Work was funded by a Development and Promotion of Science and Technology scholarship from the Thai Ministry for Education to W.W. and grants from Tenovus and the Anonymous Trust to M.P.S.

1. 미디어 준비 참고 : 1 비율 : 일반적으로 1, B27 보충제로 보충 수정 N2 보충과로 Neurobasal 보충 DMEM / F12 : 프로토콜은 두 개의 별도의 미디어 믹스의 사용에 의존한다. <ol><li> 15 ㎖의 튜브에 성분을 혼합함으로써 변성 N2 보충제를 준비한다. 소용돌이 나이를 필터링하지 마십시오; 용액이 깨끗해질 때까지 튜브를 반전시켜 혼합한다. <ol><li> 다음 (0.01 M 염산에서 만든) 25 ㎎ / ㎖ 인슐린 1 ㎖를 추가하고 튜브를 반전하여 잘 혼합, DMEM / F12의 7.2 ml의 피펫 팅으로 시작합니다. 이 솔루션은 분명하다 때까지 몇 분 정도 걸립니다. </li><li> (물에 만든) 100 mg을 1 ㎖ / ml의 아포 트랜스페린, ml의 progesternone (에탄올에 만든) / 0.6 mg을 33 μL, 160 ㎎ / ㎖ (1 M) 퓨 트레 신 (putrescine)의 100 μl를 추가 (물에서 만든 ), 물 (10)에 만들어진 3 mM의 나트륨 셀레 나이트 () 및 7.5 % 소 혈청 알부민의 666 μL의 μL 잘 튜브를 혼합한다. -20 °에서 2.5 ml의로 나누어지는 및 저장최대 2 개월 동안 C. </li></ol></li><li> 미디어를 준비합니다. <ol><li> DMEM / F12 250 ml의 N2의 2.5 ml를 추가합니다. 잘 섞는다하지만 흔들거나 필터가 없습니다. </li><li> 로 Neurobasal 250 ml의 미디어는 B27 보충 5 mL를 추가 할 수 있습니다. 잘 섞는다하지만 흔들거나 필터가 없습니다. </li><li> : 1의 비율로 1 단계 1.2.1과 1.2.2에서 미디어를 섞는다. 1 일부의 경우 : 3 혼합이 요구 될 수있다 (단계 : 1.2.4 1 혼합 1로 보충). </li><li> 혼합 L- 글루타민 (최종 농도 0.2 mM의) 및 2- 머 캅토 에탄올 (최종 농도 0.1 mM)을 3.5 μL의 0.5 ml에 추가하고 흔들림없이 잘 섞는다. 최대 3 주 동안 4 ℃에서 미디어를 저장하고 빛에 노출시키지 마십시오. 이 마지막 믹스 N2B​​27이라고합니다. </li></ol></li><li> 젤라틴 용액을 준비합니다. <ol><li> 15 분 동안 121 ° C, 15 psi에서 초순수 및 오토 클레이브 1 % 젤라틴 용액을 준비한다. 그것은이 사용 세제 병 살균제 완전히 깨끗 것이 중요하므로 새로운 병 것이 좋다이 사용하고 오직 용도 사이 초순수 세정. 50 ㎖ 씩에 1 % 용액을 나누어지는 달 4 ℃에서 보관하십시오. </li><li> 용해 될 때까지 37 ° C의 수조에 1 % 젤라틴 분취 따뜻한 따뜻한 인산염 완충 식염수 (PBS) 500㎖의 추가. 잘 섞는다 잘 또는 플레이트 각의 바닥을 커버하기에 충분 피펫. 적어도 30 분 동안 코트에 젤라틴을 표면을 허용합니다. </li></ol></li></ol> 2. 도금 세포 참고 :이 프로토콜은 백혈병 억제 인자 (LIF), LIF 뼈 형태 형성 단백질 4 (BMP4) 또는 MEK와 GSK3 억제제 (2I 미디어)와 LIF 또는 혈청이없는 매체와 혈청 교체와 10 %의 혈청에서 재배 마우스 ESC에 동일하게 적용 또는 LIF없이. 그러나, 분화의 타이밍 및 효율 미디어 세포 (설명을 참조)에 따라 달라질 수있다. 여기에 표시된 실험을 위해 우리는이 EGFP 기자는 O에 노크가 (46C 마우스 ESC 라인을 사용10 % 혈청 및 LIF로 GMEM 재배 Sox1 내인성 대립 유전자의 NE). 최적의 결과는 세포가 해리와 N2B27 미디어에 플레이 팅하는 것이 중요하다; N2B27 항상 세포 replating에 비해 감소 된 분화 효율 결과를 단순히 GMEM / 혈청 / LIF의 용지 변경. <ol><li> 10 % 혈청, 1 mM 나트륨 피루 베이트, 1X 비 필수 아미노산 GMEM에서 세포를 성장 0.1 M 2- 머 캅토 에탄올, 100 유닛 / ㎖ LIF (13). 마우스 ESC, 판의 subconfluent 문화를 얻으려면 2 걸릴 것 T25 문화 플라스크에 넣고 1 × 10 6 세포 - 3 일. </li><li> 밝은 필드 현미경으로 세포를 관찰한다. 세포가 통로 subconfluent과 준비가되면, PBS로 두 번을 씻어. 세포 분리 시약 1 ㎖를 추가하고 2 인큐베이터로 돌아 - 5 분​​. 트립신 및 다른 효소는 세포의 분리를 위해 사용될 수 있지만, 도금 밀도가 될 필요가 있으므로, 그들은 adju 세포 부착에 부정적인 영향을 미칠 수있다다네. </li><li> 세포는 플레이트로부터 리프트 시작되면, 단일 세포 현탁액으로 그들을 이동시키다 용기를 탭. 15 mL의 원심 분리 튜브에 용지 및 세포 분리 및 시약 피펫 10 ㎖의 전체에 세포를 수집. </li><li> RT에서 3 분 동안 300 XG에 세포를 스핀. </li><li> 조심스럽게 뜨는을 대기음 아래 3로 pipetting에 의해 미리 예열 N2B27 10ml에 펠렛을 재현 탁 - 5 회. 아래 현탁액을 피펫 팅 할 때, 튜브의 측면에 대한 피펫은 거품을 만들지 않도록합니다. 자동 세포 계수기 또는 혈구와 세포를 세어 농도를 기록한다. </li><li> 단위 부피 당 세포의 수를 포함하는 세포 현탁액은 미리 예열 N2B27에 웰 당 도금 될 준비한다. 6 잘 접시에 cm 2 당 10,500 세포의 밀도는 (즉, 6 잘 요리 잘 당 1 × 10 5 세포)에 최적입니다. CM 2 괞 찮아 당 세포의 제안 수는 표 1을 참조하십시오세포 배양 용기의 다양한 팅 매체 볼륨. </li><li> 배양 용기로부터 젤라틴 대기음 표 1에 제시 및 부피 밀도에 따라 세포 현탁액을 접시.이 셀 중앙에 집중되므로 플레이트 소용돌이 마십시오. 37 ℃, 5 % CO 2에 습기가 인큐베이터에서 문화를 놓습니다. </li><li> 신선한 N2B27 모든 미디어를 대체하여 2 일 - 매 1 미디어를 변경합니다. 부드럽게 피펫 밀도에 영향을 다음 날에 분화 효율을 줄일 수있는 세포를 플러싱 등. 도금 후 초기 생존이 나쁜 경우, 하나의 셀을 판 : N2와 B27-보충 미디어의 3 믹스 처음 두 일 후에 N2B27로 변경. 세포 분화하기 시작하고 4 내에서 (여기에 사용 된 46C 세포주에서 기자의 녹색 형광으로 표시) Sox1 식 표시해야합니다 - 6 일. </li></ol> 3. 면역 형광 염색법 아니TE는 : 어떤 프로토콜 타입 용기에 적용될 수있다. 각 시약의 부피는 6 웰 플레이트 잘마다 설명하고 표면 영역을 확장 할 수 있습니다. Replating 나중에 낮은 가능성으로 인해 사용하지 않는 것이 좋습니다. <ol><li> 차별화 매체를 제거하고 4 %의 500 μL (v / v)의 파라 포름 알데히드를 첨가하여 세포를 고정, 15 분 동안 둡니다. </li><li> 워시 ((v / v)의 트윈 20 0.5 %와 인산염 완충 식염수)을 두 번 PBS-T의 2 ml의 세포를 Permeabilize 하시려면. 세포를 4 ℃에서 최대 2 개월 동안 PBS-T에서 유지 될 수있다. </li><li> 10 % (이차 항체와 같은 종) (v / v)의 혈청과 PBS-T의 1 ml의 PBS-T를 교체합니다. 비 특이 적 결합을 차단하는 RT에서 로커 플레이트에 1 시간 부화. </li><li> 1 시간 후, PBS-T 2 ㎖로 두 번 세포를 씻어 βIII - tubulin에 대한 500 μL 마우스 IgG의에서 부화 (10 % 혈청 PBS-T에서 1000 1 희석). 판 로커에 넣고 4 ℃에서 O / N 두십시오. </li><li> 이 단계에서, 항상 용기를 보호빛에서. 다음, (10 % 혈청 PBS-T에서 2 μg의 / ㎖로 희석) 형광 표지 항 마우스 IgG 항체 500 ㎕를 추가, T-PBS로 두 번 세포를 씻어. 실온에서 1 시간 동안 판 로커에 넣어. </li><li> 다음 DAPI의 500 μl를 추가, PBS-T로 두 번 세포를 씻어 (PBS-T에서 0.5 ㎍ / ml의 희석)과 5 분 동안 둡니다. </li><li> 다시 세포를 세척하고, PBS-T에 보관하십시오. 세포는 촬영 준비가 4 ° C에서 최대 2 주 동안 유지 될 수있다. 그것은 고정 생균 또는 다른 시간에 고정 된 세포의 GFP 강도를 비교하는 부적절한 그래서 GFP 신호가 시간이 지남에 따라 페이드 참고. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

단층 신경 분화 프로토콜은 십 년 6 이상 사용되어왔다. 프로토콜 한정 배지 구성되며, 전임상위한 시스템이 더 적용될 수 단층 시스템에서 수행, 고도로 효율적인 (예, 약물 스크리닝)을 사용한다. 그러나 분화 효율을 결정하는 몇 가지 중요한 요소가있다. 이 문서에서는 이러한 요인과 각 장애물에 대한 솔루션을 지적한다. 분화 조건 도금 후 세포 밀도는 아?...

배아 줄기 세포는 동계 또는 면역 호스트로 (키메라를 형성하여) 적절한 단계 배아 내로 재 도입 다음 모든 성인 세포 유형으로 분화 할 수있는 능력, 주입을 유지하면서 시험 관내에서 무기한 증식 용량 초기 배아 유래의 다 능성 세포이다 (기형 종 형성에 의해) 또는 해당 큐 1 체외 주제에. 신경 계통에 마우스 배아 줄기 세포의 체외 분화는 1995 년에 처음 설명과 morphogen 레티노 산 2-4 보충 혈청 함유 미디어에서 다세포 서스펜션 집합체의 형성 (배아 체, EBS을 (를)) 참여했다. 이후 다양한 프로토콜 신경 분화 5를 허용하도록 개발되어왔다. 여전히 응집을 이용하는 많은 다른 세포 유형으로 유도 배양 공동 여러 혈청이없는 배지의 사용을 포함한다. 모든 프로토콜은 장점을 가지고차 단점과 신경의 정확한 특성 또는 신경 세포는 또한 사용되는 프로토콜에 따라 달라집니다 생산. 이상적인 프로토콜, 강력한 확장 성이 완벽하게 정의 된 미디어와 기판을 활용, 분화 과정의 비 침습적 모니터링 의무가하고 수 신경 전구 세포의 순수한 인구의 발생을 초래할 외부 단서에 의해 구별하는 패턴 할 것 상대적으로 짧은 시간에 높은 효율과 수율 모든 신경 세포와 교세포 하위 유형으로. 지난 12 년에 우리는 저밀도, 무 혈청 접착 단층 배양 6-10 ESC 마우스에서 신경 전구 세포 및 신경 세포를 생성하는 방법을 사용하고있다. 이 프로토콜은 위에 명시된 기준 중 많은 충족 : 우리 손에 분화의 효율이 상당히 오랜 세월에 걸쳐 일관되고 다양한 세포주왔다가 상하 또는 축소 될 수있다 (우리는 성공적으로 96 웰 플레이트에서 용기를 사용 15cm 직경 디급히 드릴 말씀) 사용 된 미디어는 잘 정의되어 있습니다. 프로세스 (도파민 뉴런 6 예, 쉬와 Fgf8) 신경 가지 유형의 서브 타입의 생성을 유도하기 위해 첨가 될 수 분화의 모니터링 및 패터닝 단서의 다양한 timelapse에 현미경 의무가있다. 그럼에도 불구하고,이 프로토콜의 성공적인 응용 프로그램에 몇 가지 문제가있다. 주요 측면 중 하나는 미디어의주의 준비입니다. 우리는 항상 상업 대안의 가능성에도 불구하고 사내 매체를 준비합니다. 사용되는 보조제 중 하나 (N2, 프로토콜 참조)는 표준 상업적으로 이용 가능한 버전에 비해 수정이 있습니다. 마지막으로,이 방법의 성공적인 적용을위한 가장 중요한 단계 중 하나는 도금에 최적의 셀 밀도이다. 유도 신호 중 하나 (Fgf4 11)의 분비 자연이 필요로하는 동안 때문에 충분한 세포가 최적의 viabil을 허용 할 수 있는지 주로너무 높은 밀도의 분화에 성만과 차별화, (인해 LIF (12)의 분비 생산 가능한 부분) 손상된다. 그것은 두 매체 준비와 세포 도금 신중하게 수행하고 지속적으로 최적의 결과를 보장하는 것이 중요하다.

<table><tbody><tr><td>Fetal bovine serum</td><td>Life Technologies</td><td>10270-106</td><td></td></tr><tr><td>DMEM/F12</td><td>Life Technologies</td><td>11320-074</td><td></td></tr><tr><td>Neurobasal medium</td><td>Life Technologies</td><td>21103-049</td><td></td></tr><tr><td>StemPro Accutase Cell Dissociation Reagent</td><td>Life Technologies</td><td>A11105-01</td><td></td></tr><tr><td>B-27 Supplement, serum free</td><td>Life Technologies</td><td>17504-044</td><td></td></tr><tr><td>Insulin</td><td>Sigma</td><td>I6634</td><td>Reconstitute with sterile 0.01 M HCl</td></tr><tr><td>Apo-transferrin</td><td>Sigma</td><td>T1147</td><td>Reconstitute with sterile water</td></tr><tr><td>Progesterone</td><td>Sigma</td><td>P8783</td><td>Reconstitute with ethanol</td></tr><tr><td>Putrescine</td><td>Sigma</td><td>P5780</td><td>Reconstitute with sterile water</td></tr><tr><td>Sodium selenite</td><td>Sigma</td><td>S5261</td><td>Reconstitute with sterile water</td></tr><tr><td>Bovine albumin fraction V</td><td>Life Technologies</td><td>15260-037</td><td></td></tr><tr><td>L-Glutamine</td><td>Life Technologies</td><td>25030-081</td><td>Make sure it is completely dissolved before use as glutamine is usually sedimented</td></tr><tr><td>Gelatine</td><td>Sigma</td><td>G1890</td><td></td></tr><tr><td>6-well tissue culture dish</td><td>Thermo Scientific</td><td>140675</td><td></td></tr><tr><td>24-well tissue culture dish</td><td>Thermo Scientific</td><td>142475</td><td></td></tr><tr><td>96-well tissue culture dish</td><td>Thermo Scientific</td><td>167008</td><td></td></tr><tr><td>GMEM</td><td>Life Technologies</td><td>11710-035</td><td></td></tr><tr><td>MEM Non-essential amino acids solution</td><td>Life Technologies</td><td>11140-050</td><td></td></tr><tr><td>Sodium pyruvate</td><td>Life Technologies</td><td>11360-070</td><td></td></tr><tr><td>2-mercaptoethanol</td><td>Sigma</td><td>M7522</td><td></td></tr><tr><td>Leukaemia inhibitory factor</td><td>prepared in-house as in Smith 1991 Journal of Tissue Culture Methods</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tween-20</td><td>Sigma</td><td>P1379</td><td></td></tr><tr><td>4&amp;prime;,6-Diamidino-2-phenylindole dihydrochloride (DAPI)</td><td>Sigma</td><td>D9542</td><td>Protect from light</td></tr><tr><td>Mouse anti &amp;beta;III tubulin IgG antibody</td><td>Covance</td><td>MMS-435P</td><td></td></tr><tr><td>Fluorescence-labelled anti-mouse IgG antibody</td><td>Life Technologies</td><td>A31571</td><td>Protect from light</td></tr><tr><td>25 cm&lt;sup&gt;2&lt;/sup&gt; tissue culture flask</td><td>Thermo Scientific</td><td>156367</td><td></td></tr></tbody></table>

neural differentiation of mouse embryonic stem cells in serum-free monolayer culture

신경 전구 세포에 마우스 배아 줄기 세포가 분화하는 능력 (ESC)는 신경 사양뿐만 아니라, 더 깊은 연구 성숙한 신경 세포 유형의 발생을 제어하는​​ 메커니즘의 연구를 허용한다. 이 프로토콜에서 우리는 무 혈청, 단층 문화를 사용하여 신경 전구 세포에 ESC의 분화하는 방법을 설명합니다. 이 방법은 효율성, 확장 성 및 4 내 70 %의 신경 전구 세포 ~의 생산 결과 - 6 일. 이것은 다양한 조건 하에서 성장 다양한 균주에서 ESC에인가 될 수있다. 신경 전구 세포는 현미경으로 기능적 뉴런 및 신경교 또는 분석으로 더 분화 세포 계측법 또는 분자 기법을 흐르게 할 수있다. 분화 과정은 시간 경과 현미경에 순종하며 신경 특정 처리를 모니터링하는 리포터 라인의 사용과 결합 될 수있다. 우리는 프로세스가 ㄱ 할 수 있도록 미디어 준비 및 세포 밀도 최적화에 대한 자세한 지침을 제공E는 가장 ESC 라인 및 세포 배양 용기의 다양한 적용.

이 실험에서, 우리는 신경 분화를 추적하기 위해, 내인성 Sox1-GFP 리포터와 마우스 배아 줄기 세포를 46C 세포주 (14)를 사용했다. Sox1, 신경 전구 세포에 대한 마커의 세포주, 식을 사용하여 녹색 형광으로 검출 할 수있다. 밀도 도금하여 신경 분화를 달성하는 중요한 요인이다. 마우스 배아 줄기 세포 / cm 2 10,500 88,500 개의 세포로부터 다양한 다른 밀도로 6 웰 플레이트에 플레이 팅 <st...

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Neural Differentiation of Mouse Embryonic Stem Cells in Serum-free Monolayer Culture

This protocol describes in detail the method for generating neural progenitors from embryonic stem cells using a serum-free monolayer method. These progenitors can be used to derive mature neural cell types or to study the process of neural specification and is amenable to multiwell format scaling for compound screening.

혈청이없는 단층 문화 마우스 배아 줄기 세포의 신경 분화

The ability to differentiate mouse embryonic stem cells (ESC) to neural progenitors allows the study of the mechanisms controlling neural specification as ...

neural-differentiation-mouse-embryonic-stem-cells-serum-free

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

14.0K 조회수.  University of Dundee. This protocol describes in detail the method for generating neural progenitors from embryonic stem cells using a serum-free monolayer method. These progenitors can be used to derive mature neural cell types or to study the process of neural specification and is amenable to multiwell format scaling for compound screening.

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Analysis of Retinoic Acid-induced Neural Differentiation of Mouse Embryonic Stem Cells in Two and Three-dimensional Embryoid Bodies

Mouse embryonic stem cells (ESCs) isolated from the inner mass of the blastocyst (typically at day E3.5), can be used as in vitro model system for studying early embryonic development. In the absence of leukemia inhibitory factor (LIF), ESCs differentiate by default into neural precursor cells. They can be amassed into a three dimensional (3D) spherical aggregate termed embryoid body (EB) due to its similarity to the early stage embryo. EBs can be seeded on fibronectin-coated coverslips, where they expand by growing two dimensional (2D) extensions, or implanted in 3D collagen matrices where they continue growing as spheroids, and differentiate into the three germ layers: endodermal, mesodermal, and ectodermal. The 3D collagen culture mimics the in vivo environment more closely than the 2D EBs. The 2D EB culture facilitates analysis by immunofluorescence and immunoblotting to track differentiation. We have developed a two-step neural differentiation protocol. In the first step, EBs are generated by the hanging-drop technique, and, simultaneously, are induced to differentiate by exposure to retinoic acid (RA). In the second step, neural differentiation proceeds in a 2D or 3D format in the absence of RA.

We describe a technique for using murine embryonic stem cells for generating two or three dimensional embryoid bodies. We then explain how to induce neural differentiation of the embryoid body cells by retinoic acid, and how to analyze their state of differentiation by progenitor cell marker immunofluorescence and immunoblotting.

두와 입체 배아 체에서 마우스 배아 줄기 세포의 레티노 산에 의한 신경 분화 분석

Mouse embryonic stem cells (ESCs) isolated from the inner mass of the blastocyst (typically at day E3.5), can be used as in vitro model system for ...

연구

발생학

Efficient Neural Differentiation using Single-Cell Culture of Human Embryonic Stem Cells

In vitro differentiation of human embryonic stem cells (hESCs) has transformed the ability to study human development on both biological and molecular levels and provided cells for use in regenerative applications. Standard approaches for hESC culture using colony type culture to maintain undifferentiated hESCs and embryoid body (EB) and rosette formation for differentiation into different germ layers are inefficient and time-consuming. Presented here is a single-cell culture method using hESCs instead of a colony-type culture. This method allows maintenance of the characteristic features of undifferentiated hESCs, including expression of hESC markers at levels comparable to colony type hESCs. In addition, the protocol presents an efficient method for neural progenitor cell (NPC) generation from single-cell type hESCs that produces NPCs within 1 week. These cells highly express several NPC marker genes and can differentiate into various neural cell types, including dopaminergic neurons and astrocytes. This single-cell culture system for hESCs will be useful in investigating the molecular mechanisms of these processes, studies of certain diseases, and drug discovery screens.

Presented here is a protocol for the generation of a single-cell culture of human embryonic stem cells and their subsequent differentiation into neural progenitor cells. The protocol is simple, robust, scalable, and suitable for drug screening and regenerative medicine applications.

인간 배아 줄기 세포의 단세포 배양을 이용한 효율적인 신경 분화

In vitro differentiation of human embryonic stem cells (hESCs) has transformed the ability to study human development on both biological and molecular ...

Differentiation and Characterization of Neural Progenitors and Neurons from Mouse Embryonic Stem Cells

We describe the step-by-step procedure for culturing and differentiating mouse embryonic stem cells into neuronal lineages, followed by a series of assays to characterize the differentiated cells. The E14 mouse embryonic stem cells were used to form embryoid bodies through the hanging drop method, and then induced to differentiate into neural progenitor cells by retinoic acid, and finally differentiated into neurons. Quantitative&#160;reverse transcription&#160;polymerase chain reaction (RT-qPCR) and immunofluorescence experiments revealed that the neural progenitors and neurons exhibit corresponding markers (nestin for neural progenitors and neurofilament for neurons) at day 8 and 12 post-differentiation, respectively. Flow cytometry experiments on an E14 line expressing a Sox1 promoter-driven GFP reporter showed that about 60% of cells at day 8 are GFP positive, indicating the successful differentiation of neural progenitor cells at this stage. Finally, RNA-seq analysis was used to profile the global transcriptomic changes. These methods are useful for analyzing the involvement of specific genes and pathways in regulating the cell identity transition during neuronal differentiation.

We describe the procedure for the in vitro differentiation of mouse embryonic stem cells into neuronal cells using the hanging drop method. Furthermore, we perform a comprehensive phenotypic analysis through RT-qPCR, immunofluorescence, RNA-seq, and flow cytometry.

마우스 배아 줄기 세포에서 신경 전조및 뉴런의 분화 및 특성화

We describe the step-by-step procedure for culturing and differentiating mouse embryonic stem cells into neuronal lineages, followed by a series of assays ...

Efficient Differentiation of Mouse Embryonic Stem Cells into Motor Neurons

Direct differentiation of embryonic stem (ES) cells into functional motor neurons represents a promising resource to study disease mechanisms, to screen new drug compounds, and to develop new therapies for motor neuron diseases such as spinal muscular atrophy (SMA) and amyotrophic lateral sclerosis (ALS). Many current protocols use a combination of retinoic acid (RA) and sonic hedgehog (Shh) to differentiate mouse embryonic stem (mES) cells into motor neurons1-4. However, the differentiation efficiency of mES cells into motor neurons has only met with moderate success. We have developed a two-step differentiation protocol5 that significantly improves the differentiation efficiency compared with currently established protocols. The first step is to enhance the neuralization process by adding Noggin and fibroblast growth factors (FGFs). Noggin is a bone morphogenetic protein (BMP) antagonist and is implicated in neural induction according to the default model of neurogenesis and results in the formation of anterior neural patterning6. FGF signaling acts synergistically with Noggin in inducing neural tissue formation by promoting a posterior neural identity7-9. In this step, mES cells were primed with Noggin, bFGF, and FGF-8 for two days to promote differentiation towards neural lineages. The second step is to induce motor neuron specification. Noggin/FGFs exposed mES cells were incubated with RA and a Shh agonist, Smoothened agonist (SAG), for another 5 days to facilitate motor neuron generation. To monitor the differentiation of mESs into motor neurons, we used an ES cell line derived from a transgenic mouse expressing eGFP under the control of the motor neuron specific promoter Hb91. Using this robust protocol, we achieved 51&plusmn;0.8% of differentiation efficiency (n = 3; p &lt; 0.01, Student's t-test)5. Results from immunofluorescent staining showed that GFP+ cells express the motor neuron specific markers, Islet-1 and choline acetyltransferase (ChAT). Our two-step differentiation protocol provides an efficient way to differentiate mES cells into spinal motor neurons.

We developed a new protocol to improve efficiency of in vitro differentiation of mouse embryonic stem cells into motor neurons. The differentiated ES cells acquired motor neurons features as evidenced by expression of neuronal and motor neuron markers using immunohistochemical techniques.

모터 뉴런에 마우스 배아 줄기 세포의 효율적인 분화

Direct differentiation of embryonic stem (ES) cells into functional  motor neurons represents a promising resource to study disease mechanisms, to  screen ...

생물학

Isolation and Culture of Embryonic Mouse Neural Stem Cells

Neural stem cells (NSCs) are multipotent and can give rise to the three major cell types of the central nervous system (CNS). In vitro culture and expansion of NSCs provide a suitable source of cells for neuroscientists to study the function of neurons and glial cells along with their interactions. There are several reported techniques for the isolation of neural stem cells from adult or embryo mammalian brains. During the microsurgical operation to isolate NSCs from different regions of the embryonic CNS, it is very important to reduce the damage to the brain cells to obtain the highest ratio of live and expandable stem cells. A possible technique for stress reduction during isolation of these cells from the mouse embryo brain is the reduction of surgical time. Here, we demonstrate a developed technique for rapid isolation of these cells from the E13 mouse embryo ganglionic eminence. Surgical procedures include harvesting E13 mouse embryos from the uterus, cutting the frontal fontanelle of the embryo with a bent needle tip, extracting the brain from the skull, microdissection of the isolated brain to harvest the ganglionic eminence, dissociation of the harvested tissue in NSC medium to gain a single cell suspension, and finally plating cells in suspension culture to generate neurospheres.

Here, we introduce a novel microsurgical technique for the isolation of neural stem cells from the E13 mouse embryo ganglionic eminence.

절연 및 마우스 배아 신경 줄기 세포의 문화

Neural stem cells (NSCs) are multipotent and can give rise to the three major cell types of the central nervous system (CNS). In vitro culture and ...

신경과학

Mouse Embryonic Development in a Serum-free Whole Embryo Culture System

Mid-gestation stage mouse embryos were cultured utilizing a serum-free culture medium prepared from commercially available stem cell media supplements in an oxygenated rolling bottle culture system. Mouse embryos at E10.5 were carefully isolated from the uterus with intact yolk sac and in a process involving precise surgical maneuver the embryos were gently exteriorized from the yolk sac while maintaining the vascular continuity of the embryo with the yolk sac. Compared to embryos prepared with intact yolk sac or with the yolk sac removed, these embryos exhibited superior survival rate and developmental progression when cultured under similar conditions. We show that these mouse embryos, when cultured in a defined medium in an atmosphere of 95% O2 / 5% CO2 in a rolling bottle culture apparatus at 37 &#176;&#8203;C for 16-40 hr, exhibit morphological growth and development comparable to the embryos developing in utero. We believe this method will be useful for investigators needing to utilize whole embryo culture to study signaling interactions important in embryonic organogenesis.

Serum utilized in embryo cultures contains unknown components that can affect the outcome of experiments especially in studies involving signaling interactions. Here we utilized a serum-free oxygenated culture system and show that mid-gestation mouse embryos cultured for 16-40 hr&#160;exhibit morphological development comparable to embryos developing in utero.

무 혈청 전체 배아 배양 시스템에서 마우스 배아 개발

Mid-gestation stage mouse embryos were cultured utilizing a serum-free culture medium prepared from commercially available stem cell media supplements in ...

Neuronal Differentiation from Mouse Embryonic Stem Cells In vitro

The neural differentiation of mouse embryonic stem cells (mESCs) is a potential tool for elucidating the key mechanisms involved in neurogenesis and potentially aid in regenerative medicine. Here, we established an efficient and low cost method for neuronal differentiation from mESCs in vitro, using the strategy of combinatorial screening. Under the conditions defined here, the 2-day embryoid body formation + 6-day retinoic acid induction protocol permits fast and efficient differentiation from mESCs into neural precursor cells (NPCs), as seen by the formation of well-stacked and neurite-like A2lox and 129 derivatives that are Nestin positive. The healthy state of embryoid bodies and the timepoint at which retinoic acid (RA) is applied, as well as the RA concentrations, are critical in the process. In the subsequent differentiation from NPCs into neurons, N2B27 medium II (supplemented by Neurobasal medium) could better support the long term maintenance and maturation of neuronal cells. The presented method is highly efficiency, low cost and easy to operate, and can be a powerful tool for neurobiology and developmental biology research.

Here, we established a low cost and easy to operate method that directs fast and efficient differentiation from embryonic stem cells into neurons. This method is suitable for popularization among laboratories and can be a useful tool for neurological research.

시험관 내 마우스 배아 줄기 세포로부터의 신경 분화

The neural differentiation of mouse embryonic stem cells (mESCs) is a potential tool for elucidating the key mechanisms involved in neurogenesis and ...

Generating Neural Progenitors from Embryonic Stem Cells in Serum-Free Monolayer Cultures

Source: Wongpaiboonwattana, W., et al. <a href="https://app.jove.com/v/52823">Neural Differentiation of Mouse Embryonic Stem Cells in Serum-free Monolayer Culture.</a> J. Vis. Exp.(2015)
The video demonstrates a protocol that uses serum-free media to generate neural progenitors from mouse embryonic stem cells. The desired concentration of embryonic stem cells, suspended in serum-free media, is plated on gelatin-coated coverslips. At an optimal cell density, cells produce autocrine signaling factors, which, along with the neural differentiation-inducing factors in the serum-free media, trigger the differentiation of embryonic stem cells into neural progenitors.

1. Media Preparation
NOTE: The protocol relies on using a mix of two separate media: DMEM/F12 supplemented with modified N2 supplement and Neurobasal ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Neuroscience

Neuronal Culture Techniques

Advanced Neuronal Models

Generating Cortical Interneuron Precursors From Mouse Embryonic Stem Cells

Source: Tischfield, D. J., et al <a href="https://app.jove.com/v/56358">Differentiation of Mouse Embryonic Stem Cells into Cortical Interneuron Precursors.</a> J. Vis. Exp. (2017)
This video presents a method for generating cortical interneuron precursors from mouse embryonic stem cells. The protocol entails culturing the stem cells in media containing specific small molecule inhibitors, which facilitate stem cell proliferation and aggregation into embryoid bodies (EBs). Subsequently, the EBs are dissociated with enzymes and plated on culture plate wells coated with adhesion proteins to promote their differentiation into cortical interneuron precursors.

Generating Cortical Interneuron Precursors from Mouse Embryonic Stem Cells(마우스 배아 줄기세포에서 피질 중간뉴런 전구체 생성)

1. Media Preparation
NOTE: Warm all media to 37 &#38;#176;C before use in cell culture.

	Mouse Embryonic Fibroblast (MEF) media (for preparing 500 mL)
	
	...

Differentiating Mouse Embryonic Stem Cells into a Networked Neuron Population

Source: Hubbard, K. et al., <a href="https://app.jove.com/v/52361">Functional Evaluation of Biological Neurotoxins in Networked Cultures of Stem Cell-derived Central Nervous System Neurons.</a>&#160;J. Vis. Exp. (2015).
This video demonstrates a technique for embryonic stem cell differentiation into a networked population of neurons with functioning synapses. It outlines the steps involved in embryonic stem cell differentiation into neurons, induction of neuronal network formation, and enrichment of the culture with networked neurons.

마우스 배아 줄기세포를 네트워크화된 뉴런 집단으로 분화(Differentiating Mouse Embryonic Stem Cells into a Networked Neuron Population)

1. Neuronal Differentiation
NOTE: Conduct steps 1.1 - 1.5 before noon and step 1.7 after noon. An overview of the differentiation procedures is presented ...