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Neste Artigo

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Resumo

O protocolo atual detalha o isolamento de ficobilísomees de cianobactérias por centrifugação através de um gradiente de densidade de sacarose descontínua. As frações de ficobilismos intactos são confirmadas pelo espectro de emissão fluorescente de 77K e pela análise de SDS-PAGE. As frações ficobilínicas resultantes são adequadas para coloração negativa da TEM e análise de espectrometria de massa.

Resumo

Em cianobactérias, o ficobiliso é um complexo proteico de antena vital que colhe luz e transfere energia para fotossistema I e II para fotoquímica. Estudar a estrutura e a composição do ficobilisome é de grande interesse para os cientistas porque revela a evolução e divergência da fotossíntese nas cianobactérias. Este protocolo fornece um método detalhado e otimizado para quebrar células cianobacterianas a baixo custo por um batedor de contas de forma eficiente. O ficobiliso intacto pode então ser isolado do extrato celular por ultracentrifugação gradiente de sacarose. Este método demonstrou ser adequado tanto para cianobactérias modelo quanto não modelo com diferentes tipos de células. Um procedimento passo a passo também é fornecido para confirmar a integridade e propriedade de ficobiliproteínas por espectroscopia de fluorescência de 77K e SDS-PAGE manchada por sulfato de zinco e Coomassie Blue. O ficobiliso isolado também pode ser submetido a novas análises estruturais e composicionais. No geral, este protocolo fornece um guia de partida útil que permite aos pesquisadores não familiarizados com cianobactérias isolar e caracterizar ficobilisma intacta.

Introdução

Ficobilisome (PBS) é um enorme complexo de proteína pigmento solúvel em água que se liga ao lado citoplasmático dos fotossistemas nas membranas thylakoidas de cianobactérias1. A PBS é composta principalmente de ficobiliproteínas coloridas e proteínas de linker incolor1,2. As ficobiliproteínas podem ser divididas em quatro grandes grupos: ficoerthrina, ficoerytrocyanina, ficocitanina e alofilianina3. Os quatro principais grupos absorvem diferentes comprimentos de onda de energia leve na faixa de 490-650 nm, que clorofilas absorviam ineficientemente3. O PBS pode servir como uma antena de captação de luz para coletar energia leve e entregá-la ao Photosystem II e I4.

A estrutura e a composição da PBS variam de espécie para espécie. Coletivamente, três formas de ficobiliso (hemidiscodial, em forma de feixe e em forma de vara) foram identificadas em diferentes espécies cianobacterianas5. Mesmo na mesma espécie, a composição da PBS muda em resposta ao meio ambiente, como qualidade da luz e esgotamento de nutrientes6,7,8,9,10,11. Portanto, o procedimento experimental para isolar a PBS das cianobactérias tem sido fundamental no estudo do PBS12. Ao longo de várias décadas, diversos protocolos isolaram a PBS e analisaram sua estrutura, composição e função6,7,8,12,13,14,15,16,17. A grande variedade de métodos para o isolamento da PBS de fato proporciona flexibilidade na isolação do complexo em diferentes espécies com diferentes reagentes e instrumentos. No entanto, também torna a escolha de um protocolo adequado mais difícil para cientistas que não estão familiarizados com cianobactérias e PBS. Portanto, um protocolo generalizado e direto é desenvolvido neste trabalho para os interessados em iniciar o isolamento da PBS a partir de cianobactérias.

Os métodos para isolar a PBS de publicações anteriores são resumidos aqui. Uma vez que o PBS é um complexo proteico solúvel em água e é prontamente dissociado, um tampão de fosfato de alta resistência iônica é necessário para estabilizar a PBS durante a extração18. Vários artigos de pesquisa que descrevem métodos para o isolamento da PBS de cianobacterium foram publicados no passado. A maioria dos métodos requer uma alta concentração de tampão fosfato8,14,15,18,19. No entanto, os procedimentos para interrupção mecânica das células variam, como extração assistida por contas de vidro, sonicação20 e prensa francesa6,8,14. Diferentes ficobiliproteínas podem ser obtidas por precipitação com sulfato de amônio20 e purificadas por HPLC21 ou uma coluna cromatográfica22. Por outro lado, a PBS intacta pode ser facilmente isolada por ultracentrifugação gradiente de densidade de sacarose6,8,15.

Neste protocolo, um modelo de cianobacterium e um cianobacterium não modelo foram utilizados como materiais para o isolamento da PBS. São eles modelo unicelular tolerante à glicose Synechocystis sp. PCC 6803 (doravante Syn6803) e não-modelo filamentous Leptolyngbya sp. JSC-1 (doravante JSC-1), respectivamente7,23,24. O protocolo começa pela interrupção das cianobactérias unicelulares e filamentosas em um tampão fosfato de alta resistência iônica. Após a lise, os supernacantes são coletados por centrifugação e, em seguida, tratados com um detergente noniônico (Triton X-100) para solubilizar as proteínas solúveis em água das membranas thylakoid. As proteínas solúveis em água totais são aplicadas a um gradiente de densidade de sacarose descontínua para fracionar o PBS. O gradiente de sacarose descontínuo neste protocolo consiste em quatro soluções de sacarose e partições o PBS intacto nas frações mais baixas da camada de sacarose25. A integridade do PBS pode ser analisada por SDS-PAGE, manchas de zinco e espectroscopia de fluorescência de 77K6,7,8,26. Este método é adequado para cientistas que visam isolar o PBS intacto das cianobactérias e estudar suas propriedades espectrais, estruturais e composicionais.

Há várias vantagens deste protocolo. (1) Este método é padronizado e pode ser usado para isolar PBS intacto tanto de cianobactérias unicelulares quanto filamentosas. A maioria dos artigos descreve o método aplicado em qualquer um tipo de cianobactéria4,7,8,12,13,14,16,18. (2) Este método é realizado à temperatura ambiente, uma vez que o PBS se dissocia a baixa temperatura19,27. (3) Este método descreve o uso de um batedor de contas para interromper as células; portanto, é mais barato e mais seguro do que a imprensa francesa de alta pressão e possíveis danos auditivos do sonicator em outros métodos8,13,14,20. (4) Este método isola a PBS intacta por ultra centrifugação gradiente de sacarose. Desta forma, pbs intacto com diferentes tamanhos e PBS parcialmente dissociado pode ser separado com base na concentração de sacarose.

Protocolo

O Synechocystis sp. PCC 6803, o modelo de cepa tolerante à glicose, foi obtido do Dr. Chu, Hsiu-An na Academia Sinica, Taiwan. Leptolyngbya sp. JSC-1, o não-modelo filamentous, foi obtido do Dr. Donald A. Bryant na Universidade Estadual da Pensilvânia, EUA.

1. Cultura celular e colheita

  1. Inoculação Células Syn6803 ou JSC-1 usando um laço de inoculação metálica em um frasco cônico de 100 mL contendo 50 mL de B-HEPES médio28. Cultume as células a 30 °C sob 50 μmol fótons m-2 s-1 (LED de luz branca) em 1% (v/v) CO2 com agitação constante por um agitador magnético (120 rpm) até que a cultura atinja a fase de crescimento médio-exponencial (OD750 = 0,6-0,8).
    NOTA: Colher a cultura celular quando a densidade óptica da cultura a 750 nm (OD750) atingir 0,6-0,8 transferindo-se para um novo frasco. A densidade óptica foi usada rotineiramente para estimar a densidade celular microbiana em culturas líquidas29. Os comprimentos de onda de 720-750 nm foram utilizados em vários estudos para medir o crescimento cianobacteriano30,31,32. Neste protocolo, OD750 é usado porque o JSC-1 pode produzir pigmentos que absorvem a luz vermelha distante7. Alternativamente, a concentração de clorofila também foi utilizada para medir o crescimento de cianobactérias33.
  2. Transfira a cultura celular (OD750 ~0,8) em um frasco cônico 1L e dilua-a para OD750 = 0,2 em 500 mL de meio B-HEPES. Cresça a cultura até a fase final de crescimento exponencial (OD750 = 0,8-1,0) na mesma condição mencionada acima (passo 1.1) e depois colher a cultura por centrifugação.
  3. Centrifugar a cultura a 10.000 x g por 20 minutos à temperatura ambiente e descartar completamente o supernatante.
    NOTA: As pelotas das células podem ser armazenadas a -80 °C por até 6 meses.

2. Lise celular

  1. Suspenda as pelotas celulares e lave duas vezes com tampão de fosfato K de 0,75 M, pH 7.
    NOTA: Para fazer 0,75 M K-fosfato tampão no pH 7, prepare 1,5 M de K2HPO4 e 1,5 M de KH2PO4 separadamente. Misture 615 mL de 1,5 M K2HPO4 e 385 ml de 1,5M KH2PO4 para obter tampão de 1,5 M K-fosfato no pH 7. Basta diluí-lo com a mesma quantidade de ddH2O para fazer 0,75 M K-fosfato tampão em pH 7.
  2. Pellet as células em tubos de centrífugas de 50 mL por centrifugação a 10.000 x g por 20 minutos em temperatura ambiente. Descarte o supernasciente e resuspenque as células com 0,75 M K-fosfato tampão. Meça o peso úmido da pelota por um equilíbrio eletrônico e ressuspend 1 g de peso molhado da pelota em 5 mL do tampão.
    NOTA: O peso úmido de uma pelota foi medido subtraindo o peso de um tubo de centrífuga vazio do peso do tubo centrífuga contendo a pelota celular.
  3. Adicione 1 mL de suspensão celular e 0,4-0,6 g de contas de vidro de 0,1 mm (ver Tabela de Materiais) em um frasco de tampa de parafuso de 2 mL.
  4. Quebre as células por 30 s por um batedor de contas (ver Tabela de Materiais). Deixe os tubos esfriarem em um banho de água de temperatura ambiente por 2 minutos e repita o ciclo de ruptura 5 vezes.
  5. Após a lise, centrifugar os frascos a 500 x g para 10 s em temperatura ambiente. Colete o supernatante com uma pipeta em um tubo de centrífuga de 15 mL. Lave as contas com 0,5 mL de 0,75 M K-fosfato tampão uma vez, depois transfira para o mesmo tubo de centrífugas.
  6. Adicione Triton X-100 (2% c/v, concentração final) à suspensão celular líseda e incubar em um agitador de balanço (40 rpm) à temperatura ambiente até que a solução se torne homogênea (~20 min).
  7. Centrifugar os tubos a 17.210 g por 20 minutos para remover as células intactas e detritos celulares grandes. Armazene o supernatante sem a camada de micelle Triton superior à temperatura ambiente por até 1 h.
    NOTA: O supernatante contém duas camadas separadas. A camada triton x hidrofóbica superior contém proteínas de ligação de clorofila e ficobilisos em forma de vara hidrofóbica6. A camada aquosa inferior contém PBS solúvel em água.

3. Preparação dos tampões de gradiente de sacarose e isolamento da PBS

  1. Faça quatro concentrações de sacarose (2,0 M, 1,0 M, 0,75 M e 0,5 M) em 0,75 M K-fosfato tampão no pH 7.
    NOTA: Sugere-se usar tampão de fosfato de 1,5 M K no pH 7 para preparar o gradiente de sacarose, pois a adição de sacarose dilui a concentração do tampão de fosfato K. Depois que a sacarose estiver totalmente dissolvida, adicione ddH2O para ajustar a concentração a 0,75 M, pH 7.
  2. Coloque 2,8 mL de tampão de sacarose de 2,0 M na parte inferior do tubo centrífuga de 40 mL e sobreposição com três camadas de soluções de sacarose (8 mL de 1,0 M; 12 mL de 0,75 M e 11 mL de 0,5 M para tubo centrífugo de 40 mL), e finalmente PBS contendo a fração sobrenante (3,0 mL) (Figura 1A).
    NOTA: Adicione cuidadosamente a solução de sacarose e deixe a sacarose cair muito lentamente dentro do tubo. Segure a ponta da pipeta logo acima da superfície da solução no tubo enquanto carrega a solução. As camadas de sacarose podem ser observadas quando são colocadas lentamente em camadas.
  3. Centrifugar os gradientes resultantes a 125.800 x g para ~16h-20 h a 25 °C.NOTA: É necessário um ultracentrifuge (ver Tabela de Materiais) para esta etapa.
  4. Após a ultra-centrifugação, condensar as PBS fracionadas e as ficobiliproteínas entre as camadas. Bandas azuis em Syn6803 (bandas roxas mostradas em JSC-1) foram observadas nas interfaces (Figura 1D).
  5. Colete lentamente as frações com uma pipeta do topo dos gradientes de sacarose. Remova a sacarose concentrando-se repetidamente (3.500 x g por 20 min) e diluindo as frações com tampão de fosfato K de 0,75 M em unidades de filtro centrífugo de membrana (corte de peso molecular de 10 K, ver Tabela de Materiais).

4. Medição da fluorescência pbs em 77K

NOTA: Um fluorímetro equipado com um recipiente de nitrogênio líquido (ver Tabela de Materiais) é usado para medir espectros de fluorescência a 77K.

  1. Diluir a amostra concentrada de PBS com tampão de fosfato K de 0,75 M para obter pelo menos 500 μL.
    NOTA: As concentrações de ficocitanina das amostras foram ~4,2 μg mL-1 com base na fórmula: (OD615 0,474 x OD652)/5,34 [mg/mL]34.
  2. Adicione 500 μL da amostra pbs a um tubo de vidro transparente e congele o tubo em nitrogênio líquido até que esteja completamente congelado. Mova o tubo congelado para um recipiente Dewar transparente (ver Tabela de Materiais) pré-preenchido com nitrogênio líquido.
    NOTA: O diâmetro interno do tubo de vidro é de 3 mm neste protocolo. Tubos de vidro fino foram utilizados para minimizar a reabsorção da emissão de comprimento de onda curta na amostra.
  3. Escolha os comprimentos de onda de excitação para ficoerythrina e ficocyanina de 550 nm e 580 nm, respectivamente.
    NOTA: As emissões de fluorescência foram registradas de 560-800 nm (para excitação de 550 nm) ou 600-800 nm (para excitação de 580 nm).

5. Análise SDS-PAGE do PBS

  1. O buffer troca as amostras concentradas de PBS em 0,75 M de fosfato K com 50 mM de tampão Tris (pH 8.0) em unidades de filtro centrífugo de membrana (corte de peso molecular de 3K, ver Tabela de Materiais).
  2. Misture 50 μL de solução PBS com 10 μL de tampão de carregamento SDS 6x [300 mM Tris pH 6.8, 12% (p/v) Sulfato de dodecil de sódio, 0,06% (w/v) azul bromfenol, 50% (v/v) Glicerol, 6% (v/v) β-Mercaptoethanol] (ver Tabela de Materiais) em um tubo de microcentrifusagem e incubar a 95 °C por 10 minutos em um bloco de calor.
  3. Separe as amostras de proteínas por SDS-PAGE (8%-20% (w/v) gel de poliacrilamida) e continue com a coloração de zinco e Coomassie. O procedimento detalhado foi descrito em Reference8.
  4. Para coloração de zinco, incubar o gel em solução ZnSO4 de 50 mM por 10 min a temperatura ambiente, lavar o gel com água destilada e visualizar fluorescência induzida por zinco sob irradiação UV (312 nm).
  5. Para a coloração azul Coomassie, incubar o gel em coomassie blue tampão de coloração [0,25% (w/v) de Coomassie R-250, 10% (v/v) de ácido acético, 50% (v/v) de Metanol, ver Tabela de Materiais] por 1 h à temperatura ambiente. Lave o gel com água destilada duas vezes para remover o tampão de coloração residual e incubar o gel com tampão de desestabilização [10% (v/v) ácido acético, 30% (v/v) metanol] em um agitador de balanço (40 rpm) à temperatura ambiente durante a noite. Visualize o gel totalmente detido com uma câmera digital ou um scanner.

Resultados

As células Syn6803 e JSC-1 foram cultivadas em frascos cônicos com agitação constante em meio B-HEPES a 30 °C, sob uma luz branca led (50 fótons de μmol m-2s-1) em uma câmara de crescimento preenchida com 1% (v/v) CO2. Na fase de crescimento exponencial (OD750 = ~0,5), as células foram subculturadas em meio fresco com densidade óptica final OD750 = ~0,2. Após atingir a fase de crescimento exponencial tardio (OD750 = 0,6-0,8), as culturas foram c...

Discussão

Este protocolo descreve um método simples e padrão para isolar PBS intacto em dois tipos de cianobactérias, modelo unicelular Syn6803 e não-modelo filamentous JSC-1. As etapas críticas do protocolo são a homogeneização celular e a ultracentrifugação em um gradiente de densidade descontínua de sacarose. Geralmente, a interrupção das células filamentosas é mais complicada do que as unicelulares. O aumento da quantidade do material inicial (o peso úmido da pelota celular) e a repetição da batida de contas ...

Divulgações

Os autores declaram não haver interesse concorrente.

Agradecimentos

Os autores agradecem à Technology Commons, College of Life Science, National Taiwan University pelo uso conveniente da ultracentrifuge. As cepas cianobacterianas Synechocystis sp. PCC 6803 e Leptolyngbya sp. JSC-1 foram doadas pelo Dr. Chu, Hsiu-An na Academia Sinica, Taiwan, e pelo Dr. Donald A. Bryant da Universidade Estadual da Pensilvânia, EUA, respectivamente. Este trabalho foi financiado pelo Ministério da Ciência e Tecnologia (Taiwan) (109-2636-B-002-013- e 110-2628-B-002-065-) e pelo Programa Acadêmico Jovem do Ministério da Educação (Taiwan) Yushan Young Scholar (109V1102 e 110V1102).

Materiais

NameCompanyCatalog NumberComments
0.1 mm glass beadsBioSpec11079101for PBS extraction
13 mL centrifugation tubeHitachi13PAultracentrifugation
40 mL centrifugation tubeHitachi40PAultracentrifugation
Acetic acidMerck8.1875.2500for Coomassie Blue staining
B-HEPES mediumA modified cyanobacterial medium from BG-11 medium
Brilliant Blue R-250SigmaB-0149for Coomassie Blue staining
Bromophenol blueWako pure chemical industries2-291protein loading buffer
Electronic balanceRadwagWLC 2/A2/C/2for the wet weight measurement of cell pellets
Fluorescence spectrophotometerHitachiF-7000Spectrophotometer
GlycerolBioShopGly001.500protein loading buffer
High-Speed refrigerated centrifugeHitachiCR22Nfor buffer exchange
Leptolyngbya sp. JSC-1from Dr. Donald A. Bryant at Pennsylvania State University, USA.
Low temperature measurement accessoryHitachi5J0-0112The accessory includes a transparent Dewar container for 77K fluorescence spectra
MethanolMerck1.07018,2511for Coomassie Blue staining
MicrocentrifugeThermo FisherPico 21for PBS extraction
Mini-Beadbeater-16BioSpecModel 607for PBS extraction
Potassium phosphate dibasicPanReac AppliChem121512.121for PBS extraction
Potassium phosphate monobasicPanReac AppliChem141509.121for PBS extraction
Screw cap vialBioSpec10832for PBS extraction
SmartView Pro ImagerMajor ScienceUVCI-2300for Znic staining signal detection
Sodium dodecyl sulfateZymesetBSD101protein loading buffer
SucroseZymesetBSU101for PBS isolation
Synechocystis sp. PCC 6803glucose-tolerant strain from Dr. Chu, Hsiu-An at Academia Sinica, Taiwan
TrisBioShopTRS 011.1protein loading buffer
Triton X-100BioShopTRX 506.500for PBS extraction
Ultra 10 K membrane centrifugal filterMilliporeUFC901024for buffer exchange
Ultra 3 K membrane centrifugal filterMilliporeUFC500324for buffer exchange
UltracentrifugeHitachiCP80WXultracentrifugation
UV/Vis spectrophotometerAgilentCary 60Spectrophotometer
Zinc sulfatePanReac AppliChem131787.121for Znic staining
β-MercaptoethanolBioBasicMB0338protein loading buffer

Referências

  1. Bryant, D. A., Guglielmi, G., de Marsac, N. T., Castets, A. M., Cohen-Bazire, G. The structure of cyanobacterial phycobilisomes: A model. Archives of Microbiology. 123 (2), 113-127 (1979).
  2. Glazer, A. N. Phycobilisomes: Structure and dynamics. Annual Review of Microbiology. 36, 173-198 (1982).
  3. Glazer, A. N. Light harvesting by phycobilisomes. Annual Review of Biophysics and Biophysical Chemistry. 14 (1), 47-77 (1985).
  4. Liu, H., et al. Phycobilisomes supply excitations to both photosystems in a megacomplex in cyanobacteria. Science. 342 (6162), 1104 (2013).
  5. Bryant, D. A., Canniffe, D. P. How nature designs light-harvesting antenna systems: Design principles and functional realization in chlorophototrophic prokaryotes. Journal of Physics B: Atomic, Molecular and Optical Physics. 51 (3), 033001 (2018).
  6. Hirose, Y., et al. Diverse chromatic acclimation processes regulating phycoerythrocyanin and rod-shaped phycobilisome in cyanobacteria. Molecular Plant. 12 (5), 715-725 (2019).
  7. Gan, F., et al. Extensive remodeling of a cyanobacterial photosynthetic apparatus in far-red light. Science. 345 (6202), 1312-1317 (2014).
  8. Ho, M. Y., Gan, F., Shen, G., Bryant, D. A. Far-red light photoacclimation (FaRLiP) in Synechococcus sp. PCC 7335. II. Characterization of phycobiliproteins produced during acclimation to far-red light. Photosynthesis Research. 131 (2), 187-202 (2017).
  9. Ho, M. Y., et al. Extensive remodeling of the photosynthetic apparatus alters energy transfer among photosynthetic complexes when cyanobacteria acclimate to far-red light. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics. 1861 (4), 148064 (2020).
  10. Sanfilippo, J. E., Garczarek, L., Partensky, F., Kehoe, D. M. Chromatic Acclimation in Cyanobacteria: A diverse and widespread process for optimizing photosynthesis. Annual Review of Microbiology. 73, 407-433 (2019).
  11. Grossman, A. R., Schaefer, M. R., Chiang, G. G., Collier, J. L. The phycobilisome, a light-harvesting complex responsive to environmental conditions. Microbiological Reviews. 57 (3), 725-749 (1993).
  12. Bryant, D. A., Glazer, A. N., Eiserling, F. A. Characterization and structural properties of the major biliproteins of Anabaena sp. Archives of Microbiology. 110 (1), 61-75 (1976).
  13. Soulier, N., Laremore, T. N., Bryant, D. A. Characterization of cyanobacterial allophycocyanins absorbing far-red light. Photosynthesis Research. 145 (3), 189-207 (2020).
  14. Guglielmi, G., Cohen-Bazire, G., Bryant, D. A. The structure of Gloeobacter violaceus and its phycobilisomes. Archives of Microbiology. 129 (3), 181-189 (1981).
  15. Zhang, J., et al. Structure of phycobilisome from the red alga Griffithsia pacifica. Nature. 551 (7678), 57-63 (2017).
  16. Li, Y., et al. Characterization of red-shifted phycobilisomes isolated from the chlorophyll f-containing cyanobacterium Halomicronema hongdechloris. Biochimica et Biophysica Acta. 1857 (1), 107-114 (2016).
  17. Herrera-Salgado, P., Leyva-Castillo, L. E., Rios-Castro, E., Gomez-Lojero, C. Complementary chromatic and far-red photoacclimations in Synechococcus ATCC 29403 (PCC 7335). I: The phycobilisomes, a proteomic approach. Photosynthesis Research. 138 (1), 39-56 (2018).
  18. Yamanaka, G., Glazer, A. N., Williams, R. C. Cyanobacterial phycobilisomes. Characterization of the phycobilisomes of Synechococcus sp. 6301. Journal of Biological Chemistry. 253 (22), 8303-8310 (1978).
  19. Gantt, E., Lipschultz, C. A., Grabowski, J., Zimmerman, B. K. Phycobilisomes from blue-green and red algae: Isolation criteria and dissociation characteristics. Plant Physiology. 63 (4), 615-620 (1979).
  20. Patel, A., Mishra, S., Pawar, R., Ghosh, P. K. Purification and characterization of C-Phycocyanin from cyanobacterial species of marine and freshwater habitat. Protein Expression and Purification. 40 (2), 248-255 (2005).
  21. Zolla, L., Bianchetti, M. High-performance liquid chromatography coupled on-line with electrospray ionization mass spectrometry for the simultaneous separation and identification of the Synechocystis PCC 6803 phycobilisome proteins. Journal of Chromatography A. 912 (2), 269-279 (2001).
  22. Soni, B., Kalavadia, B., Trivedi, U., Madamwar, D. Extraction, purification and characterization of phycocyanin from Oscillatoria quadripunctulata-Isolated from the rocky shores of Bet-Dwarka, Gujarat, India. Process Biochemistry. 41 (9), 2017-2023 (2006).
  23. Williams, J. G. K. . Methods in Enzymology. , 766-778 (1988).
  24. Brown Igor, I., et al. Polyphasic characterization of a thermotolerant siderophilic filamentous cyanobacterium that produces intracellular iron deposits. Applied and Environmental Microbiology. 76 (19), 6664-6672 (2010).
  25. Wang, L., et al. Isolation, purification and properties of an R-phycocyanin from the phycobilisomes of a marine red macroalga Polysiphonia urceolata. PLoS One. 9 (2), 87833 (2014).
  26. Berkelman, T. R., Lagarias, J. C. Visualization of bilin-linked peptides and proteins in polyacrylamide gels. Analytical Biochemistry. 156 (1), 194-201 (1986).
  27. Rigbi, M., Rosinski, J., Siegelman, H. W., Sutherland, J. C. Cyanobacterial phycobilisomes: Selective dissociation monitored by fluorescence and circular dichroism. Proceedings of the National Academy of Sciences. 77 (4), 1961-1965 (1980).
  28. Dubbs, J. M., Bryant, D. A. Molecular cloning and transcriptional analysis of the cpeBA operon of the cyanobacterium Pseudanabaena species PCC 7409. Molecular Microbiology. 5 (12), 3073-3085 (1991).
  29. Stevenson, K., McVey, A. F., Clark, I. B. N., Swain, P. S., Pilizota, T. General calibration of microbial growth in microplate readers. Scientific Reports. 6 (1), 38828 (2016).
  30. Zhang, S., Shen, G., Li, Z., Golbeck, J. H., Bryant, D. A. Vipp1 is essential for the biogenesis of Photosystem I but not thylakoid membranes in Synechococcus sp. PCC 7002. Journal Biological Chemistry. 289 (23), 15904-15914 (2014).
  31. Zhang, S., Bryant, D. A. Biochemical validation of the glyoxylate cycle in the cyanobacterium Chlorogloeopsis fritschii Strain PCC 9212. Journal Biological Chemistry. 290 (22), 14019-14030 (2015).
  32. Huang, J. Y., et al. Mutations of cytochrome b559 and Psbj on and near the QC site in photosystem II influence the regulation of short-term light response and photosynthetic growth of the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. Biochemistry. 55 (15), 2214-2226 (2016).
  33. Li, Y., Lin, Y., Loughlin, P., Chen, M. Optimization and effects of different culture conditions on growth of Halomicronema hongdechloris - A filamentous cyanobacterium containing chlorophyll f. Frontiers in Plant Science. 5, 67 (2014).
  34. Bennett, A., Bogorad, L. Complementary chromatic adaptation in a filamentous blue-green alga. Journal of Cell Biology. 58 (2), 419-435 (1973).
  35. Su, X., Fraenkel, P. G., Bogorad, L. Excitation energy transfer from phycocyanin to chlorophyll in an apcA-defective mutant of Synechocystis sp. PCC 6803. Journal of Biological Chemistry. 267 (32), 22944-22950 (1992).
  36. Arteni, A. A., Ajlani, G., Boekema, E. J. Structural organisation of phycobilisomes from Synechocystis sp. strain PCC6803 and their interaction with the membrane. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics. 1787 (4), 272-279 (2009).
  37. Kondo, K., Ochiai, Y., Katayama, M., Ikeuchi, M. The Membrane-associated CpcG2-phycobilisome in Synechocystis: A new photosystem I antenna. Plant Physiology. 144 (2), 1200-1210 (2007).

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