Agradecemos aos nossos colaboradores para fornecer amostras de proteínas valiosas, que contribuíram para algumas das nossas experiências e observações métodos relacionados. Günther Schmalzing gentilmente cedido a oportunidade de FR para participar deste projeto. Barbara Armbruster, Jacob Brink e Deryck Mills são agradecidos por sua ajuda em circulação e de entrada no equipamento. O financiamento foi fornecido pelo NIH conceder HL090630.

1. Preparação grade de Ensaios Cristalização 2D <ol><li> Carbono revestido de 400 malha de cobre EM grades são preparados por mancha negativa. Acetato de uranila é freqüentemente usado e fornece uma mancha de longa duração em termos de armazenamento da solução por vários meses antes do uso, bem como aptidão para armazenamento de longo prazo das grades. Em contraste, outras manchas negativas, como formiato de uranila, proporcionando excelente coloração, precisam ser feitos recentemente 1. Para a preparação rápida de um grande número de redes a ser utilizado para triagem de ensaios de cristalização em 2D, uma versão modificada da coloração negativa é usado. Um volume de 2 mL de amostra pipetado está dentro de uma grade de carbono coberto de EM e incubados por 60 s. Isso é seguido por blotting da borda com um pedaço de Whatman # 4 papel de filtro (Figura 1; de vídeo), e em seguida, 2 mL de acetato de uranila 1% são aplicadas imediatamente, que são apagados novamente a partir da borda da grelha depois de 30 s. Tocar a rede na borda com a borda rasgada do papel de filtro garante a remoção ideal de líquido sem remoção de proteoliposomes. Além disso, a secagem na borda da rede garante melhor preservação do filme de carbono. Cuidados devem ser tomados no preparo e manuseio das grades, como a quebra do filme de carbono previne a adesão da amostra delicada e pode resultar em uma representação imprecisa da amostra. Enquanto os volumes de amostra, tradicionalmente maiores de 5 mL foram e são usados ​​rotineiramente para a preparação de grade, amostras preciosas podem ser salvas através da redução do volume para 2 mL ou menos 2. </li><li> Para produzir o maior membranas possível, algumas de nossas amostras requerem altas concentrações de glicerol ou sacarose (10-20%) para estar presente no buffer de diálise. Isso pode ter um efeito negativo sobre a preparação da rede, como o glicerol ou sacarose é altamente viscosa e impede acetato de uranila de penetrar adequadamente o buffer e, portanto, incompleta coloração das membranas. Consequentemente, uma grade possível será obscurecida. Ou o buffer pode ser trocado por centrifugação das amostras e substituição por glicerol / sacarose livre de buffer (não mostrado), ou as grelhas podem ser lavadas com tampão ou glicerol / sacarose livre de buffer em um a vários ciclos antes coloração negativa semelhante ao uma técnica usada para crio-EM 3,4. </li></ol> 2. Avaliar Trials Cristalização 2D por EM <ol><li> Dependendo do tipo de porta-amostras, ou uma ou várias redes são carregados. A ampliação de dois-10K, que será referido aqui como ampliação de intermediários, permite uma primeira impressão de distribuição de média e grau de dispersão das membranas, morfologia e tamanho, que é tomado conhecimento no caderno de laboratório 5. Áreas adequadas são registrados como representante súmulas com a ajuda de uma câmera CCD ou, se uma câmera CCD não está disponível, no filme. </li><li> Baixa ampliação na faixa de cerca de 400-800x é usado nos momentos em que uma visão geral de toda a amostra / grid é desejada. Embora não seja empregada em cada grade, baixa ampliação fornece informações valiosas de ajuda na avaliação da preparação da rede em termos de vários aspectos: ambos coloração negativa e quebra parcial potencial do filme de carbono, a concentração da amostra na grade, e possivelmente irregular distribuição proteoliposome. Quadrículas indivíduo pode ser visto com binóculos ou a câmera CCD. Com alguns EMs é possível salvar posições de interesse particular, que pode ser recuperado para inspeção posterior em ampliações maiores. </li><li> Uma vez que uma área da grade de interesse foi identificada em uma ou outra ampliação baixa ou intermediária, a ampliação é alterado para cerca de 60K 50K. Dependendo do cristal de membrana, eo tamanho da célula unitária, se conhecido, ampliações tão baixo quanto 30K e tão alta como 80K são usados. A gama de ampliação de 30-80K será referido como alta ampliação para fins de triagem para cristais 2D. Focando ocorre tanto na definição do foco da baixa dose set-up, com a opção após a imagem / foto configuração, ou nas imediações da área de interesse. <ol class="lalpha"><li> Em caso de ambiguidade em saber se a área de interesse é de fato uma membrana, a amostra é inspecionado para o carbono-filme do tamanho do proteoliposomes, mica, ou outros artefatos. Para esta finalidade, dobrando as bordas revelar e morfologia típicas. </li><li> Agora, a área de interesse é inspecionado com uma câmera CCD. Uma imagem CCD é coletado na 30K-80K ampliação, dependendo do tamanho da membrana, as proteínas ou o tamanho da célula unitária, ou conhecida área cristalina. A rede de uma proteína de membrana menores e / ou na maior parte hidrofóbica não é necessariamente visível pela avaliação visual da imagem CCD-se. Nem toda a imagem é usada para transformar um online-Fourier (FT, ou rápido FT-FFT). Este FT irá conter uma quantidade significativa de ruído, no entanto, se o conjunto ordenado é pequeno. Assim, um tamanho da imagem reduzida em caixa permitirá uma relação sinal-ruído melhorada de um smalLer cristal e uma identificação mais fácil. Para este fim, a caixa é movido sobre a imagem e um FT viver é avaliada. A intensidade / brilho do feixe é ajustado mantendo baixa dose condições para a amostra, bem como as configurações da câmera CCD em mente. Dependendo da câmera CCD utilizado, a gama da FT ao vivo é ajustado para a identificação ideal de conjuntos ordenados. Um valor muito elevado podem obscurecer pontos devido às contribuições de ruído, e um valor de gama excessivamente baixos irá impedir pontos mais fracos de ser identificados. Estes pontos mais fracos pode ser devido à menor matrizes cristalinas com manchas na FT pouco acima do nível de ruído. Embora os dados com maior resolução tiver sido coletado de um pequeno número de amostras 6, comumente a resolução de cristais negativamente coradas em 2D é limitada ou não se deve esperar para ser melhor do que a resolução aproximadamente 15A. Com um defocus de aproximadamente -400 nm, e não mais de 1-3 ordens de manchas devem ser facilmente identificados. Amostras geralmente não são avaliados para a resolução, como crio-EM coleta de dados dará uma indicação adequada de resolução mais alta possível. Nitidez de manchas e mosaicity possíveis são anotados embora. </li></ol></li><li> Membranas diferentes, assim como morfologias membrana, são avaliados para a ordem em grandes ampliações. Isto é particularmente crítico no início ou estágios intermediários de ensaios de cristalização em 2D, como proteoliposomes menores ao invés de maior ou remendos da membrana pode conter as áreas mais promissoras. Percentagens muito baixas de cristais 2D vai exigir a aquisição de imagens e FT, ou de difração óptica, de um grande número de imagens desde a identificação inicial de conjuntos ordenados, com freqüência levam a rápida melhoria do tamanho e qualidade 2,4,7. </li></ol> 3. Resultados representante Proteoliposomes idealmente ordenou mostrar facilmente reconhecíveis, pontos afiados. Cristais grandes e bem ordenadas são facilmente identificados por online-FT de imagens CCD ou de difração óptica de micrografias. O exemplo mostra cristais 2D de uma proteína de membrana de 18kDa pequenos que são até vários microns de tamanho. Manchas na FT são facilmente identificados e afiada. O movimento da caixa de live-FT mostra que a malha é contínua, sem mosaicity. A rede de uma grande proteína com um domínio mais extenso solúveis pode ser identificado na tela pequena do EM. CCD coleção de imagens e FT é necessário fornecer um meio de melhor avaliação e para obter informações sobre, mosaicity, por exemplo, possível (show FT). Ao calcular uma FT de um proteoliposome que não é imposta, o ruído pode ser inicialmente confundido com spots. Enquanto a caixa para o live-FT é movido, no entanto, as manchas desaparecerão. Por outro lado, as matrizes de pequeno porte, com cristalinidade questionável, terão suas vagas restantes estacionária quando o live-FT é movido até um pouco mais a área da imagem. Além disso, estes pequenos cristais podem ser reconhecidos por geralmente ter os tamanhos mesma célula da unidade, e as distâncias entre pontos diferentes no SFT pode ser medido de várias maneiras, como com um círculo de um tamanho específico. Cristais de lipídios exibir uma morfologia distinta e lattice FT. Não é incomum encontrar precipitação em ensaios iniciais. Aqui precipitação de proteínas, sem a reconstituição precisa ser distinguido de agregados lipídicos pequenos embora. Amostras que parecem ser precipitados em baixa ampliação freqüentemente acabam por ser agregados de lipídios, quando visto em maior ampliação. Após a inspeção de 30-50K, as bordas dessas estruturas escuras revelam que eles são compostos de membranas, sem precipitação da proteína. Estas são observações importantes como os agregados de lipídios pode ser aumentado de tamanho grande para as membranas nos experimentos seguintes. Maus resultados em amostras de avaliação são, por vezes ligado a uma concentração baixa de membrana que impede a triagem adequada e rápida. Isto pode frequentemente ser superado com o uso de uma maior concentração de proteína para a cristalização 2D por diálise. Alternativamente, as membranas podem ser deixados de se contentar com alguns dias na parte inferior do tubo Eppendorf durante o armazenamento. Em alguns casos, a resolução rápida, ou quase instantânea de membranas ocorre e pipetagem da parte inferior do tubo irá resultar em uma maior densidade de membrana no grid. Outra opção é muito mais rápida centrifugação (em 3000-8000 rpm durante 1-3 minutos) das amostras com amostragem posterior da parte inferior do tubo. Amostras em condições ideais irá conter uma grande percentagem de cristais 2D. Não é necessário apontar para uma aparência homogênea das membranas, como a coleção maior e mais bem ordenada cristais 2D são selecionados visualmente para dados. Estes tipos de amostras será facilmente reconhecido quando os ensaios de cristalização são repetidos, bem como quando as amostras são utilizadas paraCryo-EM coleta de dados, resultando em um número máximo de imagens em alta resolução. <img src="/files/ftp_upload/1846/1846fig1.jpg" alt="Figura 1" /> Figura 1. Esta figura mostra blotting a borda da grade com um pedaço de papel Whatman # 4 filtro.

<ol>
	<li>Johansen, B. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bright+field+electron+microscopy+of+biological+specimens+V.+A+low+dose+pre-irradiation+procedure+reducing+beam+damage.">Bright field electron microscopy of biological specimens V. A low dose pre-irradiation procedure reducing beam damage.</a> Micron. 7, 145-156 (1976).</li><li>Schmidt-Krey, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electron+crystallography+of+membrane+proteins:+Two-dimensional+crystallization+and+screening+by+electron+microscopy.">Electron crystallography of membrane proteins: Two-dimensional crystallization and screening by electron microscopy.</a> Methods. 41, 417-426 (2007).</li><li>Wang, D. N., K&#252;hlbrandt, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-resolution+electron+crystallography+of+light-harvesting+chlorophyll+a/b-protein+complex+in+three+different+media.">High-resolution electron crystallography of light-harvesting chlorophyll a/b-protein complex in three different media.</a> J Mol Biol. 217, 691-699 (1991).</li><li>Schmidt-Krey, I., Rubinstein, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electron+cryomicroscopy+of+membrane+proteins:+specimen+preparation+for+two-dimensional+crystals+and+single+particles.">Electron cryomicroscopy of membrane proteins: specimen preparation for two-dimensional crystals and single particles.</a> Micron. , (2010).</li><li>Schmidt-Krey, I., Mutucumarana, V., Haase, W., Stafford, D. W., K&#252;hlbrandt, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-dimensional+crystallization+of+human+vitamin+K-dependent+&amp;gamma;-glutamyl+carboxylase.">Two-dimensional crystallization of human vitamin K-dependent &amp;gamma;-glutamyl carboxylase.</a> J Struct Biol. 157, 437-442 (2007).</li><li>Trachtenberg, S., DeRosier, D. J., Zemlin, F., Beckmann, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Non-helical+perturbations+of+the+flagellar+filament:+Salmonella+typhimurium+SJW117+at+9.6+&amp;Aring;+resolution.">Non-helical perturbations of the flagellar filament: Salmonella typhimurium SJW117 at 9.6 &amp;Aring; resolution.</a> J Mol Biol. 276, 759-773 (1998).</li><li>Zhao, G., Johnson, M. C., Schnell, J. R., Kanaoka, Y., Irikura, D., Lam, B. K., Austen, K. F., Schmidt-Krey, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-dimensional+crystallization+conditions+of+human+leukotriene+C4+synthase+requiring+a+particularly+large+combination+of+specific+parameters.">Two-dimensional crystallization conditions of human leukotriene C4 synthase requiring a particularly large combination of specific parameters.</a> J Struct Biol. 169, 450-454 (2010).</li><li>Cheng, A., Leung, A., Fellmann, D., Quispe, J., Suloway, C., Pulokas, J., Abeyrathne, P. D., Lam, J. S., Carragher, B., Potter, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Towards+automated+screening+of+two-dimensional+crystals.">Towards automated screening of two-dimensional crystals.</a> J Struct Biol. 160, 324-331 (2007).</li><li>Vink, M., Derr, K. D., Love, J., Stokes, D. L., Ubarretxena-Belandia, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+high-throughput+strategy+to+screen+2D+crystallization+trials+of+membrane+proteins.">A high-throughput strategy to screen 2D crystallization trials of membrane proteins.</a> J Struct Biol. 160, 295-304 (2007).</li></ol>

Avaliação adequada de amostras requer uma avaliação cuidadosa de um número suficiente de membranas. Por exemplo, amostras com tão baixo como 2% matrizes cristalinas de mais de 180 proteoliposomes imaged deu informações importantes para a otimização rápida de condições de cristalização 2D 7. Quando a precipitação da proteína ocorre, uma grade pode ser abandonado de rastreio mais após a inspeção com pequeno aumento, embora a precipitação parcial ocasional de p...

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		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>400-mesh copper TEM grids coated with carbon film</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>forceps: regular and anti-capillary </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Dumont #5 and Dumont N5AC or similar</td>
</tr>
<tr>
<td>Micropipette and pipette tips</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Whatman #4 filter paper</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>1% uranyl acetate</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Dialysis sample to be screened for 2D crystals</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Glycerol/sucrose-free dialysis buffer</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Optional</td>
</tr>
<tr>
<td>JEOL-1400 transmission electron microscope (TEM)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>similar 80 &#x2013; 120kV TEM equipped with an Lab6 or tungsten filament and film and/or CCD cameras (Gatan Orius SC1000 and/or UltraScan1000 CCD cameras and Gatan Digitial Micrograph software package or Tietz cameras (TVIPS)) </td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>

assessing two-dimensional crystallization trials of small membrane proteins for structural biology studies by electron crystallography

Cristalografia eletrônica tem evoluído como um método que pode ser usado tanto em alternativa ou em combinação com tridimensional cristalização e cristalografia de raios X para estudar estrutura-função perguntas de proteínas da membrana, bem como proteínas solúveis. Triagem para duas dimensões (2D) cristais por microscopia eletrônica de transmissão (EM) é o passo fundamental na busca, otimização e seleção de amostras de alta resolução de coleta de dados por crio-EM. Aqui, descrevemos as etapas fundamentais na identificação de grandes e ordenada, bem como pequenos arrays 2D, que pode potencialmente fornecer informações críticas para a otimização das condições de cristalização. Ao trabalhar com diferentes ampliações no EM, os dados sobre uma série de parâmetros críticos é obtido. Menor ampliação fornece dados valiosos sobre o tamanho e morfologia de membrana. Em ampliações maiores, as dimensões de cristal possível fim e 2D são determinados. Neste contexto, é descrito como câmeras CCD e online-Transformações de Fourier são usados ​​em ampliações maiores para avaliar proteoliposomes para a ordem e tamanho. Apesar de os cristais 2D de proteínas da membrana são mais comumente cultivada por reconstituição por diálise, a técnica de rastreio é igualmente aplicável para cristais produzidos com a ajuda de monocamadas, nativo cristais 2D, e ordenou matrizes de proteínas solúveis. Além disso, os métodos aqui descritos são aplicáveis ​​à triagem para cristais de 2D ainda menor, bem como proteínas de membrana maior, onde as proteínas menores requerem a mesma quantidade de cuidado na identificação como nossos exemplos ea rede de proteínas maiores podem ser mais facilmente identificáveis em fases anteriores do exame.

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Assessing Two-dimensional Crystallization Trials of Small Membrane Proteins for Structural Biology Studies by Electron Crystallography

Avaliação bidimensional ensaios (2D) de cristalização para a formação de matrizes de proteína de membrana ordenado é uma tarefa altamente crítico e difícil em cristalografia de elétrons. Aqui, descrevemos a nossa abordagem na triagem para identificação de cristais e 2D de proteínas da membrana predominantemente de pequena faixa de 15 - 90 kDa.

Avaliar Trials bidimensional cristalização de proteínas da membrana Pequenas de Estudos Biologia Estrutural por Cristalografia Electron

Electron crystallography has evolved as a method that can be used either alternatively or in combination with three-dimensional crystallization and X-ray ...

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Research

JoVE Journal

Biology

11.2K visualizações.  Georgia Institute of Technology. Avaliação bidimensional ensaios (2D) de cristalização para a formação de matrizes de proteína de membrana ordenado é uma tarefa altamente crítico e difícil em cristalografia de elétrons. Aqui, descrevemos a nossa abordagem na triagem para identificação de cristais e 2D de proteínas da membrana predominantemente de pequena faixa de 15 - 90 kDa.

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Microcontact Printing of Proteins for Cell Biology

The ability to pattern proteins and other biomolecules onto substrates is important for capturing the spatial complexity of the extracellular environment. Development of microcontact printing by the Whitesides group (<a href="http://gmwgroup.harvard.edu/">http://gmwgroup.harvard.edu/</a>) in the mid-1990s revolutionalized this field by making microelectronics/microfabrication techniques accessible to laboratories focused on the life sciences. Initial implementations of this method used polydimethylsiloxane (PDMS) stamps to create patterns of functionalized chemicals on material surfaces1. Since then, a range of innovative approaches have been developed to pattern other molecules, including proteins2. This video demonstrates the basic process of creating PDMS stamps and uses them to pattern proteins, as these steps are difficult to accurately express in words. We focus on patterning the extracellular matrix protein fibronectin onto glass coverslips as a specific example of patterning.
An important component of the microcontact printing process is a topological master, from which the stamps are cast; the raised and lowered regions of the master are mirrored into the stamp and define the final pattern. Typically, a master consists of a silicon wafer coated with photoresist and then patterned by photolithography, as is done here. Creation of masters containing a specific pattern requires specialized equipment, and is best approached in consultation with a fabrication center or facility. However, almost any substrate with topology can be used as a master, such as plastic diffraction gratings (see Reagents for one example), and such serendipitous masters provide readily available, simple patterns. This protocol begins at the point of having a master in hand.

Microcontact printing is used extensively to pattern proteins and other molecules on material surfaces. We demonstrate the basic steps of this process, stamping patterns of fibronectin onto glass.

Impressão microcontact de Proteínas de Biologia Celular

The ability to pattern proteins and other biomolecules onto substrates is important for capturing the spatial complexity of the extracellular environment. ...

Biologia

Crystallizing Membrane Proteins for Structure Determination using Lipidic Mesophases

A detailed protocol for crystallizing membrane proteins by using lipidic mesophases is described. This method has variously been referred to as the lipidic cubic phase or in meso method. The method has been shown to be quite versatile in that it has been used to solve X-ray crystallographic structures of prokaryotic and eukaryotic proteins, proteins that are monomeric, homo- and hetero-multimeric, chromophore-containing and chromophore-free, and alpha-helical and beta-barrel proteins. Recent successes using in meso crystallization are the human engineered beta2-adrenergic and adenosine A2a G protein-coupled receptors. Protocols are presented for reconstituting the membrane protein into the monoolein-based mesophase, and for setting up crystallizations in the manual mode. Additional steps in the overall process, such as crystal harvesting, are to be addressed in future video articles. The time required to prepare the protein-loaded mesophase and to set up a crystallization plate manually is about one hour.

Herein is described the procedure implemented in the Caffrey Membrane Structural and Functional Biology Group to set up manually crystallization trials of membrane proteins in lipidic mesophases.

Cristalizando Proteínas de Membrana para determinação da estrutura usando mesofases lipídico

A detailed protocol for crystallizing membrane proteins by using lipidic mesophases is described. This method has variously been referred to as the ...

Protein Crystallization for X-ray Crystallography

Using the three-dimensional structure of biological macromolecules to infer how they function is one of the most important fields of modern biology. The availability of atomic resolution structures provides a deep and unique understanding of protein function, and helps to unravel the inner workings of the living cell. To date, 86% of the Protein Data Bank (rcsb-PDB) entries are macromolecular structures that were determined using X-ray crystallography.
To obtain crystals suitable for crystallographic studies, the macromolecule (e.g. protein, nucleic acid, protein-protein complex or protein-nucleic acid complex) must be purified to homogeneity, or as close as possible to homogeneity. The homogeneity of the preparation is a key factor in obtaining crystals that diffract to high resolution (Bergfors, 1999; McPherson, 1999).
Crystallization requires bringing the macromolecule to supersaturation. The sample should therefore be concentrated to the highest possible concentration without causing aggregation or precipitation of the macromolecule (usually 2-50 mg/ mL). Introducing the sample to precipitating agent can promote the nucleation of protein crystals in the solution, which can result in large three-dimensional crystals growing from the solution. There are two main techniques to obtain crystals: vapor diffusion and batch crystallization. In vapor diffusion, a drop containing a mixture of precipitant and protein solutions is sealed in a chamber with pure precipitant. Water vapor then diffuses out of the drop until the osmolarity of the drop and the precipitant are equal (Figure 1A). The dehydration of the drop causes a slow concentration of both protein and precipitant until equilibrium is achieved, ideally in the crystal nucleation zone of the phase diagram. The batch method relies on bringing the protein directly into the nucleation zone by mixing protein with the appropriate amount of precipitant (Figure 1B). This method is usually performed under a paraffin/mineral oil mixture to prevent the diffusion of water out of the drop.
Here we will demonstrate two kinds of experimental setup for vapor diffusion, hanging drop and sitting drop, in addition to batch crystallization under oil.

The 3-D structure of a molecule provides a unique understanding of how the molecule functions. The principal method for structure determination at near-atomic resolution is X-ray crystallography. Here, we demonstrate the current methods for obtaining three-dimensional crystals of any given macromolecule that are suitable for structure determination by X-ray crystallography.

Cristalização de proteínas para cristalografia de raios X

Using the three-dimensional structure of biological macromolecules to infer how they function is one of the most important fields of modern biology. The ...

Crystallization of Membrane Proteins in Lipidic Mesophases

Membrane proteins perform critical functions in living cells related to signal transduction, transport and energy transformations, and, as such, are implicated in a multitude of malfunctions and diseases. However, a structural and functional understanding of membrane proteins is strongly lagging behind that of their soluble partners, mainly, due to difficulties associated with their solubilization and generation of diffraction quality crystals. Crystallization in lipidic mesophases (also known as in meso or LCP crystallization) is a promising technique which was successfully applied to obtain high resolution structures of microbial rhodopsins, photosynthetic proteins, outer membrane beta barrels and G protein-coupled receptors. In meso crystallization takes advantage of a native-like membrane environment and typically produces crystals with lower solvent content and better ordering as compared to traditional crystallization from detergent solutions. The method is not difficult, but requires an understanding of lipid phase behavior and practice in handling viscous mesophase materials. Here we demonstrate a simple and efficient way of making LCP and reconstituting a membrane protein in the lipid bilayer of LCP using a syringe mixer, followed by dispensing nanoliter portions of LCP into an assay or crystallization plate, conducting pre-crystallization assays and harvesting crystals from the LCP matrix. These protocols provide a basic guide for approaching in meso crystallization trials; however, as with any crystallization experiment, extensive screening and optimization are required, and a successful outcome is not necessarily guaranteed.

The protocols describe the essential steps for obtaining diffraction quality crystals of a membrane protein starting from reconstitution of the protein in a lipidic cubic phase (LCP), finding initial conditions with LCP-FRAP pre-crystallization assays, setting up LCP crystallization trials and harvesting crystals.

Cristalização de proteínas da membrana lipídica em mesofases

Membrane proteins perform critical functions in living cells related to signal transduction, transport and energy transformations, and, as such, are ...

High-throughput Crystallization of Membrane Proteins Using the Lipidic Bicelle Method

Membrane proteins (MPs) play a critical role in many physiological processes such as pumping specific molecules across the otherwise impermeable membrane bilayer that surrounds all cells and organelles. Alterations in the function of MPs result in many human diseases and disorders; thus, an intricate understanding of their structures remains a critical objective for biological research. However, structure determination of MPs remains a significant challenge often stemming from their hydrophobicity. 
MPs have substantial hydrophobic regions embedded within the bilayer. Detergents are frequently used to solubilize these proteins from the bilayer generating a protein-detergent micelle that can then be manipulated in a similar manner as soluble proteins. Traditionally, crystallization trials proceed using a protein-detergent mixture, but they often resist crystallization or produce crystals of poor quality. These problems arise due to the detergent&prime;s inability to adequately mimic the bilayer resulting in poor stability and heterogeneity. In addition, the detergent shields the hydrophobic surface of the MP reducing the surface area available for crystal contacts. To circumvent these drawbacks MPs can be crystallized in lipidic media, which more closely simulates their endogenous environment, and has recently become a de novo technique for MP crystallization.
Lipidic cubic phase (LCP) is a three-dimensional lipid bilayer penetrated by an interconnected system of aqueous channels1. Although monoolein is the lipid of choice, related lipids such as monopalmitolein and monovaccenin have also been used to make LCP2. MPs are incorporated into the LCP where they diffuse in three dimensions and feed crystal nuclei. A great advantage of the LCP is that the protein remains in a more native environment, but the method has a number of technical disadvantages including high viscosity (requiring specialized apparatuses) and difficulties in crystal visualization and manipulation3,4. Because of these technical difficulties, we utilized another lipidic medium for crystallization-bicelles5,6 (Figure 1). Bicelles are lipid/amphiphile mixtures formed by blending a phosphatidylcholine lipid (DMPC) with an amphiphile (CHAPSO) or a short-chain lipid (DHPC). Within each bicelle disc, the lipid molecules generate a bilayer while the amphiphile molecules line the apolar edges providing beneficial properties of both bilayers and detergents. Importantly, below their transition temperature, protein-bicelle mixtures have a reduced viscosity and are manipulated in a similar manner as detergent-solubilized MPs, making bicelles compatible with crystallization robots. 
Bicelles have been successfully used to crystallize several membrane proteins5,7-11 (Table 1). This growing collection of proteins demonstrates the versatility of bicelles for crystallizing both alpha helical and beta sheet MPs from prokaryotic and eukaryotic sources. Because of these successes and the simplicity of high-throughput implementation, bicelles should be part of every membrane protein crystallographer&prime;s arsenal. In this video, we describe the bicelle methodology and provide a step-by-step protocol for setting up high-throughput crystallization trials of purified MPs using standard robotics.

Bicelles are lipid/amphiphile mixtures that maintain membrane proteins (MPs) within a lipid bilayer but have unique phase behavior that facilitates high-throughput screening by crystallization robots. This technique has successfully produced a number of high-resolution structures from both prokaryotic and eukaryotic sources. This video describes protocols for generating the lipidic bicelle mixture, incorporating MPs into the bicelle mixture, setting up crystallizations trials (manually as well as robotically) and harvesting crystals from the medium.

De alto rendimento cristalização de proteínas de membrana Usando o método Bicelle lipídico

Membrane proteins (MPs) play a critical role in many physiological processes such as pumping specific molecules across the otherwise impermeable membrane ...

Use of a Robot for High-throughput Crystallization of Membrane Proteins in Lipidic Mesophases

Structure-function studies of membrane proteins greatly benefit from having available high-resolution 3-D structures of the type provided through macromolecular X-ray crystallography (MX). An essential ingredient of MX is a steady supply of ideally diffraction-quality crystals. The in meso or lipidic cubic phase (LCP) method for crystallizing membrane proteins is one of several methods available for crystallizing membrane proteins. It makes use of a bicontinuous mesophase in which to grow crystals. As a method, it has had some spectacular successes of late and has attracted much attention with many research groups now interested in using it. One of the challenges associated with the method is that the hosting mesophase is extremely viscous and sticky, reminiscent of a thick toothpaste. Thus, dispensing it manually in a reproducible manner in small volumes into crystallization wells requires skill, patience and a steady hand. A protocol for doing just that was developed in the Membrane Structural &amp; Functional Biology (MS&amp;FB) Group1-3. JoVE video articles describing the method are available1,4. 
The manual approach for setting up in meso trials has distinct advantages with specialty applications, such as crystal optimization and derivatization. It does however suffer from being a low throughput method. Here, we demonstrate a protocol for performing in meso crystallization trials robotically. A robot offers the advantages of speed, accuracy, precision, miniaturization and being able to work continuously for extended periods under what could be regarded as hostile conditions such as in the dark, in a reducing atmosphere or at low or high temperatures. An in meso robot, when used properly, can greatly improve the productivity of membrane protein structure and function research by facilitating crystallization which is one of the slow steps in the overall structure determination pipeline. 
In this video article, we demonstrate the use of three commercially available robots that can dispense the viscous and sticky mesophase integral to in meso crystallogenesis. The first robot was developed in the MS&amp;FB Group5,6. The other two have recently become available and are included here for completeness.	
An overview of the protocol covered in this article is presented in Figure 1. All manipulations were performed at room temperature (~20 &deg;C) under ambient conditions.

Herein is described a robotic approach to high-throughput crystallization of membrane proteins in lipidic mesophases for use in structure determination using macromolecular X-ray crystallography. Three robots capable of handling the viscous and sticky protein-laden mesophase integral to the method are introduced.

A utilização de um robô para alta capacidade de cristalização de proteínas de membrana em mesofases lipídicas

Structure-function studies of membrane proteins greatly benefit from having available high-resolution 3-D structures of the type provided through ...

Harvesting and Cryo-cooling Crystals of Membrane Proteins Grown in Lipidic Mesophases for Structure Determination by Macromolecular Crystallography

An important route to understanding how proteins function at a mechanistic level is to have the structure of the target protein available, ideally at atomic resolution. Presently, there is only one way to capture such information as applied to integral membrane proteins (Figure 1), and the complexes they form, and that method is macromolecular X-ray crystallography (MX). To do MX diffraction quality crystals are needed which, in the case of membrane proteins, do not form readily. A method for crystallizing membrane proteins that involves the use of lipidic mesophases, specifically the cubic and sponge phases1-5, has gained considerable attention of late due to the successes it has had in the G protein-coupled receptor field6-21 (<a href="http://www.mpdb.tcd.ie" target="_blank">www.mpdb.tcd.ie</a>). However, the method, henceforth referred to as the in meso or lipidic cubic phase method, comes with its own technical challenges. These arise, in part, due to the generally viscous and sticky nature of the lipidic mesophase in which the crystals, which are often micro-crystals, grow. Manipulating crystals becomes difficult as a result and particularly so during harvesting22,23. Problems arise too at the step that precedes harvesting which requires that the glass sandwich plates in which the crystals grow (Figure 2)24,25 are opened to expose the mesophase bolus, and the crystals therein, for harvesting, cryo-cooling and eventual X-ray diffraction data collection.
The cubic and sponge mesophase variants (Figure 3) from which crystals must be harvested have profoundly different rheologies4,26. The cubic phase is viscous and sticky akin to a thick toothpaste. By contrast, the sponge phase is more fluid with a distinct tendency to flow. Accordingly, different approaches for opening crystallization wells containing crystals growing in the cubic and the sponge phase are called for as indeed different methods are required for harvesting crystals from the two mesophase types. Protocols for doing just that have been refined and implemented in the Membrane Structural and Functional Biology (MS&amp;FB) Group, and are described in detail in this JoVE article (Figure 4). Examples are given of situations where crystals are successfully harvested and cryo-cooled. We also provide examples of cases where problems arise that lead to the irretrievable loss of crystals and describe how these problems can be avoided. In this article the Viewer is provided with step-by-step instructions for opening glass sandwich crystallization wells, for harvesting and for cryo-cooling crystals of membrane proteins growing in cubic and in sponge phases.

Herein is described procedures implemented in the Caffrey Membrane Structural and Functional Biology Group to harvest and cryo-cool membrane protein crystals grown in lipidic cubic and sponge phases for use in structure determination using macromolecular X-ray crystallography.

Colheita e Cryo-resfriamento cristais de proteínas de membrana crescida no mesofases lipídicas para a determinação da estrutura de Cristalografia Macromolecular

An important route to understanding how proteins function at a mechanistic level is to have the structure of the target protein available, ideally at ...

Efficient Production and Purification of Recombinant Murine Kindlin-3 from Insect Cells for Biophysical Studies

Kindlins are essential coactivators, with talin, of the cell surface receptors&#160;integrins and also participate in integrin outside-in signalling, and the control of gene transcription in the cell nucleus. The kindlins are ~75 kDa multidomain proteins and bind to an NPxY motif and upstream T/S cluster of the integrin &#946;-subunit cytoplasmic tail. The hematopoietically-important kindlin isoform, kindlin-3, is critical for platelet aggregation during thrombus formation, leukocyte rolling in response to infection and inflammation and osteoclast podocyte formation in bone resorption. Kindlin-3&#39;s role in these processes has resulted in extensive cellular and physiological studies. However, there is a need for an efficient method of acquiring high quality milligram quantities of the protein for further studies. We have developed a protocol, here described, for the efficient expression and purification of recombinant murine kindlin-3 by use of a baculovirus-driven expression system in Sf9 cells yielding sufficient amounts of high purity full-length protein to allow its biophysical characterization. The same approach could be taken in the study of the other mammalian kindlin isoforms.

Kindlins are fundamental to cell adhesion through integrins but studies of them have been hampered by the difficulty encountered in expressing them recombinantly in bacterial hosts. We describe here methods for their efficient production in baculovirus-infected insect cells.

Produção eficiente e Purificação de recombinante murino Kindlin-3 a partir de células de insetos de Estudos biofísicos

Kindlins are essential coactivators, with talin, of the cell surface receptors&#160;integrins and also participate in integrin outside-in signalling, and ...

Visualization of ATP Synthase Dimers in Mitochondria by Electron Cryo-tomography

Electron cryo-tomography is a powerful tool in structural biology, capable of visualizing the three-dimensional structure of biological samples, such as cells, organelles, membrane vesicles, or viruses at molecular detail. To achieve this, the aqueous sample is rapidly vitrified in liquid ethane, which preserves it in a close-to-native, frozen-hydrated state. In the electron microscope, tilt series are recorded at liquid nitrogen temperature, from which 3D tomograms are reconstructed. The signal-to-noise ratio of the tomographic volume is inherently low. Recognizable, recurring features are enhanced by subtomogram averaging, by which individual subvolumes are cut out, aligned and averaged to reduce noise. In this way, 3D maps with a resolution of 2 nm or better can be obtained. A fit of available high-resolution structures to the 3D volume then produces atomic models of protein complexes in their native environment. Here we show how we use electron cryo-tomography to study the in situ organization of large membrane protein complexes in mitochondria. We find that ATP synthases are organized in rows of dimers along highly curved apices of the inner membrane cristae, whereas complex I is randomly distributed in the membrane regions on either side of the rows. By subtomogram averaging we obtained a structure of the mitochondrial ATP synthase dimer within the cristae membrane.

We present a protocol of how to collect and process electron cryo-tomograms of whole mitochondria. The technique provides detailed insights into the structure, function, and organization of large membrane protein complexes in native biological membranes.

Visualização da ATP sintase Dimers na mitocôndria por Electron Cryo-tomografia

Electron cryo-tomography is a powerful tool in structural biology, capable of visualizing the three-dimensional structure of biological samples, such as ...

Immunodetection of Outer Membrane Proteins by Flow Cytometry of Isolated Mitochondria

Methods to detect and monitor mitochondrial outer membrane protein components in animal tissues are vital to study mitochondrial physiology and pathophysiology. This protocol describes a technique where mitochondria isolated from rodent tissue are immunolabeled and analyzed by flow cytometry. Mitochondria are isolated from rodent spinal cords and subjected to a rapid enrichment step so as to remove myelin, a major contaminant of mitochondrial fractions prepared from nervous tissue. Isolated mitochondria are then labeled with an antibody of choice and a fluorescently conjugated secondary antibody. Analysis by flow cytometry verifies the relative purity of mitochondrial preparations by staining with a mitochondrial specific dye, followed by detection and quantification of immunolabeled protein. This technique is rapid, quantifiable and high-throughput, allowing for the analysis of hundreds of thousands of mitochondria per sample. It is applicable to assess novel proteins at the mitochondrial surface under normal physiological conditions as well as the proteins that may become mislocalized to this organelle during pathology. Importantly, this method can be coupled to fluorescent indicator dyes to report on certain activities of mitochondrial subpopulations and is feasible for mitochondria from the central nervous system (brain and spinal cord) as well as liver.

Described here is a method to detect and quantify mitochondrial outer membrane proteins by immunolabeling of mitochondria isolated from rodent tissue and analysis by flow cytometry. This method can be extended to assess functional aspects of mitochondrial subpopulations.