Name: spectral reflectometric microscopy on myelinated axons in situ
Uploaded: 2018-07-02T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 13 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Spectral Reflectometric Microscopy on Myelinated Axons In Situ at JoVE.com

이 작품은 기초 과학 연구소 (IBS-R015-D1)에 의해 그리고 기본적인 과학 연구 프로그램을 통해 국가 연구 재단의 한국 (NRF) 교육부 (2017R1A6A1A03015642)에 의해 자금에 의해 지원 되었다.

모든 수술 절차는 기관 동물 관리 및 사용 위원회 (IACUC) 성균관 대학에 의해 승인 되었다.
1. 샘플 준비
참고: 오토 클레이 브 동물 처리 하기 전에 모든 수술 기구. 수술에 전념 한 방에 모든 수술 성능을 수행 합니다. 수술 실에서 모든 직원에 의해 불 임 수술 가운과 장갑을 항상 착용 되어야 한다.
<ol><li>
조직의 고정
	<ol>
<li>각 인산 염 버퍼 식 염 수 (PBS)와 4 %paraformaldehyde (PFA) PBS에 가득 두 10 mL 주사기를 준비 합니다.</li>
		<li>7 12 주 된 마우스 (C57BL/6J 이나 어느 성별 어떤 마우스 라인) zoletil와 xylazine (1:1, 20 mg/kg 각) 또는 다른 적합 한 마 취 정권 (예를 들어, 80 mg/kg 케 타 민 고 10 mg/kg의 혼합물의 혼합 투여 하 여 anesthetize xylazine)는 복 주사로.</li>
		<li>마우스에는 마 취 (발가락 핀치-응답 방법 사용)의 수술 평면에 도달 했습니다, 일단가 위 피부와 흉 곽을 절단 하 여 마음을 노출 합니다.</li>
		<li>오른쪽 아 트리 움 분출 혈액과 바늘으로 순차적으로 좌 심 실 통해 PBS와 PFA 솔루션 perfuse 작은 위로 싹 둑 (관류 속도 4 mL/min, 볼륨 = = 각 솔루션에 대 한 10 mL). 참고: 마우스 뻣 뻣 한 경우 프로시저가 성공적으로 완료 됩니다. 눈 연 고 또는 살 균의 사용 절차는 터미널로 필요 하지 않습니다. 고정 절차를 건너뛸 수 있습니다. 그러나,이 단계는 구조적 변형 기계적 조직 손상 등 허 혈 성 axonal 붓기를 최소화 하기 위해 권장 됩니다. 에 대 한 자세한 내용은 조직 고정, 게이지, G. J. 그 외 여러분 에 의해 문서를 참조 10
</li>
	</ol>
</li>
	<li>
두뇌 슬라이스 준비
	<ol>
<li>복 부 흉부와 복 부를 통해 수술가 위로 마우스를 목을 벨.</li>
		<li>두 피와과 완벽 하 게 노출 된 두개골까지 적당 하 게 작은 위를 사용 하 여 제거 합니다.</li>
		<li>전 뼈를 휴식 하 고 두뇌를 손상 않기로 주의 작은 위를 사용 하 여 후 두 뼈에서 화살 봉합을 따라 두개골을 잘라.</li>
		<li>부드럽게는 두개골 및 dura mater 미세 집게를 사용 하 여 순차적으로 제거 합니다.</li>
		<li>뇌를 조직을 손상 하지 않도록 주의 복용, 부드러운 플라스틱 숟가락을 사용 하 여 압축을 풉니다.</li>
		<li>린스 및 4 ° c.에 30 분 동안 4 %PFA 솔루션에서 추출한 뇌를 담가</li>
		<li>vibratome을 사용 하 여 100-150 µ m 섹션으로 고정된 두뇌를 슬라이스. 참고:에 대 한 자세한 내용은 조직 준비, 참조 문서 Segev 외. 11. 후속 절차, 조직 해야 될 슬라이스 섹션으로는 스페이서의 두께 보다 얇은.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
뇌 조각의 장착
	<ol>
<li>각 조직 조각 1 유리 슬라이드와 2 평방 커버 안경 (22 × 22 × 0.17 m m)를 준비 합니다.</li>
		<li>반으로 잘라 사각형 커버 안경 중 하나 (2 개의 직사각형 조각) 유리 커터를 사용 하 여.</li>
		<li>슈퍼 접착제를 사용 하 여 슬라이드 유리에 등분된 커버 안경의 두에 연결. 참고: 두 개의 등분된 안경 사이 공간 조직 조각의 크기 보다 약간 더 큰 수 한다.</li>
		<li>브러쉬 또는 한 피 펫을 사용 하 여 뇌 슬라이스를 수확 하 고 슬라이드 유리는 공백 사이 조직 하다. 알아서 하지 조직 접어.</li>
		<li>조직 표면에 PBS의 100 μ 분배.</li>
		<li>조직 위에 다른 평방 덮개 유리를 두십시오. 이 단계 동안 공기 방울의 포함을 하지 마십시오.</li>
		<li>후속 이미징 세션 동안 먼지에 의해 PBS의 증발 및 오염을 방지 하기 위해 매니큐어 (또는 또는 적당 한 접착제)를 사용 하 여 덮개 유리 주위 인감. 참고:는 실험이이 단계에서 일시 중지 될 수 있습니다.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2입니다. 보정
<ol><li>현미경 적어도 1 시간에 전환 하기 전에 레이저의 열 안정화 수 있도록 영상 소스 ( 재료의 표참조). 다음, 소프트웨어 스펙트럼 스캔 ( 재료의 표참조)를 설정 하 고 GUI (그림 3a). 의 정상 취득 버튼을 클릭
</li>
	<li>백색-빛 레이저 (WLL) 및 광 전 증폭 관 관 (PMT) (그림 3a)에 대 한 소프트웨어 셔터를 켭니다.</li>
	<li>획득 모드에서 드롭-다운 목록에 xyΛ 모드 를 선택한 다음 레이저 입력된 모드는 일정 한 힘을 일정 % 에서 자동으로 변경 된다. 자동 SP 움직임의 확인란 선택을 취소 합니다. 다음, 470-670 nm와 4 스펙트럼 스텝 크기 입력된 레이저의 스펙트럼 창 설정 Λ에 nm-여기 람다 스캔 설정 (그림 3b).</li>
	<li>두 번 클릭 하거나 막대를 이동 하면 조정 스펙트럼 범위 (그림 3c) 450-690을 PMT의 스펙트럼 범위를 설정 합니다. 참고:이 스펙트럼 범위 입력 소스의 완전 한 대역폭을 포함 해야 합니다.</li>
	<li>적당 하 게 높은 수 가늠 구멍으로 물 침수 대물 렌즈 선택 (NA > 0.7) AOBS 구성 및 라이브 스캔 버튼을 활성화 하려면 PMT와 레이저 파워에 어떤 가치를 부여 하 고. AOBS 구성 (그림 3)에서 반사를 확인 하 여 광학 경로 전환 합니다.</li>
	<li>참조 미러 마운트 ( 재료의 표참조) 현미경 스테이지. 미러 표면 목표 렌즈에 대 한 직면 한다. 그렇지 않으면 미러 현미경 무대에 넣어 쉽게, 플랫 플레이트 (예: 슬라이드 유리)에 미러 본드.</li>
	<li>거울 표면에 초점 비행기를 정렬할 현미경 단계를 제어 합니다.</li>
	<li>PMT 이득 및 레이저 전력 검출기의 동적 범위를 고려 하 고 조정 하 고 일정 한 힘을 일정 % 에서 레이저 입력된 모드를 변경 합니다. 참고: 일반적으로 PMT 500 (V)의 고 0.1%의 상대 레이저 파워 570에 사용 된다 nm.</li>
	<li>파장 범위에 걸쳐 채도 없음 확인 의사 색상 모드에서 확인 합니다. 채도 관찰 되는 경우 낮은 레이저 파워 (그림 3a).</li>
	<li>람다 검색 인수를 실행 합니다.</li>
	<li>무대에서 미러를 제거 하 고 어두운 참조 (즉, 어두운 오프셋)를 얻기 위하여 샘플 없이 동일한 수집을 반복 합니다.</li>
	<li>Multistacked TIF 형식에 데이터를 저장 합니다.</li>
</ol>3. SpeRe 이미지 수집
<ol><li>탑재 된 조직 현미경 스테이지에 배치 합니다. 대물 렌즈의 초점면에 조직을 맞추려면 대략 눈 조각을 통해 넓은 필드 형광 모드를 사용 합니다.</li>
	<li>라이브 검색 에, 조직에 대 한 관심의 영역에 초점 비행기를 정렬할 현미경 단계 제어할. 커버 슬립에서 배경 잡음을 방지 하려면 유리-조직 인터페이스에서 적어도 15 μ m 깊이의 대상 영역을 선택 합니다.</li>
	<li>취득 단계 2.1-2.10에서에서 설명한 대로 동일한 절차를 사용 하 여 대상 지역에 대 한 스펙트럼 이미지 스택.</li>
	<li>Multistacked TIF 형식에는 조직 및 어두운 오프셋에 대 한 데이터를 저장 합니다. 참고:는 실험이이 단계에서 일시 중지 될 수 있습니다.</li>
</ol>4. 이미지 처리 및 분석
<ol><li>ImageJ에서 참조 거울과 뇌 조직에 대 한 스펙트럼 데이터 (multistacked TIF)를 엽니다.</li>
	<li>열린된 이미지 스택을 ROIs (관심 지역) 선택-참조 거울과 뇌 조직에 대 한 축 삭 섬유의 세그먼트에 대 한 중앙 지역.</li>
	<li>실행 이미지 → 스택 → 선택한 ROIs에 대 한 원시 스펙트럼을 취득 ImageJ 메뉴에서 플롯 z 축 프로필 .</li>
	<li>어두운 오프셋된 데이터, 참조 거울 하 고는 다른 뇌 조직에 대 한에 대 한 하나를 엽니다.</li>
	<li>실행 이미지 → 스택 → 어두운 오프셋에 대 한 스펙트럼을 취득 ImageJ 메뉴에서 플롯 z 축 프로필 .</li>
	<li>복사 및 붙여넣기 옵션을 사용 하 여 모든 인수 스펙트럼을 저장 합니다. 참고: SpeRe 이미징, 꺼짐-축 광학 착오를 최소화 하기 위해 중앙 이미지 필드의 사용은 권장 됩니다. 축 삭 섬유는 구조적으로 그들의 길이 따라 다른 유형의 수 있습니다. 따라서, 작은 축 삭 세그먼트에 ROI를 선택 하면, 일반적으로 부분 볼륨 유물을 최소화 하기 위해 < 5 µ m 것이 좋습니다.</li>
</ol>5. 기준선 보정 및 SpeRe 신호 분석
<ol><li>뇌 조직과 참조 거울의 스펙트럼에서 오프셋된 스펙트럼을 뺍니다.</li>
	<li>스펙트럼의 최대 강도 분할 하 여 각 스펙트럼을 정상화.</li>
	<li>참조 거울의 정규화 된 스펙트럼에 의해 축 삭의 정규화 된 스펙트럼을 분할 하 고 정규화 된 스펙트럼에서 DC 오프셋을 뺍니다.</li>
	<li>피팅 한 정현파를 인수 스펙트럼 wavenumber 주파수 측정 곡선 ( 재료의 표참조), 그리고 다음 복용 상호 여 주기 인수 wavenumber를 변환할.</li>
	<li>그림 4c에서 방정식을 사용 하 여 축 삭 직경 wavenumber 주기를 변환 합니다.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Fernandez-Moran, H., Finean, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electron+microscope+and+low-angle+x-ray+diffraction+studies+of+the+nerve+myelin+sheath.">Electron microscope and low-angle x-ray diffraction studies of the nerve myelin sheath.</a> Journal of Cell Biology. 3, (1957).</li><li>Blaurock, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+spaces+between+membrane+bilayers+within+PNS+myelin+as+characterized+by+X-ray+diffraction.">The spaces between membrane bilayers within PNS myelin as characterized by X-ray diffraction.</a> Brain Research. 210, 383-387 (1981).</li><li>Shim, S. -. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Super-resolution+fluorescence+imaging+of+organelles+in+live+cells+with+photoswitchable+membrane+probes.">Super-resolution fluorescence imaging of organelles in live cells with photoswitchable membrane probes.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. , 13978-13983 (2012).</li><li>Urban, N. T., Willig, K. I., Hell, S. W., N&#228;gerl, U. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=STED+nanoscopy+of+actin+dynamics+in+synapses+deep+inside+living+brain+slices.">STED nanoscopy of actin dynamics in synapses deep inside living brain slices.</a> Biophysics Journal. 101, 1277-1284 (2011).</li><li>Manley, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-density+mapping+of+single-molecule+trajectories+with+photoactivated+localization+microscopy.">High-density mapping of single-molecule trajectories with photoactivated localization microscopy.</a> Nature Methods. 5, 155-157 (2008).</li><li>Peters, A., Sethares, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Is+there+remyelination+during+aging+of+the+primate+central+nervous+system?.">Is there remyelination during aging of the primate central nervous system?.</a> Journal of Comparative Neurology. 460, 238-254 (2003).</li><li>De Campos Vidal, B., Silveira Mello, M. L., Caseiro-Filho, A. C., Godo, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anisotropic+properties+of+the+myelin+sheath.">Anisotropic properties of the myelin sheath.</a> Acta Histochemica. 66, 32-39 (1980).</li><li>Schain, A. J., Hill, R. A., Grutzendler, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Label-free+in+vivo+imaging+of+myelinated+axons+in+health+and+disease+with+spectral+confocal+reflectance+microscopy.">Label-free in vivo imaging of myelinated axons in health and disease with spectral confocal reflectance microscopy.</a> Nature Medicine. 20, 443-449 (2014).</li><li>Kwon, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Label-free+nanoscale+optical+metrology+on+myelinated+axons+in+vivo.">Label-free nanoscale optical metrology on myelinated axons in vivo.</a> Nature Communication. 8, 1832 (2017).</li><li>Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole+Animal+Perfusion+Fixation+for+Rodents.">Whole Animal Perfusion Fixation for Rodents.</a> JoVE. (65), e3564 (2012).</li><li>Segev, A., Garcia-Oscos, F., Kourrich, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole-cell+Patch-clamp+Recordings+in+Brain+Slices.">Whole-cell Patch-clamp Recordings in Brain Slices.</a> JoVE. (112), e54024 (2016).</li><li>Waldchen, S., Lehmann, J., Klein, T., Van De Linde, S., Sauer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light-induced+cell+damage+in+live-cell+super-resolution+microscopy.">Light-induced cell damage in live-cell super-resolution microscopy.</a> Scientific Reports. 5, 15348 (2015).</li><li>Chang, J. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Iterative+expansion+microscopy.">Iterative expansion microscopy.</a> Nature Methods. 14, 593-599 (2017).</li><li>Polishchuk, R. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Correlative+light-electron+microscopy+reveals+the+tubular-saccular+ultrastructure+of+carriers+operating+between+Golgi+apparatus+and+plasma+membrane.">Correlative light-electron microscopy reveals the tubular-saccular ultrastructure of carriers operating between Golgi apparatus and plasma membrane.</a> Journal of Cell Biology. 148, 45-58 (2000).</li></ol>

저자 선언 경쟁 금융 관심사: 제이 권 및 M. 최는 특허 출원 중인 기술이이 문서에서 설명의 발명가.

SpeRe는 새로운 라벨 무료 이미징 형식 스펙트럼 간섭계는 처음으로 라이브 myelinated 축 삭에서 나노 정보 제공에 따라 이다. 현재 수집 프로토콜에서 축 삭 직경에 대 한 공간적 해상도 10의 순서의 이다 nm. 또한, SpeRe 크기 순서 낮은 빛 복용량 다른 슈퍼 해상도 microscopies;에 비해 활용 따라서, phototoxicity 및 photobleaching에서 무료입니다. SpeRe myelinated 축 삭의 나노 역학 공부에 대 한 새로운 길을 제공할 것 이다.
여기에 설명 된 프로토콜 acousto-광학 및 포인트 검출기 (즉, PMT)에 의해 중재 스펙트럼 검색 기반으로 합니다. 이 방식은 스펙트럼 이미지 보기의 전체 필드의 획득에 유리 합니다. 그러나, 시간 해상도 일반적으로 우리의 현재 구성 > 15 s 스펙트럼 검사에 의해 제한 됩니다. 대 안으로 서, 작은 보기 필드9의 실시간 관찰 수 있도록 고속 분 광 기를 통합할 수 있습니다. 이 시스템은 PMT는 분 광 기와 화이트 빛 레이저를 추가 하 여 전환 하 여 기존의 confocal 시스템에서 단순히 건설 있습니다. 수집 소프트웨어, 검 류 계 위치는 분 광 기의 실행 동기화 할 필요가 없습니다. 단일 지점 측정의 경우 시간적 해상도 최근 초고속 spectroscopes에 대 한 > 10 kHz를 될 수 있는 분 광 기의 프레임 속도 의해 결정 됩니다. 이 하위 밀리초 시간 해상도 myelinated 축 삭 비보의 생리 적인 역학의 대부분을 관찰에 대 한 충분 해야 합니다. SpeRe 기반으로 빛의 반사; 그러므로, 감지 된 빛 입력된 빛으로 동일한 파장을 있습니다. 형광 스펙트럼 변화 (즉, Stokes shift);를 포함 하는 반면, 따라서, 감지 된 빛은 입력된 빛에서 괴기 하 게 분리할 수 이다. 이 기능은 (에서 같이 그림 4) SpeRe의 동시 취득 및 동일한 견본에 형광에 대 한 도움이 됩니다. 입력된 빛의 흡수는 fluorophore SpeRe 측정에 영향을 미칠 수 있습니다 하지만 일반적인 형광 얼룩에서 흡수 사소 저 (< 1%).
메모의, SpeRe는 제한 된 각도 감지 범위에만 거의 영상 평면에 평행 축 삭을 감지할 수 있다. SpeRe의이 각도 제한 ± 13.5 ° 9입니다. 관심의 특정 방향에 얻기 위해 샘플을 기울이면 수 있습니다. Zebrafish 태아 같은 투명 한 표본, 경우 전체 체적 인수는 견본을 회전 하 여 가능한 수 있습니다. 추가 실용적인 한계는 coverslip 샘플에 강한 백 반사 그림 5;와 같이 높은 배경 신호 생성으로 이어지는 생산 이 표면 지역 피해 야 한다 하는 것이 좋습니다. 가시 광선에 따라 SpeRe는 뇌 조직에서 ~ 20 µ m의 1/e 감쇠 길이가 있다. 일반적인 조직 침투 깊이 대 한 신뢰할 수 있는 스펙트럼 정보 획득 ~ 100 µ m. 깊이 영상으로 제한 가능 이상 입력된 소스를 사용 하는 경우. 결국, SpeRe의 유효성 검사는 회절 제한 된 형광 현미경 검사 법에 비교 하 여 표시 됩니다. 이것은 분명히 하지 되었습니다 나노 정밀도 (그림 4)을 평가 하기 위한 충분 한. 상호 빛-전자 현미경 및 확장 현미경 등 최근 기술, 나노 정권13,14에서 SpeRe를 검사 하는 방법을 제공할 것입니다.

포유류 신 경계에서 수 초 다층된 막 덮개와 축 삭 섬유 enwrapping 여 빠른 신경 전도 및 axonal 무결성 제공 합니다. 그것의 다층된 구조 번갈아 나노 박막-필름 플라즈마 세포 막의 구성의 구성 (~ 5 nm), cytosol (~ 3 nm), 및 세포 외 공간 (~ 7 nm)1,2. 광학 현미경 검사 법, 최근 슈퍼 해상도 현미경을 포함 하 여 광학 회절3,,45로 인해 부족 한 해상도 인해 나노 myelin 역학을 관찰을 위한 적합 하지 않습니다. 전자 현미경은 myelin nanostructure의 좋은 정보를 제공할 수 있습니다, 그것은 화학 고정 및 ultrasectioning6,7 매우 침략 샘플 준비 인 생활 생물 학적 시스템와 호환 . 최근까지, 거기 되었습니다 아무 기술 나노 역학 myelinated 축 삭 제자리의 관찰에 적용.
Schain 외. 이전 myelinated 축 삭 다채로운 빛 반사율8전시 보고. 채택 하 여 반사 된 빛의 분 광 분석, 우리는 새로운 이미징 형식 스펙트럼 셋 (SpeRe)9라는 myelinated 축 삭의 나노 이미징에 대 한 고안 했다. SpeRe 박막 간섭 myelin 칼 집 (그림 1)의 다층된 구조에서 발생을 기반으로 합니다. 다양 한 축 삭에 광학 시뮬레이션에 의해 우리는 밝혀 그 반사율 스펙트럼 wavenumber 및 그것의 주기 주기 기능 (<img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/57965/57965eq1.jpg">)은 축 삭 직경 (d)에 반비례 한다. 이 간단한 관계 (<img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/57965/57965eq2.jpg">) SpeRe 데이터에서 축 삭 직경의 손쉬운 정량화를 제공 합니다. 이 활용 하 여, 우리가 우리의 이전 보고서에서 온화한 외상 성 뇌 손상에서 불 룩 유행 축 삭을 밝혔다.
SpeRe 시스템 confocal 현미경 검사 법에 따라 특수 레이저 소스 구성 되어 있으며 필터 (그림 2). 입력된 소스 화이트 라이트 레이저, 광대역 스펙트럼 출력 적외선 영역 표시를 제공 하는. 스펙트럼 검사에 대 한 시스템은 갖추고 두 acousto 광학 장치: 반영 선택한 지도 대 한 입력된 광대역 소스와 acousto 파이버 빔 스플리터 (AOBS)에서 선택 된 파장을 제공 하는 acousto 광학 가변 필터 (AOTF) 검출기의 파장 Hyperspectral confocal 현미경 검사 법에 대 한 소프트웨어 ( 재료의 표참조) 순차적으로 다양 한 입력된 파장에서 반사율 이미지를 수집 하는 사용자 정의 스펙트럼 스캔 옵션을 제공 합니다. 또한, 색수차 수 있습니다 비판적으로 간섭 스펙트럼 측정; 따라서,는 apochromat 렌즈의 사용을 권장 합니다.
메모의 화이트 라이트 레이저 고르지 스펙트럼 출력을 생성 하 고 광학 구성 요소 스펙트럼 프로필에도 영향을 줍니다. 따라서, 인수 스펙트럼 후속 정량 분석에 대 한 보정 필요. 보호은 거울은 일반적으로 전체 표시 영역 위로 거의 일정 한 반사율 (> 97%)을 제공 하는 참조로 사용 됩니다. 인수 스펙트럼 다음 미러에서 참조 스펙트럼으로 나누어집니다.
스펙트럼 검사에 대 한 스펙트럼 스텝 크기 결정 수집 속도; 따라서, 그것은 최적화가 필요 합니다. 더 큰 축 삭은 더 높은 스펙트럼 기간, 그것은 스펙트럼 샘플링을 세밀 하 게 필요 합니다. 예를 들어 가장 큰 생리 축 삭 중 10 µ m의 직경을 가진 축 삭 스펙트럼의 기간이 ~ 8 nm. 나이 키스 트 샘플링 조건을 적용 하 여 우리 고용 스펙트럼 샘플링 간격 4 nm 마우스 신경 조직에서 모든 생리 축 삭을 커버. 이 방법은 일반적으로 전체 스펙트럼 검사에 대 한 몇 초 동안 걸리며 따라서 적합 하지 않습니다 vivo에서 응용 프로그램 (예: 호흡 및 심장 박동) 생리 모션 안정적 스펙트럼 수집을 방해. 우리는 이전 배열 분석기 (수집 속도 ≈ 픽셀 당 30 밀리초)를 사용 하 여 각 지점에 대 한 전체 스펙트럼을 확보 하도록 설계 된 사용자 지정된 수직 현미경 계측 하 여이 문제를 해결.
이 보고서에서 우리는 상업 hyperspectral 현미경에서 실행 될 수 있는 고정된 뇌 조각에 SpeRe 이미징에 상세한 프로토콜을 설명 ( 재료의 표참조). 따라서, 프로토콜 광 계측에 전문성 없이 경험 하 여 완료할 수 있습니다. 우리는 또한 잠재적인 문제 및 수집 및 SpeRe 데이터의 분석에 대 한 문제 해결을 커버.

<table><tbody><tr><td>Glass cutter</td><td>-</td><td>-</td><td>Can be purchased in a local convenience store or online stores.</td></tr><tr><td>Nail polish</td><td>-</td><td>-</td><td>Can be purchased in a local convenience store or online stores.</td></tr><tr><td>Apochromat objective 40&amp;times;, NA 1.1</td><td>Leica Microsystems</td><td>15506357</td><td>Water-immersion type</td></tr><tr><td>Fluoromyelin Green</td><td>Thermo Fisher</td><td>F34651</td><td>Alternatively, Fluoromyelin Red (F34652) can be used.</td></tr><tr><td>Leica SP8 TCS microscope</td><td>Leica Microsystems</td><td>SP8</td><td>Refer to the &quot;Configuration of microscope&quot; in Introduction Section for details.</td></tr><tr><td>Imaging software</td><td>Leica Microsystems</td><td>LAS-X</td><td>-</td></tr><tr><td>Matlab</td><td>MathWorks</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Mirror</td><td>Thorlabs</td><td>PF10-03-P01</td><td>Coated with protected silver.</td></tr><tr><td>Phosphate-buffered saline (PBS)</td><td>Life technologies</td><td>14190-136</td><td>-</td></tr><tr><td>Paraformaldehyde</td><td>Biosolution</td><td>BP031a</td><td>4% v/v in PBS</td></tr><tr><td>Cover slip</td><td>Thermo Fisher</td><td>3306</td><td>Thickness: #1 (0.13 to 0.17 mm)</td></tr><tr><td>Slide glass</td><td>Muto Pure Chemicals</td><td>5116-20F</td><td>Thickness: ~1 mm</td></tr><tr><td>Super glue</td><td>Henkel</td><td>Loctite 406</td><td>Use a dispensing equipment to avoid skin or eye contact.</td></tr><tr><td>Syringe pump</td><td>Brainetree Scientific</td><td>BS-8000 DUAL</td><td>-</td></tr><tr><td>Vibratome</td><td>Leica Biosystems</td><td>VT1200S</td><td>-</td></tr><tr><td>White-light laser</td><td>NKT photonics</td><td>EXB-6</td><td>EXB-6 was discontinued and replaced by EXU-6.</td></tr></tbody></table>

spectral reflectometric microscopy on myelinated axons in situ

포유류 신 경계에서 수 초 다층된 소용돌이에 축 삭 섬유 enwrapping 여 전기 절연을 제공 합니다. 그것의 높은 조직 subcellular 아키텍처에 의해 영감을, 우리 최근 전례 없는 레이블 없는 나노 이미징 라이브 myelinated 축 삭 제자리의 가능 하 게 스펙트럼 셋 (SpeRe) 라는 새로운 이미징 적임 개발. 기본 원리는 다층된 subcellular 구조의 반사율 스펙트럼을 분석 하 여 nanostructural 정보를 얻을 것입니다. 이 문서에서는, 우리는 화이트 라이트 레이저와 가변 필터 상업 confocal 현미경 시스템을 사용 하 여 신경 조직의 기본 SpeRe 이미징 수행 하기 위한 자세한 단계별 프로토콜을 설명 합니다. 샘플 준비, 스펙트럼 데이터 및 nanostructural 정보를 얻기 위해 처리 하는 이미지의 취득의 절차 설명 합니다.

프로토콜에 따라 고정된 뇌 조각 exogenous 얼룩, myelin 타겟팅 fluorophore과 준비 ( 재료의 표참조). SpeRe 이미징 confocal 형광 이미징 (그림 4a)와 함께에서 상업 hyperspectral confocal 현미경을 사용 하 여 두뇌 조각에서 수행 되었다. SpeRe, 5 µW / µ m2 ~ 1 µs의 픽셀 드웰 타임을 입력된 광 강도 설정 되었습니다. 이 빛 복용량은 순서의 크기는 기존의 형광 confocal 현미경 검사 법12보다 낮은. 그것은 걸립니다 ~ 17 이상의 스펙트럼 스캔 s 4의 간격으로 470-670 nm nm (51 이미지).
SpeRe 신호는 광 반사의 형상에 의해 예상 대로 myelinated 축 삭의 중앙에 따라 지역화 됩니다. 축 삭 세그먼트의 반사율 스펙트럼에서 wavenumber 주기 얻은,이 이후에 축 삭 직경 (그림 4b, c) 변환 되었습니다. SpeRe에서 측정 한 지름 형광 기반 측정 (그림 4 d)와 좋은 계약에 발견 되었다. 잔여 사소한 오류 회절 제한 된 해상도 형광 기반 메서드 또는 불완전의 형상에서 유래 수 SpeRe에 대 한 모델.
SpeRe 영상 광 반사에 따라, 따라서 실리 카 기반 coverslip 중요 한 배경 잡음을 도입할 수 있습니다. 우리의 광섬유 설정에서 배경 잡음 때 상당한는 coverslip에서 이미징 깊이 미만 5 µ m 이지만 이미징 깊이 15 µ m (그림 5) 보다 크면 피 했다.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57965/57965fig1.jpg"> 그림 1 : SpeRe의 원리. Myelinated 축 삭 다층된 박막 구조를 하고있다. 사건 빛은 부분적으로 반영에서 인터페이스, 프레넬의 법률에 의해 설명 된 대로. 이 반영 빛 파도 방해 따라서, 결과 반사 된 빛은 nanostructural 정보를 인코딩합니다. 스펙트럼 셋 (SpeRe) myelinated 축 삭에서 반사 된 빛 여 nanostructural 정보를 가져옵니다. 이 그림은 권, J. 그 외 여러분 에서 재 인 쇄 되었습니다. 9 <a href="/files/ftp_upload/57965/57965fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57965/57965fig2.jpg"> 그림 2 : SpeRe 시스템의 레이아웃. SpeRe 시스템은 반사율 confocal 현미경을 기반으로 합니다. 스펙트럼 검사에 대 한 세 가지 추가 구성 요소 여기 경로 따라 필요한: (1) supercontinuum 레이저, (2) acousto-광학 가변 필터 (AOTF), 및 (3) acousto 파이버 빔 스플리터 (AOBS). 광대역 레이저 소스는 괴기 하 게 좁은 대역폭으로 선택한 파장을 전송 하는 AOTF에 의해 필터링 됩니다. AOBS 빔 스플리터 빛 여기 샘플 가이드를 선택 된 파장에 대 한 역할을 합니다. 빛이 galvanometric 스캐너와 대물 렌즈를 통해 샘플에 사건 다음. 샘플에서 반사 된 빛은 descanned, 공간 confocal pinhole에 의해 필터링 및 광 전 증폭 관 관 (PMT)에 의해 수집 된. <a href="/files/ftp_upload/57965/57965fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57965/57965fig3.jpg"> 그림 3 : 소프트웨어 설치. (한) 그래픽 사용자 인터페이스 (GUI). 주 창에서는 주로 5 하위 패널: 이미징 설치, 레이저, 광섬유 설치, 감지기 설치, 설정과 이미지 뷰어. (b) 영상 모드를 선택 하려면 드롭-다운 메뉴. SpeRe, xyλ 선택 됩니다. (c) 검출기의 스펙트럼 창 조정 패널. (d) acousto 파이버 빔 스플리터 (AOBS) 설정 패널. 검출기에 반사 된 빛을 안내 하는 '반사율' 선택 됩니다. <a href="/files/ftp_upload/57965/57965fig3large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57965/57965fig4.jpg"> 그림 4 : 뇌 조직에 SpeRe. (한) A SpeRe 이미지를 murine 뇌 조직의 수 초 (fluoromyelin)의 형광 counterstaining와 스테인드. (b) A 대표 반사율 스펙트럼 흰색 점선된 상자에서 얻은 시내 (a). (c) 스펙트럼 주기에서 축 삭 직경 추정 하는 시뮬레이션된 참조 커브. 파란색 별표 (b)에서 얻은 데이터 요소입니다. (d) 형광 강도 박스형된 지역에서의 횡단 프로 파일에 (a). 형광 신호를 사용 하 여 추정 myelin 외부 직경은 ~ 760 nm, SpeRe 측정 잘 동의. 잔여 오류는 형광 기반 측정의 회절 오류에서 알만 합니다. Scalebar, 5 µ m. <a href="/files/ftp_upload/57965/57965fig4large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57965/57965fig5.jpg"> 그림 5 : 커버 슬립의 효과. (a, b) 반사율 이미지 같은 가로 위치에서 뇌 조직의 조직 coverslip 인터페이스에서 다른 깊이에 인수: 3 µ m (a) 및 15 µ m (b). Scalebar, 10 µ m. <a href="/files/ftp_upload/57965/57965fig5large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>

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Spectral Reflectometric Microscopy on Myelinated Axons In Situ

제자리에 Myelinated 축 삭에 스펙트럼 Reflectometric 현미경

여기, 우리는 레이블 없는 나노 이미징 기술 스펙트럼 셋에 기반을 사용 하 여 고정된 뇌 조각에 myelinated 축 삭 이미징을 위한 단계별 프로토콜 제시.

In a mammalian nervous system, myelin provides an electrical insulation by enwrapping the axon fibers in a multilayered spiral. Inspired by its ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Spectral Reflectometric Microscopy on Myelinated Axons In Situ

7.3K 조회수.  Sungkyunkwan University. 여기, 우리는 레이블 없는 나노 이미징 기술 스펙트럼 셋에 기반을 사용 하 여 고정된 뇌 조각에 myelinated 축 삭 이미징을 위한 단계별 프로토콜 제시.

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Acute Dissociation of Lamprey Reticulospinal Axons to Enable Recording from the Release Face Membrane of Individual Functional Presynaptic Terminals

Synaptic transmission is an extremely rapid process. Action potential driven influx of Ca2+&#160;into the presynaptic terminal, through voltage-gated calcium channels (VGCCs) located in the release face membrane, is the trigger for vesicle fusion and neurotransmitter release. Crucial to the rapidity of synaptic transmission is the spatial and temporal synchrony between the arrival of the action potential, VGCCs and the neurotransmitter release machinery. The ability to directly record Ca2+&#160;currents from the release face membrane of individual presynaptic terminals is imperative for a precise understanding of the relationship between presynaptic Ca2+&#160;and neurotransmitter release. Access to the presynaptic release face membrane for electrophysiological recording is not available in most preparations and presynaptic Ca2+&#160;entry has been characterized using imaging techniques and macroscopic current measurements &#8211; techniques that do not have sufficient temporal resolution to visualize Ca2+ entry. The characterization of VGCCs directly at single presynaptic terminals has not been possible in central synapses and has thus far been successfully achieved only in the calyx-type synapse of the chick ciliary ganglion and in rat calyces. We have successfully addressed this problem in the giant reticulospinal synapse of the lamprey spinal cord by developing an acutely dissociated preparation of the spinal cord that yields isolated reticulospinal axons with functional presynaptic terminals devoid of postsynaptic structures. We can fluorescently label and identify individual presynaptic terminals and target them for recording. Using this preparation, we have characterized VGCCs directly at the release face of individual presynaptic terminals using immunohistochemistry and electrophysiology approaches. Ca2+ currents have been recorded directly at the release face membrane of individual presynaptic terminals, the first such recording to be carried out at central synapses.

Recording Ca2+ currents at the presynaptic release face membrane is key to a precise understanding of Ca2+ entry and neurotransmitter release. We present an acute dissociation of the lamprey spinal cord that yields functional isolated reticulospinal axons, permitting recording directly from the release face membrane of individual presynaptic terminals.

장어 Reticulospinal 축삭의 급성 해리는 개별 기능 시냅스 터미널의 릴리스 얼굴 막에서 녹음을 활성화하는

Synaptic transmission is an extremely rapid process. Action potential driven influx of Ca2+&#160;into the presynaptic terminal, through voltage-gated ...

연구

신경과학

An Ex Vivo Laser-induced Spinal Cord Injury Model to Assess Mechanisms of Axonal Degeneration in Real-time

Injured CNS axons fail to regenerate and often retract away from the injury site. Axons spared from the initial injury may later undergo secondary axonal degeneration. Lack of growth cone formation, regeneration, and loss of additional myelinated axonal projections within the spinal cord greatly limits neurological recovery following injury. To assess how central myelinated axons of the spinal cord respond to injury, we developed an ex vivo living spinal cord model utilizing transgenic mice that express yellow fluorescent protein in axons and a focal and highly reproducible laser-induced spinal cord injury to document the fate of axons and myelin (lipophilic fluorescent dye Nile Red) over time using two-photon excitation time-lapse microscopy. Dynamic processes such as acute axonal injury, axonal retraction, and myelin degeneration are best studied in real-time. However, the non-focal nature of contusion-based injuries and movement artifacts encountered during in vivo spinal cord imaging make differentiating primary and secondary axonal injury responses using high resolution microscopy challenging. The ex vivo spinal cord model described here mimics several aspects of clinically relevant contusion/compression-induced axonal pathologies including axonal swelling, spheroid formation, axonal transection, and peri-axonal swelling providing a useful model to study these dynamic processes in real-time. Major advantages of this model are excellent spatiotemporal resolution that allows differentiation between the primary insult that directly injures axons and secondary injury mechanisms; controlled infusion of reagents directly to the perfusate bathing the cord; precise alterations of the environmental milieu (e.g., calcium, sodium ions, known contributors to axonal injury, but near impossible to manipulate in vivo); and murine models also offer an advantage as they provide an opportunity to visualize and manipulate genetically identified cell populations and subcellular structures. Here, we describe how to isolate and image the living spinal cord from mice to capture dynamics of acute axonal injury.

An Ex Vivo Laser-induced Spinal Cord Injury Model to Assess Mechanisms of Axonal Degeneration in Real-time

We present a protocol utilizing two-photon excitation time-lapse microscopy to simultaneously visualize the dynamics of axon and myelin injuries in real time. This proposed protocol permits studies of both intrinsic and extrinsic factors which can influence central myelinated axon fate after injury and contribute to permanent clinical disability.

<em&gt; 전의 VIVO</em&gt; 레이저에 의한 척수 손상 모델은 실시간으로 축삭 변성의 메커니즘을 평가하기 위해

Injured CNS axons fail to regenerate and often retract away from the injury site. Axons spared from the initial injury may later undergo secondary axonal ...

Experimental Demyelination and Remyelination of Murine Spinal Cord by Focal Injection of Lysolecithin

Multiple sclerosis is an inflammatory demyelinating disease of the central nervous system characterized by plaque formation containing lost oligodendrocytes, myelin, axons, and neurons. Remyelination is an endogenous repair mechanism whereby new myelin is produced subsequent to proliferation, recruitment, and differentiation of oligodendrocyte precursor cells into myelin-forming oligodendrocytes, and is necessary to protect axons from further damage. Currently, all therapeutics for the treatment of multiple sclerosis target the aberrant immune component of the disease, which reduce inflammatory relapses but do not prevent progression to irreversible neurological decline. It is therefore imperative that remyelination-promoting strategies be developed which may delay disease progression and perhaps reverse neurological symptoms. Several animal models of demyelination exist, including experimental autoimmune encephalomyelitis and curprizone; however, there are limitations in their use for studying remyelination. A more robust approach is the focal injection of toxins into the central nervous system, including the detergent lysolecithin into the spinal cord white matter of rodents. In this protocol, we demonstrate that the surgical procedure involved in injecting lysolecithin into the ventral white matter of mice is fast, cost-effective, and requires no additional materials than those commercially available. This procedure is important not only for studying the normal events involved in the remyelination process, but also as a pre-clinical tool for screening candidate remyelination-promoting therapeutics.

Demyelinating diseases can be modeled in animals by focal application of lysolecithin into the CNS. A single injection of lysolecithin into mouse spinal cord produces a lesion that spontaneously repairs over time. The goal is to study factors involved in de- and remyelination, and to test agents for enhancing repair.

리소 레시틴의 초점 주사 실험 탈수 초화 및 설치류 척수의 재유 수화

Multiple sclerosis is an inflammatory demyelinating disease of the central nervous system characterized by plaque formation containing lost ...

Visualization of Motor Axon Navigation and Quantification of Axon Arborization In Mouse Embryos Using Light Sheet Fluorescence Microscopy

Spinal motor neurons (MNs) extend their axons to communicate with their innervating targets, thereby controlling movement and complex tasks in vertebrates. Thus, it is critical to uncover the molecular mechanisms of how motor axons navigate to, arborize, and innervate their peripheral muscle targets during development and degeneration. Although transgenic Hb9::GFP mouse lines have long served to visualize motor axon trajectories during embryonic development, detailed descriptions of the full spectrum of axon terminal arborization remain incomplete due to the pattern complexity and limitations of current optical microscopy. Here, we describe an improved protocol that combines light sheet fluorescence microscopy (LSFM) and robust image analysis to qualitatively and quantitatively visualize developing motor axons. This system can be easily adopted to cross genetic mutants or MN disease models with Hb9::GFP lines, revealing novel molecular mechanisms that lead to defects in motor axon navigation and arborization.

Here, we describe a protocol for visualizing motor neuron projection and axon arborization in transgenic Hb9::GFP mouse embryos. After immunostaining for motor neurons, we used light sheet fluorescence microscopy to image embryos for subsequent quantitative analysis. This protocol is applicable to other neuron navigation processes in the central nervous system.

모터 축 삭 탐색 및 빛 시트 형광 현미경 검사 법을 사용 하 여 마우스 배아에서 축 삭 Arborization의 정량화의 시각화

Spinal motor neurons (MNs) extend their axons to communicate with their innervating targets, thereby controlling movement and complex tasks in ...

In vivo Imaging of Biological Tissues with Combined Two-Photon Fluorescence and Stimulated Raman Scattering Microscopy

Stimulated Raman scattering (SRS) microscopy enables label-free imaging of the biological tissues in its natural microenvironment based on intrinsic molecular vibration, thus providing a perfect tool for in vivo study of biological processes at subcellular resolution. By integrating two-photon excited fluorescence (TPEF) imaging into the SRS microscope, the dual-modal in vivo imaging of tissues can acquire critical biochemical and biophysical information from multiple perspectives which helps understand the dynamic processes involved in cellular metabolism, immune response and tissue remodeling, etc. In this video protocol, the setup of a TPEF-SRS microscope system as well as the in vivo imaging method of the animal spinal cord is introduced. The spinal cord, as part of the central nervous system, plays a critical role in the communication between the brain and peripheral nervous system. Myelin sheath, abundant in phospholipids, surrounds and insulates the axon to permit saltatory conduction of action potentials. In vivo imaging of myelin sheaths in the spinal cord is important to study the progression of neurodegenerative diseases and spinal cord injury. The protocol also describes animal preparation and in vivo TPEF-SRS imaging methods to acquire high-resolution biological images.

In vivo Imaging of Biological Tissues with Combined Two-Photon Fluorescence and Stimulated Raman Scattering Microscopy

Stimulated Raman scattering (SRS) microscopy allows label-free imaging of biomolecules based on their intrinsic vibration of specific chemical bonds. In this protocol, the instrumental setup of an integrated SRS and two-photon fluorescence microscope is described to visualize cellular structures in the spinal cord of live mice.

생체 내 결합 된 이광자 형광 및 자극 된 라만 산란 현미경을 사용한 생물학적 조직 이미징

Stimulated Raman scattering (SRS) microscopy enables label-free imaging of the biological tissues in its natural microenvironment based on intrinsic ...

생체공학

Preparation and Immunostaining of Myelinating Organotypic Cerebellar Slice Cultures

In the nervous system, myelin is a complex membrane structure generated by myelinating glial cells, which ensheathes axons and facilitates fast electrical conduction. Myelin alteration has been shown to occur in various neurological diseases, where it is associated with functional deficits. Here, we provide a detailed description of an ex vivo model consisting of mouse organotypic cerebellar slices, which can be maintained in culture for several weeks and further be labeled to visualize myelin.

Here we present a method to prepare organotypic slice cultures from mouse cerebellum and myelin sheath staining by immunohistochemistry suitable for investigating mechanisms of myelination and remyelination in the central nervous system.

준비 및 Immunostaining Myelinating Organotypic 소 뇌 조각 문화

In the nervous system, myelin is a complex membrane structure generated by myelinating glial cells, which ensheathes axons and facilitates fast electrical ...

Imaging and Analysis of Neurofilament Transport in Excised Mouse Tibial Nerve

Neurofilament protein polymers move along axons in the slow component of axonal transport at average speeds of ~0.35-3.5 mm/day. Until recently the study of this movement in situ was only possible using radioisotopic pulse-labeling, which permits analysis of axonal transport in whole nerves with a temporal resolution of days and a spatial resolution of millimeters. To study neurofilament transport in situ with higher temporal and spatial resolution, we developed a hThy1-paGFP-NFM transgenic mouse that expresses neurofilament protein M tagged with photoactivatable GFP in neurons. Here we describe fluorescence photoactivation pulse-escape and pulse-spread methods to analyze neurofilament transport in single myelinated axons of tibial nerves from these mice ex vivo. Isolated nerve segments are maintained on the microscope stage by perfusion with oxygenated saline and imaged by spinning disk confocal fluorescence microscopy. Violet light is used to activate the fluorescence in a short axonal window. The fluorescence in the activated and flanking regions is analyzed over time, permitting the study of neurofilament transport with temporal and spatial resolution on the order of minutes&#160;and microns, respectively. Mathematical modeling can be used to extract kinetic parameters of neurofilament transport including the velocity, directional bias and pausing behavior from the resulting data. The pulse-escape and pulse-spread methods can also be adapted to visualize neurofilament transport in other nerves. With the development of additional transgenic mice, these methods could also be used to image and analyze the axonal transport of other cytoskeletal and cytosolic proteins in axons.

We describe fluorescence photoactivation methods to analyze the axonal transport of neurofilaments in single myelinated axons of peripheral nerves from transgenic mice that express a photoactivatable neurofilament protein.

절제된 마우스 티비알 신경에 있는 신경필라멘트 수송의 화상 진찰 그리고 분석

Neurofilament protein polymers move along axons in the slow component of axonal transport at average speeds of ~0.35-3.5 mm/day. Until recently the study ...

Measuring Properties of the Membrane Periodic Skeleton of the Axon Initial Segment using 3D-Structured Illumination Microscopy (3D-SIM)

The axon initial segment (AIS) is the site at which action potentials initiate and constitutes a transport filter and diffusion barrier that contribute to the maintenance of neuronal polarity by sorting somato-dendritic cargo. A membrane periodic skeleton (MPS) comprising periodic actin rings provides a scaffold for anchoring various AIS proteins, including structural proteins and different ion channels. Although recent proteomic approaches have identified a considerable number of novel AIS components, details of the structure of the MPS and the roles of its individual components are lacking. The distance between individual actin rings in the MPS (~190 nm) necessitates the employment of super-resolution microscopy techniques to resolve the structural details of the MPS. This protocol describes a method for using cultured rat hippocampal neurons to examine the precise localization of an AIS protein in the MPS relative to sub-membranous actin rings using 3D-structured illumination microscopy (3D-SIM). In addition, an analytical approach to quantitively assess the periodicity of individual components and their position relative to actin rings is also described.

Measuring Properties of the Membrane Periodic Skeleton of the Axon Initial Segment using 3D-Structured Illumination Microscopy 3D-SIM

The present protocol describes a method to visualize and measure actin rings and other components of the membrane periodic skeleton of the axon initial segment using cultured rat hippocampal neurons and 3D-structured illumination microscopy (3D-SIM).

3D 구조화 조명 현미경(3D-SIM)을 사용하여 축삭 초기 세그먼트의 멤브레인 주기적 골격의 특성 측정

The axon initial segment (AIS) is the site at which action potentials initiate and constitutes a transport filter and diffusion barrier that contribute to ...

Coherent Anti-Stokes Raman Spectroscopy (CARS) Application for Imaging Myelination in Brain Slices

Coherent anti-Stokes Raman spectroscopy (CARS) is a technique classically employed by chemists and physicists to produce a coherent signal of signature vibrations of molecules. However, these vibrational signatures are also characteristic of molecules within anatomical tissue such as the brain, making it increasingly useful and applicable for Neuroscience applications. For example, CARS can measure lipids by specifically exciting chemical bonds within these molecules, allowing for quantification of different aspects of tissue, such as myelin involved in neurotransmission. In addition, compared to other techniques typically used to quantify myelin, CARS can also be set up to be compatible with immunofluorescent techniques, allowing for co-labeling with other markers such as sodium channels or other components of synaptic transmission. Myelination changes are an inherently important mechanism in demyelinating diseases such as multiple sclerosis or other neurological conditions such as Fragile X Syndrome or autism spectrum disorders is an emerging area of research. In conclusion, CARS can be utilized in innovative ways to answer pressing questions in Neuroscience and provide evidence for underlying mechanisms related to many different neurological conditions.

Coherent Anti-Stokes Raman Spectroscopy CARS Application for Imaging Myelination in Brain Slices

Visualizing myelination is an important goal for many researchers studying the nervous system. CARS is a technique that is compatible with immunofluorescence that can natively image lipids within tissue such as the brain illuminating specialized structures such as myelin.

뇌 조각의 수초화 이미징을 위한 일관된 안티-스톡스 라만 분광법(CARS) 애플리케이션

Coherent anti-Stokes Raman spectroscopy (CARS) is a technique classically employed by chemists and physicists to produce a coherent signal of signature ...