이 작품에 의해 지원 되었다 국립 연구소의 일반 의료 과학을 통해 국립 보건원의 5P20GM103636-02 (포함 Flow Cytometry 코어 지원) 및 1R01GM121703, 부여로 오클라호마 센터에서 성인 줄기 세포에 대 한 수상 연구입니다.

모든 동물은 오클라호마 의료 연구 재단 기관 동물 관리 및 사용 위원회에 의해 승인 하는 프로토콜에 따라 처리 합니다.
1. 성인 zebrafish 번 식에 대 한 설정
<ol><li>단일 스트레인의 성인 남성과 여성의 zebrafish의 대형 코 호트를 사용 하 여 번 식. 심지어 단일 스트레인의 zebrafish의 유전 메이크업에 있는 작은 차이, 큰 코 호트를 사용 하 여 결과 인구의 유전 가변성의 인구의 작은 부분 집합에 제한 되지 않도록.</li>
	<li>배아는 수집 전에 밤 사육 탱크에 수십 번 식 성인, 수 컷과 암컷의 약 동일한 번호를 사용 하 여. 실험에 따라 다음 번 식 전략 중 하나를 사용 합니다.<ol>
<li>번 식 전략 1: 개별 사육 탱크에 몇 남성과 여성의 zebrafish, 분배기와 여성에서 남성을 분리. 이 접근을 사용 하는 경우 많은 다른 사육 탱크를 설치 하 고 생물 다양성은 인구의 대표 되도록 각 배아 수영장.</li>
		<li>번 식 전략 2: 큰 사육 탱크에 남성과 여성의 zebrafish의 수십을 결합. 이 전략을 사용 하 여 배아의 충분히 큰 수 있다, 그것은 그들의 창시자 인구의 따라서 유전자 대표 다양 한에서 온 가정 하는 합리적.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. 초과 matings-수집, 정렬 및 zebrafish 태아 실험 주택
<ol><li>시작 하자마자 빛 주기는 아침에 있는 시간 초과 matings를 수행 합니다. 하룻밤 사이 생성 된 모든 배아를 폐기.</li>
	<li>배아를 통해 탈출에 대 한 거짓 바닥 10 분 동안 얕은 물 (3-5 cm)에 사육 하는 물고기를 허용 합니다.</li>
	<li>10 분 후 스 트레이너를 통해 쏟아지는 고 세척 병으로 10 cm 격판덮개로 rinsing 하 여 배아를 수집 합니다. 수영장 같은 시간 지점에서 모든 배아 수집 수집, 및 28.5 ° c.에 인큐베이터에서 즉시의 시간으로 표시</li>
	<li>배아의 수백 하루에 단일 짝짓기 쌍에서 예상 될 수 있다. 성인 10 분 사이클까지 얻은 배아의 수를 미만 20 번 식을 허용 합니다.</li>
	<li>컬렉션, 죽음과 unfertilized 배아를 제거 하려면 정렬 배아 후 약 1-1.5 h. 배아를 정렬 하려면 인큐베이터에서 제거 하 고 해 현미경으로 관찰 합니다.<ol>
<li>배아를 계산 하 고 10 cm 접시 당 100 배아의 밀도에 장소.</li>
		<li>신선한 E3 매체 (5 m m NaCl, 0.17 m m KCl, 0.33 m m CaCl2, 0.33 m m MgSO4)을 추가 하 고 28.5 ° C 인큐베이터에 배아를 반환.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Dechorionate, deyolk, 그리고 zebrafish 태아를 수정
참고:이 섹션은 프로토콜의 48 h 게시물 수정 (hpf) 이전 배아에 대 한 설계 되었습니다. 개발의 나중 단계에서 배아의 chorions 제거 필요가 없습니다 (48 후 hpf), 그들은 종종 자연스럽 게 떨어지. 필요가 없습니다 deyolk 또는 제거는 chorions 물고기 이전 5 일 게시물 수정 (dpf).
<ol><li>배아 원하는 발달 연령에 도달, "단계의 배아 개발의는 제 브라"17에 따라 가벼운 현미경 형태학 상으로 개발의 적절 한 단계를 확인 합니다.</li>
	<li>15 mL 원뿔 튜브에 1500 무대 배아를 전송 하 고 e 3로 여러 번 씻어.<ol>
<li>E 3의 1 mL 및 모든 100 배아에 대 한 나 솔루션 (30 mg/mL)의 20 µ L을 추가 하 고 부드럽게 소용돌이. 1500 배아까지 e 3의 15 mL 단일 튜브에 dechorionated 일 수 있다.</li>
		<li>튜브의 측면에 누워 볼륨 비율 최대 표면 되도록도 계층에 배아를 배열 한다. 부드럽게 튜브 배아에서 떨어진 모든 chorions까지 모든 2-3 분 교 반 하십시오. 총 dechorionation 시간 나 활동에 따라 달라 집니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>상쾌한을 제거 하 고 부드럽게 씻어 3 번 e 3의 10 mL와 배아. 프로토콜의이 섹션의 나머지 부분에 대 한 얼음에 배아를 놓습니다.</li>
	<li>E 3를 제거 하 고 씻어 갓 준비 얼음 deyolking 버퍼와 배아 (칼슘 없이 Ginzburg 물고기 벨의 솔루션 x 0.5: 55 m m NaCl, 1.8 m m KCl, 1.25 m m NaHCO3).<ol>
<li>최대 500 개의 배아에 대 한 차가운 deyolking 버퍼의 1 mL를 추가 합니다.</li>
		<li>P1000를 사용 하 여 부드럽게 플라스틱 배아를 위아래로 5-10 회를 노 른 자 자루를 방해.</li>
		<li>1.5 mL microfuge 관을 5 분 동안 500 x g 4 ° C에서 원심 분리기 1 mL를 전송 합니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>얼음 처럼 차가운 1 x PBS (인산 염 버퍼 염 분, pH 7.0) 벨의 솔루션을 제거 하려면 1 mL로 세척 하 고 표면에 뜨는 펠 릿을 제거 합니다. 4 ° C에서 원심 분리기 그리고 5 분 동안 500 x g.</li>
	<li>신중 하 게 상쾌한을 제거 하 고 resuspend 1 x PBS의 1 mL에 셀. 얼음에 튜브를 놓습니다.</li>
	<li>15 mL 원뿔 튜브를 얼음 처럼 차가운 에탄올 (EtOH) 3 mL를 추가 합니다. 낮은 설정에 부드럽게 EtOH의 소용돌이 관.<ol>
<li>부드럽게 P1000, 천천히 (초당 1 방울) 물방울 zebrafish 태아 세포 현 탁 액 EtOH에 vortexing 동안를 사용 하 여.</li>
		<li>배아 세포 현 탁 액, 75%의 최종 고정 솔루션에 대 한의 1 mL의 총 추가 EtOH.</li>
	</ol>
</li>
	<li>셀의 1 mL 후 서 스 펜 션 추가 되었습니다, 부드럽게 혼합 하 고 적어도 1 시간 동안-20 ° C에 소용돌이 관. 볼륨 비율 최대 표면을 고 태아와 함께 하는 셀의 수를 줄이기 위해 그들의 편에서 튜브를 배치 하는 것이 좋습니다. 2-3 주 동안-20 ° C에서 배아 세포를 저장 합니다.</li>
</ol>4. 얼룩이 DNA 및 FACS 배아를 정렬
참고:이 섹션은 프로토콜의는 1 dpf에서 태아에 대 한 설계 되었습니다.
<ol><li>-20 ° C와 5 분 동안 4 ° C 1500 x g에서 원심 분리기에서 EtOH 고정 배아 세포를 제거 합니다.<ol>
<li>얼음에 신중 하 게 제거 상쾌한 튜브를 배치 합니다. 갓된 차가운 PBS-BSA (1 x PBS, 1% 소 혈 청 알 부 민)의 1 mL에 셀 resuspend 부드럽게 한 P1000 사용 하 여.</li>
		<li>4 ° C와 5 분 동안 1500 x g 세포를 원심 고 얼음에 놓습니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>제거 상쾌한 및 resuspend 셀 propidium 요오드 화물 (PI)에 얼룩이 솔루션 (50 µ g/mL PI, 100 µ g/mL RNase A, PBS, pH 7.0), 200 µ L를 사용 하 여 모든 1000 배아에 대 한.<ol>
<li>얼음에 30 분 마다 5 분을 부드럽게 혼합 PI 솔루션에서 품 어를 셀 수 있습니다.</li>
		<li>얼음에 50 mL 원뿔 튜브에 40 µ m 나일론 셀 여과기를 놓습니다. 부드럽게 혼합 하 고 메시를 통해 필터링 셀 플라스틱. 참고: 여러 개의 튜브 같은 timepoint에서 배아의 프로토콜의 섹션 3에서에서 수집 된 경우 결합이 배아가 시점에서 그들은 모두 함께 정렬 있도록.</li>
		<li>메쉬 셀의 모든 나머지 덩어리 중단 부드럽게 주사기 플런저의 끝 내부 평면을 사용 하 여.</li>
		<li>모든 1000 배아에 대 한 차가운 PBS-BSA의 500 µ L로 필터를 통해 세포를 씻어.</li>
		<li>얼음에 15 mL 원뿔 튜브에 40 µ m 메쉬를 놓고 15 mL 튜브에 세포 현 탁 액 50 mL 원뿔 튜브에서 두 번째 시간을 필터링 합니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>악기를 정렬 하는 적절 한 셀을 사용 하 여 레이저 여기 561-및 방출 감지 610/20 propidium 요오드 화물 검색을 설정 합니다.<ol>
<li>Vortexing와 4 ° c.에 악기에 의해 짧게 스테인드 셀의 혼합 15 mL 튜브</li>
		<li>셀 느린 흐름에 속도, 이상적으로 1.0 mL/min, 깨끗 한 세포 주기 프로필을 가져올 하 고 g 1를 혼합 하지 마십시오 또는 S와 G2/M 세포 인구 단계를 실행 합니다.</li>
		<li>첫째, FSC-A x SSC에 대 한 게이트-는 (앞으로 피해 지역 측면 분산형 지역) 파편 (그림 1A)를 제거 하. 참고: 세포는 배아에서 무대와 셀 유형에 따라 크기 변화 수 있습니다. 중간 농도 (ND) 필터는 1.0 및 현재 셀의 크기에 따라 1.5 사이 전환 될 필요가 있습니다. 대부분의 세포를 수집 파편을 제거 하는 큰 지역 게이트</li>
		<li>PI-지역 (PI-A), 파편 및 셀 남자 (그림 1B)를 제거 하 여 SSC-지역 (SSC-A)에 대 한 두 번째, 게이트.</li>
		<li>셋째, 대 한 게이트 SSC-A SSC-W (폭) 모든 나머지 셀 남자 (그림 1C)을 제거 하 여.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Y 축과 propidium 요오드 화물 지역에 셀 번호 (카운트) 히스토그램에 문이 인구를 표시 (PI-A)는 x 축에. 24 hpf 배아에 대 한이 그림 1D처럼 틀에 박힌 세포 주기 프로필을 주어 야 한다.<ol>
<li>S 단계 인구를 정렬 하려면 최소한의 양의 g 1과 g 2 인구를 포함 하 여 g 2 피크의 왼쪽 게이트 g 1의 오른쪽에서 설정 합니다. 24 hpf 배아에 대 한이 일반적으로 문이 인구의 약 10-15%를 구성 된다 ( 그림 1D참조).</li>
		<li>G 1 인구를 정렬 하려면 g 1 피크 피크의 상단을 통과 하는 하지의 왼쪽에는 게이트를 설정 합니다. 조정 가능한 좁은 G1 게이트의 폭 ( 그림 1D참조).</li>
		<li>다시 g 1과 S 단계 인구 적절 한 초기 제어 (그림 1E) 되도록 합니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>G 1과 S 단계 인구 3 mL 15 mL 원뿔 튜브에 PBS BSA의 정렬. 목표는 분수 (g 1과 S 단계) 당 500, 000 그리고 1 백만 이상의 정렬된 셀 사이 해야 합니다.</li>
	<li>정렬이 완료 되 면, 1500 g x와 10 분 동안 4 ° C 원심 분리기 튜브 합니다. 참고: 작은 셀 펠 릿 어려운 볼 수 있을 것입니다 그리고 그것을 방해 하지 않도록, 그래서 사용 선호 진동 물통 회전자 고정 각도 터를 통해 하는 것이 중요 하다.</li>
	<li>신중 하 게 상쾌한을 제거 하 고 resuspend 1 x PBS의 1 mL와 펠 릿. 1.5 mL microfuge 관을 원심 분리기에서 6000 x g와 4 ° C 5 분에 대 한 셀을 전송 합니다.</li>
	<li>조심 스럽게 튜브에서 모든 액체를 제거 하 고 동결 건조 펠 릿-20 ° c.에 2-3 주 동안-20 ° C에서 펠 릿을 저장 합니다.</li>
</ol>5. DNA 고립과 RNase 처리, DNA 정화
<ol><li>-20 ° C와 얼음에 장소에서 셀 펠 릿을 제거 합니다.<ol>
<li>SDS 버퍼 (50 mM Tris HCl (pH 8.0) 10 mM EDTA, 1 M NaCl, 0.5 %SDS) 펠 렛 및 resuspend의 400 µ L를 추가 합니다.</li>
		<li>가수분해 K 0.2 mg/mL의 최종 농도에 추가 하 고 vortexing에 의해 짧게 혼합.</li>
		<li>2 h, 소용돌이 매 15 분을 위한 56 ° C에서 샘플을 품 어.</li>
	</ol>
</li>
	<li>2 시간 후 페 놀-클로 프롬 추출 (페 놀: 클로 프롬: Isoamyl 알콜 25:24:1, 10 mM Tris, pH 8.0, 1 mM EDTA와 포화) 페 놀을 클로 프롬의 400 µ L을 추가 하 여 수행 합니다.<ol>
<li>16000 x g 단계 구분을 5 분에서 20 및 원심 분리기 샘플 소용돌이.</li>
		<li>조심 스럽게 위 수성 단계 (400 µ L) 및 1.5 mL 튜브에 제거.</li>
	</ol>
</li>
	<li>EtOH 강수량 3 M 나트륨 아세테이트 (pH 5.2), 2 µ L의 glycogen, 그리고 1 mL EtOH 40 µ L을 추가 하 여 수행 합니다.<ol>
<li>철저 하 게 혼합 하 여-20 ° C 하룻밤 DNA를 침전에 소용돌이. 샘플-80 ° C에 또는 1 시간을 위한 드라이 아이스에 또한 침전 수 있습니다.</li>
		<li>4 ° C와 30 분 펠 릿 DNA 16000 x g에서 원심 분리기 샘플.</li>
		<li>1 mL 70%와 함께 폐기 세척 하 고 표면에 뜨는 펠 릿 EtOH. 4 ° C에서 원심 분리기 그리고 5 분 동안 16000 x g.</li>
		<li>2-3 분에 대 한 주위 온도에 표면에 뜨는 고 air-dry 펠 릿을 삭제 합니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>압력가 마로 소독 물 96 µ L에 펠 릿을 녹이 고 4 µ L의 RNase A (2 mg/mL) 추가.<ol>
<li>Vortexing에 의해 잘 혼합 하 고 1 시간 동안 37 ° C에서 품 어.</li>
	</ol>
</li>
	<li>페 놀-클로 프롬 추출 단계 5.2.1-5.2.2에서에서 페 놀-클로 프롬 및 다음 절차의 100 µ L을 추가 하 여 수행 합니다.</li>
	<li>EtOH 강수량 3 M 나트륨 아세테이트, 1 µ L glycogen, 그리고 EtOH와 절차 단계 5.3.1-5.3.5에에서 따라 250 µ L의 추가 10 µ L을 수행 합니다.</li>
	<li>TE 버퍼 (10 mM Tris HCl (pH 8.0) 10 mM EDTA (pH8.0))의 60 µ L에 펠 릿을 resuspend 하 고 양적 형광 기반 방법을 사용 하 여 DNA 농도 결정 합니다. -20 ° c.에 DNA가 참고: 그것은 DNA DNA 바인딩 형광 기반 염료, 또는 자외선 분 광 계 기반 방법 보다 더 신뢰할 수 있는 다른 수단을 사용 하 여 계량 하는 것이 중요.</li>
</ol>6. DNA 라이브러리 및 다음 세대 시퀀싱 준비
참고: G1 복사 번호 참조 샘플 각 생물 소스는 각 시퀀싱 실행 (즉, WT, 돌연변이, 유전자 변형, 세포 선, 등)에 대 한 필요 합니다. 같은 g 1은 참조를 실행 하는 동일한 시퀀싱에 동일한 생물학 소스에서 모든 S 단계 샘플을 비교 합니다. 샘플 간의 일관성을 보장 하기 위해 각 샘플의 실행된 2 생물 복제 합니다.
<ol><li>1 µ g의 DNA 50 µ L 쥡니다 위한 특수 튜브에 최종 볼륨을 희석.</li>
	<li>제조업체의 사양 및 프로토콜에 따라 초점 을된 ultrasonicator에 250-300 bp의 대상에 대 한 게놈 DNA 전단</li>
	<li>제조업체의 사양 및 프로토콜에 따라 자동화 된 전기 기계를 사용 하 여 전단된 genomic DNA의 품질 및 크기를 확인 합니다. 확인 ~ 250-300의 큰 피크 깎된 genomic DNA에 대 한 혈압.</li>
	<li>제조 업체의 프로토콜에 따라 시퀀싱 Illumina 플랫폼에 대 한 다중 oligos을 DNA 도서관 준비 키트를 사용 하 여 시퀀싱 라이브러리를 준비 합니다.</li>
	<li>제조 업체의 프로토콜에 따라 자동화 된 전기 기계를 사용 하 여 라이브러리 준비의 품질을 확인 합니다. 400 ~ 450의 큰 피크 확인 혈압, 있다 뇌관 이합체 (80-85 bp)와 어댑터 이합체에 대 한 최소한의 봉우리 (~ 120 bp).</li>
	<li>제조 업체의 프로토콜에 따라 다음-세대 DNA 연속을 위한 DNA 도서관 정량화 키트를 사용 하 여 라이브러리를 계량.</li>
	<li>라이브러리 5 nM와 결합의 농도의 희석 15 µ L로 고유 하 게 원하는 달성 하는 데 필요한 라이브러리를 다중화 매핑 읽기 샘플 당 수. 참고: 샘플 당 고유 매핑 읽기 수 해상도 결정 합니다. 사용 최소 5 백만 매핑된 zebrafish 게놈에 대 한 복제 타이밍을 평가 하기 위해 읽습니다. 10-20 백만 읽기로 시작 하는 것이 좋습니다.</li>
	<li>제조업체의 지침에 따라 다음 세대 시퀀싱 플랫폼에 샘플의 100 쌍-엔드 bp 전체 게놈 DNA 시퀀싱을 수행 합니다.</li>
</ol>7입니다. 시퀀싱 데이터의 분석
참고:이 섹션의 지침 분석에 대 한 지침으로 위한 것입니다. 추가 메서드를 사용 하 여 시퀀싱 정렬, 필터링, 처리, 등등. 이 섹션은 프로토콜의이 작품에서 분석의 기본 방법으로 처리 됩니다. 추가 메서드를 사용 하는 경우 매개 변수 및 그 목적에 맞게 기능 조정 합니다. 아래 명령은 설치 적절 한 패키지와 함께 Ubutnu 또는 맥 터미널에 입력 됩니다.
<ol><li>Zebrafish 게놈의 최신 버전 얻기 (danRer10,이 프로토콜 작성 때 기준) 다음 명령을 사용 하 여 UCSC 게놈 브라우저에서: wget ftp://hgdownload.cse.ucsc.edu/goldenPath/danRer10/bigZips/danRer10.fa.gz-O danRer10.fa.gz<ol>
<li>다음 명령 사용 하 여 fa.gz 파일을 압축 해제: gunzip danRer10.fa.gz</li>
		<li>BWA mem 다음 명령을 사용 하 여를 사용 하 여 게놈 시퀀싱 데이터 정렬: bwa mem t-8 danRer10.fa read_1.fastq read_2.fastq > output.sam</li>
	</ol>
</li>
	<li>.Sam 파일 samtools 다음 명령을 사용 하 여.bam 파일을 변환: samtools 볼-bS input.sam > output.bam<ol>
<li>Samtools 다음 명령을 사용 하 여 정렬 된 시퀀스 파일 정렬: samtools 정렬 output.bam > output_sorted.bam</li>
		<li>Samtools 다음 명령을 사용 하 여.bam 파일을 색인: samtools 인덱스 output.bam</li>
	</ol>
</li>
	<li>다음 명령을 사용 하 여 피와 함께 마크 PCR 중복: 자바-Xmx2g-picard.jar MarkDuplicates jar \ INPUT=input.bam OUTPUT=output.bam REMOVE_DUPLICATES = false METRICS_FILE=output_metrics.txt</li>
	<li>다음 명령을 사용 하 여 각 염색체에 대 한 읽기의 텍스트 (.txt) 파일을 생성: 나에 (1.25); CHROM 할 "chr" $i; = 에코 $CHROM; samtools 보기 input.bam $CHROM | -f 2,4,5,7,8,9 컷 > readsChr$ {i}.txt; 완료 참고: 열 결과.txt 파일에는 플래그, 위치, mapQ, 쌍 chr, 쌍 위치 및 조각 크기, 각각.</li>
	<li>Matlab (또는 기타 유사한 소프트웨어) textscan 함수를 사용 하 여.txt 파일을 읽을.<ol>
<li>30의 mapQ 임계값을 설정 하 여 낮은 매핑 품질 읽기를 필터링 하십시오.</li>
		<li>읽기 플래그와 하지 기본 정렬, PCR 중복 또는 다른 염색체 쌍 매핑을 제거 합니다.</li>
		<li>모든 읽기 2000 bp의 거리 임계값을 넘어 그들의 쌍을 필터링.</li>
		<li>평가 결과 읽기 읽기 통계, 범위, 삽입 크기 및 품질 (그림 2)의 수를 결정 하는 통계.</li>
	</ol>
</li>
	<li>각 염색체의 길이 걸쳐 읽기 100 bp 간격에서의 수를 계산 하 여 각 샘플에 대 한 100 bp 고정 윈도우에서 읽기 범위를 결정 합니다.<ol>
<li>평균 읽기 모든 창에 대 한 수를 계산 합니다.</li>
		<li>중간에서 5 표준 편차 보다 큰 윈도우를 제거 하 여 높은 범위의 영역을 필터링.</li>
	</ol>
</li>
	<li>슬라이딩 윈도우를 사용 하 여 200 읽기와 함께 각 염색체에 따라서 세그먼트를 찾는 하 여 g 1 참조 샘플에 분석에 대 한 영역을 정의 합니다.<ol>
<li>200-읽기 개수 창 동반 g 1 참조에 대 한 정의에서 S 단계 읽기의 수를 계산 하 여 각 S 단계 샘플에서 읽기 깊이 결정 합니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>10-16의 보간 계수 (p)와 소프트웨어에서 csaps 함수를 사용 하 여 원시 데이터를 부드럽게.</li>
	<li>0의 평균 및 표준 편차 1의 z-점수를 반반 하 게 데이터를 정상화.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Rhind, N., Gilbert, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DNA+replication+timing.">DNA replication timing.</a> Cold Spring Harb Perspect Biol. 5 (8), a010132 (2013).</li><li>Pope, B. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Topologically+associating+domains+are+stable+units+of+replication-timing+regulation.">Topologically associating domains are stable units of replication-timing regulation.</a> Nature. 515 (7527), 402-405 (2014).</li><li>Rivera-Mulia, J. 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E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish+as+a+model+vertebrate+for+investigating+chemical+toxicity.">Zebrafish as a model vertebrate for investigating chemical toxicity.</a> Toxicol Sci. 86 (1), 6-19 (2005).</li><li>Dooley, K., Zon, L. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish:+a+model+system+for+the+study+of+human+disease.">Zebrafish: a model system for the study of human disease.</a> Curr Opin Genet Dev. 10 (3), 252-256 (2000).</li><li>Santoriello, C., Zon, L. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hooked!+Modeling+human+disease+in+zebrafish.">Hooked! Modeling human disease in zebrafish.</a> J Clin Invest. 122 (7), 2337-2343 (2012).</li><li>Siefert, J. C., Georgescu, C., Wren, J. D., Koren, A., Sansam, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DNA+replication+timing+during+development+anticipates+transcriptional+programs+and+parallels+enhancer+activation.">DNA replication timing during development anticipates transcriptional programs and parallels enhancer activation.</a> Genome Res. 27 (8), 1406-1416 (2017).</li><li>Koren, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+variation+in+human+DNA+replication+timing.">Genetic variation in human DNA replication timing.</a> Cell. 159 (5), 1015-1026 (2014).</li><li>Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stages+of+embryonic+development+of+the+zebrafish.">Stages of embryonic development of the zebrafish.</a> Dev Dyn. 203 (3), 253-310 (1995).</li></ol>

저자는 공개 없다.

Zebrafish는 새롭고 독특한 vivo에서 모델 시스템 공부 DNA 복제 타이밍을 제공 합니다. 타임된 matings로 수행 되는 때이 실험 프로토콜에 자세히, 배아의 수천을 수집할 수 있습니다에 실험에 대 한 하루. 이러한 배아 동기적으로 정확 하 게 초과 하 고 분명히 특징이 개발의 단계를 통해 개발. 제 브라 수 있습니다 쉽고 정확 하 게 준비 zebrafish 태아 외부에서 개발 하 고 광학 투명 한 stereomicroscope?...

셀 분할 성공적으로, 그들은 먼저 정확 하 고 충실 하 게 복제 해야 그들의 전체 게놈입니다. 게놈 복제 재현할 패턴, DNA 복제 타이밍 프로그램1에서 발생 합니다. DNA 복제 타이밍 chromatin 조직, 후 성적인 부호 및 유전자 식2,3와 상관 된다. 복제 타이밍에 변화 개발, 걸쳐 발생 되며 크게 transcriptional 관련된 프로그램 및 변경 chromatin 마크와 조직4,5. 또한, 복제 타이밍 mutational 주파수와 상관 및 타이밍에서 변경 다양 한 유형의 암6,7,8에서 관찰 된다. 이러한 관측에도 불구 하 고 메커니즘 및 복제 타이밍 설립 및 규정의 결정 요인 여전히 크게 알려지지 않은, 하 고 개발에서 재생 역할 질병 결정 됩니다. 또한, 최근 게놈 넓은 복제까지 타이밍 척추 개발에 걸쳐 발생 하는 변화 했다만 되어 검사 셀 문화 모델에.
Zebrafish, Danio rerio는 개발 하는 동안 복제 타이밍에서 vivo에서 공부 하는 데 적합 한 짝짓기 쌍 포유류 개발9, 많은 유사점을 빠르게 개발 하는 배아의 수백의 얻을 수 있습니다. 10. 또한, zebrafish 개발에 걸쳐 세포 주기, chromatin 조직과 DNA 복제 타이밍11관계를 공유 하는 transcriptional 프로그램에 변화가 있다. Zebrafish는 또한 우수한 유전자 모델 그들은 특히 순종 transgenesis, mutagenesis, 그리고 타겟된 돌연변이, 조작 하 고 유전 스크린 척 추가 있는 발전12에 필요한 많은 유전자를 확인 했다. 따라서, zebrafish 복제 타이밍 설립 및 유지 보수에 관련 된 유전자를 식별 하 고 deregulating 척추 개발에 복제 타이밍의 효과 관찰을 사용할 수 있습니다. 유전자 변형 라인 복제 타이밍 개별 셀 형식 다른 발달 timepoints 또는 질병 조건에서 고립에서 평가 하기 위해 사용할 수 있습니다. 중요 한 것은, 인간 질병 질병 형성 및 진행9,,1314복제 타이밍의 역할을 조사 하는 데 사용할 수의 다양 한 zebrafish 모델 있다.
최근, 첫 번째 복제 타이밍 프로필 zebrafish, 복제 vivo에서15시간을 공부 하는 모델 시스템으로 수립에서 생성 되었습니다. 이 위해 세포는 성인 제 브라에서 고립 된 셀 형식 및 개발의 여러 단계에서 zebrafish 태아에서 수집 되었다. 셀은 다음 FACS (형광 활성화 된 세포 분류) DNA 내용에 따라 g 1과 S 단계 인구를 분리 하 여 정렬 됩니다. G 1 샘플을 사용 하 여 복사 번호 컨트롤로 복사 번호 유사 S 단계 인구에서 결정 되었고 상대 복제 타이밍16를 유추 하는 데 사용. 복제 타이밍에 있는 변화 다음 비교 될 수 있다 직접 다른 발달 샘플 및 세포 유형 사이 고이 비보에 척추 개발에 걸쳐 발생 하는 복제 타이밍에 변화를 결정 하는 데 사용 되었다. 이 방법은 제공 합니다 다른 게놈 방법에 비해 몇 가지 장점을 주로 티 미 딘 아날로그 또는 DNA4,6의 immunoprecipitation로 필요 하지 않습니다 그.
여기 상세한 프로필 게놈 전체 DNA 복제에서 타이밍에 프로토콜 zebrafish에 고해상도. 이러한 프로토콜 zebrafish 게놈으로 개발 하는 동안 발생 하는 이러한 관계에 변화를 프로 파일링에서 게놈 그리고 후 성적인 기능 관계를 결정 하기 위해 사용 되었습니다. 이러한 프로토콜은 또한 쉽게 복제 타이밍 zebrafish의 돌연변이 체 긴장 및 질병 모델에에서 변화를 공부에 적응 됩니다. 또한이 메서드는 첫 번째는 제 브라에서 개별 셀 유형을 밖으로 정렬 하 여 특정 세포 유형에서 복제 타이밍을 연구에 따라 확장 될 수 있는 토대를 제공 합니다. Zebrafish는 우수한 vivo에서 모델 시스템으로 복제 타이밍을 공부 하 고 궁극적으로 중요 한이 후 성적인 특성의 생물 학적 기능을 사용할 수 있습니다.

<table><tbody><tr><td>NaCl</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP358-10</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Fisher Scientific</td><td>P217-500</td><td></td></tr><tr><td>CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;</td><td>Fisher Scientific</td><td>C79-500</td><td></td></tr><tr><td>MgSO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td>EMD Millipore</td><td>MMX00701</td><td></td></tr><tr><td>NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP328-500</td><td></td></tr><tr><td>Pronase</td><td>Sigma</td><td>10165921001</td><td>protease solution</td></tr><tr><td>Phosphate buffered saline (PBS)</td><td>Sigma</td><td>D1408</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol (EtOH)</td><td>KOPTEC</td><td>V1016</td><td></td></tr><tr><td>Bovine serum albumin (BSA)</td><td>Sigma</td><td>A9647-100G</td><td></td></tr><tr><td>Propidium Iodide (PI)</td><td>Invitrogen</td><td>P3566</td><td></td></tr><tr><td>Tris-HCl</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP153-500</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Sigma</td><td>E9844</td><td></td></tr><tr><td>SDS</td><td>Santa Cruz</td><td>sc-24950</td><td></td></tr><tr><td>Proteinase K</td><td>NEB</td><td>P8107S</td><td></td></tr><tr><td>Phenol:Chloroform</td><td>Sigma</td><td>P3803-100ML</td><td></td></tr><tr><td>Sodium acetate</td><td>J.T.Baker</td><td>3470</td><td></td></tr><tr><td>Glycogen</td><td>Ambion</td><td>AM9510</td><td></td></tr><tr><td>RNase A</td><td>Thermo Scientific</td><td>EN0531</td><td></td></tr><tr><td>Quanit-iT</td><td>Invitrogen</td><td>Q33130</td><td>Reagents for fluorescence-based DNA quantification</td></tr><tr><td>Covaris AFA microTUBE</td><td>Covaris</td><td>520045</td><td>specialized tube for sonication</td></tr><tr><td>Covaris E220 Sonicator</td><td>Covaris</td><td>E220</td><td>focused ultrasonicator</td></tr><tr><td>Agilent 4200 Tapestation</td><td>Agilent</td><td>G2991AA</td><td>automated electrophoresis machine</td></tr><tr><td>D1000 ScreenTape</td><td>Agilent</td><td>5067-5582</td><td>Reagents for automated electrophoresis machine</td></tr><tr><td>NEBNext Ultra DNA Library Prep Kit for Illumina</td><td>NEB</td><td>Cat#E7370L</td><td>DNA library preparation kit</td></tr><tr><td>NEBNext Multiplex Oligos Kit for Illumina (Index Primers Set 1)</td><td>NEB</td><td>Cat#E7335S</td><td>multiplex oligos for DNA library preparation kit</td></tr><tr><td>NEBNext Multiplex Oligos Kit for Illumina (Index Primers Set 2)</td><td>NEB</td><td>Cat#E7500S</td><td>additional multiplex oligos for DNA library preparation kit</td></tr><tr><td>NEBNext Library Quant Kit for Illumina</td><td>NEB</td><td>E7630L</td><td>quantification kit for library preparation</td></tr><tr><td>Agencourt AMPure XP beads</td><td>Beckman Coulter</td><td>A63882</td><td>magnetic beads</td></tr><tr><td>Illumina HiSeq 2500</td><td>Illumina</td><td>SY&amp;ndash;401&amp;ndash;2501</td><td>next generation DNA sequencing platform</td></tr><tr><td>40 &amp;micro;m Falcon Nylon Cell Strainer</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-771-1</td><td></td></tr><tr><td>VWR Disposable Petri Dish 100 x 25 mm</td><td>VWR</td><td>89107-632</td><td></td></tr><tr><td>6.0 mL Syringe for Nichiryo Model 8100</td><td>VWR</td><td>89078-446</td><td></td></tr><tr><td>Posi-Click Tubes, 1.7 mL, Natural Color</td><td>Denville Scientific</td><td>C2170 (1001002)</td><td>Dnase/Rnase free</td></tr><tr><td>Vortex Genie 2</td><td>Scientific Industries</td><td>SI-0236</td><td></td></tr><tr><td>Wash Bottles</td><td>VWR</td><td>16650-022</td><td>Low-Density Polyethylene, Wide Mouth</td></tr><tr><td>Strainer</td><td>VWR</td><td>470092-440</td><td>6.9 cm, fine mesh</td></tr><tr><td>Corssing tank</td><td>Aquaneering</td><td>ZHCT100</td><td>individual breeding tank</td></tr><tr><td>iSpawn</td><td>Techniplast</td><td>N/A</td><td>large breeding tank</td></tr><tr><td>FACSAria II</td><td>BD biosciences</td><td>N/A</td><td>cell sorting machine</td></tr><tr><td>Wild M5a steromicroscope</td><td>Wild Heerbrugg</td><td>N/A</td><td>dissecting microscope</td></tr><tr><td>Qubit 3 Fluorometer</td><td>Thermo Scientific</td><td>Q33216</td><td>quantitative fluorescence-based method for determining DNA concentration</td></tr><tr><td>Matlab</td><td>Mathworks</td><td>version 2017a</td><td></td></tr><tr><td>Matlab Statistics Toolbox</td><td>Mathworks</td><td>version 11.1</td><td></td></tr><tr><td>Matlab Curve Fitting Toolbox</td><td>Mathworks</td><td>version 3.5.5</td><td></td></tr></tbody></table>

profiling dna replication timing using zebrafish as an in vivo model system

DNA 복제 타이밍은 중요 한 세포 특성, 전시 chromatin 구조, 전사, 및 DNA 돌연변이 속도와 중요 한 관계 이다. 복제 타이밍에 변화가 개발 과정 및 암, 하지만 역할 복제 타이밍 개발에서 활약 하 고 질병 알려져 있지 않다. Zebrafish 최근 연구 복제 타이밍을 vivo에서 모델 시스템으로 설립 되었다. 여기 상세한 DNA 복제 타이밍을 결정 하는 제 브라를 사용 하기 위한 프로토콜. 성인 zebrafish 태아에서 셀 정렬 후 다음 세대 시퀀싱 데이터의 분석을 통해 DNA 복사본 수에 변화를 확인 하 여 고해상도 게놈 전체 DNA 복제 타이밍 패턴을 생성할 수 있습니다. Zebrafish 모델 시스템은 개별 세포 유형, 질병 모델, 또는 돌연변이 라인에 변화를 평가 하기 위해 사용할 수 있습니다 개발, 걸쳐 vivo에서 발생 하는 복제 타이밍 변경의 평가 대 한 수 있습니다. 이러한 방법을 개발 하는 동안 메커니즘 및 복제 타이밍 설립 및 유지 보수의 결정 요인 조사 연구 하면, 역할 복제 타이밍 돌연변이 tumorigenesis, 및 perturbing의 효과 개발 및 질병에 복제 타이밍입니다.

게시 된 복제 타이밍 데이터를 사용 하 여 대표 복제 타이밍 프로필 및 품질 관리 측정은15을 제공 됩니다. 처리의 초기 단계는 게놈, 읽기 길이 및 게놈 검사 통계, 계산 및 낮은 품질, 짝이 없는, 필터링 및 PCR 중복 읽기를 시퀀싱 데이터 정렬 포함. 전형적인 zebrafish 연속 샘플에 대 한 읽기 통계는 그림 2에 표시 됩니다. 필터링 후 읽...

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Profiling DNA Replication Timing Using Zebrafish as an In Vivo Model System

Zebrafish 최근 연구 개발 하는 동안 DNA 복제 타이밍을 vivo에서 모델 시스템으로 사용 되었다. 여기 상세한 프로필 복제 타이밍에 zebrafish 태아를 사용 하기 위한 프로토콜. 이 프로토콜 돌연변이, 개별 세포 유형, 질병 모델, 그리고 다른 종에서 복제 타이밍을 공부 하기 쉽게 적응 될 수 있다.

DNA 복제 타이밍 Zebrafish Vivo에서 모델 시스템으로 사용 하 여 프로 파일링

DNA replication timing is an important cellular characteristic, exhibiting significant relationships with chromatin structure, transcription, and DNA ...

profiling-dna-replication-timing-using-zebrafish-as-an-vivo-model

Research

JoVE Journal

Genetics

Profiling DNA Replication Timing Using Zebrafish as an In Vivo Model System

7.8K 조회수.  Oklahoma Medical Research Foundation. Zebrafish 최근 연구 개발 하는 동안 DNA 복제 타이밍을 vivo에서 모델 시스템으로 사용 되었다. 여기 상세한 프로필 복제 타이밍에 zebrafish 태아를 사용 하기 위한 프로토콜. 이 프로토콜 돌연변이, 개별 세포 유형, 질병 모델, 그리고 다른 종에서 복제 타이밍을 공부 하기 쉽게 적응 될 수 있다.

비디오: Profiling DNA Replication Timing Using Zebrafish as an In Vivo Model System

Observing Mitotic Division and Dynamics in a Live Zebrafish Embryo

Mitosis is critical for organismal growth and differentiation. The process is highly dynamic and requires ordered events to accomplish proper chromatin condensation, microtubule-kinetochore attachment, chromosome segregation, and cytokinesis in a small time frame. Errors in the delicate process can result in human disease, including birth defects and cancer. Traditional approaches investigating human mitotic disease states often rely on cell culture systems, which lack the natural physiology and developmental/tissue-specific context advantageous when studying human disease. This protocol overcomes many obstacles by providing a way to visualize, with high resolution, chromosome dynamics in a vertebrate system, the zebrafish. This protocol will detail an approach that can be used to obtain dynamic images of dividing cells, which include: in vitro transcription, zebrafish breeding/collecting, embryo embedding, and time-lapse imaging. Optimization and modifications of this protocol are also explored. Using H2A.F/Z-EGFP (labels chromatin) and mCherry-CAAX (labels cell membrane) mRNA-injected embryos, mitosis in AB wild-type, auroraBhi1045, and esco2hi2865 mutant zebrafish is visualized. High resolution live imaging in zebrafish allows one to observe multiple mitoses to statistically quantify mitotic defects and timing of mitotic progression. In addition, observation of qualitative aspects that define improper mitotic processes (i.e., congression defects, missegregation of chromosomes, etc.) and improper chromosomal outcomes (i.e., aneuploidy, polyploidy, micronuclei, etc.) are observed. This assay can be applied to the observation of tissue differentiation/development and is amenable to the use of mutant zebrafish and pharmacological agents. Visualization of how defects in mitosis lead to cancer and developmental disorders will greatly enhance understanding of the pathogenesis of disease.

Mitosis is critical to every living organism and defects often lead to cancer and developmental disorders. Using this imaging protocol and zebrafish as a model system, researchers can visualize mitosis in a live vertebrate organism and the multitude of defects that arise when mitotic processes are defective.

라이브 Zebrafish의 배아에서 유사 분열 부문 및 역학을 관찰

Mitosis is critical for organismal growth and differentiation. The process is highly dynamic and requires ordered events to accomplish proper chromatin ...

연구

발생학

High-throughput DNA Extraction and Genotyping of 3dpf Zebrafish Larvae by Fin Clipping

Zebrafish (Danio rerio) possess orthologues for 84% of the genes known to be associated with human diseases. In addition, these animals have a short generation time, are easy to handle, display a high reproductive rate, low cost, and are easily amenable to genetic manipulations by microinjection of DNA in embryos. Recent advances in gene editing tools are enabling precise introduction of mutations and transgenes in zebrafish. Disease modeling in zebrafish often leads to larval phenotypes and early death which can be challenging to interpret if genotypes are unknown. This early identification of genotypes is also needed in experiments requiring sample pooling, such as in gene expression or mass spectrometry studies. However, extensive genotypic screening is limited by traditional methods, which in most labs are performed only on adult zebrafish or in postmortem larvae. We addressed this problem by adapting a method for the isolation of PCR-ready genomic DNA from live zebrafish larvae that can be achieved as early as 72 h post-fertilization (hpf). This time and cost-effective technique, improved from a previously published genotyping protocol, allows the identification of genotypes from microscopic fin biopsies. The fins quickly regenerate as the larvae develop. Researchers are then able to select and raise the desired genotypes to adulthood by utilizing this high-throughput PCR-based genotyping procedure.

Zebrafish have been used as reliable genetic model organisms in biomedical research, especially with the advent of gene-editing technologies. When larval phenotypes are expected, DNA extraction and genotype identification can be challenging. Here, we describe an efficient genotyping procedure for zebrafish larvae, by tail clipping, as early as 72-h post-fertilization.

높은 처리량 DNA 추출 및 지 느 러 미 클리핑에 의해 3dpf Zebrafish 애벌레의 유전형

Zebrafish (Danio rerio) possess orthologues for 84% of the genes known to be associated with human diseases. In addition, these animals have a short ...

유전학

Preparation of Meiotic Chromosome Spreads from Zebrafish Spermatocytes

Meiosis is the key cellular process required to create haploid gametes for sexual reproduction. Model organisms have been instrumental in understanding the chromosome events that take place during meiotic prophase, including the pairing, synapsis, and recombination events that ensure proper chromosome segregation. While the mouse has been an important model for understanding the molecular mechanisms underlying these processes, not all meiotic events in this system are analogous to human meiosis. We recently demonstrated the exciting potential of the zebrafish as a model of human spermatogenesis. Here we describe, in detail, our methods to visualize meiotic chromosomes and associated proteins in chromosome spread preparations. These preparations have the advantage of allowing high resolution analysis of chromosome structures. First, we describe the procedure for dissecting testes from adult zebrafish, followed by cell dissociation, lysis, and spreading of the chromosomes. Next, we describe the procedure for detecting the localization of meiotic chromosome proteins, by immunofluorescence detection, and nucleic acid sequences, by fluorescence in situ hybridization (FISH). These techniques comprise a useful set of tools for the cytological analysis of meiotic chromatin architecture in the zebrafish system. Researchers in the zebrafish community should be able to quickly master these techniques and incorporate them into their standard analyses of reproductive function.

Nuclear surface spreads are an indispensable tool for studying chromosome events during meiosis. Here we demonstrate a method to prepare and visualize meiotic chromosomes during prophase I from zebrafish spermatocytes.

제브라피쉬 정자세포에서 메오틱 염색체 스프레드 의 준비

Meiosis is the key cellular process required to create haploid gametes for sexual reproduction. Model organisms have been instrumental in understanding ...

Zebrafish Whole Mount High-Resolution Double Fluorescent In Situ Hybridization

Whole mount in situ hybridization is one of the most widely used techniques in developmental biology. Here, we present a high-resolution double fluorescent in situ hybridization protocol for analyzing the precise expression pattern of a single gene and for determining the overlap of the expression domains of two genes. The protocol is a modified version of the standard in situ hybridization using alkaline phosphatase and substrates such as NBT/BCIP and Fast Red 1,2. This protocol utilizes standard digoxygenin and fluorescein labeled probes along with tyramide signal amplification (TSA) 3. The commercially available TSA kits allow flexible experimental design as fluorescence emission from green to far-red can be used in combination with various nuclear stains, such as propidium iodide, or fluorescence immunohistochemistry for proteins. TSA produces a reactive fluorescent substrate that quickly covalently binds to moieties, typically tyrosine residues, in the immediate vicinity of the labeled antisense riboprobe. The resulting staining patterns are high resolution in that subcellular localization of the mRNA can be observed using laser scanning confocal microscopy 3,4. One can observe nascent transcripts at the chromosomal loci, distinguish nuclear and cytoplasmic staining and visualize other patterns such as cortical localization of mRNA. Studies in Drosophila indicate that roughly 70% of mRNAs exhibit specific patterns of subcellular localization that frequently correlate with the function of the encoded protein 5. When combined with computer-aided reconstruction of 3D confocal datasets, our protocol allows the detailed analysis of mRNA distribution with sub-cellular resolution in whole vertebrate embryos.

Zebrafish Whole Mount High-Resolution Double Fluorescent In Situ Hybridization

Whole mount in situ hybridization is one of the most widely used techniques in developmental biology. Here, we present a high-resolution double fluorescent in situ hybridization protocol for analyzing the precise expression pattern of a single gene and for determining the overlap of the expression domains of two genes. We include a propidium iodide nuclear counter-stain to highlight tissue organization.

Zebrafish 전체 마운트 고해상도 더블 형광등 현장에서 하이브 리다이 제이션

Whole mount in situ hybridization is one of the most widely used techniques in developmental biology.  Here, we present a high-resolution double ...

생물학

<meta charset="utf8"></head><body>CRISPR/Cas9 Knock-In을 사용한 제브라피시 유충의 형광 단백질 태깅

Fluorescence Labeling to Visualize Low-Expressed Proteins in Zebrafish

CRISPR/Cas9-mediated knock-in (KI) technology allows for easier fluorescent-protein tagging in zebrafish (Danio rerio), a preferred model organism for in vivo imaging due to its transparency during the early developmental stage. Here, we provide a detailed protocol for performing high-efficiency fluorescence gene KI, rapid screening for KI founders, and low-abundance protein tracing in zebrafish larvae, which will lay a critical foundation for subsequent physio-pathological studies in zebrafish. The current protocol includes complete steps for the sgRNA design for the gene of interest, sgRNA in vitro transcription, Cas9 mRNA in vitro transcription, in vivo sgRNA screen for the one with the highest efficiency, donor plasmid design and construction, microinjection in zebrafish larvae, KI founder screen and zebrafish live imaging. Critical steps, troubleshooting tips, quality control methods, and advantages and applications of this protocol are included and discussed. This protocol assures quick and accurate results at a low cost and has been validated by multiple trials.

<meta charset="utf8"></head><body>제브라피시에서 저발현 단백질을 시각화하기 위한 형광 라벨링

Here, we present a protocol to label proteins with a fluorescence protein tag in zebrafish larvae, a newly developed and modified in vivo system especially useful for visualizing low-abundance proteins in zebrafish.

제브라피시에서 저발현 단백질을 시각화하기 위한 형광 라벨링

CRISPR/Cas9-mediated knock-in (KI) technology allows for easier fluorescent-protein tagging in zebrafish (Danio rerio), a preferred model organism for in ...

Examining Muscle Regeneration in Zebrafish Models of Muscle Disease

Skeletal muscle has a remarkable ability to regenerate following injury, which is driven by obligate tissue resident muscle stem cells. Following injury, the muscle stem cell is activated and undergoes cell proliferation to generate a pool of myoblasts, which subsequently differentiate to form new muscle fibers. In many muscle wasting conditions, including muscular dystrophy and ageing, this process is impaired resulting in the inability of muscle to regenerate. The process of muscle regeneration in zebrafish is highly conserved with mammalian systems providing an excellent system to study muscle stem cell function and regeneration, in muscle wasting conditions such as muscular dystrophy. Here, we present a method to examine muscle regeneration in zebrafish models of muscle disease. The first step involves the use of a genotyping platform that allows the determination of the genotype of the larvae prior to eliciting an injury. Having determined the genotype, the muscle is injured using a needle stab, following which polarizing light microscopy is used to determine the extent of muscle regeneration. We therefore provide a high throughput pipeline which allows the examination of muscle regeneration in zebrafish models of muscle disease.

Skeletal muscle regeneration is driven by tissue resident muscle stem cells, which are impaired in many muscle diseases such as muscular dystrophy, and this results in the inability of muscle to regenerate. Here, we describe a protocol that allows the examination of muscle regeneration in zebrafish models of muscle disease.

근육 질환의 제브라피시 모델에서 근육 재생 검토

Skeletal muscle has a remarkable ability to regenerate following injury, which is driven by obligate tissue resident muscle stem cells. Following injury, ...

Metabolic Profile Analysis of Zebrafish Embryos

A growing goal in the field of metabolism is to determine the impact of genetics on different aspects of mitochondrial function. Understanding these relationships will help to understand the underlying etiology for a range of diseases linked with mitochondrial dysfunction, such as diabetes and obesity. Recent advances in instrumentation, has enabled the monitoring of distinct parameters of mitochondrial function in cell lines or tissue explants. Here we present a method for a rapid and sensitive analysis of mitochondrial function parameters in vivo during zebrafish embryonic development using the Seahorse bioscience XF 24 extracellular flux analyser. This protocol utilizes the Islet Capture microplates where a single embryo is placed in each well, allowing measurement of bioenergetics, including: (i) basal respiration; (ii) basal mitochondrial respiration (iii) mitochondrial respiration due to ATP turnover; (iv) mitochondrial uncoupled respiration or proton leak and (iv) maximum respiration. Using this approach embryonic zebrafish respiration parameters can be compared between wild type and genetically altered embryos (mutant, gene over-expression or gene knockdown) or those manipulated pharmacologically. It is anticipated that dissemination of this protocol will provide researchers with new tools to analyse the genetic basis of metabolic disorders in vivo in this relevant vertebrate animal model.

Zebrafish represent a powerful vertebrate model that has been under-utilised for metabolic studies. Here we describe a rapid way to measure the in vivo metabolic profile of developing zebrafish that allows the comparison of different mitochondrial function parameters between genetically or pharmacologically manipulated embryos, thereby increasing the applicability of this organism.

Zebrafish 태아의 대사 프로필 분석

A growing goal in the field of metabolism is to determine the impact of genetics on different aspects of mitochondrial function. Understanding these ...

In Vivo Modeling of the Morbid Human Genome using Danio rerio

Here, we present methods for the development of assays to query potentially clinically significant nonsynonymous changes using in vivo complementation in zebrafish. Zebrafish (Danio rerio) are a useful animal system due to their experimental tractability; embryos are transparent to enable facile viewing, undergo rapid development ex vivo, and can be genetically manipulated.1 These aspects have allowed for significant advances in the analysis of embryogenesis, molecular processes, and morphogenetic signaling. Taken together, the advantages of this vertebrate model make zebrafish highly amenable to modeling the developmental defects in pediatric disease, and in some cases, adult-onset disorders. Because the zebrafish genome is highly conserved with that of humans (~70% orthologous), it is possible to recapitulate human disease states in zebrafish. This is accomplished either through the injection of mutant human mRNA to induce dominant negative or gain of function alleles, or utilization of morpholino (MO) antisense oligonucleotides to suppress genes to mimic loss of function variants. Through complementation of MO-induced phenotypes with capped human mRNA, our approach enables the interpretation of the deleterious effect of mutations on human protein sequence based on the ability of mutant mRNA to rescue a measurable, physiologically relevant phenotype. Modeling of the human disease alleles occurs through microinjection of zebrafish embryos with MO and/or human mRNA at the 1-4 cell stage, and phenotyping up to seven days post fertilization (dpf). This general strategy can be extended to a wide range of disease phenotypes, as demonstrated in the following protocol. We present our established models for morphogenetic signaling, craniofacial, cardiac, vascular integrity, renal function, and skeletal muscle disorder phenotypes, as well as others.

In Vivo Modeling of the Morbid Human Genome using Danio rerio

Here, we present a systematic approach for developing physiologically relevant, sensitive and specific in vivo assays for interpreting variation in human pathology. Transient genetic manipulation via microinjection of WT and mutant human mRNA and morpholino (MO) antisense oligonucleotides harness the tractability of the developing zebrafish embryo to rapidly assay pathogenic mutations, especially, but not exclusively, in the context of human developmental disorders.

Danio rerio를 사용하여 병적 인 인간 게놈의 생체 모델링에

Here,  we present methods for the development of assays to query potentially clinically  significant nonsynonymous changes using in  vivo complementation ...

DNA 복제 타이밍 Zebrafish Vivo에서 모델 시스템으로 사용 하 여 프로 파일링

요약

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라이브 Zebrafish의 배아에서 유사 분열 부문 및 역학을 관찰

높은 처리량 DNA 추출 및 지 느 러 미 클리핑에 의해 3dpf Zebrafish 애벌레의 유전형

제브라피쉬 정자세포에서 메오틱 염색체 스프레드 의 준비

Zebrafish 전체 마운트 고해상도 더블 형광등 현장에서 하이브 리다이 제이션

제브라피시에서 저발현 단백질을 시각화하기 위한 형광 라벨링

제브라피시에서 저발현 단백질을 시각화하기 위한 형광 라벨링

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근육 질환의 제브라피시 모델에서 근육 재생 검토

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Danio rerio를 사용하여 병적 인 인간 게놈의 생체 모델링에