이 작품은 NIH 보조금 HL083958 및 HL100398 (AKH)와 2T32HL007411-33에 의해 지원되었다 &quot;심장 혈관 메커니즘의 프로그램 : 조사에서 훈련을&quot;(JB)를.

세포 배양 미디어, 솔루션 및 시약 1. 준비. <ol><li> 마우스 배아 줄기 세포를 500 ㎖ (MESC) 혼합 및 살균 여과 (0.2 ㎛의 공극 크기) 445 ml의 글래스 최소 필수 중간 (GMEM), 50 ㎖의 열 불 활성화 소 태아 혈청 (FBS)에 의해 용지를 준비 5 ㎖ 100X는 L- 집중 ml의 당 1 × 10 7 단위 및 1.43 μL의 ß-머 캅토 에탄올 (최종 농도가 50 μM입니다)에서 글루타민 교체, 5 ㎕를 재조합 마우스 백혈병 억제 인자 (LIF). 사용할 준비가 될 때까지 4 ℃에서 보관하십시오. </li><li> 혼합 및 무균 여과하여 391 ml의 배아 바디 (EB) 분화 배지 500 ml를 준비 Iscove 개변 둘 베코 중간 (IMDM), FBS를 비활성화 100㎖의 열, 5 ㎖ (100X)가 L 글루타민 교체 농축 5 ㎖ 100X 비 필수 아미노산을 농축하여 (NEAA), 및 2.86 μl를 ß-머 캅토 에탄올 (최종 농도 100 μM)입니다. 준비가 될 때까지 4˚ C에서 보관 사용하기. </li><li> w 0.2 % 준비여과하고 500 mL를 1g 돼지 피부 젤라틴 분말을 혼합하여 젤라틴 / V 수용액, 증류수 H 2 O. 고압 증기 멸균에 의해 소독. 젤라틴은 실온에서 물에 완전히 용해되지 않을 수 있습니다. 젤라틴을 고온 가압 멸균 한 후 완전히 용해되어야한다. 사용할 준비가 될 때까지 실온에서 보관하십시오. </li><li> 0.5 μg의 / μL 원액을 0.1 % BSA로 보충 된 100 ㎕의 인산 완충 식염수 (PBS)에서 동결 건조 Grem2 50 μg의 펠렛을 용해 Grem2 재조합 단백질 분취 액을 준비한다. 준비가 될 때까지의 -80˚ C 나누어지는 다섯 멸균 1.5 ml의 원심 분리기 튜브에이 원액 20 μL 및 저장소를 사용합니다. </li><li> 10 배 재고 한 출판 프로토콜 또는 구매에 따른 PBS를 준비하고 희석 19 일 1X을 여과, 증류 H 2 O로 1:10 희석. 사용 전에 오토 클레이브에 의해 멸균 PBS. 사용할 준비가 될 때까지 실온에서 보관하십시오. 일부 단계에서 사용되는 2 + 칼슘과 마그네슘없이 DPBS. 이 폴리 우레탄입니다1X 솔루션으로 rchased. 주문 정보 시약의 테이블에 포함되어있다. </li></ol> 젤라틴 2. 준비 10cm 조직 문화 요리를 코팅 <ol><li> 멸균 조직 문화 후드에 코팅 각 10cm 조직 배양 접시에 0.2 % 젤라틴 용액 5 ㎖를 추가합니다. 적어도 30 분 동안 4 일까지 37 ℃에서 인큐베이터에 넣어 요리. </li></ol> 젤라틴 3. 6- 웰 조직 배양 플레이트를 코팅 <ol><li> 멸균 조직 배양 후드에서 6- 웰 조직 배양 플레이트의 각 웰에 0.2 % 젤라틴 1 ㎖를 추가한다. 적어도 30 분 동안 4 일까지 37 ℃에서 인큐베이터에 넣어 판. </li></ol> 4. 배아 줄기 세포 배양 <ol><li> 해동 mESCs <ol><li> 멸균 조직 문화 후드에서 실온으로 가온하여 MESC 미디어를 준비합니다. 젤라틴 코팅 10cm 접시에 10 ml의 RT 매체를 추가합니다. </li><li> 약 1 × 10 6 세포를 포함하는 mESCs의 1 병을 제거cryostorage. 37 ℃의 수욕 집게, 장소 cryovial 들고. 세포 현탁액을 해동하고 단지 작은 아이스 결정은 병의 중심에 유지 될 때까지 조심스럽게 소용돌이 친다. 와 유리 병을 건조 일회용 보풀이없는 닦아 70 % EtOH로 소독. </li><li> 무균 조직 배양 후드에서 cryovial에서 P1000 팁을 사용하여 해동 세포를 제거하고 4.1.1에서 제조 10cm 접시)에 전송할 수 있습니다. </li><li> 부드럽게 백업 할 판 앞을 이동하여 세포를 배포 균등하게 5 % CO 2와 37 ℃ 가습 세포 배양 인큐베이터에 10cm 접시를 놓고, 다음 좌우로. 세포는 O / N을 도금 또는 적어도 6 시간에 첨부 할 수 있습니다. </li><li> 우선 밝은 필드 현미경을 사용하여 부착 다음날 아침 체크 세포. 일부 세포 파편과 죽은 세포는 미디어에서 관찰됩니다. 이것은 정상입니다. 요리에서 대기음 미디어 및 10 ml의 신선한 MESC 미디어로 교체합니다. </li><li> 차별을 방지하기 위해 매일 세포에서 미디어를 변경하는 것을 계속한다. </li></ol></li><li&gt;과 Passaging의 mESCs <ol><li> 통로 셀 때 60-70% 합류. 미디어 흡입과의 MgCl 2, CaCl2를하지 않고 5 ml의 멸균 1X DPBS로 세척하여 계대에 대한 세포를 준비합니다. 2 ml의 0.05 % 트립신 EDTA 솔루션을 추가합니다. 5 분 동안 37 ℃에서 인큐베이터에 놓습니다. </li><li> 세포가 배양되는 동안, 젤라틴 용액을 흡입하고 RT MESC 미디어 10 ㎖를 추가하여 새로운 10cm 요리를 준비합니다. 5 분 후 분리에 대한 세포를 확인합니다. 세포가 부착 된 상태를 유지하는 경우, 완전히 분리 될 때까지 한 번에 2 분 동안 37 ℃에서 배양하는 것을 계속한다. </li><li> MESC 배지 3 ㎖을 첨가함으로써 트립신 EDTA 담금질. 펠렛하기 위해 5 분 동안 200 XG에 15 ml의 원심 분리기 튜브와 스핀에 세포 현탁액을 전송합니다. 펠렛에서 대기음 미디어 및 10 ml의 MESC 미디어에서 일시 중지 다시. </li><li> 원하는 분할 비율에 따라, 단계 4.2.2에서 제조 된 각각의 접시)에 세포 현탁액의 0.5-1.0 ml에 추가 할 수 있습니다. 부드럽게 한 다음 앞으로 다시 좌우로 이동하여 세포를 배포 균일하게 인큐베이터에서 접시를 놓고. 모든유동 세포는 O / N 또는 적어도 12 시간 동안 부착합니다. 참고 : 1:10 분할 비율 - 1:20 대부분의 MESC 라인에 대한 일반적입니다. 이 비율은 새로운 접시 사용 라인 유로 수와 합류 소망에 따라 달라질 수있다. 갓 준비 젤라틴 코팅 10cm 접시에 1:10 분할 비 9 ml의 MESC 매체에 1 ml의 세포 현탁액의 전송 및 플레이트하십시오. </li></ol></li></ol> 배아 기관의 5. 준비 참고 : 원심 분리를 제외한 모든 단계는 무균 조직 배양 후드에서 수행됩니다. <ol><li> EB 미디어의 세포 현탁액의 제조 <ol><li> 70 % 컨 플루 (일반적으로 24 ~ 48 시간 후 - 유로)시, EB 형성 세포를 사용합니다. 4.2.3) - 분리 및 섹션 4.2.1)에 따라 펠렛으로 EB 형성 세포를 준비합니다. 참고 : (. 예를 들어, 아주 작은 세포 죽음, 아니 오염, 적절한 형태) 그것은 적어도 한 번 후 해동 통로 세포에 가장 적합하고 건강을 확인하고 강력한 성장 (전자.g., 이전의 모든 24 ~ 48 시간을 발생 인구의 분열은) 사채를 만들기 위해 사용합니다. </li><li> 5 ml의 EB 미디어에서 펠렛을 다시 일시 중지합니다. 혈구 또는 자동 세포 계수기를 사용하여 세포를 계산합니다. </li><li> / 25 μl의 세포 (2.5 × 103 세포 / ㎖)을 최종 농도를 만들기 위해 EB 매체의 필요한 부피의 세포 현탁액을 희석. 배양 접시의 각 뚜껑을 약 60 사채를 보유하고 세포 현탁액의 약 1.3 ml의가 필요합니다. 이 단계에서, 사채의 수를 생성하는 세포 현탁액의 충분한 양을 준비한다. 240 사채는 실험에 필요한 경우, 예를 들어, 2.5 × 103 세포 / ml에서 5.2 ml의 준비. 참고 : EB 형성에 사용되지 않는 mESCs이 MESC 미디어에서 다시 정지 및 4.2 절에 설명 된대로 도금, 회전 수를 줄여 미래의 실험에 사용 할 수 있습니다. </li></ol></li><li> 배아 기관의 창조 <ol><li> 전자의 바닥에 1X PBS 2 ㎖를 첨가하여 살균 10cm에게 드롭 형성 매달려에 대한 세균 배양 - 요리를 준비ACH. </li><li> 멸균 솔루션 유역에 단계 5.1에서 EB 서스펜션)를 전송합니다. </li><li> 준비 페트리 접시에서 뚜껑을 제거하고 조심스럽게 내부 표면에 EB 서스펜션의 육십, 20 μl의 방울을 입금. 효율적 6 팁 장착 멀티 채널 피펫을 사용하여이를. 각 20 μL 강하는 지금 500 세포를 가지고있다. </li><li> 부드럽게 방울 매달려 쫓아 않도록 조심하면서, 세균 배양 접시의 하단에 덮개를 교체합니다. 이일 후 37˚ ℃에서 세포 배양 인큐베이터에 접시를 놓고 세포) 5.3에 설명 된대로 아래로 씻어 준비가 된 것입니다. </li></ol></li><li> 배아 기관의 워시 다운 참고 : 모든 세척 다운 단계 멸균 조직 문화 후드에서 수행됩니다. <ol><li> 이일 후 EB의 아래로 세척을위한 준비와 6cm 세균 배양 접시에 전송합니다. RT에 페트리 접시 당 EB 미디어의 사전 따뜻한 3 ㎖. 각 6cm 세균 배양 접시 효과적으로 방울 매달려의 가치가 2 뚜껑을 보유 할 수 있습니다. 주 : 비 코팅 된 배양 접시의 F를 사용하십시오또는이 단계 (재료 표 참조). 조직 배양 접시 또는 세포 부착을 장려 다른면을 사용하지 마십시오. 6 절에 설명 된대로 사채가 준비 될 때까지 미디어에 도금 할을 정지 상태로 유지해야합니다. </li><li> 인큐베이터에서 10cm 배양 접시를 제거하고 멸균 조직 문화 후드에 배치합니다. 조심스럽게 사채와 뚜껑을 제거하고 45도 각도로 기울이십시오. </li><li> RT EB 배지 3 ㎖을 함유하는 5 ㎖의 혈청 피펫을 사용하여 조심스럽게 뚜껑의 하단 풀로 사채 씻는다. 조심스럽게 표면에 부착하고 필요한 경우-씻어 다시 EBS에 대한 뚜껑을 검사합니다. </li><li> 6cm의 페트리 접시에 모든 사채 전송을 세척 한 후. </li><li> 반복 모든 EBS에 대한) -5.3.4) 5.3.2 단계를 반복합니다. 각 6cm 페트리 접시 두 10cm 뚜껑에서 사채를 포함해야합니다. 두 개 더 일 동안 37 ℃에서 다시 인큐베이터로 모든 요리를 놓습니다. 참고 : 너무 정지에 가깝게된다 사채가 서로 달라 큰 응집체를 형성 할 수있다. 이는 부정적인 심장 분화 효율에 영향을 미칠 수뿐만 아니라 상당히 사용할 사채의 수를 감소시킨다. 응집을 방지하기 위해, 사채 매일 확인하고 부드럽게 앞뒤로 이동하여 구분해야합니다, 다음 좌우로. 초기 분화 단계에서 세균 접시를 사용 접시 EB 부착을 방지하고 사채 현탁액에서 성장하도록 허용 할 필요가있다. </li></ol></li></ol> Grem2와 사채 6. 도금 및 치료 <ol><li> 1-5 μg의 / ㎖의 최종 희석 Grem2 RT EB 매체 재고 충분한 양 (0.5 μg의 / μL)을 첨가하여 Grem2 처리 매체를 준비한다. 주 : 사채의 치료 유효 농도는 세포주 및 Grem2 현재 많은 특정 활성에 따라 달라진다. 용량을 사용하기 전에이 최대 효과를 찾아 적정하는 것이 좋다. CGR8 MESC 라인을 위해 우리는 정기적으로 Grem2의 3-5 μg의 / ㎖를 사용합니다. 사이에 급속하게 수축 세포를 만들어 심방 심근 세포 생성을위한 Grem2의 유효 농도물론 각각의 전반에 걸쳐 널리 퍼져 일 7-8. 계약 표현형 치료 문화에서 관찰되지 않는 경우는 Grem2이 표시된 범위 내에서 적정 투여하는 것이 좋습니다. </li><li> 각 웰로부터 젤라틴 코팅 용액을 흡입하고 RT Grem2 처리 매체 2 ㎖를 첨가하여 6 웰 조직 배양 플레이트를 준비한다. 인큐베이터에서 사채를 제거하고 멸균 조직 문화 후드에 배치합니다. </li><li> 각 웰에 6cm 배양 접시에서 100 μl를 전송 (30) 사채로 설정 P1000 사용. 장소 사채 인큐베이터에 균등는쪽으로 한 후 전면에 뒷면 플레이트를 이동 부드럽게하여 분산. <ol><li> 사채는 젤라틴 코팅 우물에 부착 한 후, 건강한 세포를 유지하기 위해 이틀 신선한 EB 미디어를 10 일 후 하루 10까지 Grem2 치료를 중단 이틀 Grem2 미디어를 교체하고 추가 할 수 있습니다. 참고 : 연결 한 후, 사채가 코팅 된 플레이트의 표면을 따라 평평합니다. </li></ol></li></ol> RT-qPCR에 Analy 7. 세포 해리동생 <ol><li> 트립신 - EDTA와 세포 해리 <ol><li> 물론 각에서 대기음 매체와 무균 DPBS 마이너스 칼슘과 마그네슘 2+ 잘 당 1 ㎖로 두 번 씻어. </li><li> 각 웰 세포가 수집됩니다있는 0.5 ml의 0.25 % 멸균 트립신 - EDTA 솔루션을 추가합니다. </li><li> 5 분 동안 37 ℃에서 인큐베이터에서 접시를 놓습니다. </li><li> 해리 5 분 체크 세포 후. 세포가 여전히 잘 탭의 하단에 부착 된 상태를 유지하면 부드럽게 풉니 다. 도청 세포를 풀고하지 않는 경우, 다시 인큐베이터에 배치하고 세포가 완전히 분리 될 때까지 매 2 분을 모니터링 할 수 있습니다. </li><li> 각 웰에 0.5 ml의 EB 매체를 첨가함으로써 트립신 EDTA 용액을 중화. </li><li> 1.5 ml의 마이크로 원심 분리 튜브에 세포 현탁액 1ml를 전체 전송. </li><li> 300 X g에서 5 분 동안 탁상 원심 분리기의 회전에 의해 펠렛 세포. </li><li> 대기음은 펠렛에서 미디어 및 용해에 대한 준비가 될 때까지 -70 ℃에서 즉시 용해 또는 저장 펠릿로 이동합니다. 장 터이 RNA의 저하로 이어질 수 펠릿 m 저장하지 않는 것이 좋습니다. </li></ol></li><li> 세포 용해 및 분자 분석 <ol><li> 이때 세포는 (재료 표 참조) 상용 열 추출 키트를 사용하거나 제조사 공급 프로토콜에 따라 RNA 추출 시약을 이용하여 RNA를 분리를위한 준비가되어있다. 일단 격리, 전사 RNA를 반대하고, 21 표준 기술 (20)를 사용하여 RT-qPCR에 분석의 cDNA를 사용합니다. 참고 : RT-qPCR에 대해이 실험실에서 사용하는 프라이머는 표 1. 심방 정체성에 나와있는 레코드의 활동 전위 기간 (8 항 참조)에 심방과 심실 유전자의 발현 및 전기 생리학을보고 RT-qPCR에의 조합을 사용하여 확인할 수있다. 유전자의 선택은 안정적인 심방과 심실 마커의 예로서,이 프로토콜에 포함된다. 다 능성 줄기 세포의 분화의 맥락에서 심방과 심실의 유전자 발현에 대한 추가 정보는 기준 (14)에서 발견된다. &lt;/ 리&gt; </ol></li></ol> 8. 전기 생리 분석 <ol><li> 콜라게나 제와 세포 해리 <ol><li> 각 웰 멸균 PBS의 웰 당 1 ㎖로 두 번 씻어에서 대기음 매체. </li><li> 각 / ㎖ 콜라겐 용액 1 mg을 0.5 ml를 잘 추가합니다. </li><li> 10 분 동안 37 ℃에서 인큐베이터에서 접시를 놓습니다. </li><li> 해리 5 분 체크 세포 후. 세포는 여전히 서로 또는 잘 탭의 하단에 부착 된 상태를 유지하면 부드럽게 풉니 다. 또한 P1000와 부드러운 분쇄하여 세포를 떼어 놓다. 주 : 단일 세포 현탁액이 될 때까지 패치 클램프 기록 셀을 용이하게는 분쇄한다. </li><li> 각 웰에 0.5 ml의 EB 미디어를 추가하고 피펫으로 혼합한다. </li><li> 1.5 ml의 마이크로 원심 분리 튜브에 세포 현탁액 1ml를 전체 전송. </li><li> 300 X g에서 5 분 동안 탁상 원심 분리기의 회전에 의해 펠렛 세포. </li><li> 세포 펠렛에서 기음 미디어. </li><li> 500 세포를 다시 일시단일 세포 현탁액에 씹다해야되고, 10 % FBS와 PBS를 μL. </li></ol></li><li> 전기 생리 특성. 참고 : 많은 우수한 프로토콜은 세포막 전위를 측정하기 위해 단일 ​​셀 패치 클램프를 사용하여이 저널에 발표되었다. 단일 세포 패치가 초보 독자를 고정 수행하는 방법에 대한 자세한 내용은이 프로토콜 21-24이라고합니다. 다음은 경험이 풍부한 electrophysiologist 준비하고 MESC이 하위 유형 특성에 대한 CMS에 파생 처리 도움이 프로토콜에 대한 특정 정보가 포함되어 있습니다. <ol><li> 10 mM의 HEPES 버퍼, 5 mM의 MgATP, 2 mM의 EGTA, 110 MM의 칼륨, 글루탐산, 10 밀리미터의 KCl, 10 mM의 NaCl을 다음 구성 세포 내 기록 솔루션을 준비합니다. 의 NaOH를 사용하여 7.2의 pH에​​ 솔루션을 조정합니다. </li><li> 세포 외 기록 (욕) 다음으로 이루어지는 용액을 조제 2 mM의 HEPES, 10 mM의 글루코스를 1 ㎜의 MgCl 2, 2 mM의 CaCl2를 5.4 mM의 KCl을, 137mM의 NaCl을. 의 NaOH를 사용하여 7.4의 pH에​​ 솔루션을 조정합니다. </li><li> 필라멘트 표준 붕규산 유리를 사용하여 기록 솔루션으로 채워 때 2-5 MΩ 저항을 측정하는 유리 피펫을 준비합니다. </li><li> 전송 P200 세포를 사용하는, 기록 액 함유 기록 챔버에 현탁 세포 100 ㎕. 주 : 셀은 처리를 용이하게 약물 치료 및 / 또는 재관류 분석을 위해 사용하도록 패치 또는 정지 될 수있다 8.2.5에 명시된 바와 같이, 젤라틴 코팅 된 커버 슬립)에 접종 할 수있다. </li><li> 6- 웰 플레이트의 각 웰에 10 mm 직경의 유리 커버 슬립을 배치하고이 프로토콜) 3.1 절에 기술 된 바와 같이, 젤라틴 용액으로 젤라틴 피복함으로써 피복 된 유리 커버 슬립을 준비한다. <ol><li> 적어도 30 분 대기음 젤라틴 용액 후 것은 coverslip에 적어도 2 시간 동안이나 세포가 부착 될 때까지 인큐베이터로 전체 6 웰 플레이트를 배치하는 직접 정지 세포 100 μl를 추가합니다. 세포가 부착 한 후, 연구세포 외 기록 용액 챔버 기록에 가져 가십시오 커버 슬립과 장소. 참고 : αMHC-을 DsRed 형광 심장 기자 MESC 라인을 사용하는 경우의 CM가 자신의 적색 형광 핵에 의해 식별 될 수있다. 심장 리포터 라인을 사용하지 않는 경우, 자연 수축 세포를 관찰 할 수 있고, 측정입니다. 다 능성 줄기 세포가 완전히 형성 성인 심장 근육 세포의 특성 직사각형 형태를 결여, CMS가 일반적으로 더 작고 둥근 있습니다 산출했다. </li></ol></li><li> 37 ℃에서 모든 기록을 확인합니다. 2-5 MΩ의 저항을 붕규산 유리 피펫으로 전류 클램프 모드에서 전체 셀 클램프를 사용하여 단일 세포를 패치. 전체 셀 액세스하기 전에 기가 옴 밀봉을 달성하기 위해 부드러운 음의 압력을 사용합니다. 막 파열 및 막 전위를 기록하기 전에 전체 셀 액세스하려면 빠른 부압을 적용합니다. </li><li> 현재 주사를 탈분극 4 밀리 초를 사용하여 활동 전위를 보여주고 있습니다. 노트:PSC 유래 CMS에 대한 전류량 재현성 활동 전위가 변할 수 트리거해야. 재생 가능한 활동 전위를 얻을 때까지 최적의 임계 전류를 찾기 위해, 단계적으로 비교적 낮은 전류 증가 트리거 전류 진폭 시작한다. 참고 Grem2 유도 심방 근육 세포에 대한 활동 전위 지속 시간은 20-40 밀리 초의 범위에서 일반적이며 고원 위상 (도 6b)에 부족하다. </li></ol></li></ol>

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B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gremlin+2+promotes+differentiation+of+embryonic+stem+cells+to+atrial+fate+by+activation+of+the+JNK+signaling+pathway.">Gremlin 2 promotes differentiation of embryonic stem cells to atrial fate by activation of the JNK signaling pathway.</a> Stem Cells. 32 (7), 1774-1788 (2014).</li><li>Kattman, S. J., Witty, A. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stage-specific+optimization+of+activin/nodal+and+BMP+signaling+promotes+cardiac+differentiation+of+mouse+and+human+pluripotent+stem+cell+lines.">Stage-specific optimization of activin/nodal and BMP signaling promotes cardiac differentiation of mouse and human pluripotent stem cell lines.</a> Cell Stem Cell. 8 (2), 228-240 (2011).</li><li>M&#252;ller, I. I., Melville, D. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+modeling+in+zebrafish+demonstrates+that+the+atrial-fibrillation-associated+gene+GREM2+regulates+cardiac+laterality,+cardiomyocyte+differentiation+and+atrial+rhythm.">Functional modeling in zebrafish demonstrates that the atrial-fibrillation-associated gene GREM2 regulates cardiac laterality, cardiomyocyte differentiation and atrial rhythm.</a> Disease Models &amp; Mechanisms. 6 (2), 332-341 (2013).</li><li>Kattamuri, C., Luedeke, D. M., Thompson, T. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+and+purification+of+recombinant+protein+related+to+DAN+and+cerberus+(PRDC).">Expression and purification of recombinant protein related to DAN and cerberus (PRDC).</a> Protein Expression and Purification. 82 (2), 389-395 (2012).</li><li>Schulz, H., Kolde, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+FunGenES+Database:+A+genomics+resource+for+mouse+embryonic+stem+cell+differentiation.">The FunGenES Database: A genomics resource for mouse embryonic stem cell differentiation.</a> PLoS ONE. 4 (9), e6804 (2009).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phosphate-buffered+saline+(PBS).">Phosphate-buffered saline (PBS).</a> Cold Spring Harbor Protocols. , (2006).</li><li>Livak, K. J., Schmittgen, T. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+relative+gene+expression+data+using+Real-Time+quantitative+PCR+and+the+2&#8722;&#916;&#916;CT+method.">Analysis of relative gene expression data using Real-Time quantitative PCR and the 2&#8722;&#916;&#916;CT method.</a> Methods. 25 (4), 402-408 (2001).</li><li>Beck, H., Semisch, M., Culmsee, C., Plesnila, N., Hatzopoulos, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Egr-1+regulates+expression+of+the+glial+scar+component+phosphacan+in+astrocytes+after+experimental+stroke.">Egr-1 regulates expression of the glial scar component phosphacan in astrocytes after experimental stroke.</a> American Journal of Pathology. 173 (1), 77-92 (2008).</li><li>Graham, E. L., Balla, C., Franchino, H., Melman, Y., del Monte, F., Das, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation,+culture,+and+functional+characterization+of+adult+mouse+cardiomyoctyes.">Isolation, culture, and functional characterization of adult mouse cardiomyoctyes.</a> Journal of Visualized Experiments. (79), (2013).</li><li>Brown, A. L., Johnson, B. E., Goodman, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patch+clamp+recording+of+ion+channels+expressed+in+Xenopus+oocytes.">Patch clamp recording of ion channels expressed in Xenopus oocytes.</a> Journal of Visualized Experiments. (20), (2008).</li><li>Brown, A. L., Johnson, B. E., Goodman, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Making+patch-pipettes+and+sharp+electrodes+with+a+programmable+puller.">Making patch-pipettes and sharp electrodes with a programmable puller.</a> Journal of Visualized Experiments. (20), (2008).</li><li>Sachinidis, A., Fleischmann, B. K., Kolossov, E., Wartenberg, M., Sauer, H., Hescheler, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac+specific+differentiation+of+mouse+embryonic+stem+cells.">Cardiac specific differentiation of mouse embryonic stem cells.</a> Cardiovascular Research. 58 (2), 278-291 (2003).</li><li>Keller, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+differentiation+of+embryonic+stem+cells.">In vitro differentiation of embryonic stem cells.</a> Current Opinion in Cell Biology. 7 (6), 862-869 (1995).</li><li>H&#246;pfl, G., Gassmann, M., Desbaillets, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differentiating+embryonic+stem+cells+into+embryoid+bodies.+Volume+2:+molecular+embryo+analysis,+live+imaging,+transgenesis,+and+cloning.">Differentiating embryonic stem cells into embryoid bodies. Volume 2: molecular embryo analysis, live imaging, transgenesis, and cloning.</a> Methods in Molecular Biology. , 254-279 (2004).</li><li>Ao, A., Williams, C. H., Hao, J., Hong, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modified+mouse+embryonic+stem+cell+based+assay+for+quantifying+cardiogenic+Induction+Efficiency.">Modified mouse embryonic stem cell based assay for quantifying cardiogenic Induction Efficiency.</a> Journal of Visualized Experiments. (50), (2011).</li><li>Antonchuk, J., Gassmann, M., Desbaillets, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Formation+of+embryoid+bodies+from+human+pluripotent+stem+cells+using+AggreWell&#8482;+plates.">Formation of embryoid bodies from human pluripotent stem cells using AggreWell&#8482; plates.</a> Basic Cell Culture Protocols. 946, 523-533 (2013).</li><li>Horii, T., Nagao, Y., Tokunaga, T., Imai, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Serum-free+culture+of+murine+primordial+germ+cells+and+embryonic+germ+cells.">Serum-free culture of murine primordial germ cells and embryonic germ cells.</a> Theriogenology. 59 (5-6), 1257-1264 (2003).</li></ol>

The authors of this manuscript have no competing financial interests.

이 프로토콜은 정기적으로 심방 혈통의 특징의 CM의 높은 비율과 문화를 생산하고 있습니다. 모든 분화 프로토콜로서, 분화 이전 mESCs의 품질에 특별한주의를 기울여야한다. mESCs 정기적으로 적절한 형태 (그림 1A)에 대해 모니터링해야한다. 이전에 사채의 형성 발생 된 자연 분화는 심각 cardiogenesis의 효율성을 제한합니다 (그림 1B)를 계대 전에 제거해야합니다. EB의 크기도...

다 능성 줄기 세포를 생성하고, 특히 인간 1-5에서는 기초 연구 및 비 임상 연구에 대한 액세스 조직에 어려운 호스트로부터 세포를 연구하기위한 강력한 도구이다. 발달 신호 경로를 적절히 조절하여 원하는 표현형 운명​​ 다 능성 줄기 세포의 분화를 유도 할 수있다. 대부분의 프로토콜은 다 능성 줄기 세포로부터 심근 6-14 (CMS)를 생성하기 위해 개발되었다. 이러한 프로토콜은 일반적으로 TFGβ 수퍼 패밀리 (티빈, BMP, 및 TGFβ)과의 Wnt 외생 적 성장 인자 및 / 또는 작은 분자 10,12-15의 시간 제한 추가를 통해 경로의 변조를 포함한다. 이러한 프로토콜은 CMS에가 세포의 비율을 증가 시키는데 일반적으로 효과적이지만, 심방, 심실 및 노드 / 전도 시스템의 계통을 나타내는 세포의 혼합 집단을 생성 특이성이 부족하다. 특정 심장을 연구하기 위해 더 많은 지시 차별화 아프로을 아류ACH가 필요합니다. Gremlin2 (단 짧은에 대한 켈베로스 또는 PRDC 관련 Grem2라고도 단백질) 제브라 피쉬 (16)의 심장 개발하는 동안 적절한 심장 차별화와 심방 실 형성에 필요한 분비 BMP 길항제이다. 단지 중배엽 마커 T-Brachyury 1 등 켈베로스의 피크 식 후, 분화 4 일에 Grem2와 차별화 된 배아 줄기 세포 치료,의 CM의 수율을 증가시키고 주로 심방 혈통 (14)의 세포의 풀을 생성합니다. 재조합 Grem2는 분화 세포를 치료하는 데 사용되는 표준 단백질 생산 기술 (17)을 사용하여 제조 될 수 있거나 또는 시중에서 구입할 수있다. 이 수용액에 용해되는 고도로 원하는 시점에서 배양 물에 외생 첨가 될 수있다. 차별화 마커 담당자의 발현을 정량 RT-qPCR에를 사용하여 추적 할 수 있습니다심장 혈관 전구 세포, 심장 전구 세포, 그리고 헌신의 CM의. 면역은 식별 심장 세포 유형의 공간 분포를 가시화 할 수있다. 식별 CMS에 분리 리포터 시스템을 사용하는 경우에 순수 집단을 필요로하는 응용 프로그램은 더 용이하게 수행된다. 이를 위해, 우리는 αMHC-DsRedNuc 마우스 CGR8 ES 세포주 (14)로 구성 도입했다. CGR8 세포 확장 및 분화 검정 (18)을 용이하게 성장 피더 세포 능성없이 남아있다. ES 세포주는 유전자 프로모터 (MHC 또는 Myh6 α) 심장 관련 알파 마이 오신 무거운 체인에서 핵 지역화 신호을 DsRed 형광 단백질 코딩 서열이 포함되어 있습니다. 이들 세포를 사용하여, CMS는 쉽게 식별 및 정량화 셀 정렬 전기 생리학, 약물 스크린, 심방 분화 기전을 연구 단리 할 수​​있다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="479">
	<tbody>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:217px;">GMEM</td>
			<td style="width:116px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:83px;">11710</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">FBS</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>10082</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Glutamax</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>35050</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">LIF</td>
			<td>EMD Millipore</td>
			<td>ESG1107</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">&#223;-Mercaptoethanol</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>M3148</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">IMDM</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>I3390</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Non-Essential Amino Acids</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>M7145</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">10 cm Tissue Culture Plates</td>
			<td>Sarstedt</td>
			<td>83.3902</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">10 cm Bacterial Petri Dishes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>25384-342</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">6 cm Bacterial Petri Dishes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>25384-092</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">6-well tissue culture plates</td>
			<td>Sarstedt</td>
			<td>83.3920</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Gremlin 2 recombinant protein</td>
			<td>R&#38;D Systems</td>
			<td>2069-PR-050</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Sterile filter units</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>09-741-02</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Gelatin (from porcine skin)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>G1890</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">10X PBS, Sterile</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P5493</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">BSA&#160;</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>5470</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">0.05% Trypsin-EDTA solution</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>25300054</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">DPBS, no Calcium, no Magnesium</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>14200</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

differentiation of atrial cardiomyocytes from pluripotent stem cells using the bmp antagonist grem2

다 능성 줄기 세포로부터 심근 세포 집단을 생성하기위한 프로토콜이 개발되었지만, 이들은 일반적으로 혼합 된 세포 표현형을 얻었다. 특정 심근 세포 아형을 포함하는 연구를 추구에 관심 연구진은보다 감독 차별화 접근법을 필요로한다. Grem2 생체 내 심방 실 형성에 필요한 분비 BMP 길항제와 마우스 배아 줄기 (ES) 세포를 처리하여, 심방 심장 세포 표현형 다수 생성 할 수있다. 설계 Myh6-을 DsRed-NUC 능성 줄기 세포주를 사용 식별, 선택 및 심근 정화용 수있다. 이 프로토콜에서 배아 체는 매달려 드롭 방법을 사용하여 Myh6-을 DsRed-NUC 세포에서 생성 및 분화 날 4 (D4)까지 정지 유지하고 있습니다. 셀 D4에 Grem2로 처리 젤라틴 코팅 된 플레이트 상에 도금. D8-D10 큰 계약 지역 문화에서 관찰 및 확장을 계속하고 m되는 사이D14을 통해 ature. 분자는 조직 학적 및 electrophysiogical 분석 Grem2 처리 한 세포에서 세포가 심방 심근의 생물학 및 다양한 약리 에이전트에 대한 반응을 연구하기 위해 체외 모델을 제공 심방과 같은 특성을 획득 나타냅니다.

이전 차별화, 만능 줄기 세포는 컴팩트하고 자발적인 분화 없어야합니다. 도 1a에 도시 된 셀은 단일화 및 프로토콜의 섹션 5.1에 기술 된 바와 같이 드랍 매달려에 사용될 준비가되었다. 도 1b에 도시 된 세포는 자발적으로 분화되고 매달려 상품의 제조에 사용되어서는 안된다. 패널은 2는...

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Differentiation of Atrial Cardiomyocytes from Pluripotent Stem Cells Using the BMP Antagonist Grem2

BMP 길항제 Grem2를 사용하여 다 능성 줄기 세포에서 심방 심근의 차별화

Generating cardiomyocytes from pluripotent stem cells in vitro allows access to large amounts of cardiac tissue in vitro for basic science and clinical applications. This protocol uses the atrializing factor Grem2 to both increase the numbers of cardiomyocytes obtained and to generate cardiomyocytes with an atrial phenotype.

Protocols for generating populations of cardiomyocytes from pluripotent stem cells have been developed, but these generally yield cells of mixed ...

differentiation-atrial-cardiomyocytes-from-pluripotent-stem-cells

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

7.7K 조회수.  Vanderbilt University School of Medicine. Generating cardiomyocytes from pluripotent stem cells in vitro allows access to large amounts of cardiac tissue in vitro for basic science and clinical applications. This protocol uses the atrializing factor Grem2 to both increase the numbers of cardiomyocytes obtained and to generate cardiomyocytes with an atrial phenotype.

비디오: Differentiation of Atrial Cardiomyocytes from Pluripotent Stem Cells Using the BMP Antagonist Grem2

Derivation of Highly Purified Cardiomyocytes from Human Induced Pluripotent Stem Cells Using Small Molecule-modulated Differentiation and Subsequent Glucose Starvation

Human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes (hiPSC-CMs) have become an important cell source to address the lack of primary cardiomyocytes available for basic research and translational applications. To differentiate hiPSCs into cardiomyocytes, various protocols including embryoid body (EB)-based differentiation and growth factor induction have been developed. However, these protocols are inefficient and highly variable in their ability to generate purified cardiomyocytes. Recently, a small molecule-based protocol utilizing modulation of Wnt/&#946;-Catenin signaling was shown to promote cardiac differentiation with high efficiency. With this protocol, greater than 50%-60% of differentiated cells were cardiac troponin-positive cardiomyocytes were consistently observed. To further increase cardiomyocyte purity, the differentiated cells were subjected to glucose starvation to specifically eliminate non-cardiomyocytes based on the metabolic differences between cardiomyocytes and non-cardiomyocytes. Using this selection strategy, we consistently obtained a greater than 30% increase in the ratio of cardiomyocytes to non-cardiomyocytes in a population of differentiated cells. These highly purified cardiomyocytes should enhance the reliability of results from human iPSC-based in vitro disease modeling studies and drug screening assays.

Here, we describe a robust protocol for human cardiomyocyte derivation that combines small molecule-modulated cardiac differentiation and glucose deprivation-mediated cardiomyocyte purification, enabling production of purified cardiomyocytes for the purposes of cardiovascular disease modeling and drug screening.

작은 분자 변조 차별화 및 후속 포도당 기아을 사용하여 인간 유도 만능 줄기 세포에서 고도로 정제 된 심근 세포의 유도

Human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes (hiPSC-CMs) have become an important cell source to address the lack of primary cardiomyocytes ...

연구

발생학

Alginate Encapsulation of Pluripotent Stem Cells Using a Co-axial Nozzle

Pluripotent stem cells (PS cells) are the focus of intense research due to their role in regenerative medicine and drug screening. However, the development of a mass culture system would be required for using PS cells in these applications. Suspension culture is one promising culture method for the mass production of PS cells, although some issues such as controlling aggregation and limiting shear stress from the culture medium are still unsolved. In order to solve these problems, we developed a method of calcium alginate (Alg-Ca) encapsulation using a co-axial nozzle. This method can control the size of the capsules easily by co-flowing N2 gas. The controllable capsule diameter must be larger than 500 &#181;m because too high a flow rate of N2 gas causes the breakdown of droplets and thus heterogeneous-sized capsules. Moreover, a low concentration of Alg-Na and CaCl2 causes non-spherical capsules. Although an Alg-Ca capsule without a coating of Alg-PLL easily dissolves enabling the collection of cells, they can also potentially leak out from capsules lacking an Alg-PLL coating. Indeed, an alginate-PLL coating can prevent cellular leakage but is also hard to break. This technology can be used to research the stem cell niche as well as the mass production of PS cells because encapsulation can modify the micro-environment surrounding cells including the extracellular matrix and the concentration of secreted factors.

We established a method of encapsulating pluripotent stem cells (PS cells) into alginate hydrogel capsules using a co-axial nozzle. This prevents cells from aggregating excessively and limits the shear stress experienced by cells in suspension culture. The technique is applicable to the mass production of PS cells as well as research on stem cell niche.

동축 노즐을 사용하여 다 능성 줄기 세포의 알긴산 캡슐화

Pluripotent stem cells (PS cells) are the focus of intense research due to their role in regenerative medicine and drug screening.  However, the ...

Feeder-free Derivation of Melanocytes from Human Pluripotent Stem Cells

Human pluripotent stem cells (hPSCs) represent a platform to study human development in vitro under both normal and disease conditions. Researchers can direct the differentiation of hPSCs into the cell type of interest by manipulating the culture conditions to recapitulate signals seen during development. One such cell type is the melanocyte, a pigment-producing cell of neural crest (NC) origin responsible for protecting the skin against UV irradiation. This protocol presents an extension of a currently available in vitro Neural Crest differentiation protocol from hPSCs to further differentiate NC into fully pigmented melanocytes. Melanocyte precursors can be enriched from the Neural Crest protocol via a timed exposure to activators of WNT, BMP, and EDN3 signaling under dual-SMAD-inhibition conditions. The resultant melanocyte precursors are then purified and matured into fully pigmented melanocytes by culture in a selective medium. The resultant melanocytes are fully pigmented and stain appropriately for proteins characteristic of mature melanocytes.

This work describes an in vitro differentiation protocol to produce pigmented, mature melanocytes from human pluripotent stem cells via a neural crest and melanoblast intermediate stage using a feeder-free, 25 day protocol.

인간 다 능성 줄기 세포에서 멜라닌 세포의 공급이없는 유도

Human pluripotent stem cells (hPSCs) represent a platform to study human development in vitro under both normal and disease conditions. Researchers can ...

Large-Scale Production of Cardiomyocytes from Human Pluripotent Stem Cells Using a Highly Reproducible Small Molecule-Based Differentiation Protocol

Maximizing the benefit of human pluripotent stem cells (hPSCs) for research, disease modeling, pharmaceutical and clinical applications requires robust methods for the large-scale production of functional cell types, including cardiomyocytes. Here we demonstrate that the temporal manipulation of WNT, TGF-&#946;, and SHH signaling pathways leads to highly efficient cardiomyocyte differentiation of single-cell passaged hPSC lines in both static suspension and stirred suspension bioreactor systems. Employing this strategy resulted in ~ 100% beating spheroids, consistently containing &#62; 80% cardiac troponin T-positive cells after 15 days of culture, validated in multiple hPSC lines. We also report on a variation of this protocol for use with cell lines not currently adapted to single-cell passaging, the success of which has been verified in 42 hPSC lines. Cardiomyocytes generated using these protocols express lineage-specific markers and show expected electrophysiological functionalities. Our protocol presents a simple, efficient and robust platform for the large-scale production of human cardiomyocytes.

Here, we present a robust, fast and scalable cardiomyocyte differentiation protocol for human pluripotent stem cells (hPSCs). Cardiomyocytes derived using this large-scale method can provide sufficient cell numbers for their effective use in human cardiovascular disease modeling, high-throughput drug screening, and potentially clinical applications.

고도의 재현 작은 분자 기반의 차별화 프로토콜을 사용하여 인간 다 능성 줄기 세포로부터 심근 세포의 대규모 생산

Maximizing the benefit of human pluripotent stem cells (hPSCs) for research, disease modeling, pharmaceutical and clinical applications requires robust ...

The Production of Pluripotent Stem Cells from Mouse Amniotic Fluid Cells Using a Transposon System

Induced pluripotent stem (iPS) cells are generated from mouse and human somatic cells by forced expression of defined transcription factors using different methods. Here, we produced iPS cells from mouse amniotic fluid cells, using a non-viral-based transposon system. All obtained iPS cell lines exhibited characteristics of pluripotent cells, including the ability to differentiate toward derivatives of all three germ layers in vitro and in vivo. This strategy opens up the possibility of using cells from diseased fetuses to develop new therapies for birth defects.

In this study, we generate induced pluripotent stem cells from mouse amniotic fluid cells, using a non-viral-based transposon system.

트랜스포존 시스템을 사용하여 마우스 양수 세포로부터 다 능성 줄기 세포의 제조

Induced pluripotent stem (iPS) cells are generated from mouse and human somatic cells by forced expression of defined transcription factors using ...

Induced Pluripotent Stem Cell Generation from Blood Cells Using Sendai Virus and Centrifugation

The recent development of human induced pluripotent stem cells (hiPSCs) proved that mature somatic cells can return to an undifferentiated, pluripotent state. Now, reprogramming is done with various types of adult somatic cells: keratinocytes, urine cells, fibroblasts, etc. Early experiments were usually done with dermal fibroblasts. However, this required an invasive surgical procedure to obtain fibroblasts from the patients. Therefore, suspension cells, such as blood and urine cells, were considered ideal for reprogramming because of the convenience of obtaining the primary cells. Here, we report an efficient protocol for iPSC generation from peripheral blood mononuclear cells (PBMCs). By plating the transduced PBMCs serially to a new, matrix-coated plate using centrifugation, this protocol can easily provide iPSC colonies. This method is also applicable to umbilical cord blood mononuclear cells (CBMCs). This study presents a simple and efficient protocol for the reprogramming of PBMCs and CBMCs.

We propose a protocol for reprogramming peripheral blood mononuclear cells (PBMCs) into induced pluripotent stem cells (iPSCs). By plating the transduced blood cells onto matrix-coated plates with centrifugation, iPSCs are successfully induced from floating cells. This technique suggests a simple and effective reprogramming protocol for cells such as PBMCs and CBMCs.

센다이 바이러스 원심 분리를 이용하여 혈액 세포로부터 유도 만능 줄기 세포의 생성

The recent development of human induced pluripotent stem cells (hiPSCs) proved that mature somatic cells can return to an undifferentiated, pluripotent ...

Directed Differentiation of Primitive and Definitive Hematopoietic Progenitors from Human Pluripotent Stem Cells

One of the major goals for regenerative medicine is the generation and maintenance of hematopoietic stem cells (HSCs) derived from human pluripotent stem cells (hPSCs). Until recently, efforts to differentiate hPSCs into HSCs have predominantly generated hematopoietic progenitors that lack HSC potential, and instead resemble yolk sac hematopoiesis.&#160;These resulting hematopoietic progenitors may have limited utility for in vitro disease modeling of various adult hematopoietic disorders, particularly those of the lymphoid lineages. However, we have recently described methods to generate erythro-myelo-lymphoid multilineage definitive hematopoietic progenitors from hPSCs using a stage-specific directed differentiation protocol, which we outline here. Through enzymatic dissociation of hPSCs on basement membrane matrix-coated plasticware, embryoid bodies (EBs) are formed. EBs are differentiated to mesoderm by recombinant BMP4, which is subsequently specified to the definitive hematopoietic program by the GSK3&#946; inhibitor, CHIR99021. Alternatively, primitive hematopoiesis is specified by the PORCN inhibitor, IWP2. Hematopoiesis is further driven through the addition of recombinant VEGF and supportive hematopoietic cytokines. The resulting hematopoietic progenitors generated using this method have the potential to be used for disease and developmental modeling, in vitro.

Here, we present human pluripotent stem cell (hPSC) culture protocols, used to differentiate hPSCs into CD34+ hematopoietic progenitors. This method uses stage-specific manipulation of canonical WNT signaling to specify cells exclusively to either the definitive or primitive hematopoietic program.

기본 및 확실 한 조 혈 창시자 인간 만능 줄기 세포에서의 감독

One of the major goals for regenerative medicine is the generation and maintenance of hematopoietic stem cells (HSCs) derived from human pluripotent stem ...

In Vitro Differentiation of Human Pluripotent Stem Cells into Trophoblastic Cells

The placenta is the first organ to develop during embryogenesis and is required for the survival of the developing embryo. The placenta is comprised of various trophoblastic cells that differentiate from the extra-embryonic trophectoderm cells of the preimplantation blastocyst. As such, our understanding of the early differentiation events of the human placenta is limited because of ethical and legal restrictions on the isolation and manipulation of human embryogenesis. Human pluripotent stem cells (hPSCs) are a robust model system for investigating human development and can also be differentiated in vitro into trophoblastic cells that express markers of the various trophoblast cell types. Here, we present a detailed protocol for differentiating hPSCs into trophoblastic cells using bone morphogenic protein 4 and inhibitors of the Activin/Nodal signaling pathways. This protocol generates various trophoblast cell types that can be transfected with siRNAs for investigating loss-of-function phenotypes or can be infected with pathogens. Additionally, hPSCs can be genetically modified and then differentiated into trophoblast progenitors for gain-of-function analyses. This in vitro differentiation method for generating human trophoblasts starting from hPSCs overcomes the ethical and legal restrictions of working with early human embryos, and this system can be used for a variety of applications, including drug discovery and stem cell research.

In Vitro Differentiation of Human Pluripotent Stem Cells into Trophoblastic Cells

Here, we present a protocol to efficiently generate human trophoblastic cells from human pluripotent stem cells using bone morphogenic protein 4 and inhibitors of the Activin/Nodal pathways. This method is suitable for the efficient differentiation of human pluripotent stem cells and can generate large quantities of cells for genetic manipulation.

인간 다 능성의 체외 분화에서 융모 세포로 줄기 세포

The placenta is the first organ to develop during embryogenesis and is required for the survival of the developing embryo. The placenta is comprised of ...

Rapid, Directed Differentiation of Retinal Pigment Epithelial Cells from Human Embryonic or Induced Pluripotent Stem Cells

We describe a robust method to direct the differentiation of pluripotent stem cells into retinal pigment epithelial cells (RPE). The purpose of providing a detailed and thorough protocol is to clearly demonstrate each step and to make this readily available to researchers in the field. This protocol results in a homogenous layer of RPE with minimal or no manual dissection needed. The method presented here has been shown to be effective for induced pluripotent stem cells (iPSC) and human embryonic stem cells. Additionally, we describe methods for cryopreservation of intermediate cell banks that allow long-term storage. RPE generated using this protocol might be useful for iPSC disease-in-a-dish modeling or clinical application.

This protocol describes how to produce retinal pigment epithelial cells (RPE) from pluripotent stem cells. The method uses a combination of growth factors and small molecules to direct the differentiation of stem cells into immature RPE in fourteen days and mature, functional RPE after three months.

인간의 배아 또는 유도 만능 줄기 세포에서 망막 안료 상피 세포의 급속 한, 감독 차별화

We describe a robust method to direct the differentiation of pluripotent stem cells into retinal pigment epithelial cells (RPE). The purpose of providing ...

Efficient and Scalable Directed Differentiation of Clinically Compatible Corneal Limbal Epithelial Stem Cells from Human Pluripotent Stem Cells

Corneal limbal epithelial stem cells (LESCs) are responsible for continuously renewing the corneal epithelium, and thus maintaining corneal homeostasis and visual clarity. Human pluripotent stem cell (hPSC)-derived LESCs provide a promising cell source for corneal cell replacement therapy. Undefined, xenogeneic culture and differentiation conditions cause variation in research results and impede the clinical translation of hPSC-derived therapeutics. This protocol provides a reproducible and efficient method for hPSC-LESC differentiation under xeno- and feeder cell-free conditions. Firstly, monolayer culture of undifferentiated hPSC on recombinant laminin-521 (LN-521) and defined hPSC medium serves as a foundation for robust production of high-quality starting material for differentiations. Secondly, a rapid and simple hPSC-LESC differentiation method yields LESC populations in only 24 days. This method includes a four-day surface ectodermal induction in suspension with small molecules, followed by adherent culture phase on LN-521/collagen IV combination matrix in defined corneal epithelial differentiation medium. Cryostoring and extended differentiation further purifies the cell population and enables banking of the cells in large quantities for cell therapy products. The resulting high-quality hPSC-LESCs provide a potential novel treatment strategy for corneal surface reconstruction to treat limbal stem cell deficiency (LSCD).

This protocol introduces a simple two-step method for differentiating corneal limbal epithelial stem cells from human pluripotent stem cells under xeno- and feeder cell-free culture conditions. The cell culture methods presented here enable cost-efficient, large-scale production of clinical quality cells applicable to corneal cell therapy use.

임상 호환 막 Limbal 상피 줄기 세포 인간 만능 줄기 세포에서의 효율적이 고 확장 가능한 감독된 차별화

Corneal limbal epithelial stem cells (LESCs) are responsible for continuously renewing the corneal epithelium, and thus maintaining corneal homeostasis ...