Name: acrylic resin molding based head fixation technique in rodents
Uploaded: 2016-01-12T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 51 s
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This research was supported by Basic Science Research Program through the NRF funded by the Ministry of Education, Science and Technology (2010-0022362) and (2012R1A2A2A02046812).

윤리 문 : 이 실험은 경북 대학교 기관 동물 관리 및 사용위원회에 의해 승인되었으며, 관리 및 사용 실험 동물의 (국립 보건 연구원, 1996)에 대한 안내에 따라 수행되었다. 실험 후, 동물은 이산화탄소 안락사 하에서 희생시켰다. 쥐의 헤드 고정 바의 1. 디자인 참고 :이 단계는 고정 바 디자인에 대한 일반적인 지침입니다. 치수 및 재료에 대한 모든 수정은 동물이나 임플란트에 따라 할 수있다. CAD 소프트웨어를 사용하여 헤드 고정 막대를 설계하는 것은 권장하지만, 필요하지 않습니다. <ol><li> 고정 막대를 설계하는 CAD 소프트웨어를 사용합니다. <ol><li> 직사각형 (123 × 35 × 6mm) (그림 1A)의 고정 막대를 디자인합니다. 고정 바의 중간에, 직사각형 노치 (포트 16 × 20 ​​mm)를 확인합니다. 슬로프 또는 들여 쓰기를 추가 whic시간은 (그림 1B는 -arrows 그림은 1A-) 포트의 경계에 가이드 레일 역할을합니다. 참고 : 포트의 영역은 개두술을 통해 뇌 영역의 대부분에 정위 조작을 사용하여 수직 접근 할 수 있도록 뇌를 통해 쥐의 두개골의 추정 사각형을 다루고 있는지 확인합니다. </li><li> 고정 바의 양쪽에 두 개의 긴 고정 구멍 (50 × 20 ​​× 6mm) 판을 연결합니다. 이 구멍은 직경 6mm (그림 1A-D)의 나사를 통과했는지 확인하십시오. 록킹 후크 (도 1A-B)를위한 포트 앞에 직경 3mm의 구멍을 만든다. </li><li> 상자 바닥 (135 × 305mm)과 측벽 (305 × 76mm)를 갖는합니다. 도 1a (삽입)에 도시 된 바와 같이 두 개의 직경 6mm의 구멍을 뚫는다. 고정 바 (그림 1A-E)에 지원하는 벽을 추가합니다. </li></ol></li><li> 설계 막대를 제조 및 상자 등의 시아 노 아크릴 레이트를 사용하여 각각의 조립그림 1A (삽입)에 표시. 6mm 직경의 나사를 사용하여 상자에 막대를 조립합니다. 인체 공학적 헤드 고정 (그림 1A-삽입)에 대한 바의 나사 위치를 조정하여 기울기를 적용합니다. 주 : 생쥐를 들어, 고정 바의 크기 (2 mm 두께의 아크릴 패널의 2 개의 층으로 이루어진) 60 × 20 ​​× 4mm이다. 포트는 8mm 폭 (상부) 및도 1c에 도시 된 바와 같이 9 X 10mm (아래)의 제곱이다. 고정 플레이트 쥐 &#39;의 동일한 크기이다. 상자 판과 측면 벽은 각각 100 × 72mm와 100 × 50mm이다. </li></ol> 임플란트 수술시 2. 헤드 마운터 건설 주의 : 치과 아크릴 수지를 처리​​ 할 때주의해야합니다. 액체는 피부에 자극을 줄 수 있습니다. 마스크를 착용하고 장갑을 착용하십시오. 환기가 잘되는 곳에서 작업 할 수 있습니다. <ol><li> 수술 전 준비 <ol><li> 단단히 고정 막대를 사용하여 AP의 포트의 테두리를 감싸는막대에 적용되는 아크릴 수지의 접착을 방지하기 위해 araffin 필름 (그림 1B 그림 2A 참조). 코트 아크릴 수지의 얇은 층으로 파라핀 필름으로 덮여 포트 보더. </li><li> 멸균 수술 도구를 사용합니다. 철저 고정대 소독 및 70 % 에틸 알코올을 사용한 주변. </li></ol></li><li> 정위 이식 수술을 수행 <ol><li> 복강 내 케타민 10 ㎖의 칵테일 혼합물의 주입 (2 ㎖ / kg) (50 ㎎ / ㎖), 자일 라진 하이드로 클로라이드 1.5 ㎖ (23.32 ㎎ / ㎖) 및 염수 250 ml로 동물을 마취. 동물이 완전히 마취와 꼬리와 발가락 핀치에 응답하지 않음을 확인합니다. 필요한 경우 수술 중 1 ㎖ / ㎏의 칵테일 혼합물을 주입. </li><li> 정위 장치에 동물을 고정합니다. 수술 중 건조를 방지하기 위해 눈에 안과 연고를 적용합니다. 면도 및 70 % 에탄올로 두피를 청소합니다. 2 % 리도카인의 피하 주사를주고 SCA를 절개두개골의 중간 선을 따라 LP로. 완전히 골막을 긁어. 식염수 여러 번 씻어. </li><li> 두개골의 가장자리 근처에 버 - 홀 드릴링을 확인합니다. 임플란트 나사는 두개골 표면에서 4 ~ 5 회전 (최대 1mm까지의 깊이)는 뇌경막의 위반을 방지합니다. 나사 주입 후 두개골 표면에 뇌척수액과 혈액의 확인 누설하지 않습니다. 식염수로 씻어 특히 나사 주위에 공기 퍼프를 사용하여 두개골 표면을 건조. </li><li> &quot;치과 용 접착제 (슈퍼 본드 ​​C &amp; B)&quot;의 얇은 층으로 코트 두개골 표면. 완전히 추가 전극 주입이 예약 된 경우 브레 그마를 포함하여 두개골의 표면을 커버하지 마십시오. 개두술 좌표를 마킹 브레 그마를 사용합니다. 임플란트 전극 및 / 또는 마이크로 드라이브 및 주위 아크릴 수지를 적용하여 두개골에 고정합니다. </li><li> 치과 용 시멘트의 상단에 추가 아크릴 수지를 적용합니다. 바 코팅 수지 사이에 충분한 칠 아웃 공간을 떠나 아크릴 수지의 적절한 양을 사용하여D 초기 장착 수지 나사 및 / 또는 전극 (그림 2A)에 집착 할 때. </li></ol></li><li> 머리 고정 바를 두개골 표면 위 5mm 이상을 배치하고 중앙 (그림 2A - 왼쪽)을 맞 춥니 다. </li><li> 두개골의 기본 초기 설치 수지 사이의 간격에 아크릴 수지를 적용합니다. (그림 2A -CENTER). 하드가 수지 될 때까지 기다립니다. </li><li> 귀 막대를 제거하고 고정 바 포트에서 성형 마운터를 당깁니다. (그림 2A - 오른쪽). 조심스럽게 성형 마운터 필요한 경우의 가장자리 레일 주변에 추가로 아크릴 수지를 적용합니다. </li><li> 멸균 식염수 두피의 상처 표면을 씻어. 즉시 수술 후 항생제 (enrofloxacin, 5 ㎎ / ㎏ SC) 및 진통제 (부토 르파 놀 주석산, 2 ㎎ / ㎏ SC)를 주입한다. 하나의 새장에 개별적으로 동물을 집입니다. </li></ol> 3. Habituating 동물 머리 고정을합니다 참고 :이 단계 드를저자의 경험적으로 성공적인 평가를 기반으로 습관화 일정을 스크라이브. 머리 고정에 대한 습관화 절차에 대한 개요, 슈워츠의 10 구오의 11 일을 참조하십시오. <ol><li> 동물에게 충분한 회복 기간 (주 이상)을 얻었다. 1 일에서 자주 나눈 짧은 세션에 동물을 처리합니다. </li><li> 다음 날 (2 일)에 고정 환경 (상자)에 동물을 노출. 고정 바의 포트에 머리 마운터를 삽입하지 마십시오. 환경에 익숙해 동물을 둡니다. 안전하게 1-2 초 동안 손을 사용하여 헤드 마운터를 잡아 즉시 놓습니다. 손으로 잡아 몇 배 단기 고정을 반복합니다. </li><li> 3 일에, 머리 고정에 동물을 길들. <ol><li> 홈 케이지에서 동물을 가져오고 고정 바의 포트를 향해 머리를 연출 박스에 정착. 헤드 마운터를 잡고 고정 바의 포트에 삽입합니다. </li><li> 동물의 (마운터 바인딩고무 밴드를 사용하여 상기 고정 바의 걸림 후크에 머리). 5 분 동안 서. 참고 : 찍찍과 동물의 스트레스를 증가 투쟁 동물을 리드 고정 후 동물의 트렁크 또는 꼬리를 만지지 마십시오. 동물이 더 이상 1 분 고군분투 계속하면, 분리 한 후 시도하십시오. 고정을 머리에 노출하지만이 점차 습관화 진행됨에 따라 감소됩니다 때마다이 단계에서, 동물은 소변과 대변 배설을 보여줍니다. </li><li> 잠금 고무 밴드를 검색하고 포트에서 마운터를 꺼냅니다. 다시 홈 케이지에 동물을 넣고 시리얼의 조각 또는 보상 등 홈 케이지에 해바라기 씨앗을 제공합니다. 다음 재판은 30 분에 시작됩니다. 하루 만에 3.4.1 다섯 3.4.4에 이상을 반복합니다. </li></ol></li><li> 7 일 4 일, 프로토콜 3.4에 설명 된대로 고정을 머리에 동물을 노출. 점진적으로 (10 분, 20 분, 30 분, 및 습관화 진행됨 50 분)의 헤드 고정 지속 시간을 증가시킨다. 참고 : 동물이 경우 더t는 스트레스의 하이 레벨의 신호가 될 수 있고, 음식 보상을 피드. 고정 시간을 증가하지 마십시오. 동물 행동 어려움을 겪고 반복 표시하는 경우, 더 긴 기간을 길들. </li><li> 매일 동물의 체중을 확인합니다. 체중 감소에 실패 습관화를 생각해 보자. 성공 습관화 후 헤드 고정과 행동 작업을 진행합니다. 참고 : 성공적인 습관화 후속 행동 훈련 (그림 3E 및 F)를 용이하게한다. </li></ol>

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	<li>Mayrhofer, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+two-alternative+forced+choice+paradigm+for+bilateral+vibrotactile+whisker+frequency+discrimination+in+head-fixed+mice+and+rats.">Novel two-alternative forced choice paradigm for bilateral vibrotactile whisker frequency discrimination in head-fixed mice and rats.</a> J Neurophysiol. 109, 273-284 (2013).</li><li>Bryant, J. L., Roy, S., Heck, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technique+for+stereotaxic+recordings+of+neuronal+activity+in+awake,+head-restrained+mice.">A technique for stereotaxic recordings of neuronal activity in awake, head-restrained mice.</a> J Neurosci Methods. 178, 75-79 (2009).</li><li>Ollerenshaw, D. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detection+of+tactile+inputs+in+the+rat+vibrissa+pathway.">Detection of tactile inputs in the rat vibrissa pathway.</a> J Neurophysiol. 108, 479-490 (2012).</li><li>Lee, M. G., Manns, I. D., Alonso, A., Jones, B. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep-wake+related+discharge+properties+of+basal+forebrain+neurons+recorded+with+micropipettes+in+head-fixed+rats.">Sleep-wake related discharge properties of basal forebrain neurons recorded with micropipettes in head-fixed rats.</a> J Neurophysiol. 92, 1182-1198 (2004).</li><li>Lutcke, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+recording+of+neuronal+activity+with+a+genetically-encoded+calcium+indicator+in+anesthetized+and+freely+moving+mice.">Optical recording of neuronal activity with a genetically-encoded calcium indicator in anesthetized and freely moving mice.</a> Front Neural Circuits. 4, 9 (2010).</li><li>Dombeck, D. A., Khabbaz, A. N., Collman, F., Adelman, T. L., Tank, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+large-scale+neural+activity+with+cellular+resolution+in+awake,+mobile+mice.">Imaging large-scale neural activity with cellular resolution in awake, mobile mice.</a> Neuron. 56, 43-57 (2007).</li><li>Kimura, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reinforcing+operandum:+rapid+and+reliable+learning+of+skilled+forelimb+movements+by+head-fixed+rodents.">Reinforcing operandum: rapid and reliable learning of skilled forelimb movements by head-fixed rodents.</a> Journal of neurophysiology. 108, 1781-1792 (2012).</li><li>Hadlock, T., Kowaleski, J., Mackinnon, S., Heaton, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+method+of+head+fixation+for+the+study+of+rodent+facial+function.">A novel method of head fixation for the study of rodent facial function.</a> Experimental neurology. 205, 279-282 (2007).</li><li>Roh, M., Jang, I. S., Lee, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Push-in+Head+Restraining+Apparatus+for+Intracranial+Self+Stimulation+Tasks+in+Rats.">Push-in Head Restraining Apparatus for Intracranial Self Stimulation Tasks in Rats.</a> Korean J Physiol Pharmacol. 18, 103-108 (2014).</li><li>Schwarz, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+head-fixed+behaving+rat--procedures+and+pitfalls.">The head-fixed behaving rat--procedures and pitfalls.</a> Somatosensory &amp; motor research. 27, 131-148 (2010).</li><li>Guo, Z. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Procedures+for+Behavioral+Experiments+in+Head-Fixed+Mice.">Procedures for Behavioral Experiments in Head-Fixed Mice.</a> PLoS ONE. 9, (2014).</li><li>Osborne, J. E., Dudman, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=RIVETS:+a+mechanical+system+for+in+vivo+and+in+vitro+electrophysiology+and+imaging.">RIVETS: a mechanical system for in vivo and in vitro electrophysiology and imaging.</a> PLoS One. 9, e89007 (2014).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

This protocol demonstrates a simple and convenient head fixation method using materials at hand. For physically successful head fixation, the first critical steps during surgery is to rinse and dry the skull surface clearly before applying the dental adhesive resin cement. Second, this method does not uses screws implanting under temporal muscles and only depends on the screws on the skull, their perpendicular implantation against the surface of skull rim is crucial10. This reduces the possibility of accidenta...

헤드 고정 또는 헤드 금지는 엄격한 클램핑의 두개골에 프레임 또는 판을 부착하여 동물의 머리를 고정하는 기술이다. 이 기술은 정확한 감각 자극, 또는 깨어 동물 1-3에서 신경 기록없이 수면 - 각성주기 4시 juxtacellular 라벨에 대한 행동 감지를 위해 채택되었다. 또한, 생체 내에서 뇌 영상 5,6- 사용된다. 지금 헤드 고정 기술은 신경 및 행동 연구에서 일반적으로 사용되는 도구이다. 기본적으로, 전통적인 헤드 고정 두개골 6-8 위에 금속 헤드 게시물의 수술 첨부 파일이 필요합니다. 첨부 후 헤드의 고정화 결과 고정 플랫폼에 고정된다. 이러한 신경 및 / 또는 광 기록, 뇌 회로의 개입과 같은 웨이크 동물에서 신경 생리 학적 연구는, 뇌 영상은 치과 아크릴을 사용하여 이식 수술을 동반한다. 따라서,그것은 실험적 필요할 때 그 실험실 헤드 고정을 구현하는 단순한 작업을 보인다. 프레임은 자신의 홈 케이지에 동물의 자연스러운 행동을 방해하지 가벼운 무게와 충분히 작은을 할 수 있도록 설계되어야한다. 고정 플랫폼에 고정 할 때 또한 기계적 강성을 제공한다. 그것은 더 실험 목적에 따라 생체 적합성을 가지고있다. 따라서, 설계 및 일반 실험실 장비 등의 헤드 게시물을 제작하는 것은 기술적으로 어렵다. 본 연구에서는, 신규 한 헤드 고정 방법은, 금속 포스트 헤드를 사용하지 않고 편리하게 클램핑 통해 기계적 강성을 제공하고, 설명한다. 방법을 사용하여, 헤드 고정은 수술 이식은 보통 뇌 연구 설치류에서 수행되는 일반적인 실험실 조건 하에서 수행 될 수있다. 금속 헤드 게시물은 IMPLAN 동안 이루어집니다 맞춤형 헤드 고정 줄​​ 및 성형 공정에 의해 부분적으로 성형 아크릴 수지 시멘트로 대체됩니다테이션 수술. 고정 바는 신경 기록 프로브, 자극 전극과 같은 다른 임플란트와 높은 공간 호환성을 제공합니다. 또한 나사 체결을 제거함으로써 고정 플랫폼 동물의 머리를 클램핑하는 단계를 단순화한다. 우리는 이전의 행동 연구에서이 방법을 사용하고 우리는이 방법이 실제 실험 9에서 구현하기 쉽고 편리 결론을 내렸다.

<table><tbody><tr><td>Dental acrylic resin</td><td>Lang Dental Manufacturing</td><td>Ortho-Jet</td><td>to make molded mounter</td></tr><tr><td>Paraffin film</td><td>Bemis</td><td>Parafilm</td><td>to prevent adhesion of acrylic resin to the bar</td></tr><tr><td>Dental adhesive</td><td>Sun Medical</td><td>Super-Bond C&amp;amp;B</td><td>to bond between acrylic resin and skull</td></tr><tr><td>Plexglass or other acrylic plate</td><td></td><td></td><td>to make fixation bar and box platform</td></tr><tr><td>Cyanoacrylate</td><td></td><td></td><td>to bond acrylic plates</td></tr></tbody></table>

acrylic resin molding based head fixation technique in rodents

Head fixation is a technique of immobilizing animal's head by attaching a head-post on the skull for rigid clamping. Traditional head fixation requires surgical attachment of metallic frames on the skull. The attached frames are then clamped to a stationary platform resulting in immobilization of the head. However, metallic frames for head fixation have been technically difficult to design and implement in general laboratory environment. In this study, we provide a novel head fixation method. Using a custom-made head fixation bar, head mounter is constructed during implantation surgery. After the application of acrylic resin for affixing implants such as electrodes and cannula on the skull, additional resins applied on top of that to build a mold matching to the port of the fixation bar. The molded head mounter serves as a guide rails, investigators conveniently fixate the animal&#8217;s head by inserting the head mounter into the port of the fixation bar. This method could be easily applicable if implantation surgery using dental acrylics is necessary and might be useful for laboratories that cannot easily fabricate CNC machined metal head-posts.

이 헤드 고정 방법은 래트 및 마우스 모두에 적용 가능하다. 총 여덟 쥐 내측 전뇌 다발로 전극을 자극 양자 간 이식을 받았다. 그들 중 4를 들어, 사용자 정의 텅스텐 와이어 전극 (마이크로 드라이브)를 추가로 M1의 앞다리 영역 (그림 2C)에 이식했다. 쥐 (N = 2), 네 개의 스테인레스 스틸 와이어 전극을 정면 / 후두 피질 영역으로 이식 하였다. 수술에서 회복 한 후 프로토콜 섹션 2에서 ?...

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Acrylic Resin Molding Based Head Fixation Technique in Rodents

Traditional head fixation techniques have used metallic frames attached on the skull as an interface for head fixation apparatus. This protocol demonstrates a frameless, acrylic resin molding based head fixation technique for behavioral tasks in rodents.

설치류에 아크릴 수지 성형 기반 헤드 고정 기법

Head fixation is a technique of immobilizing animal's head by attaching a head-post on the skull for rigid clamping. Traditional head fixation requires ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

11.7K 조회수.  Kyungpook National University. Traditional head fixation techniques have used metallic frames attached on the skull as an interface for head fixation apparatus. This protocol demonstrates a frameless, acrylic resin molding based head fixation technique for behavioral tasks in rodents.

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Application of Light-cured Dental Adhesive Resin for Mounting Electrodes or Microdialysis Probes in Chronic Experiments

In chronic recording experiments, self-curing dental acrylic resins have been used as a mounting base of electrodes or microdialysis-probes. Since these acrylics do not bond to the bone, screws have been used as anchors. However, in small experimental animals like finches or mouse, their craniums are very fragile and can not successfully hold the anchors. In this report, we propose a new application of light-curing dental resins for mounting base of electrodes or microdialysis probes in chronic experiments. This material allows direct bonding to the cranium. Therefore, anchor screws are not required and surgical field can be reduced considerably. Past experiences show that the bonding effect maintains more than 2 months. Conventional resin's window of time when the materials are pliable and workable is a few minutes. However, the window of working time for these dental adhesives is significantly wider and adjustable.

In this report, we propose a new application of light-curing dental resins for mounting base of electrodes or microdialysis probes in chronic experiments. This material allows direct bonding to the cranium.

만성 실험에 장착 전극 또는 Microdialysis 프로브를위한 라이트 - 치료 치과 접착제 수지의 응용

In chronic recording experiments, self-curing dental acrylic resins have been used as a mounting base of electrodes or microdialysis-probes. Since these ...

연구

생물학

A Polished and Reinforced Thinned-skull Window for Long-term Imaging of the Mouse Brain

In vivo imaging of cortical function requires optical access to the brain without disruption of the intracranial environment. We present a method to form a polished and reinforced thinned skull (PoRTS) window in the mouse skull that spans several millimeters in diameter and is stable for months. The skull is thinned to 10 to 15 &mu;m in thickness with a hand held drill to achieve optical clarity, and is then overlaid with cyanoacrylate glue and a cover glass to: 1) provide rigidity, 2) inhibit bone regrowth and 3) reduce light scattering from irregularities on the bone surface. Since the skull is not breached, any inflammation that could affect the process being studied is greatly reduced. Imaging depths of up to 250 &mu;m below the cortical surface can be achieved using two-photon laser scanning microscopy. This window is well suited to study cerebral blood flow and cellular function in both anesthetized and awake preparations. It further offers the opportunity to manipulate cell activity using optogenetics or to disrupt blood flow in targeted vessels by irradiation of circulating photosensitizers.

We present a method to form an imaging window in the mouse skull that spans millimeters and is stable for months without inflammation of the brain. This method is well suited for longitudinal studies of blood flow, cellular dynamics, and cell/vascular structure using two-photon microscopy.

마우스 뇌의 장기 이미징을위한 세련된와 철근 Thinned-해골 창

In vivo imaging of cortical function requires optical access to the brain without disruption of the intracranial environment. We present a method to form ...

신경과학

Behavioral Training Procedures for Head-fixed Virtual Reality in Mice

Virtual reality (VR) combined with head-fixation is increasingly being utilized in behavioral neuroscience studies as it allows complex behavioral assays to be performed in head-fixed mice. This enables precise behavioral recordings while incorporating various neurophysiological techniques that require head-fixation to minimize movement-related signal noise during neural recordings. However, despite the growing use of VR, there is little published data on the detailed methodology of how to implement it. In this study, a training protocol is developed whereby male and female C57B16/J mice are trained to run down a virtual linear corridor, the length of which is increased from 1-3 m over multiple training sessions. Building upon this foundation, this study investigated the feasibility of mice performing complex behaviors within VR using a Y-maze paradigm. The task required navigating to the arm with black walls from the choice point in the Y-maze. After reaching a criterion of two consecutive days equal to or greater than 70% correct, the mice progressed to increasingly difficult sensory discrimination. The findings provide important details on the methodologies useful for the successful training of mice in VR and demonstrate that mice exhibit learning capabilities in navigating the Y-maze. The methodology presented not only offers insights into training duration in VR-based assays but also underscores the potential for probing intricate behaviors in mice, opening avenues for more comprehensive neuroscience investigations.

The article describes the experimental procedures for the commonly used linear track virtual reality (VR) paradigm in mice as well as determining the feasibility of running complex VR tasks by testing a Y-shaped signal discrimination task.

Virtual reality (VR) combined with head-fixation is increasingly being utilized in behavioral neuroscience studies as it allows complex behavioral assays ...

행동분석학

Optogenetics Identification of a Neuronal Type with a Glass Optrode in Awake Mice

It is a major concern in neuroscience how different types of neurons work in neural circuits. Recent advances in optogenetics have enabled the identification of the neuronal type in in vivo electrophysiological experiments in broad brain regions. In optogenetics experiments, it is critical to deliver the light to the recording site. However, it is often hard to deliver the stimulation light to the deep brain regions from the brain&#39;s surface. Especially, it is difficult for the stimulation light to reach the deep brain regions when the optical transparency of the brain surface is low, as is often the case with recordings from awake animals. Here, we describe a method to record spike responses to the light from an awake mouse using a custom-made glass optrode. In this method, the light is delivered through the recording glass electrode so that it is possible to reliably stimulate the recorded neuron with light in the deep brain regions. This custom-made optrode system consists of accessible and inexpensive materials and is easy to assemble.

This work introduces a method to perform an optogenetic single-unit recording reliably from an awake mouse using a custom-made glass optrode.

깨어 있는 쥐에 유리 Optrode 신경 형식의 Optogenetics 식별

It is a major concern in neuroscience how different types of neurons work in neural circuits. Recent advances in optogenetics have enabled the ...

Long-term Sensory Conflict in Freely Behaving Mice

Long-term sensory conflict protocols are a valuable means of studying motor learning. The presented protocol produces a persistent sensory conflict for experiments aimed at studying long-term learning in mice. By permanently wearing a device fixed on their heads, mice are continuously exposed to a sensory mismatch between visual and vestibular inputs while freely moving in home cages. Therefore, this protocol readily enables the study of the visual system and multisensory interactions over an extended timeframe that would not be accessible otherwise. In addition to lowering the experimental costs of long-term sensory learning in naturally behaving mice, this approach accommodates the combination of in vivo and in vitro experiments. In the reported example, video-oculography is performed to quantify the vestibulo-ocular reflex (VOR) and optokinetic reflex (OKR) before and after learning. Mice exposed to this long-term sensory conflict between visual and vestibular inputs presented a strong VOR gain decrease but exhibited few OKR changes. Detailed steps of device assembly, animal care, and reflex measurements are hereby reported.

The presented protocol produces a persistent sensory conflict for experiments aimed at studying long-term learning. By permanently wearing a fixed device on their heads, mice are continuously exposed to a sensory mismatch between visual and vestibular inputs while freely moving in home cages.

자유롭게 행동 하는 쥐에 장기 감각 충돌

Long-term sensory conflict protocols are a valuable means of studying motor learning. The presented protocol produces a persistent sensory conflict for ...

Chronic Implantation of Multiple Flexible Polymer Electrode Arrays

Simultaneous recordings from large populations of individual neurons across distributed brain regions over months to years will enable new avenues of scientific and clinical development. The use of flexible polymer electrode arrays can support long-lasting recording, but the same mechanical properties that allow for longevity of recording make multiple insertions and integration into a chronic implant a challenge. Here is a methodology by which multiple polymer electrode arrays can be targeted to a relatively spatially unconstrained set of brain areas.
The method utilizes thin-film polymer devices, selected for their biocompatibility and capability to achieve long-term and stable&#160;electrophysiologic recording interfaces. The resultant implant allows accurate and flexible targeting of anatomically distant regions, physical stability for months, and robustness to electrical noise. The methodology supports up to sixteen serially inserted devices across eight different anatomic targets. As previously demonstrated, the methodology is capable of recording from 1024 channels. Of these, the 512 channels in this demonstration used for single neuron recording yielded 375 single units distributed across six recording sites. Importantly, this method also can record single units for at least 160 days.
This implantation strategy, including temporarily bracing each device with a retractable silicon insertion shuttle, involves tethering of devices at their target depths to a skull-adhered plastic base piece that is custom-designed for each set of recording targets, and stabilization/protection of the devices within a silicone-filled, custom-designed plastic case. Also covered is the preparation of devices for implantation, and design principles that should guide adaptation to different combinations of brain areas or array designs.

Described below is a method for implantation of multiple polymer electrode arrays across anatomically distant brain regions for chronic electrophysiological recording in freely moving rats. Preparation and surgical implantation are described in detail, with emphasis on design principles to guide adaptation of these methods for use in other species.

다중 유연한 폴리머 전극 어레이의 만성 이식

Simultaneous recordings from large populations of individual neurons across distributed brain regions over months to years will enable new avenues of ...

Successful In vivo Calcium Imaging with a Head-Mount Miniaturized Microscope in the Amygdala of Freely Behaving Mouse

In vivo real-time monitoring of neuronal activities in freely moving animals is one of key approaches to link neuronal activity to behavior. For this purpose, an in vivo imaging technique that detects calcium transients in neurons using genetically encoded calcium indicators (GECIs), a miniaturized fluorescence microscope, and a gradient refractive index (GRIN) lens has been developed and successfully applied to many brain structures1,2,3,4,5,6. This imaging technique is particularly powerful because it enables chronic simultaneous imaging of genetically defined cell populations for a long-term period up to several weeks. Although useful, this imaging technique has not been easily applied to brain structures that locate deep within the brain such as amygdala, an essential brain structure for emotional processing and associative fear memory7. There are several factors that make it difficult to apply the imaging technique to the amygdala. For instance, motion artifacts usually occur more frequently during the imaging conducted in the deeper brain regions because a head-mount microscope implanted deep in the brain is relatively unstable. Another problem is that the lateral ventricle is positioned close to the implanted GRIN lens and its movement during respiration may cause highly irregular motion artifacts that cannot be easily corrected, which makes it difficult to form a stable imaging view. Furthermore, because cells in the amygdala are usually quiet at a resting or anesthetized state, it is hard to find and focus the target cells expressing GECI in the amygdala during baseplating procedure for later imaging. This protocol provides a helpful guideline for how to efficiently target cells expressing GECI in the amygdala with head-mount miniaturized microscope for successful in vivo calcium imaging in such a deeper brain region. It is noted that this protocol is based on a particular system (e.g., Inscopix) but not restricted to it.

In vivo microendoscopic calcium imaging is an invaluable tool that enables real-time monitoring of neuronal activities in freely behaving animals. However, applying this technique to the amygdala has been difficult. This protocol aims to provide a useful guideline for successfully targeting amygdala cells with a miniaturized microscope in mice.

자유롭게 행동하는 마우스의 편도체에 있는 머리 산 소형 현미경을 가진 성공적인 생체 내 칼슘 화상 진찰

In vivo real-time monitoring of neuronal activities in freely moving animals is one of key approaches to link neuronal activity to behavior. For this ...

Head Implants for the Neuroimaging of Awake, Head-Fixed Rats

Anesthetics, commonly used in preclinical and fundamental scientific research, have a depressive influence on the metabolic, neuronal, and vascular functions of the brain and can adversely influence neurophysiological results. The use of awake animals for research studies is advantageous but poses the major challenge of keeping the animals calm and stationary to minimize motion artifacts throughout data acquisition. Awake imaging in smaller-sized rodents (e.g., mice) is very common but remains scant in rats as rats are bigger, stronger, and have a greater tendency to oppose movement restraints and head fixation over the long durations required for imaging. A new model of neuroimaging of awake, head-fixed rats using customized hand-sewn slings, 3D-printed head implants, head caps, and a headframe is described. The results acquired following a single trial of single-whisker stimulation suggest an increase in the intensity of the evoked functional response. The acquisition of the evoked functional response from awake, head-fixed rats is faster than that from anesthetized rats, reliable, reproducible, and can be used for repeated longitudinal studies.

A detailed new procedure for functional imaging of awake, head-fixed rats is described.

깨어 있는 머리 고정 쥐의 신경 영상을 위한 머리 임플란트

Anesthetics, commonly used in preclinical and fundamental scientific research, have a depressive influence on the metabolic, neuronal, and vascular ...

생쥐의 전기생리학을 위한 비용 효율적이고 다재다능한 프로브 임플란트 시스템

The DREAM Implant: A Lightweight, Modular, and Cost-Effective Implant System for Chronic Electrophysiology in Head-Fixed and Freely Behaving Mice

Chronic electrophysiological recordings in rodents have significantly improved our understanding of neuronal dynamics and their behavioral relevance. However, current methods for chronically implanting probes present steep trade-offs between cost, ease of use, size, adaptability, and long-term stability.
This protocol introduces a novel chronic probe implant system for mice called the DREAM (Dynamic, Recoverable, Economical, Adaptable, and Modular), designed to overcome the trade-offs associated with currently available options. The system provides a lightweight, modular and cost-effective solution with standardized hardware elements that can be combined and implanted in straightforward steps and explanted safely for recovery and multiple reuse of probes, significantly reducing experimental costs.
The DREAM implant system integrates three hardware modules: (1) a microdrive that can carry all standard silicon probes, allowing experimenters to adjust recording depth across a travel distance of up to 7 mm; (2) a three-dimensional (3D)-printable, open-source design for a wearable Faraday cage covered in copper mesh for electrical shielding, impact protection, and connector placement, and (3) a miniaturized head-fixation system for improved animal welfare and ease of use. The corresponding surgery protocol was optimized for speed (total duration: 2 h), probe safety, and animal welfare.
The implants had minimal impact on animals&#39; behavioral repertoire, were easily applicable in freely moving and head-fixed contexts, and delivered clearly identifiable spike waveforms and healthy neuronal responses for weeks of post-implant data collection. Infections and other surgery complications were extremely rare.
As such, the DREAM implant system is a versatile, cost-effective solution for chronic electrophysiology in mice, enhancing animal well-being, and enabling more ethologically sound experiments. Its design simplifies experimental procedures across various research needs, increasing accessibility of chronic electrophysiology in rodents to a wide range of research labs.

저자 스포트라이트: 동물의 가상 현실 및 전기 생리학을 통한 자연주의적 신경 계산 이해

Here, we introduce a lightweight, cost-effective probe implant system for chronic electrophysiology in rodents optimized for ease of use, probe recovery, experimental versatility, and compatibility with behavior.

DREAM Implant: 머리가 고정되고 자유롭게 행동하는 마우스의 만성 전기생리학을 위한 가볍고 비용 효율적인 모듈식 임플란트 시스템

Chronic electrophysiological recordings in rodents have significantly improved our understanding of neuronal dynamics and their behavioral relevance. ...

설치류에 아크릴 수지 성형 기반 헤드 고정 기법

요약

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