Name: plunge freezing: a tool for the ultrastructural and immunolocalization studies of suspension cells in transmission electron microscopy
Uploaded: 2017-05-05T12:30:00.000+00:00
Duration: 13 min 35 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Plunge Freezing: A Tool for the Ultrastructural and Immunolocalization Studies of Suspension Cells in Transmission Electron Microscopy at JoVE.com

우리는 원고에 대한 그들의 도움과 의견을 M. Bouchecareilh, E. Tétaud, S. Duvezin-Caubet, 그리고 A. 데빈에 대한 우리의 감사를 표현한다. 우리는 이미지가 촬영 한 보르도 이미징 센터의 전자 영상 극에 감사하고 있습니다. 이 작품은 센터 국립 드 라 공들인 과학원에 의해 지원되었다.

Formvar 그리드 필름 1. 준비 참고 : 개인 보호 장비 (장갑, 실험실 코트, 안경)를 사용하여 흄 후드 클로로포름 조작을 수행합니다. 400 메쉬 전자 현미경 구리 그리드를 사용합니다. 다른 그리드 유형 (다른 메쉬 크기, 금과 니켈 그리드)으로 동결의 품질이 나쁘다. <ol><li> 클로로포름 0.3 % formvar의 100 mL의 용액을 제조 하였다. 이 동요없이 하룻밤을 용해 할 수 있습니다. </li><li> 400 메쉬 전자 microscopycopper 그리드 (직경 3.05 mm) 유리 바이알 (높이 3cm 직경 2cm)을 함유하는 아세톤 (제곱 인치당 구멍 수)을 넣어. 손의 순환 이동에 유리 바이알을 교반한다. 플라스틱 전송 피펫으로 아세톤을 제거합니다. 용매를 5 분 동안 증발하도록 허용. 여과지 상에이를 부어 그리드 전송하고 5 분 동안 건조 할 수있다. </li><li> 미끄러운 / 반짝이까지 보풀이없는 천으로 닦아 76 X 26mm 2 유리 슬라이드 폴란드어.</li><li> 결정 화기 (직경 15cm, 높이 7cm 용량 1,200 ㎖)에 취하여 증류수 가장자리에 채운다. 먼지를 제거하기 위해 두 표면 위에 유리 막대를 통과시킴으로써 물 표면을 청소한다. </li><li> 두 손가락 사이의 유리 슬라이드를 잡고 몇 초 동안 formvar 솔루션에 담근다. 이 똑바로 5 분 동안 거꾸로 비커에서 건조 잡습니다. </li><li> 필름이 건조하면, 필름의 한계 슬라이드에서 탈락 할 정의 날카로운 면도날 유리 슬라이드의 가장자리 점수. </li><li> 심호흡을 가지고에 약간 불투명 필름을 렌더링하고 가시성을 향상시키기 위해 필름에서 수증기 층을 얻을 수있는 슬라이드에 크게 내쉬고. <ol><li> 즉시 약 30 °의 각도로 슬라이드의 바닥을 터치하여 정석 물 표면에 막을 로트. 슬라이드에서 개봉을하자 정석 물 표면에 그것을 벗겨. 부드럽게와 필름을 떼어핀셋, 필요한 경우. </li></ol></li><li> 부드럽게 그리드는 적절한 두께 (약 10 ㎚)의 주름이없는 영역에있는 수면에 부유 막 위에 뒤집어서 누워. </li><li> 그들은 정석 물 표면에 부유 조셉 종이 그리드 감싸는 필름 픽업. <ol><li> 한 손으로 요셉 용지를 잡고 필름의 한쪽 끝을 요셉 종이의 한쪽 끝을 누릅니다. 조셉 용지가 완전히 젖었을 때까지 기다립니다. 에 붙어 그리드와 요셉의 용지를 제거합니다. </li></ol></li><li> 최종 건조하고, 실온에서 사용하기 전에 저장하는 덮여 페트리 접시에서 24 시간 동안 그리드를 놓는다. </li></ol> 동결 교체 매체의 제조 2 참고 : 오스뮴 테트 록 사이드 (OSO 4)와 우라 닐 아세테이트는 유해 화학 물질이다. 실험실 코트와 장갑을 포함한 적절한 개인 보호 장비 (PPE)를 착용하고있는 동안 흄 후드를 처리합니다. FOLL취급의 안전 경고 (OSO 4) 우라 닐 아세테이트 오우. OSO 4의 누설을 방지하기 위해 O 링 크리오 바이알 (cryovial)를 사용합니다. <ol><li> 미세 구조 연구 <ol><li> 유리 플라스크에 유리 OSO 4 앰플을 넣어. </li><li> 플라스크를 흔들어 앰플 휴식. </li><li> 4 %의 최종 농도를 얻기 위해 아세톤의 적합한 양을 100 % 추가. </li><li> 저어 1.8 ML의 크리오 바이알 (cryovial)에 1.5 mL의 씩 분배. </li></ol></li><li> 단백질 immunolabeling <ol><li> 유리 플라스크 우라 닐 아세테이트 0.05 g을 놓는다. </li><li> 100 % 아세톤 50 mL를 추가. </li><li> 자기 교반기로 교반 용액. 용액 분명 해지면, 0.2 ㎛의 필터를 사용하여 필터링. </li><li> 1.8 ML의 크리오 바이알 (cryovial)에 1.5 mL의 분취 량을 분배. 참고 : 플 런지 냉동 처리하기 위하여 동결 대체 매체를 포함하는 크리오 바이알 (cryovial)를 준비하고 -84 ° C 형 냉장고에 보관하십시오. 멀리 던져 유리 플라스크를 반전하려면유해 폐기물의 OSO 4 앰플. </li></ol></li></ol> 3. 셀의 제조 참고 :이 단계는 방법의 성공을 위해 중요하다. 모든 세포 유형, 세포의 표시 번호를 얻기 위해 세포를 성장. 지정된 시간과 속도로 표시된 튜브에 원심 분리기. <ol><li> 다음과 같이 서로 다른 세포 유형에서 펠렛의 적절한 일관성을 얻기 위해, 세포 성장 : <ol><li> 사카 cerevisiae를하고, 분열을 pombe 들어 최소 또는 완전 액체 배지 5ml에 효모 접종. 28 ° C, 회전 (180 RPM)에서 밤새 인큐베이션. 밤새 배양 600nm의 (OD 600)에서의 광학 밀도를 측정한다. 0.2 ml의 50에 신선한 선택 배지의 OD 600 효모 세포를 희석. 1 × 109 효모 7을 얻었다 회전, 28 ° C에서 세포를 배양하는 것을 계속한다. </li><li> 슈만 편모충의 편모를 들어, 가지마7.5 % FCS (소 태아 혈청)을 5 ㎖의 AM 매체 culate 기생충. 24 ° C, 회전 (180 RPM)에서 밤새 인큐베이션. 밤새 배양 OD (600)를 측정한다. 0.2 ml의 50에 신선한 선택 배지의 OD 600 기생충 세포를 희석. 5 × 108 기생충 셀 (12)을 얻기 위해, 회전, 24 ℃에서 세포를 배양하는 것을 계속한다. </li><li> 트리파노소마 (Trypanosoma) brucei 들면, 10 % FCS 및 30 ㎍ / mL의 하이 그로 마이신을 가진 SDM-79 배지 5ml에 접종 기생충. 27 ° C, 회전 (180 RPM)에서 밤새 인큐베이션. 밤새 배양 OD (600)를 측정한다. 50 mL의 신선한 선택 배지에 0.2의 OD 600 기생충 세포를 희석. 5 × 108 세포 기생충 13을 수득 회전, 27 ℃에서 세포를 배양하는 것을 계속한다. </li><li> 대장균, 100 ㎍ / ㎖의 암피실린으로 DYT 배지 5ml에 접종 박테리아. (회전, 37 ℃에서 밤새 인큐베이션 180RPM). 밤새 배양 OD (600)를 측정한다. 0.2 ml의 50에 신선한 선택 배지의 OD 600 박테리아 세포를 희석. 5 × 10 14 박테리아 세포를 얻기 위해, 회전, 37 ℃에서 세포를 배양하는 것을 계속한다. 참고 밤새 항온 배양은 배양 세포 중 또는 정지 대수 성장기 일 수있다. 경험적으로 결정되는 매우 느리게 성장하는 세포 균주는, 어느 날 밤, 또는 세포의 더 많은 수의 접종에 비해 배양 시간이 더 필요할 수 있습니다. </li></ol></li><li> 모든 세포 유형의 경우, 1,500 × g으로 3 분 동안 50 ㎖ 폴리 프로필렌 원심 분리 튜브에 세포를 포함하는 배양 배지를 옮긴다. </li><li> 상등액을 제거하고 적절한 세포 배양 배지 1 ml의 모든 종류의 세포 펠렛을 재현 탁. </li><li> 원심 3,900 × g으로 1 분 동안 미세 원심 분리 튜브 내의 모든 세포 유형. 완전히 뜨는을 제거합니다. </li><li> 얼음에 세포를 유지합니다. </li></ol> 참고 :주의 액체 질소를 처리합니다. cryogloves와 구글을 포함한 개인 보호 장비를 사용합니다. 프로판은 잠재적으로 폭발성이므로, 통풍이 잘 나 흄 후드 액화를 수행한다. 아니 불꽃이 허용되지 않습니다. <ol><li> 폴리스티렌 트레이에서 액체 질소의 약 150 ㎖을 넣어. 이를 동결 액체 질소에 황동 컵 (높이 3.6 cm, 직경 2cm, 두께 1.5 mm)를 놓는다. 액체 질소는 황동 컵에 침투하지 마십시오. </li><li> 거품이 황동 컵이 고정되어 있는지 확인하기 위해 가라 앉을 때까지 기다리십시오. </li><li> 황동 컵 벽과 접촉 프로판 실린더에 연결된 호스를 넣습니다. </li><li> 부드럽게 프로판 실린더 밸브를 연다. 참고 :이 단계에서, 프로판은 황동 컵에 액화. </li><li> 프로판 실린더 밸브를 폐쇄하고 신속하게 가스 호스를 분리하여 액화를 중지. </li><li> 액체 NI와 폴리스티렌 트레이 채우기황동 컵의 상단에서 5mm까지 트로겐. 액체 질소는 황동 컵에 침투하지 마십시오. </li></ol> 시료 5. 런지 동결 <ol><li> 폴리스티렌 트레이에서 액체 질소의 약 200 ㎖을 넣어. 액체 질소에 이르렀 조금씩 황동 컵 (높이 1.5 cm 직경 2.5 cm, 두께 1mm)를 고정. 하나 개의 서스펜션 세포 샘플에 대해 하나의 컵을 넣습니다. 샘플을 혼합하지 않도록주의하십시오. 이를 위해, 등 컵 2에, 컵 1 샘플 2 샘플 1을 넣어. </li><li> 액체 질소 중에서 그들의 팁 급락하여 핀셋 동결. </li><li> 3.5에서 수득 된 펠릿에 더블 에지 해부 바늘 런지. </li><li> 핀셋을 사용하여, 제 1 단계에서 제조 된 formvar로 코팅 된 400 메쉬 구리 현미경을 그리드. </li><li> 해부 바늘을 사용하여, 그리드에 3.5에서 얻어진 펠렛 방울을 놓는다. 다른 드롭 크기 (예 : 2, 5, 10 μL)를보십시오. </li><li> 매우 빠르게 액체 프로판 유전자에 의해 유지 핀셋 그리드 급락제 4 항에 보통 수 초 동안 원 운동으로 그리드 교반한다. </li><li> 신속하게 5.1 절에 동결 작은 황동 컵에 핀셋으로 고정 된 격자를 전송합니다. 참고 : 각 샘플의 경우, 최소 3 그리드를합니다. 항상 구리 그리드를 촬영하기 전에 핀셋을 동결. </li></ol> 6. 동결 교체 참고 : 오스뮴 테트 록 사이드 잠재적으로 휘발성이기 때문에, 증기 카트리지와 공기 정화 호흡기를 사용합니다. 플 런지 동결 전에 액화 질소에서 냉동 정착액 또한 용액이다. <ol><li> 미세 구조 연구를 들어, 섹션 2.1에서 제조 한 동결 대체 배지를 함유하는 1.8 mL의 cryovial 튜브를 연다. 의 면역 시험은 섹션 2.2에서 제조 한 동결 대체 배지를 함유하는 1.8 mL의 cryovial 튜브를 연다. 크리오 바이알 (cryovial)에 뚜껑을 놓습니다. </li><li> 액체 질소 중에서 그들의 팁 급락하여 핀셋 동결. </li><li> 빠르게 캡을 제거하고 냉동 그리드에게 내가 전송핀셋을 사용하여 크리오 바이알 (cryovial)를 NTO. </li><li> 다시 크리오 바이알 (cryovial)에 뚜껑을 넣습니다. </li><li> 각 샘플의 각 격자에 대한 작업을 반복합니다. </li><li> 샘플을 동결 교체 매체에 있도록 손의 원 운동으로 크리오 바이알 (cryovial)을 모두 캡을 닫고 교반 하였다. </li><li> 동결 교체 과정에서 -84 ° C에 냉동 3 일 동안 밀폐 된 상자에 크리오 바이알 (cryovial)를 놓는다. </li></ol> 7. 샘플 온난화 <ol><li> 미세 구조 연구 <ol><li> 폴리스티렌 트레이에 크리오 바이알 (cryovial)를 나른다 -30 ° C에 냉동 (급격한 온도 상승을 방지하기 위해). 1 시간 동안 -30 ° C 냉장고에 넣습니다. </li><li> 2 시간 동안 -15 ° C에 냉동의 크리오 바이알 (cryovial)를 놓는다. 실온에서 30 분 후, 2 시간 동안 4 ℃에서의 샘플을 놓고. </li><li> 플라스틱 전송 피펫으로 동결 대체 매체를 제거합니다. 100 % 아세톤 약 500 μL를 추가합니다. </li><li> 1.8 ml의 cryovial 볶음신속 원형 손의 움직임과 함께 유리 바이알에 그리드 (높이 3cm 직경 2cm)을 함유하는 아세톤 (1.5 ml)에 붓는다. </li><li> 모든 그리드를 전송 한 반드시 100 % 아세톤 1 ㎖와 동일한 cryovial 린스. 손의 원형 움직임으로 cryovial 교반하고 유리 바이알에 cryovial의 내용을 붓는다. </li><li> 10 분 동안 100 % 아세톤으로 3 회 3 mL로 각 유리 바이알을 헹군다. </li><li> 기준 (15)에 기술 된 바와 같이 매립 및 포함 절차를 수행. 아세톤 (25 %, 50 %, 75 %), 에폭시 수지의 농도가 증가함에 따라, 샘플을 함침하고 젤라틴 캡슐에서 100 %의 에폭시 수지 시료를 포함. </li></ol></li><li> 연구를 Immunolabeling <ol><li> 폴리스티렌 트레이의 1.8 mL의 크리오 바이알 (cryovial)의 캐리 -30 ° C에 냉동 장치 (급격한 온도 상승을 방지하기 위해). </li><li> -30 ° C의 냉동고에 2 시간에 대한 크리오 바이알 (cryovial)를 놓는다. </li><li> -30 °에서<html> C 냉동기는 손의 원 운동으로 cryovial 교반 빠르게 폴리 프로필렌 바이알 (높이 5cm 지름 1.5 cm)에 동결 교체 매체를 붓는다. </li><li> 신선 동결 대체 매체의 2 ml로 동결 대체 매체를 교체합니다. </li><li> -30 ° C의 냉동고에 2 시간 동안 폴리 프로필렌 바이알을 놓는다. </li><li> 100 %의 아세톤 용액 (2) 100 % 에탄올 2 mL를 1 시간 동안 3 회 1 시간 프로필렌 바이알을 헹군다. </li><li> 기준 (15)에 기술 된 바와 같이 매립 및 포함 절차를 수행. 아크릴계 수지의 농도를 증가 (25 %, 50 %, 75 % 아세톤)로 샘플을 함침하고 젤라틴 캡슐에 100 % 아크릴 수지 시료를 포함. </li></ol></li></ol> 시료 8. 시각화 <ol><li> 삽입 후, 샘플을 Ultramicrotome으로 80 nm의 매우 얇은 부분을 만든다. 1 분 동안 실온에서 2 % 납 시트르산 섹션 대조엉덩이 = &quot;외부 참조&quot;&gt; 15. </li><li> 섹션 (15)을 관찰하기 위해 80 kV의 120 kV의 전자 현미경을 사용합니다. </li></ol>

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L., Pagny, S., Faye, L., Gomord, V., Driouich, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+improved+chemical+fixation+method+suitable+for+immunogold+localization+of+green+fluorescent+protein+in+the+Golgi+apparatus+of+tobacco+Bright+Yellow+(BY-2)+cells.">An improved chemical fixation method suitable for immunogold localization of green fluorescent protein in the Golgi apparatus of tobacco Bright Yellow (BY-2) cells.</a> J Histochem Cytochem. 51 (7), 931-940 (2003).</li><li>Jesus, D. M., Moussatche, N., Condit, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+improved+high+pressure+freezing+and+freeze+substitution+method+to+preserve+the+labile+vaccinia+virus+nucleocapsid.">An improved high pressure freezing and freeze substitution method to preserve the labile vaccinia virus nucleocapsid.</a> J Struct Biol. 195 (1), 41-48 (2016).</li></ol>

저자는 관심의 충돌이 없음을 선언합니다.

TEM은 소기관, 세포 및 조직의 미세 구조의 관찰을위한 강력한 방법이다. Cryofixation / 동결 대체는 현재 모두 미세 구조 및 단백질 항원의 보존을위한 최선의 방법입니다. 화학 고정 제를 침투 및 미세 구조 (2)의 전체 구조 안정화되기 전에 재 배열을 가능하게함으로써 매우 천천히 작동한다. 반대로, cryofixation / 동결 대체 즉시 세포 구조 (4)를 안정화시킨다. 그러...

샘플 준비는 전자 현미경 연구의 성공을 위해 중요하다. 종래 EM 고정은 투과형 전자 현미경 (TEM) 1 조직 또는 세포를 고정하기위한 주요 방법이다. 먼저, 알데히드 및 ​​산화 오스뮴 화학적 실온에서 재료를 고정하기 위해 사용된다. 그 후, 재료는 유기 용매 탈수 함침 한 에폭시 수지에 포함된다. 이 방법은 셀에 고정 제의 침투 속도에 의존한다. 따라서, 세포 내용물의 생성물 추출은 일반적으로 2가 관찰된다. Cryofixation 명확 세포 구조 3의 보존을위한 더 나은 대안 그대로를 유지하고있다. 얇은 수지 부분의 TEM 이미지 (4)의 높은 품질은 cryofixation / 동결 대체 방법을 사용하여 얻을 수있다. 이 기술의 목적은 유리화 BI를 얻는 것입니다얼음 결정 형성 또는 세포의 미세 구조가 손상되지 않도록 충분히 작은 포함 된 얼음 결정이없는 론적 샘플. 고압 동결 (HPF) 또한 (PF)을 동결 런지라고 매우 빠른 cryofixation는 샘플 cryofix 두 가지 방법이다. HPF 순간적 셀 분자를 고정화 종래 EM 고정에 의한 피해를 방지한다. 냉동 기계 및 자동 대체 장치의 몇 가지 유형의 5 개발되었다. 냉동 시스템 및 소모품 (액체 질소, 등 캐리어 표본) 비싸지 만 고품질의 전자 현미경 (6, 7)를 제조 할 수 있습니다. PF는 1950 년대에 사용되었으며 간단하고 PF 절차 .During 8 싸고 준비된 샘플을 얼음 결정 미만 3 내지 5 nm의 크기를 획득하기 위해 빠른 속도로 동결 같은 문헌에 기재되어있는 기술이다. 이를 위해, 샘플입니다에탄, 프로판, 에탄 또는 프로판 혼합물과 같은 액체 냉각제로 하락. 1950 년대 이후, PF의 개선은 더 많은 수의 사용자에이 기술을 사용할 수 있도록하기 위해 수행되었다. PF 넓게 (화상 작은 물체에 사용되는 반면, 고압 동결 현재 두꺼운 50㎛보다 5 (디스크 형 샘플은 200 ㎛의 두께까지) 샘플들의 큰 다양성을 고정 할 수있는 유일한 실용적인 방법이다 &lt;100 nm의 ), 비결정질 얼음 9의 박막에 현탁 고분자 복합체 등. 큰 샘플은 진핵 세포, 예를 들면, PF로 cryofixed하지만 모세관 구리 관 또는 샌드위치 시스템 8, 10, 11 등의 시험편 홀더를 필요로 할 수있다. 여기에, 빠른, 사용하기 쉬운 다양한 서스펜션 세포 배양에 사용 가능한 저가의 급락 동결 / 동결 대체 기술이 제공됩니다.

<table><tbody><tr><td>Grids</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>T400-Cu</td><td></td></tr><tr><td>Formvar</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>15800</td><td></td></tr><tr><td>Propane N35</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Liquid nitrogen</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Double edge dissecting needle</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>72947</td><td></td></tr><tr><td>Cryovials</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>61802-02</td><td></td></tr><tr><td>Osmium tetroxide</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>19130</td><td></td></tr><tr><td>Glass vial 8.5 mL</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>64252</td><td></td></tr><tr><td>Uranyl acetate</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>48851</td><td></td></tr><tr><td>Acetone</td><td>Sigma</td><td>32201</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol 100%</td><td>Sigma</td><td>32221</td><td></td></tr><tr><td>Glass slides</td><td>VWR international</td><td>631-9439</td><td></td></tr><tr><td>Tweezers</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Acrylic resin</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>104371</td><td></td></tr><tr><td>Epoxy resin M</td><td>Sigma</td><td>10951</td><td></td></tr><tr><td>Epoxy resin M hardener</td><td>Sigma</td><td>10953</td><td></td></tr><tr><td>Dibutyl phtalate&amp;nbsp;</td><td>Sigma</td><td>80102</td><td></td></tr><tr><td>Epoxy resin M accelerateur</td><td>Sigma</td><td>10952</td><td></td></tr><tr><td>Crystallizer</td><td>Fischer scientific</td><td>08-762-9</td><td></td></tr><tr><td>Joseph paper</td><td>VWR international</td><td>111-5009</td><td></td></tr><tr><td>Brass cups</td><td></td><td></td><td>do it yourself shop or made by yourself</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Saccharomyces cerevisiae&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Shizosacharomyces cerevisiae&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Trypanosoma brucei&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Leishmania amazonensis&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Escherichia coli&amp;nbsp;&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Airtight box</td><td>Fischer scientific</td><td>7135-0001&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Air purifying respirator</td><td>Fischer scientific</td><td>3M 7502&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Cartridge for respirator</td><td>Fischer scientific</td><td>3M 6001</td><td></td></tr><tr><td>Particulate filter</td><td>Fischer scientific</td><td>3M 5N11&amp;nbsp;</td><td></td></tr></tbody></table>

plunge freezing: a tool for the ultrastructural and immunolocalization studies of suspension cells in transmission electron microscopy

투과 전자 현미경 (TEM)은 단백질을 지역화하고 매우 높은 해상도에서 거대 분자 복합체를 시각화하기 위해 세포 미세 구조 연구를위한 특별한 도구입니다. 그러나, 기본 상태로 최대한 가까이 얻을, 완벽한 샘플 보존이 필요합니다. 알데히드와 기존의 전자 현미경 (EM) 고정은, 예를 들어, 좋은 미세 보존을 제공하지 않습니다. 고정 제의 느린 침투 세포 조직 개편 및 다양한 세포 구성 요소의 손실을 유도한다. 따라서, 종래의 고정은 EM 구조 및 항원의 순간 안정성 및 보존을 허용하지 않는다. 세포 내 이벤트를 검사하기위한 최선의 선택은 그 나라의 상태로 세포를 유지 동결 대체 고정 방법 다음 cryofixation을 사용하는 것입니다. 고압 냉동 세포 미세 구조의 무결성을 보존 / 동결 대체, 가장 일반적으로 사용되는 방법이지만 expensi이 필요장비를했습니다. 여기서, 현탁 세포 배양을위한 동결 교체 다음에 사용하기 쉽고 저렴한 동결 고정 방법이 제공된다.

이 문서에서, 미세 구조 (도 1 및도 2)와 immunolabeling (도 3)에 대한 연구에 사용하기 쉽고 저렴한 런지 냉동 방법은 제시된다. 우리는 동결 대체 절차와 온난화 절차 대신 전용 시스템을 사용하여 24 시간 미만 6 시간 걸리는 특수 장비이 필요하지 않다는 점을 보여줍니다. <p class="jove_content" fo:keep-together.wit...

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Plunge Freezing: A Tool for the Ultrastructural and Immunolocalization Studies of Suspension Cells in Transmission Electron Microscopy

이 논문은 투과형 전자 현미경으로 현탁 세포를 시각화하기위한 사용하기 쉽고 저렴한 cryofixation 방법을 설명한다.

플 런지 프리즈 : 투과 전자 현미경에서 서스펜션 세포의 초 구조 및 면역 로컬 ​​라이 제이션 연구를위한 도구

Transmission Electron Microscopy (TEM) is an extraordinary tool for studying cell ultrastructure, in order to localize proteins and visualize ...

plunge-freezing-tool-for-ultrastructural-immunolocalization-studies

Research

JoVE Journal

Biology

10.8K 조회수.  Université de Bordeaux.  이 논문은 투과형 전자 현미경으로 현탁 세포를 시각화하기위한 사용하기 쉽고 저렴한 cryofixation 방법을 설명한다. 

비디오: Plunge Freezing: A Tool for the Ultrastructural and Immunolocalization Studies of Suspension Cells in Transmission Electron Microscopy

Cell Culture on Silicon Nitride Membranes and Cryopreparation for Synchrotron X-ray Fluorescence Nano-analysis

Very little is known about the distribution of metal ions at the subcellular level. However, those chemical elements have essential regulatory functions and their disturbed homeostasis is involved in various diseases. State-of-the-art synchrotron X-ray fluorescence nanoprobes provide the required sensitivity and spatial resolution to elucidate the two-dimensional (2D) and three-dimensional (3D) distribution and concentration of metals inside entire cells at the organelle level. This opens new exciting scientific fields of investigation on the role of metals in the physiopathology of the cell. The cellular preparation is a key and often complex procedure, particularly for basic analysis. Although X-ray fluorescence techniques are now widespread and various preparation methods have been used, very few studies have investigated the preservation of the elemental content of cells at best, and no stepwise detailed protocol for the cryopreparation of adherent cells for X-ray fluorescence nanoprobes has been released so far. This is a description of a protocol that provides the stepwise cellular preparation for fast cryofixation to enable synchrotron X-ray fluorescence nano-analysis of cells in a frozen hydrated state when a cryogenic environment and transfer is available. In case nano-analysis has to be performed at room temperature, an additional procedure for freeze-drying the cryofixed adherent cellular preparation is provided. The proposed protocols have been successfully used in previous works, most recently in studying the 2D and 3D intracellular distribution of an organometallic compound in breast cancer cells.

Presented here is a protocol for cell culture on silicon nitride membranes and plunge-freezing prior to X-ray fluorescence imaging with a synchrotron cryogenic X-ray nanoprobe. When only room temperature nano-analysis is provided, the frozen samples can be further freeze-dried. These are critical steps to obtain information on the intracellular elemental composition.

싱크로트론 X선 형광 나노 분석을 위한 실리콘 질화물 멤브레인의 세포 배양 및 저온 준비

Very little is known about the distribution of metal ions at the subcellular level. However, those chemical elements have essential regulatory functions ...

연구

생화학

Preparation of Primary Neurons for Visualizing Neurites in a Frozen-hydrated State Using Cryo-Electron Tomography

Neurites, both dendrites and axons, are neuronal cellular processes that enable the conduction of electrical impulses between neurons. Defining the structure of neurites is critical to understanding how these processes move materials and signals that support synaptic communication. Electron microscopy (EM) has been traditionally used to assess the ultrastructural features within neurites; however, the exposure to organic solvent during dehydration and resin embedding can distort structures. An important unmet goal is the formulation of procedures that allow for structural evaluations not impacted by such artifacts.
Here, we have established a detailed and reproducible protocol for growing and flash-freezing whole neurites of different primary neurons on electron microscopy grids followed by their examination with cryo-electron tomography (cryo-ET). This technique allows for 3-D visualization of frozen, hydrated neurites at nanometer resolution, facilitating assessment of their morphological differences. Our protocol yields an unprecedented view of dorsal root ganglion (DRG) neurites, and a visualization of hippocampal neurites in their near-native state. As such, these methods create a foundation for future studies on neurites of both normal neurons and those impacted by neurological disorders.

To preserve neuronal processes for ultrastructural analysis, we describe a protocol for plating of primary neurons on electron microscopy grids followed by flash freezing, yielding samples suspended in a layer of vitreous ice. These samples can be examined with a cryo-electron microscope to visualize structures at the nanometer scale.

극저온 전자 단층 촬영을 사용하여 냉동 수화 상태에서 신경 돌기를 시각화에 대한 기본 뉴런의 준비

Neurites, both dendrites and axons, are neuronal cellular processes that enable the conduction of electrical impulses between neurons. Defining the ...

신경과학

Preparing Lamellae from Vitreous Biological Samples Using a Dual-Beam Scanning Electron Microscope for Cryo-Electron Tomography

Presented here is a protocol for preparing cryo-lamellae from plunge-frozen grids of Plasmodium falciparum-infected&#160;human erythrocytes, which could easily be adapted for other biological samples. The basic principles for preparing samples, milling, and viewing lamellae are common to all instruments and the protocol can be followed as a general guide to on-grid cryo-lamella preparation for cryo-electron microscopy (cryoEM) and cryo-electron tomography (cryoET). Electron microscopy grids supporting the cells are plunge-frozen into liquid nitrogen-cooled liquid ethane using a manual or automated plunge freezer, then screened on a light microscope equipped with a cryo-stage. Frozen grids are transferred into a cryo-scanning electron microscope equipped with a focused ion beam (cryoFIB-SEM). Grids are routinely sputter coated prior to milling, which aids dispersal of charge build-up during milling. Alternatively, an e-beam rotary coater can be used to apply a layer of carbon-platinum to the grids, the exact thickness of which can be more precisely controlled. Once inside the cryoFIB-SEM an additional coating of an organoplatinum compound is applied to the surface of the grid via a gas injection system (GIS). This layer protects the front edge of the lamella as it is milled, the integrity of which is critical for achieving uniformly thin lamellae. Regions of interest are identified via SEM and milling is carried out in a step-wise fashion, reducing the current of the ion beam as the lamella reaches electron transparency, in order to avoid excessive heat generation. A grid with multiple lamellae is then transferred to a transmission electron microscope (TEM) under cryogenic conditions for tilt-series acquisition. A robust and contamination-free workflow for lamella preparation is an essential step for downstream techniques, including cellular cryoEM, cryoET, and sub-tomogram averaging. Development of these techniques, especially for lift-out and milling of high-pressure frozen samples, is of high-priority in the field.

Using focused ion beam milling to produce vitreous on-grid lamellae from plunge frozen biological samples for cryo-electron tomography.

극저온 전자 단층 촬영을 위한 이중 빔 주사 전자 현미경을 사용하여 유리체 생물학적 샘플에서 라멜라 준비

Presented here is a protocol for preparing cryo-lamellae from plunge-frozen grids of Plasmodium falciparum-infected&#160;human erythrocytes, which could ...

Manual Blot-and-Plunge Freezing of Biological Specimens for Single-Particle Cryogenic Electron Microscopy

Imaging biological specimens with electrons for high-resolution structure determination by single-particle cryogenic electron microscopy (cryoEM) requires a thin layer of vitreous ice containing the biomolecules of interest. Despite numerous technological advances in recent years that have propelled single-particle cryoEM to the forefront of structural biology, the methods by which specimens are vitrified for high-resolution imaging often remain the rate-limiting step. Although numerous recent efforts have provided means to overcome hurdles frequently encountered during specimen vitrification, including the development of novel sample supports and innovative vitrification instrumentation, the traditional manually operated plunger remains a staple in the cryoEM community due to the low cost to purchase and ease of operation. Here, we provide detailed methods for using a standard, guillotine-style manually operated blot-and-plunge device for the vitrification of biological specimens for high-resolution imaging by single-particle cryoEM. Additionally, commonly encountered issues and troubleshooting recommendations for when a standard preparation fails to yield a suitable specimen are also described.

This manuscript outlines the blot-and-plunge method to manually freeze biological specimens for single-particle cryogenic electron microscopy.

단일 입자 극저온 전자 현미경 검사법을 위한 생물학적 표본의 수동 블롯 및 플런지 동결

Imaging biological specimens with electrons for high-resolution structure determination by single-particle cryogenic electron microscopy (cryoEM) requires ...

Electron Cryotomography of Bacterial Cells

While much is already known about the basic metabolism of bacterial cells, many fundamental questions are still surprisingly unanswered, including for instance how they generate and maintain specific cell shapes, establish polarity, segregate their genomes, and divide. In order to understand these phenomena, imaging technologies are needed that bridge the resolution gap between fluorescence light microscopy and higher-resolution methods such as X-ray crystallography and NMR spectroscopy.
Electron cryotomography (ECT) is an emerging technology that does just this, allowing the ultrastructure of cells to be visualized in a near-native state, in three dimensions (3D), with "macromolecular" resolution (~4nm).1, 2 In ECT, cells are imaged in a vitreous, "frozen-hydrated" state in a cryo transmission electron microscope (cryoTEM) at low temperature (&lt; -180&deg;C). For slender cells (up to ~500 nm in thickness3), intact cells are plunge-frozen within media across EM grids in cryogens such as ethane or ethane/propane mixtures. Thicker cells and biofilms can also be imaged in a vitreous state by first "high-pressure freezing" and then, "cryo-sectioning" them. A series of two-dimensional projection images are then collected through the sample as it is incrementally tilted along one or two axes. A three-dimensional reconstruction, or "tomogram" can then be calculated from the images. While ECT requires expensive instrumentation, in recent years, it has been used in a few labs to reveal the structures of various external appendages, the structures of different cell envelopes, the positions and structures of cytoskeletal filaments, and the locations and architectures of large macromolecular assemblies such as flagellar motors, internal compartments and chemoreceptor arrays.1, 2
In this video article we illustrate how to image cells with ECT, including the processes of sample preparation, data collection, tomogram reconstruction, and interpretation of the results through segmentation and in some cases correlation with light microscopy.

We illustrate here how to use electron cryotomography (ECT) to study the ultrastructure of bacterial cells in near-native states, to "macromolecular" (~4 nm) resolution.

세균성 세포의 전자 Cryotomography

While much is already known about the basic metabolism of bacterial cells, many fundamental questions are still surprisingly unanswered, including for ...

생물학

Fundamental Technical Elements of Freeze-fracture/Freeze-etch in Biological Electron Microscopy

Freeze-fracture/freeze-etch describes a process whereby specimens, typically biological or nanomaterial in nature, are frozen, fractured, and replicated to generate a carbon/platinum &#8220;cast&#8221; intended for examination by transmission electron microscopy. Specimens are subjected to ultrarapid freezing rates, often in the presence of cryoprotective agents to limit ice crystal formation, with subsequent fracturing of the specimen at liquid nitrogen cooled temperatures under high vacuum. The resultant fractured surface is replicated and stabilized by evaporation of carbon and platinum from an angle that confers surface three-dimensional detail to the cast. This technique has proved particularly enlightening for the investigation of cell membranes and their specializations and has contributed considerably to the understanding of cellular form to related cell function. In this report, we survey the instrument requirements and technical protocol for performing freeze-fracture, the associated nomenclature and characteristics of fracture planes, variations on the conventional procedure, and criteria for interpretation of freeze-fracture images. This technique has been widely used for ultrastructural investigation in many areas of cell biology and holds promise as an emerging imaging technique for molecular, nanotechnology, and materials science studies.

Basic techniques and refinements of freeze-fracture processing of biological specimens and nanomaterials for examination by transmission electron microscopy are described. This technique is a preferred method for revealing ultrastructural features and specializations of biological membranes and for obtaining ultrastructural level dimensional and spatial data in materials sciences and nanotechnology products.

생물 전자 현미경에서 동결 골절 / 동결 에칭의 기본 기술 요소

Freeze-fracture/freeze-etch describes a process whereby specimens, typically biological or nanomaterial in nature, are frozen, fractured, and replicated ...

Tandem High-pressure Freezing and Quick Freeze Substitution of Plant Tissues for Transmission Electron Microscopy

Since the 1940s transmission electron microscopy (TEM) has been providing biologists with ultra-high resolution images of biological materials. Yet, because of laborious and time-consuming protocols that also demand experience in preparation of artifact-free samples, TEM is not considered a user-friendly technique. Traditional sample preparation for TEM used chemical fixatives to preserve cellular structures. High-pressure freezing is the cryofixation of biological samples under high pressures to produce very fast cooling rates, thereby restricting ice formation, which is detrimental to the integrity of cellular ultrastructure. High-pressure freezing and freeze substitution are currently the methods of choice for producing the highest quality morphology in resin sections for TEM. These methods minimize the artifacts normally associated with conventional processing for TEM of thin sections. After cryofixation the frozen water in the sample is replaced with liquid organic solvent at low temperatures, a process called freeze substitution. Freeze substitution is typically carried out over several days in dedicated, costly equipment. A recent innovation allows the process to be completed in three hours, instead of the usual two days. This is typically followed by several more days of sample preparation that includes infiltration and embedding in epoxy resins before sectioning. Here we present a protocol combining high-pressure freezing and quick freeze substitution that enables plant sample fixation to be accomplished within hours. The protocol can readily be adapted for working with other tissues or organisms. Plant tissues are of special concern because of the presence of aerated spaces and water-filled vacuoles that impede ice-free freezing of water. In addition, the process of chemical fixation is especially long in plants due to cell walls impeding the penetration of the chemicals to deep within the tissues. Plant tissues are therefore particularly challenging, but this protocol is reliable and produces samples of the highest quality.

Obtaining high-quality transmission electron microscopy images is challenging, especially in the case of plant cells, which have abundant large water-filled vacuoles and aerated spaces. Tandem high-pressure freezing and quick freeze substitution greatly reduce preparation time of plant samples for TEM while producing samples with excellent ultrastructural preservation.

탠덤 고압 냉동 및 투과 전자 현미경을위한 식물 조직의 빠른 동결 교체

Since the 1940s transmission electron microscopy (TEM) has been providing biologists with ultra-high resolution images of biological materials. Yet, ...

Flash-and-Freeze: A Novel Technique to Capture Membrane Dynamics with Electron Microscopy

Cells constantly change their membrane architecture and protein distribution, but it is extremely difficult to visualize these events at a temporal and spatial resolution on the order of ms and nm, respectively. We have developed a time-resolved electron microscopy technique, &#34;flash-and-freeze,&#34; that induces cellular events with optogenetics and visualizes the resulting membrane dynamics by freezing cells at defined time points after stimulation. To demonstrate this technique, we expressed channelrhodopsin, a light-sensitive cation channel, in mouse hippocampal neurons. A flash of light stimulates neuronal activity and induces neurotransmitter release from synaptic terminals through the fusion of synaptic vesicles. The optogenetic stimulation of neurons is coupled with high-pressure freezing to follow morphological changes during synaptic transmission. Using a commercial instrument, we captured the fusion of synaptic vesicles and the recovery of the synaptic vesicle membrane. To visualize the sequence of events, large datasets were generated and analyzed blindly, since morphological changes were followed in different cells over time. Nevertheless, flash-and-freeze allows the visualization of membrane dynamics in electron micrographs with ms temporal resolution.

We developed a novel technique in electron microscopy, &#34;flash-and-freeze,&#34; that enables the visualization of membrane dynamics with ms temporal resolution. This technique combines the optogenetic stimulation of neurons with high-pressure freezing. Here, we demonstrate the procedures and describe the protocols in detail.

플래시 및 동결 : 전자 현미경으로 막 역학을 캡처하는 소설 기법

Cells constantly change their membrane architecture and protein distribution, but it is extremely difficult to visualize these events at a temporal and ...

A 3D Cartographic Description of the Cell by Cryo Soft X-ray Tomography

Imaging techniques are fundamental in order to understand cell organization and machinery in biological research and the related fields. Among these techniques, cryo soft X-ray tomography (SXT) allows imaging whole cryo-preserved cells in the water window X-ray energy range (284-543 eV), in which carbon structures have intrinsically higher absorption than water, allowing the 3D reconstruction of the linear absorption coefficient of the material contained in each voxel. Quantitative structural information at the level of whole cells up to 10 &#181;m thick is then achievable this way, with high throughput and spatial resolution down to 25-30 nm half-pitch. Cryo-SXT has proven itself relevant to current biomedical research, providing 3D information on cellular infection processes (virus, bacteria, or parasites), morphological changes due to diseases (such as recessive genetic diseases) and helping us understand drug action at the cellular level, or locating specific structures in the 3D cellular environment. In addition, by taking advantage of the tunable wavelength at synchrotron facilities, spectro-microscopy or its 3D counterpart, spectro-tomography, can also be used to image and quantify specific elements in the cell, such as calcium in biomineralization processes. Cryo-SXT provides complementary information to other biological imaging techniques such as electron microscopy, X-ray fluorescence or visible light fluorescence, and is generally used as a partner method for 2D or 3D correlative imaging at cryogenic conditions in order to link function, location, and morphology.

Here, a protocol describing the sample preparation and data collection steps required in cryo soft X-ray tomography (SXT) to image the ultrastructure of whole cryo-preserved cells at a resolution of 25 nm half pitch, is presented.

Cryo Soft X선 단층 촬영에 의한 세포의 3D Cartographic 설명

Imaging techniques are fundamental in order to understand cell organization and machinery in biological research and the related fields. Among these ...

Rapid Freezing using Sandwich Freezing Device for Good Ultrastructural Preservation of Biological Specimens in Electron Microscopy

Chemical fixation has been used for observing the ultrastructure of cells and tissues. However, this method does not adequately preserve the ultrastructure of cells; artifacts and extraction of cell contents are usually observed. Rapid freezing is a better alternative for the preservation of cell structure. Sandwich freezing of living yeast or bacteria followed by freeze-substitution has been used for observing the exquisite natural ultrastructure of cells. Recently, sandwich freezing of glutaraldehyde-fixed cultured cells or human tissues has also been used to reveal the ultrastructure of cells and tissues. 
These studies have thus far been carried out with a handmade sandwich freezing device, and applications to studies in other laboratories have been limited. A new sandwich freezing device has recently been fabricated and is now commercially available. The present paper shows how to use the sandwich freezing device for rapid freezing of biological specimens, including bacteria, yeast, cultured cells, isolated cells, animal and human tissues, and viruses. Also shown is the preparation of specimens for ultrathin sectioning after rapid freezing and procedures for freeze-substitution, resin embedding, trimming of blocks, cutting of ultrathin sections, recovering of sections, staining, and covering of grids with support films.

Here we show how to use the sandwich freezing device for rapid freezing of biological specimens, including bacteria, yeast, cultured cells, isolated cells, animal and human tissues, and viruses. We also show how to prepare specimens for ultrathin sectioning after rapid freezing.

플 런지 프리즈 : 투과 전자 현미경에서 서스펜션 세포의 초 구조 및 면역 로컬 라이 제이션 연구를위한 도구

요약

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싱크로트론 X선 형광 나노 분석을 위한 실리콘 질화물 멤브레인의 세포 배양 및 저온 준비

극저온 전자 단층 촬영을 사용하여 냉동 수화 상태에서 신경 돌기를 시각화에 대한 기본 뉴런의 준비

극저온 전자 단층 촬영을 위한 이중 빔 주사 전자 현미경을 사용하여 유리체 생물학적 샘플에서 라멜라 준비

단일 입자 극저온 전자 현미경 검사법을 위한 생물학적 표본의 수동 블롯 및 플런지 동결

세균성 세포의 전자 Cryotomography

생물 전자 현미경에서 동결 골절 / 동결 에칭의 기본 기술 요소

탠덤 고압 냉동 및 투과 전자 현미경을위한 식물 조직의 빠른 동결 교체

플래시 및 동결 : 전자 현미경으로 막 역학을 캡처하는 소설 기법

Cryo Soft X선 단층 촬영에 의한 세포의 3D Cartographic 설명

전자 현미경 검사에서 생물학적 표본의 좋은 초구조 보존을 위한 샌드위치 동결 장치를 사용하여 급속한 동결

플 런지 프리즈 : 투과 전자 현미경에서 서스펜션 세포의 초 구조 및 면역 로컬 ​​라이 제이션 연구를위한 도구

요약

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싱크로트론 X선 형광 나노 분석을 위한 실리콘 질화물 멤브레인의 세포 배양 및 저온 준비

극저온 전자 단층 촬영을 사용하여 냉동 수화 상태에서 신경 돌기를 시각화에 대한 기본 뉴런의 준비

극저온 전자 단층 촬영을 위한 이중 빔 주사 전자 현미경을 사용하여 유리체 생물학적 샘플에서 라멜라 준비

단일 입자 극저온 전자 현미경 검사법을 위한 생물학적 표본의 수동 블롯 및 플런지 동결

세균성 세포의 전자 Cryotomography

생물 전자 현미경에서 동결 골절 / 동결 에칭의 기본 기술 요소

탠덤 고압 냉동 및 투과 전자 현미경을위한 식물 조직의 빠른 동결 교체

플래시 및 동결 : 전자 현미경으로 막 역학을 캡처하는 소설 기법

Cryo Soft X선 단층 촬영에 의한 세포의 3D Cartographic 설명

전자 현미경 검사에서 생물학적 표본의 좋은 초구조 보존을 위한 샌드위치 동결 장치를 사용하여 급속한 동결

플 런지 프리즈 : 투과 전자 현미경에서 서스펜션 세포의 초 구조 및 면역 로컬 라이 제이션 연구를위한 도구