를 부착합니다. </li><li> 따뜻한 물 순환기 펌프의 전원을 켜고 37 ° C의 온도를 설정하고,이 온도에 도달 할 때까지 기다립니다. </li></ol></li><li> 제조업체의 지시에 따라 전동 수직 주입 축에 그것을 돌려서 정위 프레임에 29 G 바늘 50 μL 해밀턴 주사기를 부착합니다. </li><li> 비드 살균기를 켜고는 제조업체의 설정 온도에 도달 할 때까지 기다립니다. 참고 :이이 동물 사이에 스테인레스 스틸기구를 살균하는 데 사용됩니다. 이 악기를 살균 구슬과의 접촉 20 초 걸립니다. </li><li> 핫 플레이트의 전원을 켜고 42 ° C로 설정하고 꼭대기 깨끗한 빈 새장을 배치합니다. </li><li> 해밀턴 주사기를 고정대에 고정시킨 상태에서, 상기 전동 정위의 I를 사용njector Aβ 1-42 솔루션을 그립니다. 참고 : 주사기로 솔루션의 4 개 이상의 μL를 그려 후 주입 볼륨을 설정합니다 정위 인젝터를 사용합니다. 제조업체의 지시에 따라 인젝터를 작동. </li></ol> 5. 동물 준비 <ol><li> 규모의 무게를 이용하여 마우스의 무게를 결정합니다. </li><li> 복강 (IP)을 주입하여 100 ㎎ / ㎏ 케타민 10 ㎎ / ㎏ 자일 라진에서 케타민 / 자일 라진 칵테일 마우스를 마취. 발가락 핀치 반사의 손실에 의해 마취의 깊이를 모니터링합니다. </li><li> 마우스가 진정 된 후 머리 깎기을하고 두개골을 통해 피부를 노출 머리를 면도. </li><li> 정위 침대 위에 가열 패드 위에 마우스를 놓습니다. </li><li> 치아 가드 내부의 앞니의 치아를 입을 열고 배치 할 주걱을 사용합니다. 마우스의 얼굴에 코 부분을 고정합니다. 부드럽게 너무 꽉을 단속. </li><li> 포지머리를 보호하는 청각 (外耳道)에 양자 귀 크로스바를 기. 이 두개골을 돌 때까지 각 크로스바를 이동 한 다음 그것을 고정 나사를 켭니다. <ol><li> 머리가 부드럽게 머리를 아래로 밀어 검지 손가락을 사용하여 고정되어 있는지 확인하십시오. 머리가 제대로 고정되어 있다면 그것은 포기하지 않거나 누르면 이동합니다. </li></ol></li><li> 촉촉한 그들을 유지하는 눈 아이 크림 또는 점안제의 드롭을 적용한다. 눈 수술을 통해 습기가 있는지 확인합니다. </li><li> 수술 부위는 70 % 에탄올이어서 두개골 위에 피부에 betadine 용액을 적용 멸균 면봉을 사용하여 소독. 교류 betadine 2 회 이상 세정 70 % 에탄올을 수행한다. </li></ol> 6. 수술 및 주입 <ol><li> 두피의 중간 선에 2-3mm 절개를 만들기 위해 메스를 사용하고 두개골, 랜드 마크의 시상 봉합, 브레 그마 및 람다을 노출 1.0-1.5 cm에 절개 라인을 확장하는 직선 미세 가위를 사용정위 좌표에 기반들. 떨어져 피부를 유지하기 위해 마이크로 클램프를 사용합니다. 참고 : 브레 그마 및 람다 위치는 마우스 뇌지도 책 &quot;정위 좌표에서 마우스 뇌&quot;(14)에 설명되어 있습니다. </li><li> , 면봉을 가지고 멸균 식염수에 담가하고 두개골을 청소하는 데 사용합니다. 그런 다음, 두개골을 건조 깨끗하고 마른 면봉을 사용합니다. </li><li> 브레 그마에 점을 표시하기 위해 멸균 고급 볼펜을 사용합니다. 바늘의 끝이 바로 브레 그마의 점에 닿을 수 있도록 해밀턴 주사기의 위치를​​ 정위 미세 조작기를 사용합니다. <ol><li> DV 좌표를 기록합니다. </li><li> 두개골의 AP 축이 레벨이 바늘의 끝이 람다 지점을 터치 있도록 후방 해밀턴 주사기를 이동할 수 있는지 확인합니다. </li><li> DV 위치를 기록합니다. 0.5 mm 내에있는 DV는 브레 그마 및 람다 좌표를 확인하십시오. 주 : 목표는 브레 그마 및 람다 간의 DV 차이를 최소화하는 것이다. </li></ol></li><li> M을 사용하여icromanipulator는 브레 그마 점에 다시 해밀턴 주사기 바늘 끝을 반환합니다. </li><li> 시작 AP의 위치를​​ 기록합니다. </li><li> 좌표 시작 AP로부터 2.00 mm를 감산하여 끝 AP의 위치를​​ 계산한다. </li><li> 좌표 최종 AP에 해밀턴 주사기 바늘의 위치를​​ 변경하기 위해 미세 조작기를 사용합니다. </li><li> 현재 ML 좌표를 기록합니다. </li><li> 왼쪽 계산과 오른쪽 ML을 종료하면 추가 또는 좌표 ML 시작에서 1.3 mm를 차감하여 조정한다. </li><li> 끝 ML 좌표 중 하나에 해밀턴 주사기 바늘을 이동하는 미세 조작기를 사용합니다. <ol><li> 모두 종료 ML 좌표에 두개골의 표면에 바늘 끝을 터치 DV 좌표를 기록하고 값이 0.5 mm 내에 있는지 확인하십시오. 주 : 목표 ML 좌표 끝 둘 사이 DV 차이를 최소화하는 것이다. </li><li> 결말에 두개골이 지남에 0.5 cm의 바늘을 끌어 조정한다. 일에 점을 표시하기 위해 멸균 고급 볼펜을 가지고두개골의 전자 표면. 두개골의 반대쪽에 대해이 단계를 반복합니다. </li></ol></li><li> 방법 중 명확한 해밀턴 주사기를 스윙. </li><li> 드릴 0.8 mm의 드릴 헤드를 연결합니다. 두 손으로 드릴을 가지고 안정성을 위해 테이블​​의 표면에 팔꿈치를 설정하고 왼쪽 또는 오른쪽 ML 하나가 좌표에 샤피 점보다 약간 드릴 헤드를 배치합니다. 두개골에 구멍을 소개하는 두개골 표면에 드릴 팁을 내려 드릴을 활성화합니다. 반대편에 대해이 단계를 반복합니다. 참고 : 일부 출혈은 새로 도입 된 구멍에서 발생할 수 있습니다. 다음이 출혈이있는 경우 피를 가볍게 두 드리 깨끗한 마른 면봉을 사용합니다. </li><li> 새로 도입 된 ML 구멍 중 하나를 통해 다시 위치로 해밀턴 주사기를 이동합니다. 바로 두개골을지나 해밀턴 바늘을 낮 춥니 다. 이 시점에서 뇌에 구멍을하지 않도록주의. 확인하려면 바늘 쉬르 두개골이 당신의 검지 손가락을 부드럽게 만들기 위해 두개골에 바늘을 밀어 통과전자 바늘 구멍을 종료하지 않습니다. </li><li> 시작 DV 좌표를 기록합니다. </li><li> 끝 DV가 시작 DV 좌표를 2.2 mm를 뺀 좌표 계산합니다. </li><li> 좌표 아래로 종료 DV에 바늘을 낮 춥니 다. </li><li> 0.5 μL / 분의 속도로 치아 이랑 Aβ 1-42 4 μl를 펌핑하도록 정위 인젝터 펌프를 활성화. </li><li> 주입이 완료되면 바늘은 주사 부위에서 용액의 역류를 최소화하기위한 추가적인 1 분 동안 그대로 유지하자. </li><li> 뇌의 다른 측면에 바늘을 이동하고 6.13-6.18 단계를 반복합니다. </li></ol> 7. 동물 제거 및 수술 후 관리 <ol><li> 귀 바, 얼굴 / 코 가드를 풉니 다. 장치에서 마우스를 제거합니다. </li><li> 두피를 닫습니다 끌어 후 봉합과 상처를 봉인 한 학생 표준 패턴 집게를 사용합니다. </li><li> 수화에 대한 IP를 통해 마우스로 멸균 생리 식염수 1 ㎖를 주입한다. </li><li> 에JECT의 프레 노르 핀 (0.1 ㎎ / ㎏) 피하는 통증을 완화합니다. </li><li> 이 깨어날 때까지 42 ° C 핫 플레이트 위에 설정 깨끗한 빈 새장에 마우스를 유지하고 충분한 음식과 물과의 주택 케이지로 돌아갑니다. </li><li> 피하 주사를 통해 통증 완화를위한 3 일간 매 12 시간을 부 프레 노르 핀을 관리합니다. </li></ol> 8. 봉합사 제거 <ol><li> IP 100 ㎎ / ㎏ 케타민 10 ㎎ / ㎏ xlyazine에서 케타민 / 자일 라진 칵테일 마우스를 마취. 참고 :이이 7~10일 수술 후 이루어집니다. </li><li> 봉합사를 제거하기 위해 학생 표준 패턴 집게 똑바로 미세 가위를 사용합니다. </li><li> 수화에 대한 IP를 통해 마우스로 멸균 생리 식염수 1 ㎖를 주입한다. </li><li> 이 깨어날 때까지 42 ° C 핫 플레이트 위에 설정 깨끗한 빈 새장에 마우스를 유지하고 충분한 음식과 물과의 주택 케이지로 돌아갑니다. </li></ol> 9. 동물의 희생 및 조직 처리 <ol><li> 마우스 및 P 마취4 % 파라 포름 알데히드 (15)와 함께 erfuse 뇌를 제거하고 16 냉동 절편을 위해 그것을 처리합니다. 참고 : 동물 희생의 타이밍이 실험에 따라 달라집니다. 그러나 우리의 연구에 우리는 7, 14 일 수술을 게시 선택했다. </li></ol>

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M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Amyloid+beta+mediates+memory+formation.">Amyloid beta mediates memory formation.</a> Learning &amp; memory. 16 (4), 267-272 (2009).</li></ol>

저자는 그들이 더 경쟁 재정적 이익이 없다는 것을 선언합니다.

1) 무균 기술을 사용합니다 : 실험자 또는 외과 의사가 반드시 성공적으로 Aβ 1-42 주사를 달성하기 위해 2) 올바르게 정확한 좌표와 관심의 뇌 영역을 식별; 3) 적절 AP 및 ML 축 평준화 뇌 정위 프레임에 마우스를 보호 할 수; 4) 정밀 미세 조작기를 작동 할 수있는 능력을 가지고; 5) 적절한 수술 치료를 보장합니다. 이러한 주요 단계는 다음 경우 마우스없이 관찰 감염으로 수술을 생존해야한?...

아밀로이드 - 베타 (Aβ 1-42)으로 구성되어 아밀로이드 플라크 예금, 알츠하이머 병 (AD)의 병리의 핵심 기능입니다. 많은 연구는 신경 세포의 죽음, 시냅스 영양 장애, 손실 및 기능 장애를 유발 재조합 올리고머 Aβ 1-42의 높은 독성 수준을 보여 주었다; 뿐만 아니라 학습과 기억 적자 1-4으로. 영향을받는 뇌 영역은 해마, 대뇌 피질, 그리고 기저 전뇌와 편도체 (5, 6)와 같은 피질 하 구조를 포함한다. 지금까지 광고의 Aβ 1-42 병리학을 시뮬레이션하려고 여러 형질 전환 마우스 모델이있다. 변형에 따라이 동물은 AD의 선택 병리학 적 기능을 검사에 유용하다는 것을 증명한다. 불행하게도,이 트랜스 제닉 라인들, 및 APP23 5XFAD 제외한 이들 마우스는 완전히 신경 손실, AD의 핵심 양태를 복제하지 않는다. 심지어 APP23 및 5XFAD에서 관찰되는 신경 세포의 손실, 신경 세포의 죽음 obser와VED는 몇 가지 선택 지역 7,8에, 미묘한 나이 의존하고 분리 하였다. 야생형 마우스의 뇌에 Aβ 올리고머 1-42의 직접 주입 amyloidopathy 1,9,10의 신경 세포 죽음의 측면을 복제 생체 모델의 우수한을 제공합니다. 일반적으로 사용되는 형질 전환 마우스 모델과 달리 Aβ 올리고머 1-42 주입 모델은 급성 공간 및 시간 방식으로 Aβ에게 1-42 수준을 높이기에 이상적입니다. 이 모델 야생형 마우스를 사용하는 장점은 트랜스 제닉 마우스에 도입 라인 돌연변이 잠재적 보상 또는 부작용을 제거한다. 과거의 연구는 해마에 Aβ 1-42의 독성 수준을 주입하여 일주 (1)의 내부에 주입 부위의 근방에서 신경 세포 사멸을 유도하는 것으로 나타났다. 또한, Aβ 1-42은 콜린성 뉴런 (11) 기저 전뇌 독성 관찰과 일관성이 있음을해마에 프로젝트 콜린성 신경 세포 (BFCN) 인구는 효과적으로 뇌에서 고립 된 신경 회로의 시험을 허용, 생쥐에서 베타 - 아밀로이드 주입 1,10 다음 7~14일 내 20-50% 감소된다. 대부분의 제어 / 차량 및 올리고머 Aβ 1-42 솔루션 해마 (12)의 치아 이랑에 동측 BFCN 프로젝트 때문에 비교가 좌우 반구 (1) 사이에 만들어 질 수 뇌의 양쪽에 주입 될 수있다. 이 보고서에서 우리는 성인 야생 형 C57BL / 6J 마우스에 대한 자세한 수술과 주사 방법을 제공 할 것입니다. 이 마우스 변형 때문에 연구의 광범위한 사용으로 선택된다. 기술적으로, 임의의 뇌 영역은 그러나 여기서 우리는이 기술을 설명하기 위해 대상으로 해마의 치아 이랑을 사용, 주입 대상이 될 수있다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Ketamine HCl (100mg/ml)</td>
			<td>Henry Schein Medical</td>
			<td>1049007</td>
			<td>100 mg ketamine per 1 kg animal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine (20mg/ml)</td>
			<td>Henry Schein Medical</td>
			<td>not available</td>
			<td>10 mg xylazine per 1 kg animal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenex (0.3mg/ml)</td>
			<td>Henry Schein Medical</td>
			<td>1217793</td>
			<td>0.1 mg buprenex per 1 kg animal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>A&#946;1-42</td>
			<td>David Teplow/UCLA</td>
			<td>not available</td>
			<td>100 &#956;M; This amyloid was used in the paper</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>A&#946;1-42</td>
			<td>Bachem</td>
			<td>H-1368</td>
			<td>Can be used in place of amyloid from the Teplow lab</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>A&#946;1-42</td>
			<td>American Peptide</td>
			<td>62-0-80B</td>
			<td>Can be used in place of amyloid from the Teplow lab</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scrambled A&#946;1-42</td>
			<td>American Peptide</td>
			<td>62-0-46B</td>
			<td>Can be used as control peptide for comparing A&#946;1-42</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NU4 Antibody (Oligomeric Amyloid Antibody)</td>
			<td>Gift from William Klein/Northwestern U.</td>
			<td>not available</td>
			<td>1:2000 dilution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-Amyloid Oligomeric Antibody&#160; (Polyclonal Rabbit)</td>
			<td>EMD Millipore</td>
			<td>AB9234</td>
			<td>May be used in place of Nu4; needs to&#160; be tested by the end user</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6E10 Antibody (Monoclonal Mouse) (Amyloid Antibody)</td>
			<td>Biolegend</td>
			<td>sig-39320</td>
			<td>1:1000 dilution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ChAT Antibody (Polyclonal Goat)</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>AB144P</td>
			<td>1:100 dilution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DeadEnd Fluorometric TUNEL system</td>
			<td>Promega</td>
			<td>G3250</td>
			<td>Follow manufacturer&#39;s directions for use</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prolong Gold Antifade Reagent with DAPI</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>P36935</td>
			<td>Use when coverslipping slides</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluorogold</td>
			<td>Fluorochrome, LLC</td>
			<td>not available</td>
			<td>2% solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Absolute Ethanol (200 proof)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP2818-4</td>
			<td>For making 70% ethanol for sanitizing and disinfecting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Novex 10-20% Tricine gel</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>EC6625BOX</td>
			<td>For separating A&#946;1-42</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Novex Tricine SDS Running Buffer (10X)</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>LC1675</td>
			<td>For running 10-20% Tricine gels</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Novex Tris-Glycine Transfer Buffer (25X)</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>LC3675</td>
			<td>For transferring 10-20% Tricine gels</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SuperSignal Western Blot Enhancer</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>46640</td>
			<td>For enhancing A&#946;1-42 signal; follow manufacturer&#39;s protocol</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Protran BA79 Nitrocellulose Blotting Membrane, 0.1 &#956;m</td>
			<td>GE Healthcare Life Sciences</td>
			<td>10402088</td>
			<td>For transferring 10-20% Tricine gels</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xcell SureLock Mini-Cell</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>EI0001</td>
			<td>Electrophoresis aparatus for running 10-20% Tricine gels</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GenTeal Lubricant Eye Gel</td>
			<td>Novartis</td>
			<td>not available</td>
			<td>For keeping the mouse eyes moist during surgery; can be found in local pharmacy stores</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Refresh Optive Lubricant Eye Drops</td>
			<td>Allergan</td>
			<td>not available</td>
			<td>For keeping the mouse eyes moist during surgery; can be found in local pharmacy stores; Can be used in place of GenTeal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>50998</td>
			<td>For sanitizing and disinfecting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Round/Tapered Spatula&#160;</td>
			<td>VWR</td>
			<td>82027-490</td>
			<td>For opening animal mouth</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bulldog Serrefines Clamps (Jaw Dims. 9X1.6mm; Length 28mm)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18050-28</td>
			<td>Optional; For keeping scalp skin apart during injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight Fine Scissors (Cutting edge 25mm; Length 11.5cm)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14060-11</td>
			<td>For cutting scalp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>#3 Scalpel Handle</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>10003-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>#11 Surgical Blade</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>10011-00</td>
			<td>For making scalp incision</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Student Standard Pattern Forcep (Tip Dims. 2.5x1.5mm; Length 11.5cm)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>91100-12</td>
			<td>For holding scalp closed during suturing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trimmer Combo Kit</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>CL9990-1201</td>
			<td>For shaving hair</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T/Pump Warm Water Recirculator&#160;</td>
			<td>Kent Scientific&#160;</td>
			<td>TP-700</td>
			<td>For warming animal during surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Resusable Warmining Pad (5&#34; x 10&#34;)</td>
			<td>Kent Scientific&#160;</td>
			<td>TPZ-0510FEA</td>
			<td>For attaching it to the T/Pump warm water recirculator to warm the animal during surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cordless Micro Drill</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>58610</td>
			<td>Use 0.8mm steel burrs to drill holes in the skull</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lab Standard Stereotaxic Instrument with Mouse &#38; Neonatal Rat Adaptor</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51615</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Just for Mouse Stereotaxic Instrument</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51730</td>
			<td>Can use this in place of Stoelting Cat. #51615</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Quintessential Stereotaxic Injector</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>53311</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dry Glass Bead Sterilizer</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>50287</td>
			<td>For sterilizing stainless steel instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Surgical Drape (18&#34; x 26&#34;)</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>50981</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hamilton Syringe 50 ml, Model 705 RN SYR, NDL</td>
			<td>Hamilton Company</td>
			<td>7637-01</td>
			<td>For brain injection; use different syringes for different solutions</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>29 Gauge Needle, Small Hub RN NDL</td>
			<td>Hamilton Company</td>
			<td>7803-06</td>
			<td>For attaching to the Hamilton syringe for brain injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 ml BD Tuberculin Syringes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>BD309659</td>
			<td>For administering anesthesia and saline</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30 Gauge Needle (0.5&#34;)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>BD305106</td>
			<td>For administering anesthesia and saline</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Portable Electronic CS Series Scale (Ohaus)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>65500-202</td>
			<td>For weighing animals to determine anesthesia dose</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hot plate (Top Plate Dims. 7.25x7.25in)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>47751-148</td>
			<td>For warming animals post-surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sofsilk Silk Suture C-1 Cutting 3/8, 12 mm</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>S1173</td>
			<td>For closing wound</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vetbond Tissue Adhesive (3M)</td>
			<td>Santa Cruz Biotechnology</td>
			<td>sc-361931</td>
			<td>Optional: for aiding in wound closure; Use with suture.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton-Tipped Wooden-Shaft Sterile Applicators</td>
			<td>Fisher scientific</td>
			<td>22-029-488</td>
			<td>For cleaning and drying surgical wound</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand Superfrost Plus Microscope Slides</td>
			<td>Fisher Scientific&#160;</td>
			<td>12-550-15</td>
			<td>For collecting brain sections</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VWR Micro Cover Glass 24 X 50 mm</td>
			<td>VWR</td>
			<td>48393241</td>
			<td>For mounting microscope slides</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thermo Scientific Nalgene Syringe Filter 0.2 &#956;m</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>194-2520</td>
			<td>For sterilizing saline solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile dual tip skin markers by Viscot Medical</td>
			<td>Medline</td>
			<td>VIS1422SRL91</td>
			<td>For marking coordinates on the skull</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

stereotaxic infusion of oligomeric amyloid-beta into the mouse hippocampus

알츠하이머 병은 고령화에 영향을 미치는 신경 퇴행성 질환이다. 질병의 주요 신경 병리학 적 특징은 아밀로이드 - 베타의 과잉 생산과 고통받는 사람들의 뇌 영역에서 아밀로이드 베타 플라크의 증착이다. 지난 몇 년 동안 과학자들은 아밀로이드 - 베타 병리를 복제하려고 많은 알츠하이머 병 마우스 모델을 생성했다. 불행히도, 마우스 모델은 선택적 질환 특징을 모방. 신경 세포 사망, 알츠하이머 병 환자의 뇌에서 현저한 효과가 현저 이들 마우스에서 부족하다. 뉴런 가장 독성임이 입증되었다 아밀로이드 - 베타의 형태 - - 따라서, 우리 등은 직접 아밀로이드 - 베타의 수용성 올리고머 종을 주입하는 방법을 채용 한 stereotaxically 뇌로. 이 보고서에서 우리는 선택 뇌 영역에 아밀로이드 - 베타 수준을 증가의 수술 기법을 문서화하는 남성 C57BL / 6J 마우스를 사용합니다.콜린성 회로에 의해 접속되어 기저 전뇌와 함께이 뇌 구조체가 변성 질환의 영역 중 하나 나타내므로 투여 대상은 해마의 치아 이랑이다. 브로카의 대각선 대역의 수직 사지에서 세포 사멸 및 콜린성 뉴런 손실에 수반하는 증가가있을 정위 주입을 통해 치아 이랑에서 아밀로이드 베타 상승의 결과, 1 주 내에 치아 이랑에서 신경 세포 손실의 증가를 나타내 기저 전뇌의. 이러한 효과는 2 주까지 관찰된다. 우리의 데이타는 현재 아밀로이드 베타 주입 모델은 단기간에 특정 영역의 신경 세포 사멸을 해결하기위한 대안이 마우스 모델을 제공한다는 것을 시사한다. 이 모델의 이점은 아밀로이드 - 베타가 시공간하게 증가 될 수 있다는 것이다.

인간 재조합 올리고머 Aβ 1-42의 제조 본 방법은 단량체, 이량 체, 삼량 체 및 사량 체 (도 1A)으로 이루어진 수용성 올리고머 종을 산출한다. 이러한 저 분자량 Aβ 1-42 종 아니지만 브릴과 플라크 뉴런 1,4,9,17-19 가장 독성 수많은 설정에 도시되어있다. 올리고머 Aβ 1-42은 마우스의 뇌에서 Aβ 1-42 신경 세포 사멸을 유도하는지 여부를 결정하기 (100 ?...

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Stereotaxic Infusion of Oligomeric Amyloid-beta into the Mouse Hippocampus

Here, we present a protocol for direct stereotaxic brain infusion of amyloid-beta. This methodology provides an alternative in vivo mouse model to address the short-term effects of amyloid-beta on brain neurons.

마우스 해마에 올리고머 아밀로이드 - 베타의 정위 주입

Alzheimer&#8217;s disease is a neurodegenerative disease affecting the aging population. A key neuropathological feature of the disease is the ...

stereotaxic-infusion-oligomeric-amyloid-beta-into-mouse

Research

JoVE Journal

Neuroscience

17.9K 조회수.  Columbia University Medical Center. Here, we present a protocol for direct stereotaxic brain infusion of amyloid-beta. This methodology provides an alternative in vivo mouse model to address the short-term effects of amyloid-beta on brain neurons.

비디오: Stereotaxic Infusion of Oligomeric Amyloid-beta into the Mouse Hippocampus

Visualization and Genetic Manipulation of Dendrites and Spines in the Mouse Cerebral Cortex and Hippocampus using In utero Electroporation

In utero electroporation (IUE) has become a powerful technique to study the development of different regions of the embryonic nervous system 1-5. To date this tool has been widely used to study the regulation of cellular proliferation, differentiation and neuronal migration especially in the developing cerebral cortex 6-8. Here we detail our protocol to electroporate in utero the cerebral cortex and the hippocampus and provide evidence that this approach can be used to study dendrites and spines in these two cerebral regions.
Visualization and manipulation of neurons in primary cultures have contributed to a better understanding of the processes involved in dendrite, spine and synapse development. However neurons growing in vitro are not exposed to all the physiological cues that can affect dendrite and/or spine formation and maintenance during normal development. Our knowledge of dendrite and spine structures in vivo in wild-type or mutant mice comes mostly from observations using the Golgi-Cox method 9. However, Golgi staining is considered to be unpredictable. Indeed, groups of nerve cells and fiber tracts are labeled randomly, with particular areas often appearing completely stained while adjacent areas are devoid of staining. Recent studies have shown that IUE of fluorescent constructs represents an attractive alternative method to study dendrites, spines as well as synapses in mutant / wild-type mice 10-11 (Figure 1A). Moreover in comparison to the generation of mouse knockouts, IUE represents a rapid approach to perform gain and loss of function studies in specific population of cells during a specific time window. In addition, IUE has been successfully used with inducible gene expression or inducible RNAi approaches to refine the temporal control over the expression of a gene or shRNA 12. These advantages of IUE have thus opened new dimensions to study the effect of gene expression/suppression on dendrites and spines not only in specific cerebral structures (Figure 1B) but also at a specific time point of development (Figure 1C).
Finally, IUE provides a useful tool to identify functional interactions between genes involved in dendrite, spine and/or synapse development. Indeed, in contrast to other gene transfer methods such as virus, it is straightforward to combine multiple RNAi or transgenes in the same population of cells. 
In summary, IUE is a powerful method that has already contributed to the characterization of molecular mechanisms underlying brain function and disease and it should also be useful in the study of dendrites and spines.

Visualization and Genetic Manipulation of Dendrites and Spines in the Mouse Cerebral Cortex and Hippocampus using In utero Electroporation

This article describes in detail a protocol to electroporate in utero the cerebral cortex and the hippocampus at E14.5 in mice. We also show that this is a valuable method to study dendrites and spines in these two cerebral regions.

사용하는 마우스 대뇌 피질과 해마의 시각화 및 Dendrites와 쪽이의 유전자 조작<em&gt; utero에서</em&gt; Electroporation

In utero electroporation (IUE) has become a powerful technique to study the development of different regions of the embryonic nervous system 1-5. To date ...

연구

신경과학

Stereotaxic Injection of a Viral Vector for Conditional Gene Manipulation in the Mouse Spinal Cord

Intraparenchymal injection of a viral vector enables conditional gene manipulation in distinct populations of neurons or particular regions of the central nervous system. We demonstrate a stereotaxic injection technique that allows targeted gene expression or silencing in the dorsal horn of the mouse spinal cord. The surgical procedure is brief. It requires laminectomy of a single vertebra, providing for quick recovery of the animal and unimpaired motility of the spine. Controlled injection of a small vector suspension volume at low speed and use of a microsyringe with beveled glass cannula minimize the tissue lesion. The local immune response to the vector depends on the intrinsic properties of the virus employed; in our experience, it is minor and short-lived when a recombinant adeno-associated virus is used. A reporter gene such as enhanced green fluorescent protein facilitates monitoring spatial distribution of the vector, and the efficacy and cellular specificity of the transfection.

Viral vectors allow for targeted gene manipulation. We demonstrate a method for conditional gene expression or ablation in the mouse spinal cord, using stereotaxic injection of a viral vector into the dorsal horn, a prominent site of synaptic contact between primary somatosensory afferents and neurons of the central nervous system.

마우스 척추 조건부 유전자 조작을위한 바이러스 성 벡터의 Stereotaxic 주입

Intraparenchymal injection of a viral vector enables conditional gene manipulation in distinct populations of neurons or particular regions of the central ...

Building An Open-source Robotic Stereotaxic Instrument

This protocol includes the designs and software necessary to upgrade an existing stereotaxic instrument to a robotic (CNC) stereotaxic instrument for around $1,000 (excluding a drill), using industry standard stepper motors and CNC controlling software. Each axis has variable speed control and may be operated simultaneously or independently. The robot&#39;s flexibility and open coding system (g-code) make it capable of performing custom tasks that are not supported by commercial systems. Its applications include, but are not limited to, drilling holes, sharp edge craniotomies, skull thinning, and lowering electrodes or cannula. In order to expedite the writing of g-coding for simple surgeries, we have developed custom scripts that allow individuals to design a surgery with no knowledge of programming. However, for users to get the most out of the motorized stereotax, it would be beneficial to be knowledgeable in mathematical programming and G-Coding (simple programming for CNC machining).
The recommended drill speed is greater than 40,000 rpm. The stepper motor resolution is 1.8&#176;/Step, geared to 0.346&#176;/Step. A standard stereotax has a resolution of 2.88 &#956;m/step. The maximum recommended cutting speed is 500 &#956;m/sec. The maximum recommended jogging speed is 3,500 &#956;m/sec. The maximum recommended drill bit size is HP 2.

This protocol includes the designs and software necessary to upgrade an existing stereotaxic instrument to a robotic (computer numeric controlled; CNC) stereotaxic instrument for around $1,000 (excluding a drill).

오픈 소스 로봇 정위 장비 구축

This protocol includes the designs and software necessary to upgrade an existing stereotaxic instrument to a robotic (CNC) stereotaxic instrument for ...

Mouse Microsurgery Infusion Technique for Targeted Substance Delivery into the CNS via the Internal Carotid Artery

Animal models of central nervous system (CNS) diseases and, consequently, blood-brain barrier disruption diseases, require the delivery of exogenous substances into the brain. These exogenous substances may induce injurious impact or constitute therapeutic strategy. The most common delivery methods of exogenous substances into the brain are based on systemic deliveries, such as subcutaneous or intravenous routes. Although commonly used, these approaches have several limitations, including low delivery efficacy into the brain. In contrast, surgical methods that locally deliver substances into the CNS are more specific and prevent the uptake of the exogenous substances by other organs. Several surgical methods for CNS delivery are available; however, they tend to be very traumatic. Here, we describe a mouse infusion microsurgery technique, which effectively delivers substances into the brain via the internal carotid artery, with minimal trauma and no interference with normal CNS functionality.

Mouse Microsurgery Infusion Technique for Targeted Substance Delivery into the CNS via the Internal Carotid Artery

The present protocol describes a mouse microsurgery infusion technique, which effectively delivers substances directly into the brain via the internal carotid artery.

중추 신경계에 대상 물질 전달을위한 마우스 미세 주입 기술<i&gt;를 통해</i&gt; 내부 경동맥

Animal models of central nervous system (CNS) diseases and, consequently, blood-brain barrier disruption diseases, require the delivery of exogenous ...

Stereotaxic Surgery for Genetic Manipulation in Striatal Cells of Neonatal Mouse Brains

Many genes are expressed in embryonic brains, and some of them are continuously expressed in the brain after birth. For such persistently expressed genes, they may function to regulate the developmental process and/or physiological function in neonatal brains. To investigate neurobiological functions of specific genes in the brain, it is essential to inactivate genes in the brain. Here, we describe a simple stereotaxic method to inactivate gene expression in the striatum of transgenic mice at neonatal time windows. AAV-eGFP-Cre viruses were microinjected into the striatum of Ai14 reporter gene mice at postnatal day (P) 2 by stereotaxic brain surgery. The tdTomato reporter gene expression was detected in P14 striatum, suggesting a successful Cre-loxP mediated DNA recombination in AAV-transduced striatal cells. We further validated this technique by microinjecting AAV-eGFP-Cre viruses into P2Foxp2fl/fl mice. Double labeling of GFP and Foxp2 showed that GFP-positive cells lacked Foxp2 immunoreactivity in P9 striatum, suggesting the loss of Foxp2 protein in AAV-eGFP-Cre transduced striatal cells. Taken together, these results demonstrate an effective genetic deletion by stereotaxically microinjected AAV-eGFP-Cre viruses in specific neuronal populations in the neonatal brains of floxed transgenic mice. In conclusion, our stereotaxic technique provides an easy and simple platform for genetic manipulation in neonatal mouse brains. The technique can not only be used to delete genes in specific regions of neonatal brains, but it also can be used to inject pharmacological drugs, neuronal tracers, genetically modified optogenetics and chemogenetics proteins, neuronal activity indicators and other reagents into the striatum of neonatal mouse brains.

We describe a protocol of stereotaxic surgery with a homemade head-fixed device for microinjecting reagents into the striatum of neonatal mouse brains. This technique allows genetic manipulation in neuronal cells of specific regions of neonatal mouse brains.

신생아 마우스 두뇌의 Striatal 세포에서 유전자 조작에 대 한 stereotaxic 수술

Many genes are expressed in embryonic brains, and some of them are continuously expressed in the brain after birth. For such persistently expressed genes, ...

Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed electrical field of a large volume of brain tissue, extracting information about local activity is challenging. Studying neuronal microcircuits, however, requires a reliable distinction between truly local events and volume-conducted signals originating in distant brain areas. Current source density (CSD) analysis offers a solution for this problem by providing information about current sinks and sources in the vicinity of the electrodes. In brain areas with laminar cytoarchitecture such as the hippocampus, one-dimensional CSD can be obtained by estimating the second spatial derivative of the LFP. Here, we describe a method to record multilaminar LFPs using linear silicon probes implanted into the dorsal hippocampus. CSD traces are computed along individual shanks of the probe. This protocol thus describes a procedure to resolve spatially restricted neuronal network oscillations in the hippocampus of freely moving mice.

This protocol describes the recording of local field potentials with multi-shank linear silicon probes. Conversion of the signals using current source density analysis allows the reconstruction of local electrical activity in the mouse hippocampus. With this technique, spatially restricted brain oscillations can be studied in freely moving mice.

행동 하는 쥐의 해 마에서 진동 제한 공간 기록

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed ...

Transplantation of Chemogenetically Engineered Cortical Interneuron Progenitors into Early Postnatal Mouse Brains

Neuronal development is regulated by a complex combination of environmental and genetic factors. Assessing the relative contribution of each component is a complicated task, which is particularly difficult in regards to the development of &#947;-aminobutyric acid (GABA)ergic cortical interneurons (CIs). CIs are the main inhibitory neurons in the cerebral cortex, and they play key roles in neuronal networks, by regulating both the activity of individual pyramidal neurons, as well as the oscillatory behavior of neuronal ensembles. They are generated in transient embryonic structures (medial and caudal ganglionic eminences -&#160;MGE and CGE) that are very difficult to efficiently target using in utero electroporation approaches. Interneuron progenitors migrate long distances during normal embryonic development, before they integrate in the cortical circuit. This remarkable ability to disperse and integrate into a developing network can be hijacked by transplanting embryonic interneuron precursors into early post-natal host cortices. Here, we present a protocol that allows genetic modification of embryonic interneuron progenitors using focal ex vivo electroporation. These engineered interneuron precursors are then transplanted into early post-natal host cortices, where they will mature into easily identifiable CIs. This protocol allows the use of multiple genetically encoded tools, or the ability to regulate the expression of specific genes in interneuron progenitors, in order to investigate the impact of either genetic or environmental variables on the maturation and integration of CIs.

Here we present a protocol, designed to use chemogenetic tools to manipulate the activity of cortical interneuron progenitors transplanted into the cortex of early postnatal mice.

화학유전학적으로 조작된 피질 인터뉴런 선조를 출생 후 마우스 뇌로 이식

Neuronal development is regulated by a complex combination of environmental and genetic factors. Assessing the relative contribution of each component is ...

Microdissection of Mouse Brain into Functionally and Anatomically Different Regions

The brain is the command center for the mammalian nervous system and an organ with enormous structural complexity. Protected within the skull, the brain consists of an outer covering of grey matter over the hemispheres known as the cerebral cortex. Underneath this layer reside many other specialized structures that are essential for multiple phenomenon important for existence. Acquiring samples of specific gross brain regions requires quick and precise dissection steps.&#160;It is understood that at the microscopic level, many sub-regions exist and likely cross the arbitrary regional boundaries that we impose for the purpose of this dissection.
Mouse models are routinely used to study human brain functions and diseases. Changes in gene expression patterns may be confined to specific brain areas targeting a particular phenotype depending on the diseased state. Thus, it is of great importance to study regulation of transcription with respect to its well-defined structural organization. A complete understanding of the brain requires studying distinct brain regions, defining connections, and identifying key differences in the activities of each of these brain regions. A more comprehensive understanding of each of these distinct regions may pave the way for new and improved treatments in the field of neuroscience. Herein, we discuss a step-by-step methodology for dissecting the mouse brain into sixteen distinct regions. In this procedure, we have focused on male mouse C57Bl/6J (6-8 week old) brain removal and dissection into multiple regions using neuroanatomical landmarks to identify and sample discrete functionally-relevant and behaviorally-relevant&#160;brain regions. This work will help lay a strong foundation in the field of neuroscience, leading to more focused approaches in the deeper understanding of brain function.

We present a hands-on, step-by-step, rapid protocol for mouse brain removal and dissection of discrete regions from fresh brain tissue. Obtaining brain regions for molecular analysis has become routine in many neuroscience labs. These brain regions are immediately frozen to obtain high quality transcriptomic data for system level analysis.

The brain is the command center for the mammalian nervous system and an organ with enormous structural complexity. Protected within the skull, the brain ...

Full- versus Sub-Regional Quantification of Amyloid-Beta Load on Mouse Brain Sections

Extracellular accumulation of amyloid-beta (A&#946;) plaques is one of the major pathological hallmarks of Alzheimer's disease (AD), and is the target of the only FDA-approved disease-modifying treatment for AD. Accordingly, the use of transgenic mouse models that overexpress the amyloid precursor protein and thereby accumulate cerebral A&#946; plaques are widely used to model human AD in mice. Therefore, immunoassays, including enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) and immunostaining, commonly measure the A&#946; load in brain tissues derived from AD transgenic mice. Though the methods for A&#946; detection and quantification have been well established and documented, the impact of the size of the region of interest selected in the brain tissue on A&#946; load measurements following immunostaining has not been reported. Therefore, the current protocol aimed to compare the A&#946; load measurements across the full- and sub-regions of interest using an image analysis software. The steps involved in brain tissue preparation, free-floating brain section immunostaining, imaging, and quantification of A&#946; load in full- versus sub-regions of interest are described using brain sections derived from 13-month-old APP/PS1 double transgenic male mice. The current protocol and the results provide valuable information about the impact of the size of the region of interest on A&#946;-positive area quantification, and show a strong correlation between the A&#946;-positive area obtained using the full- and sub-regions of interest analyses for brain sections derived from 13-month-old male APP/PS1 mice that show widespread A&#946; deposition.

The present protocol describes and compares the procedure to perform a full-region or sub-region of interest analysis of sagittal mouse brain sections to quantify amyloid-beta load in the APP/PS1 transgenic mouse model of Alzheimer's disease.

마우스 뇌 절편에 대한 아밀로이드-베타 부하의 전체 대 하위 지역 정량화

Extracellular accumulation of amyloid-beta (A&#946;) plaques is one of the major pathological hallmarks of Alzheimer's disease (AD), and is the target of ...

In Vivo Chronic Two-Photon Imaging of Microglia in the Mouse Hippocampus

Microglia, the only immune cells resident in the brain, actively participate in neural circuit maintenance by modifying synapses and neuronal excitability. Recent studies have revealed the differential gene expression and functional heterogeneity of microglia in different brain regions. The unique functions of the hippocampal neural network in learning and memory may be associated with the active roles of microglia in synapse remodeling. However, inflammatory responses induced by surgical procedures have been problematic in the two-photon microscopic analysis of hippocampal microglia. Here, a method is presented that enables the chronic observation of microglia in all layers of the hippocampal CA1 through an imaging window. This method allows the analysis of morphological changes in microglial processes for more than 1 month. Long-term and high-resolution imaging of the resting microglia requires minimally invasive surgical procedures, appropriate objective lens selection, and optimized imaging techniques. The transient inflammatory response of hippocampal microglia may prevent imaging immediately after surgery, but the microglia restore their quiescent morphology within a few weeks. Furthermore, imaging neurons simultaneously with microglia allows us to analyze the interactions of multiple cell types in the hippocampus. This technique may provide essential information about microglial function in the hippocampus.

In Vivo Chronic Two-Photon Imaging of Microglia in the Mouse Hippocampus

This paper describes a method for chronic in vivo observation of the resting microglia in the mouse hippocampal CA1 using precisely controlled surgery and two-photon microscopy.