많은 도움이되는 토론과 통찰력을 얻으려는 요요이 미야하라 (Yoichi Miyahara)에게 감사드립니다. MA와 PG는 NSERC로부터 자금 지원을 인정합니다.

아래에 설명 된 모든 절차는 McGill 대학의 동물 관리위원회 (Animal Care Committee)의 승인을 얻었으며 캐나다 동물 보호 협회 (Council of Animal Care)의 가이드 라인을 준수했습니다. 1. Microfluidic 장치를 사용하여의 연결 문화의 표준화 : 장치 조립 <ol><li> 원하는 실험에 적합한 마이크로 유체 장치를 선택하십시오. 동일한 집단 내에서 뉴런을 연결하려면 Neuro Devices ( 그림 1 )를 사용하고 다른 집단의 뉴런을 연결하려면 Co-Culture Devices ( 그림 6 )를 사용하십시오. </li><li> 멸균 된 커버 슬립이나 유리 바닥 접시를 깨끗하게 준비하십시오. 플라스틱 표면의 최상의 결과를 얻으려면 35mm 접시, 유리 사용시 25mm 커버 슬립 또는 35mm 유리 바닥 접시를 사용하십시오. 이미징 시스템을 기준으로 유리 두께를 선택하십시오 (예 : 0.15 mm). </li><li> 접시 또는 coverslips를 2 시간 또는 밤새 실온에서 100 μg / ML PDL 0.5-1 ML와 코트ature. 참고 : 여기서 프로토콜을 일시 중지하고 필요할 경우 다음 날에 다시 시작할 수 있습니다. 또한, 붕산염 완충액으로 희석 된 PDL, Poly-L-Lysine (PLL), 라미닌 또는 기타 세포 접착 분자로 식탁을 코팅 할 수 있습니다. </li><li> 접시를 물로 두 번 씻으십시오 (소금 결정이 채널을 차단할 수 있으므로 인산염 완충 용액을 사용하지 마십시오). 모든 액체를 제거하고 바이오 안전성 캐비닛과 같은 살균 환경에서 5 ~ 10 분 동안 건조시킵니다 표면이 완전히 건조합니다. 참고 : 잔여 액체가 미세 유체 시스템의 부착을 방해하므로 커버 슬립이 완전히 건조되도록주의하십시오. </li><li> 멸균 환경 (biosafety 캐비닛)에서 10 분 동안 자외선 아래 패턴을 향한 미세 유체 장치를 놓습니다. 바이오 안전성 캐비닛에서 작업 할 때 무균 절차를 따르십시오 10 . </li><li> 핀셋을 사용하여 깨끗한 coversl와 접촉 패턴을 아래로 향하게 microfluidic 장치를 놓으십시오ip / dish. 핀셋을 사용하여 장치를 부드럽게 눌러 유리에 달라 붙지 않도록하십시오. 참고 : 빛을 바라 볼 때 접착 된 영역의 투명도가 보입니다. 모든 모서리가 유리에 닿아 있는지 확인하십시오. 모든 마이크로 유체 장치에이 작업을 수행하십시오. 그림 1a를 참조하십시오. </li><li> 단일 모집단 장치를 매체로 채우려면 피펫을 채널쪽으로 향하게하고 혈청이없는 B-27 (체적 비율 1:50)과 500 μg / mL 페니실린 / 스트렙토 마이신 / 글루타민 (보편적으로 보충 된 50 μL의 완전한 세포 배지를 첨가하십시오 NBM이라고 함)을 오른쪽 상단에 넣은 다음 대각선 방향으로 우물에 50 μL를 더합니다. 모든 장치에 대해 이것을 수행하고, 매질이 우물 사이를 흐르도록하십시오. 다음, 남아있는 2 개의 우물에 매체 50 μL를 추가합니다. 그림 2a를 참조하십시오. <ol><li> 매체가있는 여러 개의 모집단 장치를 채우려면 피펫을 채널쪽으로 향하게하고 30 μL완전한 우물에 대한 완전한 NBM의 그림 6a를 참조하십시오. 모든 장치에 대해 이것을 수행하고, 매질이 우물 사이를 흐르도록하십시오. 다음, 나머지 4 우물에 매체 50 μL를 추가합니다. </li></ol></li><li> 세포 배양을 준비하는 동안 1-2 시간 동안 인큐베이터 (37 ° C, 5 % CO 2 및 95 % 습도)에 autoclaved 물 (습식 챔버)와 장소와 오픈 접시와 함께 더 큰 접시에 장치를 놓으십시오. 그림 2b를 참조하십시오. </li></ol> 2. Microfluidic 체계에있는 뉴런의 도금 <ol><li> Ref. 8 , Sprague Dawley 쥐 배아 (성별)에서 해리 된 해마 또는 피질 뉴런을 얻는다. </li><li> NBM에서 1 ~ 2 백만 뉴런 / mL의 농도로 배아 뉴론을 Resuspend. hemocytometer 및 참조 8 다음과 현미경에서 세포 농도를 확인합니다. 세포 농도 조절g을 원하는 세포 밀도로 증가시킨다. 채널당 단일 해마 축삭을 얻는 기회를 높이려면 장치 당 10,000 뉴런을 준비하십시오. 동일한 채널에 여러 개의 축색 돌기를 갖기 위해서는 장치 당 60,000 개의 뉴런이 있어야합니다. 참고 :이 숫자는 사용 된 연결 유형에 따라 다릅니다. </li><li> 우물을 비우지 않고 microfluidic 장치에서 매체를 제거합니다. 각각 약 5 μL를 남겨 둡니다. </li><li> 단일 모집 장치에 세포를 플레이트하려면 우 하단에 NBM 50 μL를 잘 넣으십시오. 이 시점에서 매체는 다른 하부 우물을 채우기 위해 그 자체로 흐릅니다. 그림 1b 에 표시된 대로 microfluidic 장치의 오른쪽 상단에 농축 세포 솔루션 20 μL를 추가합니다. <ol><li> 여러 개의 모집단 장치에 세포를 정돈하려면 그림 6a 의 오른쪽 우물 각각에 20 μL의 농축액 솔루션을 추가하십시오. </li></ol></li><li> 세포가 현미경에 있는지 확인하십시오.챔버 내부에 있으며 15 ~ 30 분 동안 인큐베이터에 장치를 배치하여 세포에 세포 부착을 촉진합니다. </li><li> 챔버에 세포가 충분한 지 현미경으로 확인하십시오. 더 필요한 경우 2.4 및 2.5 단계를 반복하십시오. </li><li> 세포가 여러 인구 장치에 주입되었다 같은 우물에 단일 인구 장치와 NBM 20 μL의 2 우물에 50 μL의 NBM을 추가합니다. 미디어는 약간 돌출되어 웰스에게 머핀 상단면을 제공하는 긍정적 인 반월 상 연골을 형성합니다. 다시, 그림 2a 를 참조하십시오. </li><li> 37 ° C, 5 % CO 2 및 95 % 습도에서 세포를 유지하십시오. </li></ol> 3. 신경 세포 배양 유지 <ol><li> 세포에서 NBM (피펫으로 약 30 μL)을 제거하고 장치에 도입 한 다음 날 (즉, 2 단계 후에 1 d)에 새로운 예열 된 NBM을 적용하십시오. </li><li> 각 채널에 매체가 충분한 지 2 일 간격으로 확인하십시오. 머핀 Top가 낮 으면 맨 위 웰에 매체를 추가하십시오. </li><li> microfluidic 장치의 제거하기 전에 최소한 7 일 동안 문화 세포. 세포는 몇 주 동안이 장치에서 생존 할 수 있습니다. 샘플을 실험하기 1-2 일 전에 장치를 제거하십시오. </li></ol> 4. 미세 유체 장치의 제거 <ol><li> microfluidic 장치의 제거하기 전에 1 - 2 d, 챔버에 범람하고, 인큐베이터에 장치를 유지 각 샘플 접시 37 ° C에 prewarmed NBM 2 ML을 추가합니다. </li><li> 살균 핀셋과 하나의 팁을 사용하여 뉴런의 패턴 구성을 남긴 coverslips에서 microfluidic 장치를 제거합니다. 팁을 사용하여 커버 슬립을 제자리에 고정하고 핀셋을 사용하여 우물의 왼쪽 하단 모서리에있는 장치의 가장자리를 고정시킵니다. 섬세하게 비틀림을 가하여 장치를 핀셋으로 들어 올리면 덮개가 벗겨집니다. 그림 2c - 2d를 참조하십시오. </li><li> 2 ~ 3 일마다 하를 교체하십시오.샘플이 실험에 사용될 때까지 NBM. </li><li> 샘플의 재배 선 실험을 수행하기 전에, 단일 모집단 채널의 신경 돌기 및 다중 모집단 장치의 연결 인구가 현미경에서 이들 사이의 틈을 조사하여 고립되어 연결 인구를 연결하는 필라멘트가 없는지 확인하십시오. </li></ol> 5. PDL 코팅 비드 준비 <ol><li> PDL (100 μg / ML) 1 ML에 물 (1 : 500)로 희석 4, 10 또는 20 μm의 폴리스티렌 구슬의 2 X 50 μL 방울을 추가합니다. 실온에서 최소 2 시간 동안 방치하십시오. 참고 : 여기서 프로토콜을 일시 중지하고 다음 날에 다시 시작할 수 있습니다. </li><li> 용액을 8,820 xg에서 1 분간 원심 분리한다. 조심스럽게 용기 바닥에 쌓인 구슬을 방해하지 않고 뜨는 제거. </li><li> 구슬을 멸균 10 MM HEPES pH 8.4 용액 1 mL로 두 번 씻으십시오. </li><li> 10 MM HEPES pH 8.4 200 ML에 PDL 코팅 구슬을 Resuspend해결책. </li></ol> 6. 준비 Micropipettes <ol><li> 수평 전극 풀러를 사용하여 유리 모세관 튜브 (내경 1mm, 외경 1.5mm)에서 피펫을 준비합니다. 뽑아 낸 마이크로 피펫의 바깥 쪽 끝 부분이 ~ 2-5 μm가되도록 설정을 조정하십시오. 잡아 당기기 전에 유리관이 깨끗한 지 확인하십시오. </li><li> 피펫을 고정 용 유리 슬라이드에 고정시키고 팁이 깨지기 쉽기 때문에 팁이 슬라이드 표면에 닿지 않도록하십시오. 먼지로부터 보호하기 위해 덮여있는 용기에 실온에서 보관하십시오. 그들이 당겨지는 날 피펫을 사용하십시오. </li></ol> 7. 뉴런에 대한 PDL 비드 접착 <ol><li> 4 단계에서 준비된 세포 배양에 5 단계에서 준비한 40-60 μL의 PDL 코팅 비즈를 추가합니다. 커버 슬립에 희미하게 보이는 뉴런 위에 피펫 팁을 놓고 비즈를 추가하십시오 ( 그림 3 참조). </li><li> sy의 형성을 촉진하기 위해 1 시간 동안 인큐베이터로 시료를 되돌려주십시오.naptic 접촉 8 , 9 . </li><li> 배양 후 예열 된 NBM으로 배양액을 부드럽게 씻어서 부착되지 않은 비드를 제거합니다. </li></ol> 8. 생리 식염수 용액 준비 (실내 온도 실험 용) <ol><li> 참고 문헌 7 , 8 에 열거 된 성분을 혼합하여 생리 식염수 용액을 준비한다. 이것은 인큐베이터 외부 의 세포 환경을 조절하는 것입니다. </li><li> 참고 문헌 7 , 8 에 표시된대로 삼투압과 pH 수준을 확인하십시오. </li><li> 실험을 수행하면서 pH 변동을 최소화하기 위해 지속적으로 용액에 O 2 를 주입합니다. </li><li> 상온으로 가열. </li><li> 플라스틱 튜브 (선택 사항)의 한쪽 끝을 O 2가 주입 된 생리 용액에 넣고 다른 쪽을 고정하여 관류 시스템을 설정하십시오.샘플 홀더에 삽입 된 바늘에. 튜빙과 용액을 샘플보다 높게 위치시킵니다 ( 그림 4 참조). <ol><li> 튜브를 바늘에서 분리하고 주사기에 연결하십시오. 주사기를 사용하여 압력을 가하고 액체를 흡입하여 튜브를 채 웁니다. 롤러 클램프로 봉인하고 바늘을 다시 연결하십시오. </li></ol></li></ol> 9. 비드 미세 조작 <ol><li> 거꾸로 된 광학 현미경의 40X 상 대물 렌즈 (개구 수 0.6)를 사용하여 micromanipulators에 장착 된 두 개의 마이크로 피펫으로 위에서 접근 할 수 있고 아래에서 광학적으로 접근 할 수 있도록 실험 배열에 샘플을 설치하십시오. 이 구성에서 현미경의 측면 포트에 이미지 캡처를위한 CCD 카메라를 탑재하십시오. 플라스틱 튜브를 통해 1mL 주사기에 각 피펫을 연결합니다. 이 단계에서 NBM을 생리 식염수 (1-2 mL)로 교체하십시오 ( 그림 4 참조). </li><li> 체험 도중단계 8에서 제조 한 생리 식염수 용액을 0.5-1 mL / min의 속도로 연속적으로 세포를 관류시킨다. </li><li> 시야에서 뉴런에 붙어 있지 않은 PDL 비드를 선택하십시오. 비드를 마이크로 피펫까지 초점을 맞추어 마이크로 피펫 팁과 정렬시킵니다. 현미경을 통해 그것을 모니터링하여 가능한 한 팁을 비드에 가능한 가깝게 가져 오십시오. </li><li> 비드를 데리러 피펫에 연결된 1 ML 주사기와 부정적인 압력을 적용합니다. 실험 전반에 걸쳐 부정적인 압력을 유지하십시오. </li></ol> 10. 이빨 꾸는 자 <ol><li> 시야에서 뉴런에 붙어있는 PDL - 비드를 선택하고 9.3-9.4 단계에 설명 된대로 흡인을 사용하여 두 번째 micropipette에 붙이십시오. </li><li> PDL - 비드 - 뉴런 복합체를 천천히 (~ 0.5 μm / min) 당겨서 마이크로 조작기 또는 시료 스테이지를 1 μm 이동시키고 5 분간 멈추어 신경 돌기 시작을 허용하십시오. </li><li> 10.2 단계를 두 번 반복하십시오. 참고 : 처음 3 &amp;실험적 성공을 보장하기 위해 매우 천천히 잡아 당겨야하는데, 이는 시간의 95 % 이상 발생합니다. </li><li> PDL - 비드 - 뉴런 복합체를 서서히 (~ 0.5 μm / 분) 끌어 당기고 micromanipulator 또는 샘플 스테이지를 2 μm 이동시키고 신경 돌기 연장을 허용하기 위해 5 분 동안 정지시킨다. </li><li> 처음 5 μm의 성공적인 개시 및 신경 돌기 확장 후, mm 거리 규모 이상의 20 μm / min에서 신경 돌을 당겨. 참고 : 당기기는 연속적으로 또는 단계적으로 그리고 다양한 속도로 수행 될 수 있습니다. 그림 5b -5c를 참조하십시오. </li></ol> 11. 뉴런 연결하기 <ol><li> 신경 돌기가 많은 부위를 선택하고 PDL- 비드 - 신경 돌기 복합체를 낮추어 물리적으로 접촉시킵니다. 다른 구슬을 사용하여 coverslip 표면 위의 팁 높이를 측정합니다. 그림 5d를 참조하십시오. </li><li> 두 번째 micropi를 조작하면서 PDL - 비드 - 신경 자극 복합체를 대상 신경 돌과 접촉 상태로 두십시오쁘띠. 두 번째 PDL 비드와 함께 새로 형성된 신경 돌기의 상단에 약 20 μm의 형태로 첫 번째 비드를 놓습니다. 두 번째 PDL - 비드를 사용하여 새로운 신경 자극 필라멘트를 대상 세포쪽으로 밀어냅니다. </li><li> 적어도 1 시간 동안 두 구슬을 제자리에 두십시오. 현미경으로 비드와 접촉하는 신경 돌기가 두꺼워지는 것을 확인하십시오. </li><li> 이 시간 동안 재관류를 사용하여 시료의 배지를 생리 식염수에서 예열 된 CO 2 평형 NBM으로 서서히 변경하십시오. </li><li> 흡입을 해제하여 두 번째 피펫에서 비드를 놓습니다. 새로운 신경 돌기가 붙어 있으면 첫 번째 비드도 놓습니다. 그림 5e를 참조하십시오. </li><li> 부드럽게 식염수를 제거하고 NBM (~ 2 ML)로 바꿉니다. </li><li> 조심스럽게 미래 실험을위한 연결을 강화하기 위해 인큐베이터에 샘플을 다시 놓습니다. 이 연결은 24 시간 이상 안정적 임 </sup&gt;. </li></ol> 12. 전체 셀 페어링 된 패치 클램프 녹음을 통해 새 연결 의 기능 확인 <ol><li> 참고 문헌 7 , 18 , 19를 따른다. 전기 생리학 셋업 </li><li> 참고 문헌 7을 따른다. 사전 및 postsynaptic 전극 준비. </li><li> 참고 문헌 18 , 19에 따라 패치 클램프 데이터를 수집하십시오. </li><li> 결과를 자연스럽게 발생하는 신호 7 과 비교하여 연결 유형을 결정하십시오. </li></ol>

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Biophys. 27 (3), 135-155 (1995).</li><li>Pfister, B. J., Iwata, A., Meaney, D. F., Smith, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Extreme+stretch+growth+of+integrated+axons.">Extreme stretch growth of integrated axons.</a> J. Neurosci. 24 (36), 7978-7983 (2004).</li><li>Waxman, S. G., Kocsis, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The axon: structure, function and pathophysiology. , (1995).</li><li>Cho, E. Y., So, K. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rate+of+regrowth+of+damaged+retinal+ganglion+cell+axons+regenerating+in+a+peripheral+nerve+graft+in+adult+hamsters.">Rate of regrowth of damaged retinal ganglion cell axons regenerating in a peripheral nerve graft in adult hamsters.</a> Brain Res. 419, 369-374 (1987).</li><li>Davies, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intrinsic+differences+in+the+growth+rate+of+early+nerve+fibres+related+to+target+distance.">Intrinsic differences in the growth rate of early nerve fibres related to target distance.</a> Nature. 337, 553-555 (1989).</li></ol>

저자 인 Margaret H Magdesian은 본 기사에서 사용 된 도구를 생산하는 Ananda Devices의 CEO입니다.

표준 micromanipulation과 혁신적인 microfluidic 장치를 사용하여, 새로운 기술은 빠른 거리에서 새로운 기능적 신경 회로를 신속하게 시작, 연장 및 연결하기 위해 개발되었습니다. 피펫 micromanipulation은 대부분의 신경 과학 연구소 4 , 13 에서 일반적인 도구입니다. 재현성 있고 신뢰할 수있는 결과를 얻기위한 실질적인 과제는 마이크로 미터 정밀도의 세포 배?...

성인 중추 신경계 (CNS)에 부상을 입으면 축삭 재성장을 제한하는 여러 메커니즘으로 인해 영구적 인 장애가 발생할 수 있습니다 1 . 손상 후 많은 CNS 축색 돌기가 새로운 성장 원추를 형성하지 못하고 효과적인 재생 반응 2를 일으키지 못합니다. 또한, CNS 병변을 둘러싼 손상 및 흉터 조직은 axonal 성장을 크게 억제 1,2,3 . 손상 후 CNS 재생을 촉진시키는 현재의 치료법은 부상당한 뉴런의 본질적인 성장 잠재력을 높이고 myelin 파편과 glial scar 1 , 3 과 관련된 axonal extension의 억제제를 마스킹하는 데 초점을 맞추고 있습니다. 그럼에도 불구하고, 먼 축삭을 먼 표적으로 재생시키고 적절한 기능 시냅스를 형성하는 능력은 심각하게 제한되어있다 . </sup&gt; 5 , 6 , 7 . 현재 연구에서, 마이크로 비드, 피펫 마이크로 조작 및 마이크로 유체 장치는 장거리에서 새로운 기능적 신경 회로를 신속하게 개시, 연장 및 정확하게 연결하는 데 사용됩니다. 이전 연구는 poly-D-lysine-coated beads (PDL- 비드)가 시냅스 소포 복합체의 클러스터링과 기능적인 시냅스 전처리 8의 형성에 이어 막 접착을 유도한다는 것을 보여 주었다. PDL- 비드가 시냅스 전 분화 후에 기계적으로 제거되면 시냅스 단백질 군집이 비드를 따라 가면서 새로운 신경 돌기 9를 시작한다는 것도 보여 주었다. 다음 절차는 polydimethylsiloxane (PDMS) microfluidic 장치를 사용하여 coverslip에 조직화 된 영역으로 쥐의 배아 hippocampal 뉴런을 배양하여 신경 세포를 정확하게 재 연결하는 능력과 함께이 사실을 이용합니다회로. 이러한 PDMS 마이크로 유체 장치는 무독성이며 광학적으로 투명하며 마이크로 채널 시스템으로 연결된 두 개의 챔버로 구성됩니다. 일단 coverslip에 조립, 각 장치는 연결 성장을 유도 하고 체외에서 4 주 이상에 대한 정확한 패턴에 건강한 연결의 문화를 유지하기 위해 금형 역할을합니다. 여기, 새로운 신경 돌기의 확장과 기능의 한계를 조사하는 프레임 워크가 제시됩니다. 새로운 기능성 신경 돌기가 만들어져 신경 세포 네트워크를 제어 가능하게 (재) 배선 할 수 있습니다. 달성 된 확장 속도는 밀리미터 - 스케일 거리에서 20 μm / min보다 빠르며 기능적 연결이 확립됩니다. 이러한 결과는 예기치 않게 길항에 대한 이들 신경 돌기의 내재적 능력이 이전에 생각했던 것보다 훨씬 빠르다는 것을 보여준다. 이 제안 된 기계적 접근법은 느린 화학 전략을 우회하고 특정 타겟에 대한 제어 된 연결을 가능하게합니다. Th기술은 손상 후 신경 연결성을 복원하기위한 새로운 치료법에 대한 in vitro 연구를위한 새로운 방법을 제시합니다. 그것은 또한 시험 관내에서 신경 신호 처리 및 연결 기능의 근본적인 측면을 조사하기 위해 신경 네트워크의 조작 및 재배 선을 가능하게합니다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="836">
	<tbody>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:216px;">Co-culture devices</td>
			<td style="width:104px;">Ananda Devices</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:397px;">Commercially available at http://www.anandadevices.com</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:216px;">Neuro devices</td>
			<td style="width:104px;">Ananda Devices</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Commercially available at http://www.anandadevices.com</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:216px;">No. 1 Glass Coverslip 25 mm Round</td>
			<td style="width:104px;">Warner Instruments</td>
			<td style="width:119px;">64-0705</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:216px;">35mm Glass Bottom Dishes #0, Uncoated, Gamma-Irradiated</td>
			<td style="width:104px;">MatTex Incorporation</td>
			<td style="width:119px;">P35G-0-20-C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:216px;">35mm cell culture dish, Non-Pyrogenic, Sterile</td>
			<td style="width:104px;">Corning Inc</td>
			<td style="width:119px;">430165</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:216px;">95mmx15mm Petri Dish, Slippable Lid, Sterile Polystyrene</td>
			<td style="width:104px;">Fisherbrand</td>
			<td>FB0875714G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:216px;">50mL Centrifuge tubes with printed graduations and flat caps</td>
			<td style="width:104px;">VWR</td>
			<td style="width:119px;">89039-656</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">15mL Polypropylene Conical Tube, 17x120mm style, Non Pyrogenic, Sterile</td>
			<td>Falcon</td>
			<td>352097</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:216px;">Neurobasal Medium</td>
			<td style="width:104px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:119px;">21103-049</td>
			<td>Extracellular solution</td>
		</tr>
		<tr height="81">
			<td height="81" style="height:81px;width:216px;">B-27 Supplement (50X), serum free</td>
			<td style="width:104px;">B-27 Supplement (50X), serum free</td>
			<td style="width:119px;">17504044</td>
			<td>Extracellular solution</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:216px;">Pennicilin, Streptomyocin, Glutamine</td>
			<td style="width:104px;">Thermo Fisher Scientific&#160;</td>
			<td>11995-065</td>
			<td>Extracellular solution</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:216px;">200uL Pipettors</td>
			<td style="width:104px;">VWR</td>
			<td>89079-458</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:216px;">2-20uL Pipettors</td>
			<td style="width:104px;">Aerosol Resistant Tips</td>
			<td style="width:119px;">2149P</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">BD Falcon 3mL Transfer Pipettes [Non-sterile]</td>
			<td>BD Falcon</td>
			<td>357524</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Glucose</td>
			<td style="width:104px;">Gibco</td>
			<td style="width:119px;">15023-021</td>
			<td>Extracellular solution</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">HEPES</td>
			<td style="width:104px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">7365-45-9</td>
			<td>Extracellular solution/Beads</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">NaCl</td>
			<td style="width:104px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">7647-14-5</td>
			<td>Extracellular solution</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">KCl</td>
			<td style="width:104px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">7447-40-7</td>
			<td>Extracellular solution</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">CaCl2</td>
			<td style="width:104px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">10043-52-4</td>
			<td>Extracellular solution</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">MgCl2</td>
			<td style="width:104px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">7786-30-3</td>
			<td>Extracellular solution</td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:216px;">#5 Dumont Dumostar Tweezers 11cm</td>
			<td style="width:104px;">World Precision Instruments</td>
			<td>500233</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dissection tools</td>
			<td>Braun, Aesculap</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Poly-D-lysine Hydrobromide</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P6407</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:216px;">Micro particles based on polystyrene, 10 um</td>
			<td style="width:104px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">72986</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:216px;">Borosilicate tubes</td>
			<td style="width:104px;">King Precision Glass, Inc.</td>
			<td style="width:119px;">14696-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:216px;">Horizontal Pipette Puller</td>
			<td style="width:104px;">Sutter Instruments</td>
			<td style="width:119px;">Brown-Flaming P-97</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:216px;">Micromanipulators, PCS-5000 Series</td>
			<td style="width:104px;">SD Instruments</td>
			<td style="width:119px;">MC7600R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">1 ml Syringe</td>
			<td style="width:104px;">BD Luer-Lok</td>
			<td>309628</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Inverted Microscope</td>
			<td style="width:104px;">Olympus&#160;</td>
			<td style="width:119px;">IX71</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:216px;">Objective</td>
			<td style="width:104px;">Olympus</td>
			<td style="width:119px;">UIS2, LUCPLFLN 40X</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">CCD Camera</td>
			<td style="width:104px;">Photometrics</td>
			<td style="width:119px;">Cascade II: 512</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Leibovitz&#39;s (1x) L-15 Medium</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>11415-064</td>
			<td>Rat Dissection</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Typsin-EDTA (0.05%), Phenol red</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>25300054</td>
			<td>Rat Dissection</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">DMEM (1x) Dulbecco&#39;s Modified Eagle Medium [+4.5 g/L D-Glucose, + L-Glutamine, + 110 mg/L Sodium Pyruvate]</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>11995-065</td>
			<td>Rat Dissection</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">HBSS (1x) Hank&#39;s Balanced Salt Solution [- Calcium Chloride, - Magnesium Chloride, - Magnesium Sulfate]</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>14170-112</td>
			<td>Rat Dissection</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

rewiring neuronal circuits: a new method for fast neurite extension and functional neuronal connection

뇌와 척수 손상은 장거리에서 뉴런을 재생성하고 적절한 표적으로 정확하게 다시 연결할 수 없기 때문에 영구적 인 장애와 죽음을 초래할 수 있습니다. 여기서는 장거리에서 새로운 기능적 신경 회로를 신속하게 시작, 연장 및 정확하게 연결하는 절차가 설명됩니다. 달성 된 신장율은 말초 신경계에서 가장 빠르게 성장하는 축색 돌기의 생체 내 속도 (0.02-0.04mm / h)보다 30-60 배 빠르고 1.2mm / h를 초과하고 이전에보고 된 것보다 10 배 더 빠릅니다 발달의 초기 단계에서의 연결 유형 4 . 첫째, 쥐 hippocampal 뉴런의 고립 된 인구는 microfluidic 장치에서 2-3 주 동안 세포를 정확하게 위치시키기 위해 성장되어 쉽게 미세 조작과 실험적 재현성을 가능하게한다. 다음으로, poly-D-lysine (PDL)으로 코팅 된 비드를 신경 돌기에 위치시켜 접착 성 cont행동 및 피펫 micromanipulation 결과 비드 - 신경 자극 단지를 이동하는 데 사용됩니다. 비드가 움직일 때 수백 마이크로 미터 이상으로 확장되고 1 시간 이내에 목표 세포에 기능적으로 연결된 새로운 신경 돌기가 빠져 나옵니다. 이 과정은 실험 재현성과 조작의 용이성을 가능하게하면서 느린 화학적 전략을 우회하여 신경 돌기 성장을 유도합니다. 여기에 제시된 예비 측정은 생리 학적 성장 속도를 훨씬 초과하는 연결 성장 속도를 보여줍니다. 이러한 혁신을 결합하면 전례없는 수준의 제어력으로 문화의 신경 네트워크를 정확하게 구축 할 수 있습니다. 뉴런 네트워크의 신호 전송과 의사 소통에 대한 많은 정보와 통찰력뿐만 아니라 연결 성장의 한계를 탐구하는 놀이터이기도 한 새로운 방법입니다. 잠재적 인 응용 및 실험은 신경 세포를 다시 연결하는 것을 목표로하는 치료법에 직접적인 영향을 미치며 널리 퍼져있다외상 후 또는 신경 퇴행성 질환에서 l 회로.

배아 쥐 hippocampal 뉴런은 세포, PDL - 비즈 및 micromanipulators의 정확한 위치를 수 있도록 microfluidic 장치에서 교양 있습니다. 첫 번째 단계는 유리 coverslip이나 접시에 microfluidic 장치를 제대로 조립하는 것입니다. 챔버가 챔버에서 나와 밀봉되어야하는 장치의 부품 아래로 이동하는 것을 피하려면 마이크로 유체 장치가 기판에 잘 부착되어야합니다 ( 그림 1a</str...

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Rewiring Neuronal Circuits: A New Method for Fast Neurite Extension and Functional Neuronal Connection

이 절차는 신경 돌기를 유도하는 마이크로 피펫에 고정 된 폴리 -D- 라이신 - 코팅 된 비드를 사용하여 마이크로 유체 챔버에서 조직화 된 신경을 신속하게 개시, 연장 및 연결하는 방법을 설명합니다.

재귀 신경 회로의 연구 : 빠른 신경 돌기 확장과 기능적 신경 연결을위한 새로운 방법

Brain and spinal cord injury may lead to permanent disability and death because it is still not possible to regenerate neurons over long distances and ...

rewiring-neuronal-circuits-new-method-for-fast-neurite-extension

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.7K 조회수.  McGill University.  이 절차는 신경 돌기를 유도하는 마이크로 피펫에 고정 된 폴리 -D- 라이신 - 코팅 된 비드를 사용하여 마이크로 유체 챔버에서 조직화 된 신경을 신속하게 개시, 연장 및 연결하는 방법을 설명합니다. 

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DiOLISTIC Labeling of Neurons from Rodent and Non-human Primate Brain Slices

DiOLISTIC staining uses the gene gun to introduce fluorescent dyes, such as DiI, into neurons of brain slices (Gan et al., 2009; O'Brien and Lummis, 2007; Gan et al., 2000). Here we provide a detailed description of each step required together with exemplary images of good and bad outcomes that will help when setting up the technique. In our experience, a few steps proved critical for the successful application of DiOLISTICS. These considerations include the quality of the DiI-coated bullets, the extent of fixative exposure, and the concentration of detergent used in the incubation solutions. Tips and solutions for common problems are provided. This is a versatile labeling technique that can be applied to multiple animal species at a wide range of ages. Unlike other fluorescent labeling techniques that are limited to preparations from young animals or restricted to mice because they rely on the expression of a fluorescent transgene, DiOLISTIC labeling can be applied to animals of all ages, species and genotypes and it can be used in combination with immunostaining to identify a specific subpopulation of cells. Here we demonstrate the use of DiOLISTICS to label neurons in brain slices from adult mice and adult non-human primates with the purpose of quantifying dendrite branching and dendritic spine morphology.

We demonstrate the use of the gene gun to introduce fluorescent dyes, such as DiI, into neurons in brain slices from rodents and non-human primates of different ages. In this particular case, we use adult mice (3-6 months old) and adult cynomologus monkeys (9-15 years old). This technique, originally described by the laboratory of Dr. Lichtman (Gan et al., 2000), is well suited for the study of dendritic branching and dendritic spine morphology and can be combined with traditional immunostaining, if detergents are kept at a low concentration.

로던트에서 뉴런과 비 인간 메이트 뇌 조각의 DiOLISTIC 라벨링

DiOLISTIC staining uses the gene gun to introduce fluorescent dyes, such as DiI, into neurons of brain slices (Gan et al., 2009; O'Brien and Lummis, 2007; ...

연구

신경과학

Mapping Inhibitory Neuronal Circuits by Laser Scanning Photostimulation

Inhibitory neurons are crucial to cortical function. They comprise about 20% of the entire cortical neuronal population and can be further subdivided into diverse subtypes based on their immunochemical, morphological, and physiological properties1-4. Although previous research has revealed much about intrinsic properties of individual types of inhibitory neurons, knowledge about their local circuit connections is still relatively limited3,5,6. Given that each individual neuron's function is shaped by its excitatory and inhibitory synaptic input within cortical circuits, we have been using laser scanning photostimulation (LSPS) to map local circuit connections to specific inhibitory cell types. Compared to conventional electrical stimulation or glutamate puff stimulation, LSPS has unique advantages allowing for extensive mapping and quantitative analysis of local functional inputs to individually recorded neurons3,7-9. Laser photostimulation via glutamate uncaging selectively activates neurons perisomatically, without activating axons of passage or distal dendrites, which ensures a sub-laminar mapping resolution. The sensitivity and efficiency of LSPS for mapping inputs from many stimulation sites over a large region are well suited for cortical circuit analysis.
Here we introduce the technique of LSPS combined with whole-cell patch clamping for local inhibitory circuit mapping. Targeted recordings of specific inhibitory cell types are facilitated by use of transgenic mice expressing green fluorescent proteins (GFP) in limited inhibitory neuron populations in the cortex3,10, which enables consistent sampling of the targeted cell types and unambiguous identification of the cell types recorded. As for LSPS mapping, we outline the system instrumentation, describe the experimental procedure and data acquisition, and present examples of circuit mapping in mouse primary somatosensory cortex. As illustrated in our experiments, caged glutamate is activated in a spatially restricted region of the brain slice by UV laser photolysis; simultaneous voltage-clamp recordings allow detection of photostimulation-evoked synaptic responses. Maps of either excitatory or inhibitory synaptic input to the targeted neuron are generated by scanning the laser beam to stimulate hundreds of potential presynaptic sites. Thus, LSPS enables the construction of detailed maps of synaptic inputs impinging onto specific types of inhibitory neurons through repeated experiments. Taken together, the photostimulation-based technique offers neuroscientists a powerful tool for determining the functional organization of local cortical circuits.

This paper introduces an approach of combining laser scanning photostimulation with whole cell recordings in transgenic mice expressing GFP in limited inhibitory neuron populations. The technique allows for extensive mapping and quantitative analysis of local synaptic circuits of specific inhibitory cortical neurons.

레이저 스캐닝 Photostimulation에 의해 억제 Neuronal 회로를 매핑

Inhibitory neurons are crucial to cortical function. They comprise about 20% of the entire cortical neuronal population and can be further subdivided into ...

Fast Micro-iontophoresis of Glutamate and GABA: A Useful Tool to Investigate Synaptic Integration

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of the dendritic tree, which eventually leads to neuronal output of action potentials at the axon. The influence of diverse spatial and temporal parameters of specific synaptic input on neuronal output is currently under investigation, e.g. the distance-dependent attenuation of dendritic inputs, the location-dependent interaction of spatially segregated inputs, the influence of GABAergig inhibition on excitatory integration, linear and non-linear integration modes, and many more.
With fast micro-iontophoresis of glutamate and GABA it is possible to precisely investigate the spatial and temporal integration of glutamatergic excitation and GABAergic inhibition. Critical technical requirements are either a triggered fluorescent lamp, light-emitting diode (LED), or a two-photon scanning microscope to visualize dendritic branches without introducing significant photo-damage of the tissue. Furthermore, it is very important to have a micro-iontophoresis amplifier that allows for fast capacitance compensation of high resistance pipettes. Another crucial point is that no transmitter is involuntarily released by the pipette during the experiment.
Once established, this technique will give reliable and reproducible signals with a high neurotransmitter and location specificity. Compared to glutamate and GABA uncaging, fast iontophoresis allows using both transmitters at the same time but at very distant locations without limitation to the field of view. There are also advantages compared to focal electrical stimulation of axons: with micro-iontophoresis the location of the input site is definitely known and it is sure that only the neurotransmitter of interest is released. However it has to be considered that with micro-iontophoresis only the postsynapse is activated and presynaptic aspects of neurotransmitter release are not resolved. In this article we demonstrate how to set up micro-iontophoresis in brain slice experiments.

In this article we introduce fast micro-iontophoresis of neurotransmitters as a technique to investigate integration of postsynaptic signals with high spatial and temporal precision.

글루타민산 염과 GABA의 빠른 마이크로 이온 도입 : 시냅틱 통합을 조사하는 유용한 도구

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of ...

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell level. The technique allows experimenters to examine temporally and regionally specific firing patterns in order to correlate recorded action potentials with ongoing behavior. Moreover, single-unit recordings can be combined with a plethora of other techniques in order to produce comprehensive explanations of neural function. In this article, we describe the anesthesia and preparation for microwire implantation. Subsequently, we enumerate the necessary equipment and surgical steps to accurately insert a microwire array into a target structure. Lastly, we briefly describe the equipment used to record from each individual electrode in the array. The fixed microwire arrays described are well-suited for chronic implantation and allow for longitudinal recordings of neural data in almost any behavioral preparation. We discuss tracing electrode tracks to triangulate microwire positions as well as ways to combine microwire implantation with immunohistochemical techniques in order to increase the anatomical specificity of recorded results.

Implanting organized arrays of microwires for use in single-unit electrophysiological recordings presents a number of technical challenges.&#160;Methods for performing this technique and the equipment necessary are described.&#160;Also, the beneficial use of organized microwire arrays to record from distinct neural subregions with high spatial selectivity is discussed.

동물 행동하자, 깨어있는 단일 단위 레코딩을위한 Microwires의 조직 된 배열을 주입하기위한 절차

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

Inducing Plasticity of Astrocytic Receptors by Manipulation of Neuronal Firing Rates

Close to two decades of research has established that astrocytes in situ and in vivo express numerous G protein-coupled receptors (GPCRs) that can be stimulated by neuronally-released transmitter. However, the ability of astrocytic receptors to exhibit plasticity in response to changes in neuronal activity has received little attention. Here we describe a model system that can be used to globally scale up or down astrocytic group I metabotropic glutamate receptors (mGluRs) in acute brain slices. Included are methods on how to prepare parasagittal hippocampal slices, construct chambers suitable for long-term slice incubation, bidirectionally manipulate neuronal action potential frequency, load astrocytes and astrocyte processes with fluorescent Ca2+ indicator, and measure changes in astrocytic Gq GPCR activity by recording spontaneous and evoked astrocyte Ca2+ events using confocal microscopy. In essence, a &#8220;calcium roadmap&#8221; is provided for how to measure plasticity of astrocytic Gq GPCRs. Applications of the technique for study of astrocytes are discussed. Having an understanding of how astrocytic receptor signaling is affected by changes in neuronal activity has important implications for both normal synaptic function as well as processes underlying neurological disorders and neurodegenerative disease.

Here we describe an adaptation of protocols used to induce homeostatic plasticity in neurons for the study of plasticity of astrocytic G protein-coupled receptors. Recently used to examine changes in astrocytic group I mGluRs in juvenile mice, the method can be applied to measure scaling of various astrocytic GPCRs, in tissue from adult mice in situ and in vivo, and to gain a better appreciation of the sensitivity of astrocytic receptors to changes in neuronal activity.

신경 발사 환율의 조작에 의해 성상 세포 수용체의 가소성을 유도

Close to two decades of research has established that astrocytes in situ and in vivo express numerous G protein-coupled receptors (GPCRs) that can be ...

Chronic Transcranial Electrical Stimulation and Intracortical Recording in Rats

Transcranial electrical stimulation (TES) is a powerful and relatively simple approach to diffusely influence brain activity either randomly or in a closed-loop event-triggered manner. Although many studies are focusing on the possible benefits and side-effects of TES in healthy and pathologic brains, there are still many fundamental open questions regarding the mechanism of action of the stimulation. Therefore, there is a clear need for a robust and reproducible method to test the acute and the chronic effects of TES in rodents. TES can be combined with regular behavioral, electrophysiological, and imaging techniques to investigate neuronal networks in vivo. The implantation of transcranial stimulation electrodes does not impose extra constraints on the experimental design while it offers a versatile, flexible tool to manipulate brain activity. Here we provide a detailed, step-by-step protocol to fabricate and implant transcranial stimulation electrodes to influence brain activity in a temporally constrained manner for months.

This detailed protocol describes transcranial stimulation electrode placement on the temporal bone in order to investigate the short- and long-term effects of transcranial electrical stimulation in freely moving rats.

만성 Transcranial 전기 자극 및 쥐 Intracortical 녹음

Transcranial electrical stimulation (TES) is a powerful and relatively simple approach to diffusely influence brain activity either randomly or in a ...

Combining Optogenetics with Artificial microRNAs to Characterize the Effects of Gene Knockdown on Presynaptic Function within Intact Neuronal Circuits

The purpose of this protocol is to characterize the effect of gene knockdown on presynaptic function within intact neuronal circuits. We describe a workflow on how to combine artificial microRNA (miR)-mediated RNA interference with optogenetics to achieve selective stimulation of manipulated presynaptic boutons in acute brain slices. The experimental approach involves the use of a single viral construct and a single neuron-specific promoter to drive the expression of both an optogenetic probe and artificial miR(s) against presynaptic gene(s). When stereotactically injected in the brain region of interest, the expressed construct makes it possible to stimulate with light exclusively the neurons with reduced expression of the gene(s) under investigation. This strategy does not require the development and maintenance of genetically modified mouse lines and can in principle be applied to other organisms and to any neuronal gene of choice. We have recently applied it to investigate how the knockdown of alternative splice isoforms of presynaptic P/Q-type voltage-gated calcium channels (VGCCs) regulates short-term synaptic plasticity at CA3 to CA1 excitatory synapses in acute hippocampal slices. A similar approach could also be used to manipulate and probe the neuronal circuitry in vivo.

This protocol provides a workflow on how to combine artificial microRNA-mediated RNA interference with optogenetics to stimulate specifically presynaptic boutons with reduced expression of selective gene(s) within intact neuronal circuits.

연 접 기능 그대로 신경 회로 내에 유전자 최저 효과 특성 인공 microRNAs Optogenetics 결합

The purpose of this protocol is to characterize the effect of gene knockdown on presynaptic function within intact neuronal circuits. We describe a ...

Optogenetic Entrainment of Hippocampal Theta Oscillations in Behaving Mice

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools to selectively manipulate brain rhythms. Here we describe an approach combining projection-specific optogenetics with extracellular electrophysiology for high-fidelity control of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The specificity of the optogenetic entrainment is achieved by targeting channelrhodopsin-2 (ChR2) to the GABAergic population of medial septal cells, crucially involved in the generation of hippocampal theta oscillations, and a local synchronized activation of a subset of inhibitory septal afferents in the hippocampus. The efficacy of the optogenetic rhythm control is verified by a simultaneous monitoring of the local field potential (LFP) across lamina of the CA1 area and/or of neuronal discharge. Using this readily implementable preparation we show efficacy of various optogenetic stimulation protocols for induction of theta oscillations and for the manipulation of their frequency and regularity. Finally, a combination of the theta rhythm control with projection-specific inhibition addresses the readout of particular aspects of the hippocampal synchronization by efferent regions.

We describe the use of optogenetics and electrophysiological recordings for selective manipulations of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The efficacy of the rhythm entrainment is monitored using local field potential. A combination of opto- and pharmacogenetic inhibition addresses the efferent readout of hippocampal synchronization.

Optogenetic 쥐 행동에 Hippocampal 세타 진동의 유입

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools ...

A Method for 3D Reconstruction and Virtual Reality Analysis of Glial and Neuronal Cells

Serial sectioning and subsequent high-resolution imaging of biological tissue using electron microscopy (EM) allow for the segmentation and reconstruction of high-resolution imaged stacks to reveal ultrastructural patterns that could not be resolved using 2D images. Indeed, the latter might lead to a misinterpretation of morphologies, like in the case of mitochondria; the use of 3D models is, therefore, more and more common and applied to the formulation of morphology-based functional hypotheses. To date, the use of 3D models generated from light or electron image stacks makes qualitative, visual assessments, as well as quantification, more convenient to be performed directly in 3D. As these models are often extremely complex, a virtual reality environment is also important to be set up to overcome occlusion and to take full advantage of the 3D structure. Here, a step-by-step guide from image segmentation to reconstruction and analysis is described in detail.

The described pipeline is designed for the segmentation of electron microscopy datasets larger than gigabytes, to extract whole-cell morphologies. Once the cells are reconstructed in 3D, customized software designed around individual needs can be used to perform a qualitative and quantitative analysis directly in 3D, also using virtual reality to overcome view occlusion.

Serial sectioning and subsequent high-resolution imaging of biological tissue using electron microscopy (EM) allow for the segmentation and reconstruction ...

In Vitro Wedge Slice Preparation for Mimicking In Vivo Neuronal Circuit Connectivity

In vitro slice electrophysiology techniques measure single-cell activity with precise electrical and temporal resolution. Brain slices must be relatively thin to properly visualize and access neurons for patch-clamping or imaging, and in vitro examination of brain circuitry is limited to only what is physically present in the acute slice. To maintain the benefits of in vitro slice experimentation while preserving a larger portion of presynaptic nuclei, we developed a novel slice preparation. This &#8220;wedge slice&#8221; was designed for patch-clamp electrophysiology recordings to characterize the diverse monaural, sound-driven inputs to medial olivocochlear (MOC) neurons in the brainstem. These neurons receive their primary afferent excitatory and inhibitory inputs from neurons activated by stimuli in the contralateral ear and corresponding cochlear nucleus (CN). An asymmetrical brain slice was designed which is thickest in the rostro-caudal domain at the lateral edge of one hemisphere and then thins towards the lateral edge of the opposite hemisphere. This slice contains, on the thick side, the auditory nerve root conveying information about auditory stimuli to the brain, the intrinsic CN circuitry, and both the disynaptic excitatory and trisynaptic inhibitory afferent pathways that converge on contralateral MOC neurons. Recording is performed from MOC neurons on the thin side of the slice, where they are visualized using DIC optics for typical patch-clamp experiments. Direct stimulation of the auditory nerve is performed as it enters the auditory brainstem, allowing for intrinsic CN circuit activity and synaptic plasticity to occur at synapses upstream of MOC neurons. With this technique, one can mimic in vivo circuit activation as closely as possible within the slice. This wedge slice preparation is applicable to other brain circuits where circuit analyses would benefit from preservation of upstream connectivity and long-range inputs, in combination with the technical advantages of in vitro slice physiology.

Integration of diverse synaptic inputs to neurons is best measured in a preparation that preserves all pre-synaptic nuclei for natural timing and circuit plasticity, but brain slices typically sever many connections. We developed a modified brain slice to mimic in vivo circuit activity while maintaining in vitro experimentation capability.

생체 내 신경 회로 연결성 모방을 위한 체외 쐐기 슬라이스 준비

In vitro slice electrophysiology techniques measure single-cell activity with precise electrical and temporal resolution. Brain slices must be relatively ...