Sqh-GFP 초파리 라인을 제공하고 이 기술의 초기 개발을 지원해 주신 Jennifer A. Zallen 박사와 Notch-GFP Drosophila 라인을 제공해 주신 Francois Schweisguth 박사님께 감사드립니다. 이 연구는 중국 국립 자연 과학 재단(National Natural Science Foundation of China, 32270809)이 H.H.Yu에게 자금을 지원하고, 생명과학부(School of Life Sciences, SUSTech)의 관대한 재정 및 직원 지원, 선전 과학 기술 혁신 위원회(Shenzhen Science and Technology Innovation Commission/JCYJ20200109140201722)의 Y. Yan에게 자금을 지원했습니다.

실험은 SUSTech University의 생명 과학 대학의 지침 및 승인에 따라 수행되었습니다. 사용된 유기체는 Drosophila melanogaster이며, 유전자형은 Notch-Knockin-GFP(염색체 X) 및 Sqh-sqh-GFP(염색체 II)이며, 각각 Francois Schweisguth 박사(파스퇴르 연구소)와 Jennifer Zallen 박사(슬론 케터링 연구소)의 실험실에서 아낌없이 제공합니다. 이 프로토콜은 주로 항체 표지 및 실시간 이미징의 측면에 초점을 맞추고 있지만, 초파리 배아 수집 및 주입에 대한 보다 자세한 설명은 출판된 보고서를 참조하기 바란다15,16.
1. 항체의 형광 표지
<ol><li>바람직하게는, 관심 단백질에 대해 단클론 항체 또는 나노바디를 사용합니다. 항체의 스톡 농도를 1mg/mL 이상으로 준비합니다. 주: 이 학문에서는, GFP nanobody는 ( 물자의 테이블 보십시오) 보기로 이용됩니다. 상업적으로 이용 가능한 GFP nanobody는 1.0 mg/mL의 농도 및 250 μL의 부피로 포장됩니다. 추가적으로, 상업적으로 이용 가능한 항체 레테르를 붙이는 장비 ( 물자의 표 참조)는 숙시니미딜 에스테르 반응11을 통해 단백질의 1 차적인 아민에 Alexa Fluor 594를 접합한다. 중요한 것은 이 표지 과정이 항체 농도를 크게 변화시키지 않는다는 것입니다.</li>
	<li>1mL의 탈이온수에 성분 B(항체 라벨링 키트에 제공됨)를 재현탁하여 1M 중탄산나트륨 용액을 준비합니다.</li>
	<li>항체 농도를 1.0mg/mL로 조정한 다음 1M 중탄산나트륨 용액의 1/10부피( 100μL GFP 나노바디의 경우 10μL)를 추가합니다.</li>
	<li>110μL의 항체 혼합물(1.3단계)을 Alexa Fluor 594 염료가 포함된 튜브에 직접 추가합니다. 뒤집어서 혼합하고(와류 금지) 실온에서 1시간 동안 회전근에서 배양합니다.</li>
	<li>접합 키트에서 정제 컬럼을 조립합니다( 재료 표 참조). 1.5mL 레진 베드(항체 라벨링 키트에 제공)를 준비하고 컬럼을 실온(RT)에서 3분 동안 1100 x g 으로 원심분리하여 레진에서 과도한 액체를 제거합니다.</li>
	<li>반응 혼합물(단계 1.4)을 수지 컬럼 상단에 적가하고 4°C에서 5분 동안 1100 x g 으로 원심분리하여 라벨링된 항체를 수집합니다. 수집된 항체는 분홍색으로 나타나야 하며 부피는 100μL보다 약간 작아야 합니다. 호일로 포장된 튜브 또는 어두운 색상의 튜브에 넣어 4°C에서 보관합니다.</li>
</ol>2. 초파리 배아의 준비
<ol><li>갓 부화한 성체 초파리 200마리를 수컷 대 암컷 비율이 1:10인 플라스틱 원기둥 모양의 케이지(지름 = 5cm, 높이 = 8cm)에 넣습니다. 환기를 위해 한쪽을 다공성 금속 메쉬로 밀봉하고 다른 쪽을 과일 주스/효모 페이스트 한천 플레이트로 밀봉합니다.</li>
	<li>배아 채취 전 3일 동안 12시간마다 플레이트를 교체합니다. 이를 통해 초파리 알을 낳을 수 있고 수집 효율성이 향상됩니다.</li>
	<li>주사 당일에는 케이지를 최소한의 효모 페이스트가 있는 과일 주스 접시로 바꾸고 25°C에서 1시간 동안 배아를 채취합니다. 첫 번째 채취에서 충분한 배아(<50개 배아)가 나오지 않으면 첫 번째 플레이트를 폐기하고 1시간 이내에 100개 이상의 배아가 낳을 때까지 두 번째 채취를 위해 이 단계를 반복합니다.</li>
	<li>케이지에서 플레이트를 꺼내 알을 낳는 것을 멈추고 25°C에서 2시간 더 배양하여 2-3시간 된 배아를 얻습니다. 배아의 정확한 단계는 항체 주입의 성공에 매우 중요합니다.</li>
	<li>배아의 달걀 껍질을 제거하려면 과일 주스 접시에 50% 표백제 2mL를 넣고 붓을 사용하여 접시에서 배아를 부드럽게 제거합니다(그림 2A-4). 종종 배아는 효모 페이스트 바로 위에 놓입니다. 이 경우 효모 페이스트를 표백제 용액에 솔질하여 모든 배아를 수집하는 것이 허용됩니다.</li>
	<li>떠다니는 배아를 50% 표백제에 2분 동안 배양하고 30초마다 과일 주스 접시를 휘저어 달걀 껍질 제거 효율성을 높입니다.</li>
	<li>배아/표백제 혼합물을 70μm 나일론 세포 여과기에 부어 옮깁니다(그림 2A-7). 물병을 사용하여 배아를 철저히 씻어 잔여 표백제와 효모 페이스트를 제거합니다. 종이 타월로 세포 여과기를 완전히 건조시키고 배아 주변의 과도한 물이 제거되도록 합니다.</li>
</ol>3. 배아 정렬 및 건조
<ol><li>5cm x 5cm x 0.5cm(너비, 길이, 높이) 4% 아가로스 겔(그림 2A-9)을 준비하고 겔을 실온으로 식힙니다. 깨끗한 면도날을 사용하여 1cm x 3cm x 0.5cm(너비, 길이, 높이)의 아가로스 블록을 자르고 블록을 유리 슬라이드에 놓습니다(그림 2A-2). 해부 스코프 아래의 겔 블록을 검사하여 가장자리가 똑바로 절단되고 표면이 평평하고 건조한지 확인합니다.</li>
	<li>페인트 브러시를 사용하여 여과기에서 젤 블록으로 배아를 옮깁니다. 부드럽게 칫솔질하여 블록의 정중선을 따라 배아를 고르게 펴십시오. 이상적으로는, 배아의 군집은 서로 접촉하지 않고 단일 배아 또는 이중선으로 분리됩니다.</li>
	<li>하나의 가는 팁을 만들기 위해 두 다리를 단단히 테이프로 붙인 핀셋을 준비합니다(그림 2A-5). 해부 스코프에서 핀셋을 사용하여 개별 배아를 집어 겔 블록의 긴 가장자리를 따라 놓습니다. 20-30개의 배아를 정렬하여 전방 후방 축이 가장자리와 평행하도록 합니다(그림 2C).</li>
	<li>24mm x 50mm 커버슬립(그림 2A-1)의 중앙에 10μL 헵탄 접착제(재료 표 참조)를 피펫팅하고 피펫 팁을 사용하여 접착제를 0.5cm x 3cm 직사각형 영역으로 펼칩니다. 사용하기 전에 접착제가 완전히 마를 때까지 기다리십시오.</li>
	<li>젤 블록이 있는 유리 슬라이드를 책상 가장자리에 놓고 배아가 바깥쪽을 향하도록 합니다. 납작한 핀셋(그림 2A-6)을 사용하여 접착제로 커버슬립을 들어 올리고 접착제 면이 약 45도 기울어진 각도로 배아를 향하도록 하여 배아 위에 가만히 유지합니다. 알림: 배아가 접착제에 닿도록 커버슬립을 젤 블록에 부드럽게 누른 다음 빠르게 압력을 해제하고 커버슬립을 들어 올립니다. 배아가 너무 세게 눌려서 터지지 않고 접착제에 안정적으로 부착될 수 있도록 가해지는 장력의 양이 중요합니다.</li>
	<li>새 유리 슬라이드의 중앙에 10μL의 물을 피펫팅하고 배아의 측면이 위쪽을 향하도록 하여 배아가 있는 커버슬립을 그 위에 놓습니다(그림 2B). 커버슬립의 이 면은 실시간 이미징을 위해 컨포칼 렌즈 바로 위에 배치되므로 커버슬립을 유리 슬라이드에 부착할 때 매니큐어나 기타 접착 접착제 대신 물을 사용해야 합니다.</li>
	<li>배아를 건조 챔버(그림 2A-3)(재료 표 참조)에서 vitelline 막 주름이 생길 때까지 10-15분 동안 건조시킵니다(그림 2E). 필요한 시간은 실내의 습도에 따라 다를 수 있으며 각 실험실 조건에 대해 실험적으로 테스트해야 합니다.</li>
	<li>피펫 40 μL의 할로카본 오일(부피가 1:1 비율로 유형 27과 유형 700의 혼합, 재료 표 참조). 할로카본 오일이 배아의 전체 표면을 덮을 때까지 슬라이드를 기울입니다.</li>
</ol>4. 항체 주입 및 이미징
<ol><li>마이크로피펫 풀러를 사용하여 몇 개의 주입 유리 바늘을 준비하고(매개변수 설정은 재료 표 참조) 각 바늘에 5μL의 AlexaFluor 표지 항체 용액을 로드합니다(1.6단계).</li>
	<li>유리 슬라이드 위에 25mm x 25mm 커버슬립을 놓습니다. 할로카본 오일 40μL를 피펫팅하고 커버슬립의 가장자리를 따라 펴 바릅니다.</li>
	<li>주입 스코프 아래에서 바늘 끝을 오일 아래의 커버슬립 가장자리에 맞춥니다. 피코 펌프의 분사 공기 압력( 재료 표 참조)을 조정하여 하나의 펌프가 항체로 채워진 하나의 기포를 생성하도록 합니다. 기포 직경은 20-50μm로 제한되어야 합니다(그림 2F).</li>
	<li>빈 유리 슬라이드를 기름 아래에 있는 배아가 들어 있는 슬라이드로 교체합니다. 주사 바늘 끝을 배아의 전방-후방 축에 수직으로 맞춥니다(그림 2D,G).</li>
	<li>배아의 단계를 확인하여 대부분이 세포화를 시작했지만 아직 위형성을 시작하지 않았는지(4단계 및 5단계) syncytium으로 남아 있는지 확인합니다(그림 2F,G). 참고: 이 단계의 특징은 홈이나 주름이 없고 배아 중앙에 타원형의 어두운 색의 난황낭이 있다는 것입니다. 기름 아래 배아 단계의 형태학적 특성은 Volker Hartenstein17의 책 "Stages of Drosophila Embryogenesis"를 기반으로 합니다.</li>
	<li>X-Y 스테이지 매니퓰레이터를 사용하여 팁이 노른자 중앙에 도달할 때까지 배아를 바늘 쪽으로 이동합니다. 두세 번 펌핑하여 노른자에 항체를 주입합니다. 성공적인 주입은 항체 용액에서 배아가 부피를 얻음에 따라 vitelline 막 주름이 빠르게 사라지는 것으로 나타납니다(그림 2G).</li>
	<li>X-Y 스테이지 매니퓰레이터를 사용하여 주입 후 배아를 바늘에서 멀리 이동시키고 다음 배아로 아래쪽으로 이동합니다. 슬라이드의 모든 배아가 주입될 때까지 6단계를 반복합니다.</li>
	<li>주입된 배아가 있는 유리 슬라이드를 습도 챔버로 옮깁니다(그림 2A-8). 원하는 배아 발달 단계에 도달할 때까지 25°C에서 배양합니다.</li>
	<li>유리 슬라이드에서 24mm x 50mm 커버슬립을 들어 올려 현미경의 슬라이드 홀더에 직접 넣습니다. 배아가 없는 쪽은 목표를 향하게 될 것입니다. 명시야 조명 아래에서 저배율 렌즈를 사용하여 배아를 찾고 고해상도 형광 라이브 이미징을 위해 40x 또는 63x 렌즈로 전환합니다.</li>
</ol>

Antibody-Mediated Live Imaging을 통한 단백질 시각화 향상

<ol>
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저자는 선언할 이해 상충이 없습니다.

이 제시된 절차는 맞춤형 항체를 사용한 형광 표지 및 초기 단계 의 초파리 배아에 대한 후속 주입의 특수 방법을 간략하게 설명합니다. 이 기술은 소량으로 존재하고 일반적으로 기존의 GFP/mCherry 태깅 방법을 통해 관찰하기 어려운 단백질 또는 번역 후 변형의 실시간 시각화를 용이하게 합니다.
야생형 배아와 돌연변이 배아를 정량적으로 비교하기 위해 이 방법을 확?...

면역형광은 앨버트 쿤스(Albert Coons)가 처음 개발한 현대 세포 생물학의 초석 기술로, 본래 세포 구획에서 분자를 검출하고 세포 내 세포 소기관 또는 기계의 분자 조성을 특성화할 수 있습니다1. 유전자 조작과 결합된 면역형광은 단백질 국소화가 그 기능에 필수적이라는 현재 잘 받아들여지고 있는 개념을 확립하는 데 도움이 됩니다2. 특정 1차 항체 및 밝은 형광 염료 외에도 이 기술의 성공은 세포 형태를 보존하고 항원을 고정하며 세포 내 구획에 대한 항체의 접근성을 높이는 고정 및 투과화라는 예비 공정에 달려 있습니다. 필연적으로 고정 및 투과화 과정은 세포를 죽이고 모든 생물학적 과정을 종료합니다3. 따라서 면역형광은 단백질의 생애 여정에 대한 스냅샷만 제공합니다. 그러나 세포 이동 및 분열과 같은 많은 생물학적 과정은 본질적으로 동적이므로 공간-시간적으로 분해되는 방식으로 단백질 거동을 조사해야 합니다 4,5.
살아있는 유기체의 단백질 역학을 조사하기 위해 녹색 형광 단백질(GFP)6 및 고속 컨포칼 현미경과 같은 유전적으로 인코딩된 형광 단백질을 기반으로 하는 라이브 이미징 방법이 개발되었습니다. 간단히 말해서, 관심있는 단백질은 GFP7과 융합되도록 유전적으로 조작 될 수 있으며, cytomegalovirus (CMV) 8 또는 upstream activation sequence (UAS) 9와 같은 바이러스 또는 효모 프로모터로부터 ectopically 발현 될 수 있습니다. GFP는 성격에서 autofluorescent 이기 때문에, 아무 형광단도 결합한 항체는 기정 침투성의 예비적인 과정의 필요를 우회하는 표적 단백질의 지방화를 계시하기 위하여 요구되지 않습니다. 지난 20년 동안 전체 파장 스펙트럼에 걸쳐 형광 태그가 개발되어10 여러 표적 단백질의 다색 라이브 이미징을 동시에 수행할 수 있습니다. 그러나, AlexaFluor 또는 ATTO와 같은 화학적으로 조작된 형광 염료와 비교하여, 이러한 유전적으로 암호화된 형광 단백질의 자가형광은 내인성 프로모터로부터 발현될 때, 특히 장시간 스케일에 걸친 라이브 이미징 중에 상대적으로 약하고 불안정하다10. 이러한 결핍은 형광 표지된 표적 단백질을 과발현시킴으로써 완화될 수 있지만, 키나아제 및 인산가수분해효소와 같은 효소 활성을 가진 많은 단백질은 생리학적 수준에서 발현되지 않을 경우 정상적인 생물학적 과정을 심각하게 방해합니다.
이 프로토콜은 실시간 이미지 설정에서 광안정성 항체 기반 표적 조명을 가능하게 하는 방법을 제시하며, 기본적으로 고정 또는 투과화 과정 없이 면역형광을 허용합니다(그림 1). 간단한 NHS 기반 1차 아민 반응(11)을 통해 AlexaFluor 488 또는 594와 같은 형광 염료를 본질적으로 모든 1차 항체 또는 GFP/HA/Myc nanobody(12)와 접합할 수 있습니다. 모든 초파리 배아 세포가 싱크리튬(syncytium) 단계13 동안 공통 세포질을 공유한다는 발달적 특징을 이용하여, 염료 접합 항체를 주입한 후 전체 배아에 걸쳐 항원 결합 및 조명을 달성할 수 있습니다. 초파리(Drosophila ) 및 다른 모델 시스템(14)에서 이용 가능한 내인성 표지 단백질의 라이브러리가 확장됨에 따라, 이 방법은 살아있는 조직에서 저농도 형광 표지 단백질 및 기타 비형광 표지(HA/Myc-표지) 단백질의 역학을 밝혀냄으로써 잠재적으로 이들 라이브러리의 응용을 확대할 수 있다.

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	<tbody>
		<tr>
			<td>Agarose</td>
			<td>Sangon Biotech</td>
			<td>&#160;A620014&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alexa Fluor 594 Antibody Labeling Kit</td>
			<td>Invitrogen&#160;</td>
			<td>A20185</td>
			<td>Purification column from step 1.6 is included in this kit</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biological Microscope</td>
			<td>SOPTOP</td>
			<td>EX20</td>
			<td>Eyepiece lens: PL 10X/20. Objective lens: 10x/0.25</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bleach</td>
			<td>Clorox&#174;</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Borosilicate Glass Capillaries</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>TW100F-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>5245</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell Strainer</td>
			<td>FALCON</td>
			<td>352350</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Desiccation chamber&#160;</td>
			<td>LOCK&#38;LOCK</td>
			<td>HSM8200</td>
			<td>320ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting Microscope</td>
			<td>Mshot</td>
			<td>MZ62</td>
			<td>Eyepiece lens: WF10X/22mm.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Double-sided Tape</td>
			<td>Scotch</td>
			<td>665</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine Super Tweezer</td>
			<td>VETUS</td>
			<td>ST-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand&#8482; Cover Glasses: Rectangles</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>12-545F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand&#8482; Superfrost&#8482; Plus Microscope Slides</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>12-550-15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forcep</td>
			<td>VETUS</td>
			<td>33A-SA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Halocarbon oil 27</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>H8773-100ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Halocarbon oil 700</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>H8898-100ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heptane</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>H2198-1L</td>
			<td>Heptane glue is made of double-sided tape immersed in heptane</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dehydration reagent&#160;</td>
			<td>TOKAI</td>
			<td>1-7315-01</td>
			<td>Fill to 90% volume of the dessication chamber</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Manual Micromanipulator</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>M3301R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micropipette puller</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>PUL-1000</td>
			<td>Procedure: step 1, Heat: 290, Force:300, Distance:1.00, Delay:50. 
			Step 2, Heat: 290, Force:300, Distance:2.21, Delay:50&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pneumatic picopump</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>PV 830</td>
			<td>Eject: 20 psi;&#160; Range: 100ms; Duration: timed</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PY20</td>
			<td>Santa Cruz</td>
			<td>SC-508</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Square petri dishes</td>
			<td>Biosharp</td>
			<td>BS-100-SD</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GFP nanobody</td>
			<td>Chromotek</td>
			<td>gt</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

visualizing low-abundance proteins and post-translational modifications in living drosophila embryos via fluorescent antibody injection

GFP(Green Fluorescent Protein) 및 기타 형광 태그를 사용하여 살아있는 세포의 단백질을 시각화하면 단백질 국소화, 역학 및 기능에 대한 이해가 크게 향상됩니다. 면역형광과 비교했을 때, 실시간 이미징은 조직 고정으로 인해 발생할 수 있는 잠재적인 아티팩트 없이 단백질 국소화를 더 정확하게 반영합니다. 중요한 것은 라이브 이미징을 통해 단백질 수준과 국소화의 정량적 및 시간적 특성 분석이 가능하며, 이는 세포 이동 또는 분열과 같은 역동적인 생물학적 과정을 이해하는 데 매우 중요하다는 것입니다. 그러나 형광 태깅 접근법의 주요 한계는 성공적인 시각화를 달성하기 위해 충분히 높은 단백질 발현 수준이 필요하다는 것입니다. 결과적으로, 상대적으로 낮은 발현 수준을 가진 많은 내인성 표지 형광 단백질은 검출될 수 없습니다. 반면에, 바이러스 프로모터를 사용한 이소성 발현은 때때로 생리학적 맥락에서 단백질의 국소화 불량 또는 기능적 변화를 초래할 수 있습니다. 이러한 한계를 해결하기 위해 살아있는 배아에서 고감도 항체 매개 단백질 검출을 활용하여 조직 고정 없이 면역형광을 수행하는 접근 방식이 제시됩니다. 원리의 증거로, 살아있는 배아에서 거의 검출할 수 없는 내인성 GFP 태그 노치 수용체는 항체 주입 후 성공적으로 시각화할 수 있습니다. 또한, 이 접근법은 살아있는 배아의 번역 후 변형(PTM)을 시각화하도록 조정되어 초기 배아 발생 중 티로신 인산화 패턴의 시간적 변화를 감지하고 정점 막 아래에 있는 포스포티로신(p-Tyr)의 새로운 하위 집단을 밝힐 수 있습니다. 이 접근법은 다른 단백질 특이적, 태그 특이적 또는 PTM 특이적 항체를 수용하도록 수정할 수 있으며 다른 주입 가능 모델 유기체 또는 세포주와 호환되어야 합니다. 이 프로토콜은 기존의 형광 태깅 방법을 사용하여 검출하기 어려웠던 저농도 단백질 또는 PTM의 실시간 이미징을 위한 새로운 가능성을 열어줍니다.

Immunofluorescence is a cornerstone technique of modern cell biology originally developed by Albert Coons, which enables the detection of molecules at their native cellular compartments and characterization of the molecular compositions of subcellular organelles or machineries1. Coupled with genetic manipulations, immunofluorescence helps establish the now well-accepted concept that protein localization is essential for its function2. Aside from specific primary antibodies and bright fluorescent dyes, the success of this technique relies on a preliminary process named fixation and permeabilization, which preserves cellular morphologies, immobilizes antigens, and increases the accessibility of antibodies into intracellular compartments. Inevitably, the fixation and permeabilization process would kill cells and terminate all biological processes3. Therefore, immunofluorescence only provides snapshots of the life journey of proteins. However, many biological processes such as cell migration and divisions are dynamic in nature, requiring investigation of protein behaviors in a spatial-temporally resolved manner4,5.
To examine protein dynamics in living organisms, live imaging methods based on genetically encoded fluorescent proteins such as green fluorescent protein (GFP)6 and high-speed confocal microscopes have been developed. Briefly, the protein of interest can be genetically manipulated to be fused with GFP7, and then ectopically expressed from viral or yeast promoters such as cytomegalovirus (CMV)8 or upstream activation sequence (UAS)9. Because GFP is autofluorescent in nature, no fluorophore-coupled antibodies are required to reveal the localization of target proteins, which bypasses the necessity of preliminary processes of fixation or permeabilization. Over the last two decades, fluorescent tags spanning the whole spectrum of wavelength have been developed10, enabling multi-color live imaging of several target proteins at the same time. However, compared to chemically engineered fluorescent dyes such as AlexaFluor or ATTO, the autofluorescence of these genetically encoded fluorescent proteins is relatively weak and unstable when expressed from endogenous promoters, especially during live imaging over longer time scales10. While this shortfall can be mitigated by over-expressing fluorescently tagged target proteins, many with enzymatic activities such as kinases and phosphatases severely disrupt normal biological processes if not expressed at physiological levels.
This protocol presents a method that enables photostable antibody-based target illumination in a live image setup, essentially allowing immunofluorescence without the process of fixation or permeabilization (Figure 1). Through a simple NHS-based primary amine reaction11, one can conjugate fluorescent dyes such as AlexaFluor 488 or 594 with essentially any primary antibody or GFP/HA/Myc nanobody12. Taking advantage of a developmental feature that all Drosophila embryonic cells share a common cytoplasm during the syncytium stage13, one can achieve antigen binding and illumination across entire embryos after the injection of dye-conjugated antibodies. With expanding libraries of endogenously tagged proteins available in Drosophila and other model systems14, this method can potentially broaden applications of these libraries by revealing dynamics of low-abundance fluorescently tagged proteins and other non-fluorescently tagged (HA/Myc-tagged) proteins in living tissues.

저자 스포트라이트: Unveiling the Dynamics of Mechanical and Biochemical Signals in Animal Morphogenesis Research (동물 형태 형성 연구에서 기계적 및 생화학적 신호의 역학 공개) 

형광 항체 주입을 통한 살아있는 초파리 배아의 저농도 단백질 및 번역 후 변형 시각화

형광 태그 기반 라이브 이미징 또는 면역 형광에 비해 항체 주입 방법의 이점을 입증하기 위해 저농도 막관통 수용체인 Notch의 동적 국소화와 살아있는 배아에서 티로신 인산화라고 하는 일종의 번역 후 변형을 특성화하는 두 가지 사례 연구가 제공됩니다.
노치 신호전달 활성은 배아 발생 및 성인 장기 항상성 동안 세포 운명 결정에 중요한 역할을 합니다18,19</su...

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이 프로토콜은 기존의 GFP/mCherry-tag 접근법을 사용하여 검출하기 어려운 저농도 단백질 또는 번역 후 변형의 실시간 이미징을 가능하게 하는 맞춤형 항체 기반 형광 라벨링 및 초기 초파리 배아에 주입하는 방법을 설명합니다.

Visualization of proteins in living cells using GFP (Green Fluorescent Protein) and other fluorescent tags has greatly improved understanding of protein ...

우리는 기계적 및 생화학적 신호가 세포와 분자에 의한 힘에 대한 감지 및 반응을 포함하여 동물의 형태 형성과 어떻게 상관 관계가 있는지 이해하는 것을 목표로 합니다. 더 많은 분자가 기계에 민감하여 다양한 수준의 장력에서 다르게 기능하는 것으로 밝혀졌습니다. 그러나 이러한 힘에 민감한 사건의 생리학적 맥락과 기능은 거의 알려지지 않았습니다.힘에 민감한 이벤트의 동적 특성으로 인해 우리 분야는 분자 및 세포 거동을 캡처하기 위해 고속 형광 이미징 및 타임 랩스 기록에 크게 의존합니다. 형광 태그가 부착된 많은 단백질은 이미징할 수 있을 만큼 밝지 않으며, 상당한 표백제 없이 공간-시간 해상도가 필요합니다. 반면, 기존의 면역형광 분석법은 고정 후 분자 및 세포 고정물의 스냅샷만 캡처할 수 있습니다.이 방법은 Notch, Wnt 및 BMP 경로와 같은 주요 신호 전달 경로의 많은 저농도 단백질 수용체의 국소화를 동적으로 추적할 수 있는 길을 열어줍니다. 결국, 전통적인 선형 신호 캐스케이드 외에도 세포 내 규모에서 신호 이벤트가 발생하는 위치를 정확히 찾아낼 수 있습니다.

visualizing-low-abundance-proteins-post-translational-modifications

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Visualizing Low-Abundance Proteins and Post-Translational Modifications in Living Drosophila Embryos via Fluorescent Antibody Injection

708 조회수.  SUSTech University. 우리는 기계적 및 생화학적 신호가 세포와 분자에 의한 힘에 대한 감지 및 반응을 포함하여 동물의 형태 형성과 어떻게 상관 관계가 있는지 이해하는 것을 목표로 합니다. 더 많은 분자가 기계에 민감하여 다양한 수준의 장력에서 다르게 기능하는 것으로 밝혀졌습니다. 그러나 이러한 힘에 민감한 사건의 생리학적 맥락과 기능은 거의 알려지지 않았습니다.힘에 민감한 ...

비디오: 저자 스포트라이트: Unveiling the Dynamics of Mechanical and Biochemical Signals in Animal Morphogenesis Research (동물 형태 형성 연구에서 기계적 및 생화학적 신호의 역학 공개) 

Visualization of proteins in living cells using GFP (Green Fluorescent Protein) and other fluorescent tags has greatly improved understanding of protein localization, dynamics, and function. Compared to immunofluorescence, live imaging more accurately reflects protein localization without potential artifacts arising from tissue fixation. Importantly, live imaging enables quantitative and temporal characterization of protein levels and localization, crucial for understanding dynamic biological processes such as cell movement or division. However, a major limitation of fluorescent tagging approaches is the need for sufficiently high protein expression levels to achieve successful visualization. Consequently, many endogenously tagged fluorescent proteins with relatively low expression levels cannot be detected. On the other hand, ectopic expression using viral promoters can sometimes lead to protein mislocalization or functional alterations in physiological contexts. To address these limitations, an approach is presented that utilizes highly sensitive antibody-mediated protein detection in living embryos, essentially performing immunofluorescence without the need for tissue fixation. As proof of principle, endogenously GFP-tagged Notch receptor that is barely detectable&#160;in living embryos can be successfully visualized after antibody injection. Furthermore, this approach was adapted to visualize post-translational modifications (PTMs) in living embryos, allowing the detection of temporal changes in tyrosine phosphorylation patterns during early embryogenesis and revealing a novel subpopulation of phosphotyrosine (p-Tyr) underneath apical membranes. This approach can be modified to accommodate other protein-specific, tag-specific, or PTM-specific antibodies and should be compatible with other injection-amenable model organisms or cell lines. This protocol opens new possibilities for live imaging of low-abundance proteins or PTMs that were previously challenging to detect using traditional fluorescent tagging methods.

This protocol describes the customized antibody-based fluorescence labeling and injection into early Drosophila embryos to enable live imaging of low-abundance proteins or post-translational modifications that are challenging to detect using traditional GFP/mCherry-tag approaches.