The Authors would first like to acknowledge all students from the freshman Biology 121- Ecology Module lab at Juniata College for their help in generating data used in this study. We would also like to thank Dr. Randy Bennett, Chris Walls, Sherry Isenberg, and Taylor Cox for their assistance in acquiring materials necessary to develop this methodology. Additionally, we would like to thank Dr. Norris Muth and Dr. John Unger for their advice on methodological development and Dr. Jill Keeney and the Biology department for their support of this endeavor. We would also like to thank the anonymous reviewers that have helped to shape and focus this manuscript.&#160; Last but not least, I&#39;d like to thank Hudson Grant for his help with the initial stonefly collection for use in development of this technique

참고 :이 실험 동물 관리 및 사용위원회 주니아 대학의 연구소의 승인을 필요로하지 않았다 때문에 척추 동물을 사용하지 않았다. 그러나 척추 동물에 사용이 방법을 채택 개인, IACUC 승인이 모색되어야한다. 1. 필드 샘플 컬렉션 <ol><li> 결정하고, 가게를 수집 할 수있는 능력에 대한 잠재적 인 필드 사이트를 평가하고, 전송 stoneflies 빠르게 1 시간의 통과의 최대 권장 시간과 운송 시간을 최소화 할 수 있습니다. </li><li> 적어도 35 stoneflies (12)를 수집하기 위해 표준 킥 순 절차에 따라 선택한 필드 사이트에서 충분한 시간을 킥 순 샘플링을 수행합니다. </li><li> 스트림에서 2cm의 최대 직경 스트림 물과 바위의 50 L를 수집합니다. </li><li> 스트림 사이트의 온도로 설정 냉장고에 수족관을 배치합니다. 수족관에 스트림 사이트에서 수집 바위를 배포하고 수족관 당 스트림 물 4 L로 입력합니다. (20)를 배치수족관 당 -30 수집 stoneflies 및 각 탱크로 수족관 버블에 부착 된 버블 돌을 배치하고 지속적으로 물에 실내 공기를 추가 할 수 버블의 전원을 켭니다. </li><li> stoneflies는 48 시간의 기간 동안 수족관에서 새로운 환경에 적응하도록 허용합니다. </li></ol><img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/54430/54430fig1.jpg" /> 그림 1. 용존 산소 조작에 설정합니다. (A) 1) 남성 호스 미늘 2) 스토퍼 실의 위치에 구리 파이프에 대한 피팅이 잘 보장 플라스크를 밀봉 검사합니다. (B) 1) 사이드 암 플라스크에 1.9 물 2) 가스 튜브 각각 질소 버블과 실내 공기의 기포에 사용하는 기포 (청색), 3) 질소 탱크 L 및 계측 값 4) 2 L 플라스크에 충전이 L 진공 튜브 (5) 침수) 용존 산소 측정기 물 0.4 L 가득합니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54430/54430fig1large.jpg" target="_blank">여기를 클릭하십시오</a>이 그림의 더 큰 버전을 볼 수 있습니다. 2. 실험 세트까지 <ol><li> (도 1B의 1) 도시 한 바와 같이 벤치 위에, 2 L 사이드 암 플라스크의 측면 팔 표준 벽 진공관을 연결한다. </li><li> 12 ° C로 설정 냉장고에 수집 된 스트림 물을 들고 3 L 플라스틱 컨테이너에서 스트림 물 1.9 L 플라스크를 입력합니다. </li><li> 플라스크 내부의 전망을 왜곡하지 않고 사이드 암 플라스크 주위에 얼음 목욕을 유지하고 얼음 트레이를 채우기 위해 충분히 큰 쟁반에 술병과 튜브를 놓습니다. </li><li> 용기에 가스를 제공하고 1) 구리 파이프의 통과를 허용하기 위해 고무 마개 두 3mm 직경의 구멍을 드릴 2)도 1b의 2 L 사이드 암 플라스크로 DO 미터 프로브 (1) . </li><li> 상기 스토퍼에 DO 프로브의 와이어의 안착을 허용하도록 구멍 중 하나에 스토퍼 모서리 측면 절개를. </li><li> 3 밀리미터 남성 호스 커플러를 연결미늘 (그림 1A 1) 2mm 직경의 구리 파이프의 조각에. 이 파이프 스토퍼를 통해 도달하면서 플라스크의 바닥 10cm 이내로 도달하기에 충분히 긴 있는지 확인하십시오. </li><li> 스토퍼의 바닥에서 길이까지 스토퍼의 두 번째 구멍이 플라스크의 바닥 10cm 이내로 도달하기에 충분하지만 커플러와 파이프를 배치합니다. </li><li> 배관의 커플러 3 mm의 직경과 0.75 m 길이의 얇은 벽 폴리에틸렌 가스 튜브를 연결한다. </li><li> 플라스크에 DO 프로브 및 구리 파이프를 모두 밀어 넣고 마개 플라스크를 밀봉. </li><li> 마개 플라스크뿐만 아니라 파이프와 스토퍼 내 프로브 와이어 사이의 아늑한 적합 사이의 보안 씰을 확인합니다. </li><li> 수돗물의 0.4 L로 1 L 플라스크를 채우고 얼음 욕조와 진공 플라스크 트레이에 인접하여 배치합니다. </li><li> 1 L 플라스크의 물에 큰 진공 플라스크에서 오는 폴리에틸렌 튜브를 담근다. 고정이 실험을 통해 잠긴 상태로 유지됩니다 있도록 테이프 튜브. </li><li> 수족관 실내 공기 버블에 진공 플라스크에서 3 mm 직경 가스 라인을 연결합니다. 물에 실내 공기와 산소를 소개 수족관 버블에 연결하여 거품에 2 L 플라스크에 물을 시작합니다. </li><li> 5 분 동안 DO 미터와 DO 농도 및 물의 온도를 모니터 또는 DO의 평형 DO 작은 변화가 발생되도록 상기 챔버 내에 설치 될 때까지. </li></ol> 3. 테스트 실험 세트 최대의 안정성 <ol><li> stoneflies의 추가 이전 DO 안정성에 대한 각 설정을 테스트합니다. </li><li> stoneflies가 팔 굽혀 펴기를위한 도움이 기판을 가질 수 있도록 2 L 플라스크에 서너 바위를 추가합니다. </li><li> 기포로부터 가스를 분리 관 및 질소 가스 라인에 부착하여 DO의 시험 조작을 시작한다. </li><li> 약 40 시간 (CFH) 당 20입방피트 질소 버블 링 시작1 분에 초. </li><li> DO가 0.5 mg의 목표 농도 / L 내로 떨어지면 15 CFH로 흐름을 감소시키고 농도가 목표로 감소 할 수있다. </li><li> 목표 농도에 도달하면 즉시 질소 흐름을 중단. </li><li> DO가 대상 이하로 감소하면 목표 농도 농도를 반환하는 수족관 실내 공기 버블을 사용합니다. </li><li> DO가이 셋업의 테스트 기간 동안 불안정한 경우 수온이 안정적이고 변화하지, 물 볼륨이 1.9 L에 여전히 및 물 밖으로 버블하지 않았다 확인하고, 모든 피팅에 도장 꽉 밀봉 것으로 보인다. </li><li> 세 가지 시험을 수행하고, 실험은 DO를 제어 할 수있는 능력에 대한 자신감이되고 나면, 버블 거품에 가스 라인이 다시 평형 연결합니다. </li><li> 수족관 버블을 3 mm 직경의 가스 라인을 부착하고 농도까지 물에 대한 실내 공기의 첨가를 시작하여 평형 거품물에 산소를 증가 또는 3 분 동안 변경되지 않습니다. </li><li> 일단 평형, 버블 링 중지하고 플라스크를 개봉. </li></ol> 4. Stonefly 푸시 업 실험 <ol><li> 실험 수행의 수를 결정하는 관찰자의 숫자로 stoneflies의 총 수를 나눈다. </li><li> stoneflies의 행동 응답 (팔 굽혀 펴기 수)를 평가하는 2, 10 ㎎ / ℓ 사이의 서로 다른 DO 수준을 결정합니다. </li><li> 고무 마개 플라스크를 봉인 한 후, 재판 당 하나의 플라스크를 설정하고 플라스크에 관찰자 (이 설계 내에서 4 stoneflies)이 있기 때문에 stoneflies의 동일한 번호를 추가, 다시 플라스크에 프로브와 파이프를 배치합니다. 참고 :이 stoneflies가 샘플링 된 곳에서 스트림의 DO 농도가 이후 초기 10 mg의 농도를 DO / L은 제 1 관찰 지점으로 선택되었다. </li><li> 물은 다음 단계 2.10-2.11 버블 링시켜 10 ㎎ / ℓ로되면 개시 물의 온도를 기록하고 허용stoneflies 플라스크에있는 바위 기판에 부착합니다. </li><li> stonefly에 의해 전시 위아래로 몸의 움직임이다 푸시 업 동작의 정확한 계산을 위해 하나의 stonefly를 보는 하나의 관찰자를 할당합니다. </li><li> 개수 및 3 분의 관찰 기간에 걸쳐 관찰 된 푸시 - 업 횟수를 기록한다. </li><li> 다음 실험 DO 레벨 DO 조작하고 추가 실험 수준의 3 분의 관찰 기간을 반복한다. 참고 :이 실험 설계 내에서 세 가지 DO 수준을 평가 하였다. </li></ol> 5. 통계 분석 <ol><li> 주어진 DO 재판에 대한 그룹에서 네 stoneflies에서 팔 굽혀 펴기의 통계 분석 사용 평균을 수행합니다. </li><li> 팔 굽혀 펴기와 각 실험 시험의 순서를 사용하여 DO 농도의 수에 차이 (ANOVA)의 분석을 수행 할 수없는 R 통계 컴퓨팅 소프트웨어 (12)를 사용 (레벨 DO) 및 COV 등의 온도ariates. 단일 요소의 개별 수준으로 DO를 분석했습니다. </li><li> 정상 13를 확인하기 위해 잔류에 앤더슨 - 달링 정상 테스트를 사용합니다. </li><li> DO 농도에 대한 굽혀 펴기의 평균 수를 플로팅하여 데이터에 대한 선형 회귀 분석을 수행합니다. </li></ol>

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The authors declare that they have no competing financial interests.

중요한 단계 이 절차는 수생 생물의 행동 연구를 수행하기 위해 실험실 설정에서 DO를 조작하는 간단하고 효율적인 방법을 제공한다. 우리는 직접 결과와 관련이 실험을 수행 할 때 알아야 할 몇 가지 중요한 단계 / 항목이있을 발견했다. 시험 내에서, 물 위의 가스의 분압의 변화를 방지하는 챔버 압력을 유지하는 것이 중요하고, 후속의 변동을한다. 프로토콜의 &quot;실험 장치의 안정성을 테...

용존 산소 (DO)는 수중 생태계 내에서 생물학적, 생태 학적 프로세스의 번호를 매개하는 중요한 열쇠 물리 화학적 매개 변수입니다. 급성 및 만성 하위 치명적 저산소증에 노출 특정 수생 곤충의 성장 속도를 줄이고 1 노출 곤충의 생존을 줄일 수 있습니다. 이 프로토콜은 동물 행동에 미치는 영향을 관찰하기 위해 스트림 물 DO 수준을 조작 제어 방법을 제공하기 위해 개발되었다. 모든 호기성 수생 생물 생존 살고 재현하기 위해 산소 농도에 의존하기 때문에, DO의 농도의 변화는 종종 생물에 의한 행동 변화에 반영됩니다. 더 많은 모바일 수생 무척추 동물과 물고기가 높은 DO 2,3와 로케일을 추구하여 낮은 산소 농도 (저산소증)에 대응하는 관찰되었다. 이하 모바일 수생 생물의 경우, 행동 적응이 유일한 실행 가능한 옵션이 될 수있다 DO의 섭취를 증가시킵니다. PLEC의 수생 대형 무척추 동물 순서6 - optera (stonefly)는 자신의 외부 아가미 4에서 산소의 물 흐름과 흡수를 증가시키기 위해 &quot;푸시 업&quot;운동을 수행하는 데 주목하고있다. 이러한 적응 행동은 자연 환경과 실험실 실험에서 관찰되었다. 물 DO의 실험 조작은 동물 행동 연구를위한 중요한 기회를 열어하지만, 방법 론적 전개에 상당한 격차가 존재한다. 예를 들어, 한 연구는 질소 가스 배출은 다음과 저산소 환경에 더럽혀진베이스의 생리적 반응 시간 (Micropterus의 salmoides)을 평가하기 위해 대형 수족관을 사용하지만, 부족한 세부 사항은 방법론 7 주어진다. 제브라 물고기 (다니오 레 리오)에서 수행하는 또 다른 연구는 물에 가스를 제공하고, 물 (8)의 DO를 줄이기 위해 질소 가스를 다공질 돌을 이용하여 설명했다. 화학 기반 응용 프로그램의 경우, 용매의 탈기 방법은 전문적인 활용장치 9-11은 용매로부터 산소를 제거 할 수 있지만, 동물 행동 연구에 적합하지 않을 것입니다. 이 연구는 물에서 산소를 제거하는 방법을 사용하지만, 더 설명하는 방법은 변경 작업을 수행하는 응답 동물의 행동의 평가를 허용하는 것을 식별 할 수있다. 이하 설명 된이 방법은 충분히 질소 가스를 사용하여 물 DO 조작을위한 프로토콜을 기술하기위한 시도이다. 또한,이 방법은 stonefly 동작 (팔 굽혀 펴기) 사이의 관계를 관찰으로 개발하고 그 학년 수준의 생물학 실험실에서 사용 하였다 DO했다. 이 방법의 주요 이점 중 하나는 쉽게 공통 유리 대부분 이차 높은 교육 기관 액세스 재료 실험실 내에서 수행 될 수 있다는 것이다. 이 프로토콜은 개인 연구 또는 교육 응용 프로그램에 명시된 목표를 달성하는 절차를 확장 할 수 있도록 쉽게 적응할 수있다. </P&gt;

<table><tbody><tr><td>Filter flask 2 L</td><td>Pyrex</td><td>5340</td><td></td></tr><tr><td>Rubber Stopper size 6</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Z164534</td><td></td></tr><tr><td>Nalgene 180 Clear Plastic Tubing</td><td>Thermo Scienfitic</td><td>8001-1216</td><td></td></tr><tr><td>Whisper 60 air pump</td><td>Tetra</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Standard flexible Air line tubing</td><td>Penn Plax</td><td>ST25</td><td></td></tr><tr><td>0.25 inch Copper tubing</td><td>Lowes Home Improvement</td><td>23050</td><td></td></tr><tr><td>Male hose barb</td><td>Grainger</td><td>5LWH1</td><td></td></tr><tr><td>Female Connector</td><td>Grainger</td><td>20YZ22</td><td></td></tr><tr><td>Heavy Duty Dissolved Oxygen Meter</td><td>Extech</td><td>407510</td><td></td></tr><tr><td>Nitrogen gas</td><td>Matheson TRIGAS</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Radnor AF150-580 Regulator</td><td>Airgas</td><td>RAD64003036</td><td></td></tr></tbody></table>

a simple approach to manipulate dissolved oxygen for animal behavior observations

실험실 환경에서 용존 산소를 (DO) 조작 할 수있는 능력은 생태 학적 유기체의 행동 문제의 수를 조사 할 중요한 응용 프로그램이 있습니다. 여기에 설명 된 프로토콜은 저산소 및 무산소 조건으로 인한 수생 생물의 행동 반응을 연구하기 위해 DO 조작 할 수있는 간단하고 재현성 및 제어 방법을 제공한다. 질소는 통상적으로 실험실 설정에서 사용되는 물의 탈기를 수행하는 동안, 생태 (수중) 애플리케이션에 대한 명시적인 방법은 문헌에 존재하지 않고,이 프로토콜은 유기체의 반응을 관찰하기 위해 물 degasify하는 프로토콜을 기술하는 제이다. 이 기술 및 프로토콜은 수생 대형 무척추 동물에 대한 직접 응용 프로그램에 대한 개발되었다; 그러나, 작은 물고기, 양서류 및 기타 수생 척추 동물은 쉽게 대체 될 수 있습니다. 그것은 2 ㎎ / ℓ에서 11 밀리그램 / 안정성 L에 이르기까지 DO 수준의 쉬운 조작을 가능하게하기위한 5 분 동물 관찰 기간까지.5 분의 관찰 기간을 넘어 물 온도가 상승하기 시작, 10 분 DO에서 수준을 유지하기에 너무 불안정했다. 이 프로토콜은 입문 교육 연구소와 높은 수준의 연구 응용 프로그램에 신속한 구현을 허용, 연구 유기체로 확장 재현하고 신뢰할 수 있습니다. 이 기술의 예상 결과는 생물의 행동 반응에 산소 변화를 용해 관련이 있어야합니다.

<html> 설명 된 설정의 여섯 시험은 stoneflies 물에 다른 DO 농도에 대한 응답으로 수행 굽혀 펴기의 수를 정량화하기 위해 교육 실험실 환경에서 24 학년 학부생에 의해 수행되었다. DO 수준 내에서 각 시험 내에서 수행 굽혀 펴기의 평균 수는 그림 2의 DO 수준에 대한 푸시 업을 플롯 풀링 하였다. 분산 분석은 물론, DO 농도, 시험의 순서, 온도를 이용하여 처음 실시 ?...

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A Simple Approach to Manipulate Dissolved Oxygen for Animal Behavior Observations

이 문서 동물 행동 실험을위한 실험실 설정에서 용존 산소 조건을 조작 할 수있는 간단하고 재현 가능한 프로토콜을 설명한다. 이 프로토콜은 용존 산소 농도의 변화에​​ 대형 무척추 동물, 어류, 양서류 또는 유기체의 반응을 평가하기 위해 모두 교육 및 연구 실험실 설정에서 사용될 수있다.

간단한 접근 방식은 동물 행동 관찰을위한 용존 산소를 조작하는

The ability to manipulate dissolved oxygen (DO) in a laboratory setting has significant application to investigate a number of ecological and organismal ...

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9.2K 조회수.  Juniata College.  이 문서 동물 행동 실험을위한 실험실 설정에서 용존 산소 조건을 조작 할 수있는 간단하고 재현 가능한 프로토콜을 설명한다. 이 프로토콜은 용존 산소 농도의 변화에​​ 대형 무척추 동물, 어류, 양서류 또는 유기체의 반응을 평가하기 위해 모두 교육 및 연구 실험실 설정에서 사용될 수있다. 

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The Benthic Exchange of O2, N2 and Dissolved Nutrients Using Small Core Incubations

The measurement of sediment-water exchange of gases and solutes in aquatic sediments provides data valuable for understanding the role of sediments in nutrient and gas cycles. After cores with intact sediment-water interfaces are collected, they are submerged in incubation tanks and kept under aerobic conditions at in situ temperatures. To initiate a time course of overlying water chemistry, cores are sealed without bubbles using a top cap with a suspended stirrer. Time courses of 4-7 sample points are used to determine the rate of sediment water exchange. Artificial illumination simulates day-time conditions for shallow photosynthetic sediments, and in conjunction with dark incubations can provide net exchanges on a daily basis. The net measurement of N2 is made possible by sampling a time course of dissolved gas concentrations, with high precision mass spectrometric analysis of N2:Ar ratios providing a means to measure N2 concentrations. We have successfully applied this approach to lakes, reservoirs, estuaries, wetlands and storm water ponds, and with care, this approach provides valuable information on biogeochemical balances in aquatic ecosystems.

The Benthic Exchange of O2, N2 and Dissolved Nutrients Using Small Core Incubations

Here, we present small core incubations for the measurement of sediment-water gas and solute exchange. These will provide reliable measurements of sediment-water exchange that assess the role of sediment in influencing biological and biogeochemical processes in aquatic ecosystems.

O의 저서 교환<sub&gt; 2</sub&gt;, N<sub&gt; 2</sub작은 코어 항온 사용&gt;와 용존 영양소

The measurement of sediment-water exchange of gases and solutes in aquatic sediments provides data valuable for understanding the role of sediments in ...

연구

환경과학

A Strain Gauge Monitor (SGM) for Continuous Valve Gape Measurements in Bivalve Molluscs in Response to Laboratory Induced Diel-cycling Hypoxia and pH

An inexpensive, laboratory-based, strain gauge valve gape monitor (SGM) was developed to monitor the valve gape behavior of bivalve molluscs in response to diel-cycling hypoxia. A Wheatstone bridge was connected to strain gauges that were attached to the shells of oysters (Crassostrea virginica). The recorded signals allowed for the opening and closing of the bivalves to be recorded continuously over two-day periods of experimentally-induced diel-cycling hypoxia and diel-cycling changes in pH. Here, we describe a protocol for developing an inexpensive strain gauge monitor and describe, in an example laboratory experiment, how we used it to measure the valve gape behavior of Eastern oysters (C. virginica), in response to diel-cycling hypoxia and cyclical changes in pH. Valve gape was measured on oysters subjected to cyclical severe hypoxic (0.6 mg/L) dissolved oxygen conditions with and without cyclical changes in pH, cyclical mild hypoxic (1.7 mg/L) conditions and normoxic (7.3 mg/L) conditions. We demonstrate that when oysters encounter repeated diel cycles, they rapidly close their shells in response to severe hypoxia and close with a time lag to mild hypoxia. When normoxia is restored, they rapidly open again. Oysters did not respond to cyclical pH conditions superimposed on diel cycling severe hypoxia. At reduced oxygen conditions, more than one third of the oysters closed simultaneously. We demonstrate that oysters respond to diel-cycling hypoxia, which must be considered when assessing the behavior of bivalves to dissolved oxygen. The valve SGM can be used to assess responses of bivalve molluscs to changes in dissolved oxygen or contaminants. Sealing techniques to better seal the valve gape strain gauges from sea water need further improvement to increase the longevity of the sensors.

A Strain Gauge Monitor SGM for Continuous Valve Gape Measurements in Bivalve Molluscs in Response to Laboratory Induced Diel-cycling Hypoxia and pH

Understanding the behavioral responses of bivalve suspension-feeders to environmental variables, such as dissolved oxygen, can explain some ecosystem processes. We have developed an inexpensive, laboratory-based, strain gauge monitor (SGM) to measure valve gape responses of oysters, Crassostrea virginica, to diel-cycling hypoxia and cyclical pH.

스트레인 게이지 모니터 (SGM) 쌍 각 조개 연체 동물 실험실 유도 Diel 순환 산소와 pH에에서 연속 밸브 품 측정에 대 한

An inexpensive, laboratory-based, strain gauge valve gape monitor (SGM) was developed to monitor the valve gape behavior of bivalve molluscs in response ...

Quantitative and Temporal Control of Oxygen Microenvironment at the Single Islet Level

Simultaneous oxygenation and monitoring of glucose stimulus-secretion coupling factors in a single technique is critical for modeling pathophysiological states of islet hypoxia, especially in transplant environments. Standard hypoxic chamber techniques cannot modulate both stimulations at the same time nor provide real-time monitoring of glucose stimulus-secretion coupling factors. To address these difficulties, we applied a multilayered microfluidic technique to integrate both aqueous and gas phase modulations via a diffusion membrane. This creates a stimulation sandwich around the microscaled islets within the transparent polydimethylsiloxane (PDMS) device, enabling monitoring of the aforementioned coupling factors via fluorescence microscopy. Additionally, the gas input is controlled by a pair of microdispensers, providing quantitative, sub-minute modulations of oxygen between 0-21%. This intermittent hypoxia is applied to investigate a new phenomenon of islet preconditioning. Moreover, armed with multimodal microscopy, we were able to look at detailed calcium and KATP channel dynamics during these hypoxic events. We envision microfluidic hypoxia, especially this simultaneous dual phase technique, as a valuable tool in studying islets as well as many ex vivo tissues.

Microfluidic oxygen control confers more than just convenience and speed over hypoxic chambers for biological experiments. Especially when implemented via diffusion through a membrane, microfluidic oxygen can provide simultaneous liquid and gas phase modulations at the microscale-level. This technique enables dynamic multi-parametric experiments critical for studying islet pathophysiology.

단일 베이 수준에서 산소 미시의 양 및 시간 제어

Simultaneous oxygenation and monitoring of glucose stimulus-secretion coupling factors in a single technique is critical for modeling pathophysiological ...

생체공학

Anaerobic Protein Purification and Kinetic Analysis via Oxygen Electrode for Studying DesB Dioxygenase Activity and Inhibition

Oxygen-sensitive proteins, including those enzymes which utilize oxygen as a substrate, can have reduced stability when purified using traditional aerobic purification methods. This manuscript illustrates the technical details involved in the anaerobic purification process, including the preparation of buffers and reagents, the methods for column chromatography in a glove box, and the desalting of the protein prior to kinetics. Also described are the methods for preparing and using an oxygen electrode to perform kinetic characterization of an oxygen-utilizing enzyme. These methods are illustrated using the dioxygenase enzyme DesB, a gallate dioxygenase from the bacterium Sphingobium sp. strain SYK-6.

Here we present a protocol for anaerobic protein purification, anaerobic protein concentration, and subsequent kinetic characterization using an oxygen electrode system. The method is illustrated using the enzyme DesB, a dioxygenase enzyme which is more stable and active when purified and stored in an anaerobic environment.

혐 기성 단백질 정화 및 DesB Dioxygenase 활동을 연구 하 고 억제를 위한 산소 전극을 통해 운동 분석

Oxygen-sensitive proteins, including those enzymes which utilize oxygen as a substrate, can have reduced stability when purified using traditional aerobic ...

생화학

Induction of Hypoxia in Living Frog and Zebrafish Embryos

Here, we introduce a novel system for hypoxia induction, which we developed to study the effects of hypoxia in aquatic organisms such as frog and zebrafish embryos. Our system comprises a chamber featuring a simple setup that is nevertheless robust to induce and maintain a specific oxygen concentration and temperature in any experimental solution of choice. The presented system is very cost-effective but highly functional, it allows induction and sustainment of hypoxia for direct experiments in vivo and for various time periods up to 48 h.
To monitor and study the effects of hypoxia, we have employed two methods - measurement of levels of hypoxia-inducible factor 1alpha (HIF-1&#945;) in whole embryos or specific tissues and determination of retinal stem cell proliferation by 5-ethynyl-2&#8242;-deoxyuridine (EdU) incorporation into the DNA. HIF-1&#945; levels can serve as a general hypoxia marker in the whole embryo or tissue of choice, here embryonic retina. EdU incorporation into the proliferating cells of embryonic retina is a specific output of hypoxia induction. Thus, we have shown that hypoxic embryonic retinal progenitors decrease proliferation within 1 h of incubation under 5% oxygen of both frog and zebrafish embryos.
Once mastered, our setup can be employed for use with small aquatic model organisms, for direct in vivo experiments, any given time period and under normal, hypoxic or hyperoxic oxygen concentration or under any other given gas mixture.

We introduce a novel hypoxic chamber system for use with aquatic organisms such as frog and zebrafish embryos. Our system is simple, robust, cost-effective and allows the induction and sustainment of hypoxia in vivo and for up to 48 h. We present 2 reproducible methods to monitor the effectiveness of hypoxia.

살아있는 개구리와 Zebrafish 태아의 저산소증 유도

Here, we introduce a novel system for hypoxia induction, which we developed to study the effects of hypoxia in aquatic organisms such as frog and ...

발생학

A Low-Cost Method of Measuring the In Situ Primary Productivity of Periphyton Communities of Lentic Waters

Measuring the in situ primary productivity of periphyton during the growing season gradient can elucidate the quantitative effect of environmental drivers (mainly phosphorus concentration and light intensity) and species composition on primary productivity. Primary productivity is mainly driven by light intensity, temperature, availability of nutrients, and distribution of the ionic species of the carbonate system in the respective depths of the euphotic zone. It is a complex system that is very difficult to simulate in the laboratory. This cheap, transportable, and easy-to-build floating barge allows measuring the primary productivity accurately-directly under the actual natural conditions. The methodology is based on measuring the primary productivity in real time using noninvasive oxygen sensors integrated into tightly sealed glass jars, enabling online oxygen flux monitoring and providing new insights into metabolic activities. Detailed seasonal in situ measurements of gross primary productivity of microbial mats (or other benthic organisms) can improve current knowledge of the processes controlling primary productivity dynamics in lentic waters.

A Low-Cost Method of Measuring the In Situ Primary Productivity of Periphyton Communities of Lentic Waters

Presented here is a cost-effective and transportable method/facility for measuring the primary productivity of microbial mats under actual in situ environmental temperature and light conditions. The experimental setup is based on widely available materials and can be used under various conditions while offering the advantages of laboratory-based models.

렌틱 해역의 페리피톤 군집의 현장 1차 생산성을 측정하는 저비용 방법

Measuring the in situ primary productivity of periphyton during the growing season gradient can elucidate the quantitative effect of environmental drivers ...

An Affordable and Efficient "Homemade" Platform for Drosophila Behavioral Studies, and an Accompanying Protocol for Larval Mitochondrial Respirometry

The usefulness of Drosophila as a model organism for the study of human diseases, behaviors and basic biology is unquestionable. Although practical, Drosophila research lacks popularity in developing countries, possibly due to the misinformed idea that establishing a lab and performing relevant experiments with such tiny insects is difficult and requires expensive, specialized apparatuses. Here, we describe how to build an affordable flylab to quantitatively analyze a myriad of behavioral parameters in D. melanogaster, by 3D-printing many of the necessary pieces of equipment. We provide protocols to build in-house vial racks, courtship arenas, apparatuses for locomotor assays, etc., to be used for general fly maintenance and to perform behavioral experiments using adult flies and larvae. We also provide protocols on how to use more sophisticated systems, such as a high resolution oxygraph, to measure mitochondrial oxygen consumption in larval samples, and show its association with behavioral changes in the larvae upon the xenotopic expression of the mitochondrial alternative oxidase (AOX). AOX increases larval activity and mitochondrial leak respiration, and accelerates development at low temperatures, which is consistent with a thermogenic role for the enzyme. We hope these protocols will inspire researchers, especially from developing countries, to use Drosophila to easily combine behavior and mitochondrial metabolism data, which may lead to information on genes and/or environmental conditions that may also regulate human physiology and disease states.

An Affordable and Efficient "Homemade" Platform for Drosophila Behavioral Studies, and an Accompanying Protocol for Larval Mitochondrial Respirometry

We provide protocols for anyone with a "maker culture" mind to start building a flylab for quantitative analysis of a myriad of behavioral parameters in Drosophila melanogaster, by 3D-printing many of the necessary pieces of equipment. We also describe a high resolution respirometry protocol using larvae to combine behavioral and mitochondrial metabolism data.

The usefulness of Drosophila as a model organism for the study of human diseases, behaviors and basic biology is unquestionable. Although practical, ...

행동분석학

Creating Defined Gaseous Environments to Study the Effects of Hypoxia on C. elegans

Oxygen is essential for all metazoans to survive, with one known exception1. Decreased O2 availability (hypoxia) can arise during states of disease, normal development or changes in environmental conditions2-5. Understanding the cellular signaling pathways that are involved in the response to hypoxia could provide new insight into treatment strategies for diverse human pathologies, from stroke to cancer. This goal has been impeded, at least in part, by technical difficulties associated with controlled hypoxic exposure in genetically amenable model organisms.
The nematode Caenorhabditis elegans is ideally suited as a model organism for the study of hypoxic response, as it is easy to culture and genetically manipulate. Moreover, it is possible to study cellular responses to specific hypoxic O2 concentrations without confounding effects since C. elegans obtain O2 (and other gasses) by diffusion, as opposed to a facilitated respiratory system6. Factors known to be involved in the response to hypoxia are conserved in C. elegans. The actual response to hypoxia depends on the specific concentration of O2 that is available. In C. elegans, exposure to moderate hypoxia elicits a transcriptional response mediated largely by hif-1, the highly-conserved hypoxia-inducible transcription factor6-9. C .elegans embryos require hif-1 to survive in 5,000-20,000 ppm O27,10. Hypoxia is a general term for "less than normal O2". Normoxia (normal O2) can also be difficult to define. We generally consider room air, which is 210,000 ppm O2 to be normoxia. However, it has been shown that C. elegans has a behavioral preference for O2 concentrations from 5-12% (50,000-120,000 ppm O2)11. In larvae and adults, hif-1 acts to prevent hypoxia-induced diapause in 5,000 ppm O212. However, hif-1 does not play a role in the response to lower concentrations of O2 (anoxia, operational definition &lt;10 ppm O2)13. In anoxia, C. elegans enters into a reversible state of suspended animation in which all microscopically observable activity ceases10. The fact that different physiological responses occur in different conditions highlights the importance of having experimental control over the hypoxic concentration of O2.
Here, we present a method for the construction and implementation of environmental chambers that produce reliable and reproducible hypoxic conditions with defined concentrations of O2. The continual flow method ensures rapid equilibration of the chamber and increases the stability of the system. Additionally, the transparency and accessibility of the chambers allow for direct visualization of animals being exposed to hypoxia. We further demonstrate an effective method of harvesting C. elegans samples rapidly after exposure to hypoxia, which is necessary to observe many of the rapidly-reversed changes that occur in hypoxia10,14. This method provides a basic foundation that can be easily modified for individual laboratory needs, including different model systems and a variety of gasses.

Creating Defined Gaseous Environments to Study the Effects of Hypoxia on C. elegans

This paper details how to use continuous-flow hypoxia chambers to generate atmospheres with defined concentrations of O2 to understand biological responses to decreased O2. This system is easy to setup and maintain, and flexible enough to suit a wide range of O2 concentrations and model systems

에서 Hypoxia의 효과를 연구하기 위해 정의된 기체 환경 만들기<em&gt; C. elegans</em

Oxygen is essential for all metazoans to survive, with one known exception1. Decreased O2 availability (hypoxia) can arise during states of disease, ...

생물학

Use of Time Lapse Microscopy to Visualize Anoxia-induced Suspended Animation in C. elegans Embryos

Caenorhabdits elegans has been used extensively in the study of stress resistance, which is facilitated by the transparency of the adult and embryo stages as well as by the availability of genetic mutants and transgenic strains expressing a myriad of fusion proteins1-4. In addition, dynamic processes such as cell division can be viewed using fluorescently labeled reporter proteins. The study of mitosis can be facilitated through the use of time-lapse experiments in various systems including intact organisms; thus the early C. elegans embryo is well suited for this study. Presented here is a technique by which in vivo imaging of sub-cellular structures in response to anoxic (99.999% N2; &lt;2 ppm O2) stress is possible using a simple gas flow through setup on a high-powered microscope. A microincubation chamber is used in conjunction with nitrogen gas flow through and a spinning disc confocal microscope to create a controlled environment in which animals can be imaged in vivo. Using GFP-tagged gamma tubulin and histone, the dynamics and arrest of cell division can be monitored before, during and after exposure to an oxygen-deprived environment. The results of this technique are high resolution, detailed videos and images of cellular structures within blastomeres of embryos exposed to oxygen deprivation.

Use of Time Lapse Microscopy to Visualize Anoxia-induced Suspended Animation in C. elegans Embryos

Described here is an in vivo technique to image sub-cellular structures in animals exposed to anoxia using a gas flow through microincubation chamber in conjunction with a spinning disc confocal microscope. This method is straightforward and flexible enough to suit a variety of experimental parameters and model systems.

에 산소 결핍 유도 일시 중지 된 애니메이션을 시각화하기 위해 시간 경과에 현미경을 사용<em&gt; C. elegans</em&gt; 태아

Caenorhabdits elegans has been used extensively in the study of stress resistance, which is facilitated by the transparency of the adult and embryo stages ...

초파리에 대한 미세호흡계 적응 - CASK 돌연변이 대사에 대한 통찰력

Measuring O2 Consumption in Drosophila melanogaster Using Coulometric Microrespirometry

Coulometric microrespirometry is a straightforward, inexpensive method for measuring the O2 consumption of small organisms while maintaining a stable environment. A coulometric microrespirometer consists of an airtight chamber in which O2 is consumed and the CO2 produced by the organism is removed by an absorbent medium. The resulting pressure decrease triggers electrolytic O2 production, and the amount of O2 produced is measured by recording the amount of charge used to generate it. In the present study, the method has been adapted to Drosophila melanogaster tested in small groups, with the sensitivity of the apparatus and the environmental conditions optimized for high stability. The amount of O2 consumed by wildtype flies in this apparatus is consistent with that measured by previous studies. Mass-specific O2 consumption by CASK mutants, which are smaller and known to be less active, was not different from congenic controls. However, the small size of CASK mutants resulted in a significant reduction in O2 consumption on a per-fly basis. Therefore, the microrespirometer is capable of measuring O2 consumption in D. melanogaster, can distinguish modest differences between genotypes, and adds a versatile tool for measuring metabolic rates.

저자 스포트라이트: Drosophila melanogaster 및 사막 적응 딱정벌레에 대한 온도의 영향 

Coulometric respirometry is ideal for measuring the metabolic rate of small organisms. When adapted for Drosophila melanogaster in the present study, measured O2 consumption was within the range reported for wildtype D. melanogaster by previous studies. Per-fly O2 consumption by CASK mutants, which are smaller and less active, was significantly lower than the wildtype.

전기량 미세호흡계를 사용한 초파리 멜라노가스터의O2 소비량 측정

Coulometric microrespirometry is a straightforward, inexpensive method for measuring the O2 consumption of small organisms while maintaining a stable ...

간단한 접근 방식은 동물 행동 관찰을위한 용존 산소를 조작하는

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O의 저서 교환

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살아있는 개구리와 Zebrafish 태아의 저산소증 유도

렌틱 해역의 페리피톤 군집의 현장 1차 생산성을 측정하는 저비용 방법

An Affordable and Efficient "Homemade" Platform for Drosophila Behavioral Studies, and an Accompanying Protocol for Larval Mitochondrial Respirometry

에서 Hypoxia의 효과를 연구하기 위해 정의된 기체 환경 만들기

에 산소 결핍 유도 일시 중지 된 애니메이션을 시각화하기 위해 시간 경과에 현미경을 사용

전기량 미세호흡계를 사용한 초파리 멜라노가스터의_O2 소비량 측정