Preparação e análise de lâminas histológicas de globos oculares de ratos e camundongos para avaliação da retina

Resumo

Este manuscrito apresenta um protocolo para a preparação histológica de lâminas de globos oculares de roedores. Com o método proposto, a retina interna pode ser facilmente visualizada e avaliada ao microscópio óptico. O procedimento é apresentado para os globos oculares de camundongos e ratos.

Resumo

Um globo ocular de roedor é uma ferramenta poderosa para pesquisar os mecanismos patológicos de muitas doenças oftálmicas, como glaucoma, retinopatia hipertensiva e muito mais. Experimentos pré-clínicos permitem que os pesquisadores examinem a eficácia de novos medicamentos, desenvolvam novos métodos de tratamento ou busquem novos mecanismos patológicos envolvidos no início ou progressão da doença. Um exame histológico fornece muitas informações necessárias para avaliar os efeitos dos experimentos realizados e pode revelar degeneração, remodelação tecidual, infiltração e muitas outras patologias. Na pesquisa clínica, raramente há chance de obter tecido ocular adequado para um exame histológico, razão pela qual os pesquisadores devem aproveitar a oportunidade oferecida pelo exame de globos oculares de roedores. Este manuscrito apresenta um protocolo para a preparação histológica de cortes de globos oculares de roedores. O procedimento é apresentado para os globos oculares de camundongos e ratos e tem as seguintes etapas: (i) coleta do globo ocular, (ii) preservação do globo ocular para análise posterior, (iii) processamento do tecido em parafina, (iv) preparação de lâminas, (v) coloração com hematoxilina e eosina, (vi) avaliação do tecido ao microscópio óptico. Com o método proposto, a retina pode ser facilmente visualizada e avaliada em detalhes.

Introdução

O globo ocular é uma estrutura semelhante a um globo que constitui o órgão da visão. O interior do globo ocular pode ser dividido em dois segmentos: o segmento anterior, que inclui a córnea, íris, corpo ciliar, cristalino, câmara anterior e câmara posterior, e o segmento posterior, que inclui o corpo vítreo, retina, coróide, esclera, cabeça do nervo óptico. A câmara anterior está localizada entre a córnea e a íris ^1,2. A íris é uma estrutura circular com uma abertura no centro chamada pupila. Na junção da córnea e da íris, existe o ângulo de drenagem, onde um sistema especializado de trabéculas drena o humor aquoso do globo ocular para o sistema venoso. A câmara posterior é ligada pela íris, pelo corpo ciliar e pelo cristalino, bem como pelos ligamentos suspensores que mantêm o cristalino no lugar. Atrás do cristalino, localiza-se o corpo vítreo, que é a maior estrutura do globo ocular. O corpo vítreo adere à retina e estabiliza sua posição. A retina é circundada pela coróide e pela esclera¹. A anatomia do globo ocular está resumida na Figura 1.

A parede do globo ocular constitui três camadas. A camada mais externa é a esclera, que protege o globo ocular de lesões e mantém sua forma. No pólo anterior do globo ocular, a esclera se transforma em uma córnea transparente. Sob a esclera, existe uma estrutura vascular chamada úvea, cuja função principal é nutrir as estruturas do olho. A úvea forma a coróide e, dentro do pólo anterior, o corpo ciliar e a íris¹. A camada mais interna é a retina, que é uma estrutura altamente especializada do olho, composta por neurônios, células gliais e células epiteliais pigmentares. Os neurônios da retina incluem as células fotorreceptoras (bastonetes e cones), células horizontais, células bipolares, células amácrinas e células ganglionares da retina (RGCs). Essas células são organizadas em camadas complexas, e sua função é receber e processar estímulos luminosos ^2,3. As células gliais da retina compreendem as células de Müller, astrócitos e microglia, que estão presentes em todas as camadas da retina. As muitas funções das células gliais incluem a nutrição dos neurônios, suporte da barreira sangue-retina, suporte estrutural dos neurônios para manter a estrutura em camadas da retina, regulação do metabolismo dos neurônios, secreção de proteínas biologicamente ativas regulando o funcionamento, crescimento e sobrevivência dos neurônios e regulando os processos imunológicos dentro da retina⁴. As células epiteliais pigmentares constituem a camada mais externa da retina e atuam como uma barreira entre a coróide e os fotorreceptores. Essas células regulam o transporte bidirecional de resíduos e nutrientes e também protegem a retina de danos excessivos induzidos pela luz, absorvendo a energia da luz e neutralizando as espécies reativas de oxigênio geradas pela luz⁵.

A retina pode ser dividida em dez camadas: (i) o epitélio pigmentar da retina, (ii) a camada do segmento fotorreceptor (bastonetes e cones), (iii) membrana limitante externa (ELM), (iv) camada nuclear externa (ONL), (v) camada plexiforme externa (OPL), (vi) camada nuclear interna (INL), (vii) camada plexiforme interna (IPL), (viii) camada de células ganglionares (GCL), (ix) camada de fibras nervosas da retina (RNFL), e (x) membrana limitante interna (ILM)². As camadas nucleadas da retina incluem o ONL, INL e GCL, enquanto as camadas com conexões sinápticas entre as células incluem o OPL e o IPL⁶. Os núcleos de bastonetes e cones formam o ONL, e seus axônios se estendem para o OPL, onde se conectam aos dendritos das células bipolares e horizontais. Dentro do INL, os núcleos das células horizontais, bipolares e amácrinas estão localizados. Dentro do IPL, os terminais axônicos das células bipolares e amácrinas fazem sinapse com dendritos de RGCs. Dentro do GCL, os RGCs compõem a maioria dos corpos celulares, mas também algumas células amácrinas deslocadas podem ser encontradas lá. Os axônios dos RGCs formam a RNFL e, além disso, o nervo óptico ^7,8,9.

Muitas doenças oftálmicas, como distúrbios neurodegenerativos da retina, levam à cegueira irreversível e incurável¹⁰. A visão é considerada um dos sentidos mais importantes¹¹, e a cegueira permanente reduz significativamente a qualidade de vida do paciente. Para aprofundar a compreensão dos mecanismos patológicos de muitas doenças, a pesquisa pré-clínica usando culturas de células ou modelos animais é amplamente realizada. Estudos pré-clínicos usando animais experimentais oferecem uma oportunidade para avaliar os mecanismos patológicos subjacentes às doenças oculares e desenvolver novas estratégias terapêuticas. As doenças oculares podem ser modeladas tanto em animais grandes (macacos, vacas, cães e gatos) quanto em pequenos animais (coelhos, ratos, camundongos e peixes-zebra). O uso de animais maiores permite melhor acesso ao olho devido ao seu tamanho. Já experimentos realizados com roedores, devido à sua reprodução relativamente rápida, permitem o cruzamento de linhagens endogâmicas caracterizadas pela suscetibilidade a determinadas doenças^12,13.

Em modelos animais, a enucleação é possível, o que permite realizar um exame histopatológico detalhado do globo ocular, com a avaliação de patologias menores que aparecem em estruturas específicas do olho durante o desenvolvimento da doença - um exame que raramente pode ser realizado em humanos. A avaliação histopatológica é uma ferramenta extremamente valiosa na pesquisa dos mecanismos patológicos das doenças oculares. Na literatura publicada, as descrições da metodologia para o exame histológico dos globos oculares são muito limitadas e faltam guias passo a passo, o que dificulta a recriação dos iniciantes. Este estudo tem como objetivo fornecer um método simples e conciso de preparação de lâminas histológicas e avaliação da retina de ratos e camundongos.

Protocolo

A pesquisa foi realizada de acordo com as diretrizes institucionais. Os globos oculares utilizados neste estudo foram obtidos de animais incluídos em um experimento conduzido com base no número de aprovação do estudo WAW2/122/2020 emitido pelo^2º Comitê de Ética Local da Universidade de Ciências da Vida de Varsóvia em Varsóvia, Polônia. Nosso protocolo foi desenvolvido examinando camundongos com 11 e 44 semanas e ratos com 6, 12 e 16 semanas.

1. Preparação de globos oculares de camundongos

NOTA: Este protocolo apresenta o método de preparação de seções de globos oculares de camundongos e foi desenvolvido usando globos oculares colhidos de: camundongos C57Bl/6 fêmeas com 11 semanas de idade (peso médio de 21 g), camundongos C57Bl/6 fêmeas com 44 semanas (peso médio de 25 g), camundongos DBA/2 fêmeas com 11 semanas (peso médio de 21,5 g) e camundongos DBA/2 fêmeas com 44 semanas com glaucoma (peso médio de 25 g).

1. Enucleation
   1. Use uma pequena pinça para abrir as pálpebras. Pressione as pálpebras para que o globo ocular prolapse.
   2. Disseque o globo ocular da órbita cortando o tecido atrás do globo ocular com uma tesoura pequena e afiada. Uma vez que o globo ocular é removido da órbita, corte o tecido conjuntivo saliente e os músculos perioculares.
      1. Marque os globos oculares para melhor orientação, por exemplo, amarrando uma pequena sutura no coto do tendão do músculo reto lateral do globo ocular para marcar o lado temporal do globo ocular.
2. Fixação de tecidos
   1. Colocar o globo ocular enucleado em tubos de microcentrífuga de 1,5 ml e deixar repousar em solução de paraformaldeído (PFA) a 4 % dissolvido em tampão fosfato salino (PBS) durante 24 h.
   2. Em seguida, trate o globo ocular por 24 h em uma solução de sacarose a 10%, depois remova e coloque por 24 h em uma solução de sacarose a 20% e, finalmente, remova e coloque por 24 h em uma solução de sacarose a 30%.
      NOTA: Durante todo o processo, mantenha o globo ocular a uma temperatura baixa de 4 °C. Punções com agulha para infiltração de sacarose devem ser evitadas para minimizar o risco de danos ao globo ocular.
3. Congelamento e armazenamento de tecidos
   1. Remova o globo ocular da solução de sacarose e seque-o enxugando-o levemente com uma toalha de papel.
   2. Coloque o globo ocular em um tubo de microcentrífuga limpo de 1,5 mL e congele a - 80 °C para processamento futuro.
      NOTA: Se armazenado a - 80 °C, um globo ocular pode permanecer viável por até 12 meses até o processamento futuro.
4. Preparação de slides
   1. Descongele o globo ocular à temperatura ambiente. Mova-o do tubo da microcentrífuga para um e enxágue em água corrente por 20 minutos para lavar a sacarose.
   2. Desidrate o globo ocular colocando-o e removendo-o das seguintes soluções sob uma capela de exaustão: solução de álcool etílico a 70% (EtOH) por 10 min, solução de EtOH a 80% por 10 min, solução de EtOH a 96% por 10 min, solução de EtOH a 99,9% por 10 min e acetona por 5 min.
   3. Limpe o globo ocular colocando-o em xileno por 5 min sob uma coifa.
   4. Derreta a parafina colocando um pouco de parafina sólida em um béquer e colocando-a em uma incubadora de laboratório ajustada para uma temperatura superior à temperatura de fusão especificada pelo fabricante da parafina (a temperatura de fusão da parafina está entre 46 ° C e 68 ° C). Depois que a parafina estiver totalmente derretida (o tempo depende da quantidade de parafina usada), mova o globo ocular para dentro do béquer com parafina e mantenha aquecido na incubadora por 1 h. Durante 1 h de infiltração de parafina no tecido, agite a parafina a cada 10 - 15 min.
      NOTA: Um processador de tecidos que permite a infiltração de parafina enquanto agita a solução pode ser usado para esta etapa.
   5. Incorpore o globo ocular em um bloco de parafina, conforme descrito abaixo.
      1. Abra o e remova a tampa superior. Escolha um molde de metal e despeje uma pequena quantidade de parafina para cobrir o fundo do molde. Remova o globo ocular do com uma pinça e coloque-o na parafina do molde. Coloque o globo ocular de lado para garantir o corte no plano sagital.
         NOTA: Colocar o globo ocular de lado (com o pólo anterior para um lado e o pólo posterior para o outro) permitirá o corte no plano sagital. Desta forma, serão obtidos cortes através da córnea, íris, corpo ciliar, pupila, retina periférica e central.
      2. Resfrie brevemente o molde em uma placa de resfriamento ajustada para - 15 °C para que a parafina solidifique levemente para ancorar o tecido no lugar. Cubra cuidadosamente o tecido com parafina e o fundo do para formar um bloco. Coloque o bloco em uma placa de resfriamento para solidificar totalmente. Em seguida, remova o bloco do molde de metal e coloque os blocos de parafina de volta na placa de resfriamento por pelo menos 15 minutos para esfriar antes de cortar.
   6. Prenda um bloco de parafina no micrótomo. Defina o micrótomo para aparar o excesso de parafina do bloco (nós o configuramos para cortar 15 μm) e apare até o centro do globo ocular. Altere as configurações do micrótomo para cortar seções mais finas (nós o configuramos para cortar 3.5 μm) e coloque a seção em uma lâmina. Se estiver usando um micrótomo com banho-maria adjacente, remova o excesso de água da lâmina com um lenço úmido.
      NOTA: O objetivo é obter pelo menos 3 seções transversais através da pupila. Quanto menos experiente for o pesquisador, mais seções devem ser obtidas para garantir o corte no nível do aluno. Coloque algumas seções em um slide. Além disso, para pesquisadores menos experientes, corte o tecido mais espesso, por exemplo, em seções de 4 μm ou 5 μm de espessura. O uso de um micrótomo com banho-maria adjacente torna o processo de transferência de seções de tecido para lâminas muito mais fácil quando comparado ao uso de micrótomos sem banho-maria. Outro ponto digno de nota é que a lente pode ser difícil de cortar. Para minimizar o risco de danos aos tecidos pela lente quebradiça, use apenas lâminas afiadas de micrótomo designadas para cortar tecidos duros. Considere usar uma lâmina para aparar e outra para cortar seções para minimizar o embotamento da lâmina.
   7. Coloque a lâmina em uma incubadora de laboratório ajustada para 56 °C por 30 min.
   8. Remova a lâmina da incubadora e comece a corá-la com hematoxilina e eosina (H & E) manualmente, colocando e removendo sequencialmente a lâmina de e para as seguintes soluções. Comece com 7 min de xileno, 5 min de xileno (outro copo com uma solução limpa) e 5 min de xileno (outro copo com uma solução limpa). Siga com 2 min 96% EtOH, 1 min 96% EtOH (outro copo com uma solução limpa), 1 min 96% EtOH (outro copo com uma solução limpa).
   9. Lave em 5 min de água corrente, depois 2 min de hematoxilina de Mayer, 2 min de hematoxilina de Mayer (outro béquer com uma solução limpa), 5 min de água corrente, 5 min de água corrente (outro béquer limpo).
   10. Adicione 1% de Eosina por 2 min, seguido de 1 min 96% de EtOH, 30 s 96% de EtOH (outro béquer com uma solução limpa), 30 s 96% de EtOH (outro copo com uma solução limpa), 2 min de xileno, 1 min de xileno (outro copo com uma solução limpa), 2 min de xileno (outro copo com uma solução limpa).
       NOTA: Como alternativa, use um corador de lâmina automatizado.
   11. Sele a lâmina usando um selador de lâminas automatizado. A lâmina preparada está pronta para armazenamento e avaliação sob um microscópio óptico.
       NOTA: Como alternativa, execute a vedação da corrediça manualmente, colocando uma fina camada de poliestireno no tecido manchado e cobrindo-o com uma lamínula de vidro.
       CUIDADO: As etapas que incluem PFA, EtOH, acetona e xileno devem ser realizadas sob uma capela de laboratório.

2. Preparação da seção dos globos oculares de rato e montagem da lâmina

NOTA: Este protocolo apresenta o método de preparação de cortes de globos oculares de ratos e foi desenvolvido usando os globos oculares colhidos de: ratos SHR machos com 6 semanas de idade (peso médio 115,5 g), ratos SHR machos com 12 semanas de idade com hipertensão arterial (peso médio 262,5 g), ratos WKY machos com 6 semanas (peso médio 143,5 g), ratos WKY machos com 12 semanas (peso médio 265 g), ratos Lewis machos com 12 semanas de idade (peso médio de 310 g) e ratos Lewis machos com 16 semanas de idade com diabetes mellitus induzido (peso médio de 259 g).

1. Enucleation
   1. Use uma pequena pinça para abrir as pálpebras. Pressione as pálpebras para prolapsar o globo ocular.
   2. Disseque o globo ocular da órbita cortando o tecido atrás do globo ocular com uma tesoura pequena e afiada.
      NOTA: Marque os globos oculares para melhor orientação, por exemplo, amarrando uma pequena sutura no coto do tendão do músculo reto lateral do globo ocular para marcar o lado temporal do globo ocular.
2. Fixação de tecidos
   1. Coloque o globo ocular enucleado em um tubo de microcentrífuga de 1,5 mL e deixe-o descansar em uma solução de paraformaldeído (PFA) a 4% dissolvido em solução salina tampão fosfato (PBS) por 24 h.
   2. Em seguida, trate o globo ocular por 24 h em uma solução de sacarose a 10%, depois remova e coloque por 24 h em uma solução de sacarose a 20% e, finalmente, remova e coloque por 24 h em uma solução de sacarose a 30%.
      NOTA: Durante todo o processo, mantenha o globo ocular a uma temperatura baixa de 4 °C. Punções com agulha para infiltração de sacarose devem ser evitadas para minimizar o risco de danos ao globo ocular.
3. Congelamento e armazenamento de tecidos
   1. Remova o globo ocular da solução de sacarose e seque-o enxugando-o levemente com uma toalha de papel.
   2. Coloque o globo ocular em um tubo de microcentrífuga limpo de 1,5 mL e congele-o a -80 °C para processamento futuro.
      NOTA: Se armazenado a -80 °C, o globo ocular pode permanecer viável por até 12 meses até o processamento futuro.
4. Preparação de slides
   1. Remova o globo ocular do freezer e do tubo da microcentrífuga. Corte o globo ocular ao meio ao longo do plano sagital com um bisturi afiado. Remova e descarte a lente.
      NOTA: Esta etapa é mais fácil de executar em um globo ocular congelado, recém-retirado do freezer. Durante o corte do globo ocular, a lente pode danificar o tecido circundante. Para minimizar o risco de danos, use um bisturi bem afiado e seja cauteloso.
   2. Descongele o globo ocular à temperatura ambiente. Mova as duas metades para um e enxágue em água corrente por 20 minutos para lavar a sacarose.
   3. Desidrate o globo ocular colocando-o e removendo-o das seguintes soluções sob uma capela de exaustão: solução de álcool etílico a 70% (EtOH) por 15 min, solução de EtOH a 80% por 15 min, solução de EtOH a 96% por 15 min, solução de EtOH a 99,9% por 15 min e acetona por 7 min.
   4. Limpe o globo ocular colocando-o em xileno por 7 min sob um exaustor.
   5. Derreta a parafina colocando um pouco de parafina sólida em um béquer e colocando-a em uma incubadora de laboratório ajustada para uma temperatura superior à temperatura de fusão especificada pelo fabricante da parafina (a temperatura de fusão da parafina está entre 46 ° C e 68 ° C). Depois que a parafina estiver totalmente derretida (o tempo depende da quantidade de parafina usada), mova o globo ocular para dentro do béquer com parafina e mantenha-o aquecido na incubadora por 1 h. Durante 1 h de infiltração de parafina no tecido, agite a parafina a cada 10 - 15 min.
      NOTA: Um processador de tecidos que permite a infiltração de parafina enquanto agita a solução pode ser usado para esta etapa.
   6. Incorpore o globo ocular em um bloco de parafina, conforme descrito abaixo.
      1. Abra o e remova a tampa superior. Escolha um molde de metal e despeje uma pequena quantidade de parafina para cobrir o fundo do molde. Remova o globo ocular do com uma pinça e coloque-o na parafina do molde. Coloque uma metade do globo ocular com a parte inferior do copo para cima e a outra para baixo.
         NOTA: Colocar as metades do globo ocular com uma metade com a parte inferior do copo para cima e a outra para baixo permitirá o corte do tecido no plano sagital. Desta forma, serão obtidos cortes através da córnea, íris, corpo ciliar, pupila, retina periférica e central.
      2. Resfrie brevemente o molde em uma placa de resfriamento ajustada para - 15 ° C para que a parafina solidifique levemente e ancore o globo ocular no lugar. Cubra cuidadosamente o globo ocular com parafina e o fundo do para formar um bloco. Coloque o bloco em uma placa de resfriamento para solidificar totalmente. Em seguida, remova o bloco do molde de metal e coloque os blocos de parafina de volta na placa de resfriamento por pelo menos 15 minutos para esfriar antes de cortar.
   7. Prenda um bloco de parafina no micrótomo. Defina o micrótomo para aparar o excesso de parafina do bloco (nós o configuramos para cortar 15 μm) e apare até chegar ao centro do globo ocular. Altere as configurações do micrótomo para cortar seções mais finas (nós o configuramos para cortar 3.5 μm) e coloque a seção em uma lâmina. Se você estiver usando um micrótomo com banho-maria adjacente, remova o excesso de água da lâmina com um lenço úmido.
      NOTA: O objetivo é obter pelo menos 3 seções transversais através da pupila. Quanto menos experiente for o pesquisador, mais seções devem ser obtidas para garantir o corte no nível do aluno. Coloque algumas seções em um slide. Além disso, para pesquisadores menos experientes, corte o tecido mais espesso, por exemplo, em seções de 4 μm ou 5 μm de espessura. O uso de um micrótomo com banho-maria adjacente torna o processo de transferência de seções de tecido para lâminas muito mais fácil quando comparado ao uso de micrótomos sem banho-maria.
   8. Remova a lâmina e comece a corar com hematoxilina e eosina (H & E) manualmente, colocando e removendo sequencialmente a lâmina de e para as seguintes soluções. Comece com 7 min de xileno, 5 min de xileno (outro copo com uma solução limpa) e 5 min de xileno (outro copo com uma solução limpa). Siga com 2 min 96% EtOH, 1 min 96% EtOH (outro copo com uma solução limpa), 1 min 96% EtOH (outro copo com uma solução limpa).
   9. Lave em 5 min de água corrente, depois 2 min de hematoxilina de Mayer, 2 min de hematoxilina de Mayer (outro béquer com uma solução limpa), 5 min de água corrente, 5 min de água corrente (outro béquer limpo).
   10. Adicione 1% de Eosina por 2 min, seguido de 1 min 96% de EtOH, 30 s 96% de EtOH (outro béquer com uma solução limpa), 30 s 96% de EtOH (outro copo com uma solução limpa), 2 min de xileno, 1 min de xileno (outro copo com uma solução limpa), 2 min de xileno (outro copo com uma solução limpa).
       NOTA: Como alternativa, use um corador de lâmina automatizado.
   11. Sele a lâmina usando um selador de lâminas automatizado. As lâminas preparadas estão prontas para armazenamento e avaliação sob um microscópio óptico.
       NOTA: Como alternativa, execute a vedação da corrediça manualmente, colocando uma fina camada de poliestireno no tecido manchado e cubra com uma lamínula de vidro.
       CUIDADO: As etapas que incluem PFA, EtOH, acetona e xileno devem ser realizadas sob uma capela de laboratório.

3. Avaliação das seções do globo ocular

1. Digitalização de slides
   1. Coloque a lâmina em um scanner de lâminas histopatológico e escaneie as seções usando o modo de digitalização: 40x. Salve as imagens como arquivos digitais de alta resolução.
2. Análise de lâminas
   1. Abra o arquivo digitalizado com o uso de software de visualização de imagens. Encontre seções transversais da pupila e analise três seções consecutivas.
   2. Encontre a parte mais grossa da retina e amplie a imagem para 20x pressionando a caixa de ampliação no canto superior direito e escolhendo 20x. Mova o mouse para o nível do ELM na parte mais grossa da retina e pressione o botão direito do mouse, escolha Anotar e Régua.
   3. Mova o mouse em direção ao ILM e clique no botão esquerdo. Dê um título à medida RT e marque as caixas mostrar título e mostrar comprimento. Dessa forma, a espessura da retina (TR) será medida e a medida será mostrada em μm. Os resultados representativos são mostrados na Figura 2 e na Figura 3.
   4. Use a régua, meça a espessura de cada camada da retina, incluindo ONL, OPL, INL e IPL, e rotule-as. Os resultados representativos são mostrados na Figura 4 e na Figura 5.
   5. Para contar o número de células dentro do GCL, estabeleça um comprimento predeterminado da retina. Por exemplo, para a retina do camundongo, use uma seção de 500 μm e, para a retina do rato, use cinco seções de 100 μm.
   6. Usando a régua, meça a distância escolhida ao longo do GCL. Pressione o botão direito do mouse e selecione Anotar > salvo > 1x RBC. Clique em cada célula identificada como um corpo redondo e manchado de hematoxilina ao longo do GCL ao longo do comprimento predeterminado da retina. Conte o número de células circundadas. Os resultados representativos são mostrados na Figura 6 e na Figura 7.
   7. Depois de analisar três seções consecutivas, desenhe a média de todas as medições.

Resultados

Com o uso do protocolo apresentado, a anatomia e a morfologia de estruturas específicas do globo ocular podem ser avaliadas em detalhes. Nossa equipe se concentra em pesquisar os mecanismos patológicos da neurodegeneração em distúrbios da retina, como glaucoma, retinopatia diabética e retinopatia hipertensiva. Para avaliar as características da neurodegeneração na retina, avaliamos o RT (globo ocular de camundongo - Figura 2, globo ocular de rato - ...

Discussão

Um exame histológico do globo ocular de camundongo e rato é uma ferramenta poderosa no campo da oftalmologia experimental. Pode fornecer novas informações relacionadas a alterações nas estruturas oculares no curso de doenças oftálmicas, que de outra forma não seriam observadas em ambientes clínicos. Os protocolos descritos apresentam um método simples de realização de uma análise histológica da retina. As sutilezas do procedimento necessário para processar tecidos anterio...

Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
Acetone	Chempur	111024800
Dumont Tweezers #5, 11cm, 0.05 x 0.01mm Tips	World Precision Instruments	14095	small, microsurgical forceps
Eosin	Mar-Four	4P.05.2001/L	Aqueous solution
Ethyl alcohol 96 %	Chempur	CH.ET.AL.96%CZDA.CH
Ethyl alcohol 99.9 %	Chempur	CH.ETYL.ALK.99,9%BW	Use to prepare 70% and 80% solutions of EtOH
Glacier - 86 °C Ultralow Temperature Freezer NU-9483E	NuAire	13027D0034	Freezing temperature - 80 °C
Glass slides	Mar-Four	MI.15.01673	Ground glass slides with a double-sided matte field for description
Leica CV5030 Fully Automated Glass Coverslipper	Leica Biosystems	14,04,78,80,101	Automated slide sealer
Mayer's hematoxylin	Chempur	124687402
Metal base molds 15 mm  x 15 mm	Leica Biosystems	3803081
Microme HM 340 E	Thermo Scientific	90-519-0	Microtome
Microtome razor blades	Mar-Four	HI.N.35	Cutting angle 35°
Micro-Twin biopsy cassette	Mar-Four	LN.13874550
Microwave Hybrid Tissue Processor	Milestone
Multistainer Leica ST5020	Leica Biosystems		Automated slide stainer
NanoZoomer 2.0-HT slide scanner	Hamamatsu	C9600	Histopathological slide scanner
NDP.view2 Image viewing software	Hamamatsu	U12388-01	Image viewing software
Paraffin Pathowax Plus	Mar-Four	4P.PWP.010	Melting temperature 56 °C - 58 °C
Paraformaldehyde	Sigma - Aldrich	441244-1KG	Prepare a 4% solution in PBS
PBS Tablets	Merck Millipore	524650-1EA	Use to prepare a solution of phosphate buffer saline, per manufacturer's instructions
Pierce Microcentrifuge Tubes, 1.5 mL	Thermo Scientific	69715
Refrigerator-freezer EN14000AW	Electrolux	925032562-00	refrigeration 4 °C
Scalpel blade	Swann-Morton	T.OST.SKAL00.024
Sucrose	Chempur	427720906
SuperCut Spring Scissors, 12.5cm, Curved	World Precision Instruments	501925	curved, small microsurgical scissors
Tape for automatic sealers	Mar-Four	KP-3020/SMRH001
Xylene	Chempur	CH.KSYL.5l.METAL.OP