Agradecemos às instalações da StemCore na Universidade Monash pelo fornecimento de linhas hESC e da instalação FlowCore na Universidade Monash para serviços FACS. Este trabalho foi apoiado por bolsas de pesquisa do Australian Stem Cell Centre, do New South Wales e do Programa de Subvenção de Células-Tronco do Governo Vitoriano para a ALL. ALL é um pesquisador parceiro da Iniciativa De Pesquisa Especial do Australian Research Council (ARC) em Ciência de Células-Tronco, Células-Tronco Austrália.

O protocolo a seguir foi realizado utilizando culturas a granel padrão hESC-MEL111 fornecidas pela instalação StemCore na Universidade Monash (Melbourne). Esta linha celular é rotineiramente cultivada em uma camada de fibroblastos embrionários de camundongos mitoticamente inativados (MEFs) em bFGF complementado hESC/KOSR media7 e é mantida com dissociação enzimática (Colagenase) cada 5-7 dias8. as culturas hESC cresceram para ~80% de confluência em frascos de 75 cm2 (T75) são usados como populações de entrada para este protocolo. Todos os procedimentos de manipulação celular descritos abaixo devem ser realizados em condições assépticas em um gabinete de biosegurança classe II filtrado pelo HEPA.
Dois dias antes de realizar um ensaio TG30/GCTM-2 FACS, prepare as placas de cultura T75 (descritas na seção 1) que devem ser usadas para a recultura de células recuperadas pós-FACS (descritas na seção 4).
1. Semeadura de MEFs e Preparação de MeioS Condicionados por MEF
1.1 DIA -2: Chapeamento de MEFs em frascos T75
<ol><li>Pipeta 10 ml de gelatina de 0,1% w/v em cada frasco T75 e inclinação para cobrir a superfície uniformemente.</li>
	<li>Incubar por 30 minutos à temperatura ambiente em um armário de biossegurança.</li>
	<li>Solução de gelatina aspirada.</li>
	<li>Adicione 20 ml MEF-médio ao frasco e pré-equilibre a 37 °C/5% de CO2 por 30 min em uma incubadora de cultura celular.</li>
	<li>Placa mitoticamente inativada MEFs em frascos preparados nas seguintes densidades. Para 1/3 sementes de densidade MEF 1,4 x 104 células/cm2 (T75= 1 x 106 MEFs). Para sementes MEF de densidade total 5,3 x 104 células/cm2 (T75 = 4 x 106 MEFs).</li>
</ol>Nota: Usamos rotineiramente MEFs que foram mitoticamente inativados por γ-irradiação. Um protocolo de preparação de MEFs irradiados γ pode ser encontrado em Michalska12.
<ol start="6"><li>Incubar culturas MEF irradiadas a 37 °C/5% DE CO2 durante a noite. Os frascos de 1/3 podem ser incubados por 1-4 dias sem alteração mef-média. Estes frascos são usados para replacar células pós-FACS (como no protocolo 4). Frascos MEF completos são incubados durante a noite para gerar CM de acordo com a etapa 1.2.</li>
</ol>1.2 DIA -1: Preparação do meio condicionado ao MEF (CM)
<ol><li>Aspirar MEF-médio de frascos T75 full-MEF.</li>
	<li>Adicione um meio pré-equilibrado de 25 ml hESC/KOSR suplementado com 5 ng/ml humano FGF-2 por frasco T75. Incubar a 37 °C/5% de CO2 por 24 horas.</li>
	<li>Colete o meio mef (CM) em um tubo de cultura tecidual estéril, complemente recentemente CM com 10 ng/ml humano FGF-2 e filtro usando um filtro de polietroésulfone de 0,22 μm.</li>
	<li>Para produzir CM adicional, repita as etapas 1.2.2 e 1.2.3 diárias sobre a mesma cultura MEF por uma semana.</li>
</ol>No dia da realização de um ensaio TG30/GCTM-2, substitua o mef-médio em frascos MEF T75 de 1/3 MEF com CM e pré-equilíbrio por pelo menos 30 minutos antes da semeadura de quaisquer células hESC ou derivados de hESC recuperadas do procedimento conforme descrito abaixo. Cm é usado fresco ou armazenado a 4 °C por até 2 semanas. Cm é usado neste protocolo, pois em nossas mãos aumenta a viabilidade das células pós-FACS em comparação com a mídia não-condicionada (resultados não mostrados).
2. Executando um ensaio TG30/GCTM-2 FACS: Dissociação de culturas a granel hESC em células únicas
Nota: Prechill 20% FBS/DMEM-F12 médio a 4 °C.
<ol><li>Aspire a mídia hESC/KOSR de dois frascos T75 com uma linha hESC cultivada.</li>
	<li>Enxágüe as células em cada T75 com DPBS de 10 ml e aspire para remover.</li>
	<li>Adicione 3 ml solução de dissociação Do TrypLE Express em cada frasco T75. Incubar a 37 °C/5% de CO2 por 5 min.</li>
	<li>Bata o lado dos frascos para obter o desalojamento completo das células. Verifique em microscópio. Se as células não se desalojarem facilmente, incubar por mais 2-3 min a 37 °C/5% de CO2.</li>
	<li>Adicione 10 ml 20% FBS/DMEM-F12 (mantido a 4 °C) a cada frasco T75. Usando uma pipeta estéril de 10 ml, triturar suavemente as células dissociadas várias vezes contra a parede do frasco para obter uma suspensão celular predominantemente única.</li>
	<li>Coloque um coador de células de 70 μm em um tubo de polipropileno estéril de 50 ml. Use uma pipeta estéril de 10 ml para forçar as suspensões de célula única hESC agrupadas dos dois frascos T75 através do coador.</li>
	<li>Descarte o coador de células, substitua a tampa do tubo e centrífugue a suspensão hESC agrupada a 1.000 x g por 2 min.</li>
	<li>Descarte o supernascimento e lave as células reutilizando suavemente a pelota em 10 ml 20% FBS/DMEM-F12 (pré-4 °C).</li>
	<li>Realize uma segunda centrifugação a 1.000 x g por 2 min.</li>
	<li>Descarte o supernaente, adicione 10 ml 20% FBS/DMEM-F12 (prechilled a 4 °C) e triturar suavemente para células resusgaspend. Coloque o tubo de 50 ml no gelo. Este tubo será usado para o procedimento de imunossuagem da Amostra de Classificação descrito abaixo.</li>
	<li>Tome 20 μl da suspensão de célula única hESC (etapa 2.10) para contagem de números de celular usando um hemotocitómetro. Você deve esperar um rendimento de 10-15 milhões de células por frasco T75.</li>
</ol>Nota: O FBS é usado nesta parte do protocolo para aumentar a viabilidade celular pós-FACS.
3. Coloração imunofluorescente dos antígenos de superfície celular TG30 e GCTM-2
<ol><li>Alíquota de 150 μl (~100.000 células) de uma suspensão celular única hESC (a partir da etapa 2.11) em cada um dos seis tubos de microcentrifuuge de 1,5 ml. Estes seis alíquotas serão utilizados para os controles de coloração necessários para calibrar o ensaio na máquina FACS. A suspensão celular restante de ~9 ml será a amostra de classificação na qual a cultura dissociada será co-detida para detecção de TG30 e GCTM-2, de acordo com as Tabelas 1 e 2.</li>
	<li>Realize reações vinculantes de anticorpos primários em 20% FBS/DMEM-F12. Os volumes finais de reação devem ser ~9 ml para a Amostra de Classificação e 200 μl para os controles. Inclua controles isótipos como anticorpos primários. Coloque os tubos horizontalmente no gelo e misture suavemente por 30 minutos em uma plataforma de balanço.</li>
	<li>Centrífuga reações primárias de anticorpos a 1.000 x g por 2 min.</li>
	<li>Descarte o supernascimento e lave as células reutilizando a pelota em 20 ml 20% FBS/DMEM-F12 (pré-4 °C) para a Amostra de Classificação e 200 μl para os controles.</li>
	<li>Faça uma segunda rodada a 1.000 x g por 2 min.</li>
	<li>Realize reações vinculantes de anticorpos secundários em 20% FBS/DMEM-F12. Os volumes finais de reação devem ser de 2,5 ml para a Amostra de Classificação e 200 μl para os controles. Prepare o tubo de reação PE-anti-mouse CD90.2 nesta fase. Coloque os tubos horizontalmente no gelo e misture suavemente por 30 minutos em uma plataforma de balanço.</li>
</ol>Nota: Durante este tempo de incubação, é conveniente coletar CM e preparar frascos 1/3 MEF T75 com CM como na seção 1.2.
<ol start="7"><li>Centrífuga reações secundárias de anticorpos a 1.000 x g por 2 min.</li>
	<li>Descarte o supernascimento e lave as células DUAS VEZES, reutilizando a pelota em 20 ml 20% FBS/DMEM-F12 (pré-4 °C) para a Amostra de Classificação e 200 μl para os controles.</li>
	<li>Faça uma rotação a 1.000 x g por 2 minutos após cada lavagem e coloque tubos no gelo.</li>
	<li>Descarte supernacantes e pelotas de células resuspend em 20% FBS/DMEM-F12 suplementados com iodeto de propídio (PI) a 0,3 μg/ml. Use 2-3 ml para a Amostra de Classificação e 300 μl para os controles.</li>
</ol>Nota: NÃO adicione PI ao tubo de controle com células não manchadas.
<ol start="11"><li>Use uma micropipette P1000 para forçar cada suspensão celular individual através de um coador de células de tampa de 35 μm, acoplado a tubos de poliestireno de 5 ml.</li>
	<li>Centrífuga a 50 g/min para forçar através da suspensão de células residuais nas tampas do coador.</li>
	<li>Resuspenda cada suspensão celular tocando as laterais dos tubos e coloque no gelo. Suas células estão prontas para o FACS. Por favor, prossiga imediatamente.</li>
</ol>4. Cultura pós-FACS de células de subfração TG30/GCTM-2 em frascos de 75 cm2 (T75)
<ol><li>Já reportamos anteriormente como configurar uma máquina FACS para imunoprofilamento TG30/GCTM-27. O procedimento permite a recuperação de hESCs únicos viáveis, livres de MEFs, e dentro dos portões de P4 (TG30Neg-GCTM-2Neg),P5 (TG30Low-GCTM-2Low),P6 (TG30Mid-GCTM-2Mid) e P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi) - ver Figura 1E. Configure a máquina FACS para TG30/GCTM-2 FACS como em nosso relatório anterior para recuperar as subfrações de células a serem usadas em seguida.</li>
	<li>Adicione 1 ml CM, preparado como na etapa 1.2, a cada um dos dois tubos de teste de fundo redondo de poliestireno de 5 ml antes de coletar células da máquina FACS. Coloque no gelo.</li>
	<li>Recupere 400.000 células cada uma das subfrações celulares P4 (TG30Neg-GCTM-2Neg)e pluripotente P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi) subfrações de células usando TG30/GCTM-2 FACS.</li>
	<li>Centrifugar os tubos de coleta a 1.000 x g por 5 min.</li>
	<li>Aspire os supernantes. Adicione 1 ml pré-acolibrado 37 °C/5% CO2 CM para resuspensar cada pelotização celular usando um micropipetador P1000. Semente as células para cada fração em um frasco pré-equilibrado 1/3 MEF T75 com CM (preparado conforme o passo 1.2)</li>
	<li>Cultura a 37 °C/5% DE CO2 por 24 horas em uma incubadora de cultura celular.</li>
	<li>Aspirar CM diariamente e substituir por CM recém-preparado (como na etapa 1.2) por aproximadamente duas semanas. Culturas de células pluripotentes P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi) mostram colônias humanas semelhantes a troncos após uma semana e atingem ~80% de confluência em 9-11 dias. Culturas de células P4 (TG30Neg-GCTM-2Neg) crescem principalmente como um gramado de células semelhantes a fibroblastos que atingem a confluência em 11-13 dias. Nesta fase, se necessário, as culturas celulares P4 e P7 podem ser usadas para a recultura consecutiva mediada pelo TG30/GCTM-2 FACS das subfrações P4 ou P7 (Ver Figuras 2 e 3).</li>
</ol>

<ol>
	<li>Pera, M. F., Tam, P. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Extrinsic+regulation+of+pluripotent+stem+cells.">Extrinsic regulation of pluripotent stem cells.</a> Nature. 10 (7299), 713-720 (2010).</li><li>Pistollato, F., Bremer-Hoffmann, S., Healy, L., Young, L., Stacey, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Standardization+of+pluripotent+stem+cell+cultures+for+toxicity+testing.">Standardization of pluripotent stem cell cultures for toxicity testing.</a> Expert Opin. Drug Metab. Toxicol. 8 (2), 239-257 (2012).</li><li>Miura, K., Okada, Y., Aoi, T., Okada, A., Takahashi, K., Okita, K., Nakagawa, M., Koyanagi, M., Tanabe, K., Ohnuki, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Variation+in+the+safety+of+induced+pluripotent+stem+cell+lines.">Variation in the safety of induced pluripotent stem cell lines.</a> Nat. Biotechnol. 27 (8), 743-745 (2009).</li><li>Polanco, J. C., Laslett, A. L., Lenka, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Safety+Assessment+of+Reprogrammed+Cells+Prior+to+Clinical+Applications:+Potential+Approaches+to+Eliminate+Teratoma+Formation.">Safety Assessment of Reprogrammed Cells Prior to Clinical Applications: Potential Approaches to Eliminate Teratoma Formation.</a> Pluripotent Stem Cells. , (2013).</li><li>Laslett, A. 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L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+unsafe+human+IPSC+lines+using+a+robust+surrogate+assay+for+pluripotency.">Identification of unsafe human IPSC lines using a robust surrogate assay for pluripotency.</a> Stem Cells. 31 (8), 1498-1510 (2013).</li><li>Sharpe, M. E., Morton, D., Rossi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nonclinical+safety+strategies+for+stem+cell+therapies.">Nonclinical safety strategies for stem cell therapies.</a> Toxicol. Appl. Pharmacol. 262 (3), 223-231 (2012).</li></ol>

Nada para revelar.

No contexto clínico, os tipos de células somáticas diferenciadas são o produto final desejado para transplante e aplicações terapêuticas, e o HPSC é uma fonte auto-renovadora e escalável para gerar essas células somáticas ou seus progenitores em laboratório. A presença de hESCs residuais indiferenciados com um potencial inerente à formação de teratoma é um risco de segurança quando se considera células somáticas derivadas do HESC para transplante em pacientes. Para uma revisão deste e de outros riscos associados à terapia celular, consulte Sharpe et al. 16 Portanto, para realizar tais aplicações, é imprescindível que os pesquisadores busquem gerar populações de células-alvo que também são livres de células-tronco pluripotentes. Para isso, demonstramos aqui que utilizando nossa metodologia TG30/GCTM-2 FACS é possível monitorar para a presença de células pluripotentes (TG30Hi-GCTM-2Hi) em uma população celular diferenciada e obter derivados viáveis diferenciados pelo HESC que podem ser enriquecidos e reculturados pós-FACS. Embora não seja possível obter amostras 100% pluripotentes sem células-tronco com um único passe do nosso protocolo, os derivados enriquecidos do hESC podem ser reculturados e após a passagem consecutiva 100% de pureza de células somáticas é alcançada. A viabilidade demonstrada das células somáticas para expansão pós-FACS também permite potencialmente a produção de um número adequado de células adequadas para potenciais terapias de transplante.
Os resultados encorajadores deste estudo piloto nos levaram a realizar uma investigação mais abrangente usando nosso protocolo TG30/GCTM-2 em um estudo comparativo com várias linhas de células-tronco pluripotentes induzidas por humanos (hiPSC)linhas 15. Nesse estudo, descobrimos que amostras pluripotentes sem células-tronco obtidas usando nosso protocolo TG30/GCTM-2 FACS não geraram teratomas quando transplantadas em camundongos imunes. Portanto, podemos afirmar com confiança que, com o uso deste protocolo in vitro, culturas celulares de diferenciação em estágio inicial determinadas a serem livres de células TG30Hi-GCTM-2Hi não desenvolvem teratomas in vivo. Isso suporta fortemente a robustez do nosso ensaio, fornecendo uma abordagem potencial para eliminar o risco de formação de teratoma antes do uso de células derivadas do HPSC em aplicações clínicas.
Por outro lado, também mostramos que o ensaio TG30/GCTM-2 FACS pode ser usado para recuperar uma população de células pluripotentes com alto nível de expressão desses dois antígenos de superfície (TG30Hi-GCTM-2Hi). Estudos anteriores mostraram que as células TG30Hi-GCTM-2Hi apresentam a maior correlação com a expressãooct4 oi e formam o maior número de colônias semelhantes a hESC5,6,13,15. Por isso, argumentamos que a rede de pluripotência é ativada em seus níveis máximos em células de expressão TG30Hi-GCTM-2Hi. Consideramos que o uso do nosso protocolo TG30/GCTM-2 FACS e a recuperação de células P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi) poderia permitir a purificação em larga escala de culturas hESC vivas enriquecidas, como entradas para ensaios diferenciados.
Em conclusão, demonstramos aqui a potencialidade de nossos ensaios FACS com base na expressão combinada de antígenos superficiais TG30 e GCTM-2 tanto para a purgação quanto para o enriquecimento dos hESCs. Estudos futuros com protocolos de diferenciação direcionada de hPSCs provavelmente também serão informativos quanto a essa potencialidade. Estamos cientes de que em alguns ensaios onde os derivados diferenciados do HESC expressam temporalmente o TG30 (CD9) ou o GCTM-2, esses dois anticorpos podem não ser apropriados ou suficientes para expurgar células pluripotentes de uma população diferenciada em um determinado ponto de tempo no ensaio6. Portanto, há uma necessidade contínua de encontrar novos anticorpos que reconheçam especificamente os hESCs vivos para superar a possível limitação da reação cruzada com alguns tipos de células diferenciadas.

O HPSC (hPSC) inclui células-tronco embrionárias humanas (hESC) e células-tronco pluripotentes induzidas pelo homem (hIPSC). O HPSC pode se auto-renovar indefinidamente em condições culturais apropriadas sem perder sua capacidade conhecida como "pluripotência". A pluripotência é definida como o potencial para uma célula se diferenciar em essencialmente qualquer linhagem celular somática, incluindo células representativas de cada uma das três camadas de células germinativas embrionárias. O notável potencial do hPSC fornece um meio para uma grande variedade de aplicações baseadas em células, incluindo opções terapêuticas. Por exemplo, há distúrbios envolvendo morte celular e degeneração, onde a funcionalidade normal das células no corpo humano está comprometida, como na insuficiência cardíaca, lesões na coluna vertebral, diabetes, doença de Parkinson, alguns cânceres e outras patologias clínicas. Pacientes que sofrem dessas condições poderiam potencialmente ser tratados transplantando células somáticas saudáveis e funcionais que foram derivadas do HPSC em laboratório. No entanto, os protocolos atuais de diferenciação do HPSC não são 100% eficientes e produzem uma mistura de tipos de células de alvo e fora do alvo diferenciados, bem como hPSCs residuais que não sofreram diferenciação, em vez de continuar a se auto-renovar1-3. A presença de até mesmo um pequeno número de hPSC em uma amostra de células somáticas derivadas do HPSC destinadas ao transplante em pacientes constitui um sério risco clínico, pois essas células por sua natureza inerente à formação de tecidos das três camadas de germes embrionários, poderiam potencialmente formar in vivo um tipo de tumor conhecido como teratoma. Portanto, apenas populações de células-alvo determinadas a estar livres de células-tronco pluripotentes podem ser consideradas seguras para o transplante em pacientes. Existem várias abordagens relatadas para potencialmente realizar a eliminação de hPSCs residuais após a diferenciação, (para revisão ver Polanco e Laslett4). Já relatamos anteriormente o uso dos anticorpos monoclonais TG30 (CD9) e GCTM-2 acoplados à fluorescência de células ativadas (FACS) para identificar células-tronco pluripotentes e discriminá-las de células em estágio inicial de diferenciação em culturas das linhas5-7do HESC .
Uma vantagem do uso de anticorpos para detectar antígenos da superfície celular é que as células-alvo são geralmente viáveis após a ligação de anticorpos e/ou rotulagem. Portanto, as células-alvo podem ser coletadas após a rotulagem de anticorpos e reculturadas para expansão e outras aplicações antes do transplante. Uma ressalva para os antígenos da superfície celular expressos no hPSC é que eles não são exclusivos do estágio pluripotente e são, em muitos casos, re-expressos temporalmente durante o desenvolvimento e, portanto, serão detectados em alguns tipos de células diferenciadas. Portanto, se o objetivo é usar anticorpos para detectar células pluripotentes humanas e purgá-las de uma amostra de células derivadas do HPSC, anticorpos selecionados também não devem reagir com antígenos nos tipos de células diferenciadas específicas destinados ao transplante. Infelizmente, há um número limitado de anticorpos que detectam marcadores de superfície celular em hPSCs 4ao vivo, tornando limitadas as opções de seleção. Além disso, alguns estudos apontaram que a detecção de um único marcador de superfície celular não é suficiente para eliminar todos os hPSC, sugerindo que qualquer tentativa de eliminar todas as subpopulações pluripotentes hPSC deve depender de métodos que usam dois ou mais anticorpos detectando diferentes epítopos expressos pelos hPSCs 9-10. Como mencionado acima, apenas células derivadas do HPSC que poderiam ser determinadas como populações de células-tronco pluripotentes são apropriadas para transplante humano. Alcançar esse nível de stringency pode não ser alcançado com uma única passagem através de uma tecnologia de triagem celular mediada por anticorpos. A recultura da população enriquecida de células-alvo diferenciadas e rodadas subsequentes de classificação celular podem ser necessárias para obter definitivamente amostras pluripotentes livres de células-tronco.
Em nosso laboratório, caracterizamos extensivamente dois anticorpos de superfície celular hES, TG30 (CD9) e GCTM-2, para a detecção de células pluripotentes vivas. Nossos estudos mostraram que a detecção combinada de ambos os TG30 e GCTM-2 se correlaciona fortemente com a expressão de genes associados à pluripotência canônica nas linhas 5-7do HESC . O imunoprofilamento TG30/GCTM-2 FACS mostrou consistentemente que as culturas hESC constituem um gradiente contínuo quantitativo da expressão TG30/GCTM-2 5-7. Estabelecemos arbitrariamente quatro populações (P) de células dentro deste gradiente TG30/GCTM-2: P4 (TG30Neg-GCTM-2Neg),P5 (TG30Low-GCTM-2Low),P6 (TG30Mid-GCTM-2Mid) e P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi) 5-7. Nossa caracterização dessas populações de células P4, P5, P6 e P7 mostrou que as subfrações P6 e P7 expressam um grande número de genes associados à pluripotência e formam eficientemente colônias semelhantes a troncos quando reculturadas pós-FACS 2-3. Por outro lado, as células P4 (TG30Neg-GCTM-2Neg) expressam um grande número de marcadores de diferenciação e constituem os tipos celulares espontaneamente diferenciados que normalmente ocorrem na expansão das culturas das linhas 5-6do HESC . Decidimos testar a potencialidade de nossos TG30/GCTM-2 FACS para a eliminação seletiva de hPSCs residuais após a diferenciação em estágio inicial, e também para o enriquecimento de populações pluripotentes de células-tronco. O protocolo descrito abaixo mostra como coletar e recultura diferenciadas células P4 (TG30Neg-GCTM-2Neg) pós-FACS para realizar a purgação de P7 pluripotente (TG30Hi-GCTM-2Hi). Além disso, explicamos também a coleta e a recultura das células P7 pluripotentes (TG30Hi-GCTM-2Hi)para obter uma cultura enriquecida de células pluripotentes, que poderiam ser posteriormente utilizadas como uma população de insumos definida para potencialmente aumentar a eficiência e consistência dos ensaios de diferenciação.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Short Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Long Name </td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM/F-12</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>11320082</td>
			<td>Long Name: Dulbecco&#39;s Modified Eagle Medium:Nutrient Mixture F-12</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KOSR</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>10828028</td>
			<td>Long Name: Knockout Serum Replacement</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GlutaMAX</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>35050061</td>
			<td>Long Name: GlutaMAX supplement</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nonessential Amino Acids</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>11140050</td>
			<td>Long Name: MEM Nonessential Amino Acids Solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mercaptoethanol</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>21985023</td>
			<td>Long Name: 2-Mercaptoethanol</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DPBS</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>14190250</td>
			<td>Long Name: Dulbecco&#39;s Phosphate-Buffered Saline, no calcium, no magnesium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TrypLE Express</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>12604039</td>
			<td>Long Name: TrypLE Express (1x), no Phenol Red</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AF-488</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>A21131</td>
			<td>Long Name: Alexa Fluor 488 goat anti-mouse IgG2a</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AF-647</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>A21238</td>
			<td>Long Name: Alexa Fluor 647 goat anti-mouse IgM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE-anti IgG2a</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>P21139</td>
			<td>Long Name: R-Phycoerythrin Goat Anti-Mouse IgG2a (&#947;2a) Conjugate</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>11965-092</td>
			<td>Long Name: Dulbecco&#39;s Modified Eagle Medium, high glucose</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pen/Strep</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>15140-122</td>
			<td>Long Name: Penicillin-Streptomycin, Liquid</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Distilled Water</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>15230-089.</td>
			<td>Long Name: Sterile Distilled Water</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PI</td>
			<td>SIGMA</td>
			<td>P4864</td>
			<td>Long Name: Propidium iodide solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FBS</td>
			<td>SIGMA</td>
			<td>12203C</td>
			<td>Long Name: Fetal Bovine Serum</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gelatin</td>
			<td>SIGMA</td>
			<td>G-1890</td>
			<td>Long Name: Gelatin from porcine skin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human FGF-2</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>GF003AF-100UG</td>
			<td>Long Name: Fibroblast Growth Factor basic, human recombinant, animal-free</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter 0.22 &#956;m</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>SCGPU02RE</td>
			<td>Long Name: Stericup-GP, 0.22 &#956;m, polyethersulfone, 250 ml, radio-sterilized</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>70 &#956;m Cell Strainer</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>352350</td>
			<td>Long Name: Cell strainer with 70 &#956;m Nylon mesh</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>35 &#956;m Lid cell strainer, 5 ml tube</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>352235</td>
			<td>Long Name: 5 ml polystyrene round bottom test tube, with a cell strainer cap (35 &#956;m)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5 ml Polystyrene round bottom test tube</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>352054</td>
			<td>Long Name: 5 ml polystyrene round bottom test tube, sterile</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IgG2a Isotype Control</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>554126</td>
			<td>Long Name: Purified Mouse IgG2a, &#954; Isotype Control</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IgM Isotype Control</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>553472</td>
			<td>Long Name: Purified Mouse IgM, &#954; Isotype Control</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE-CD90.2</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>553014</td>
			<td>Long Name: PE Rat Anti-Mouse CD90.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8-peaks calibration</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>559123</td>
			<td>Long Name: Rainbow Calibration Particles (8 peaks)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 ml sterile Polypropylene tube</td>
			<td>Greiner Bio-One</td>
			<td>227261</td>
			<td>Long Name: 50 ml Polypropylene tube with conical bottom, Sterile</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T75 flask</td>
			<td>Greiner Bio-One</td>
			<td>658175</td>
			<td>Long Name: CELLSTAR Filter Cap Cell Culture 75 cm2 Flasks</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TG30</td>
			<td>Merck Millipore</td>
			<td>MAB4427</td>
			<td>Long Name: TG30 Antibody, clone TG30</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GCTM-2</td>
			<td>Merck Millipore</td>
			<td>MAB4346</td>
			<td>Long Name: GCTM-2 is not commercially available but TG343 and equivalent monoclonal antibody is</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Table 4. List of materials and reagent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>[header]</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FACS machine</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td></td>
			<td>FACSVantage SE with FACSDiva option</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inverted microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td></td>
			<td>IX71</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Table 5. List of equipment.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

enrichment and purging of human embryonic stem cells by detection of cell surface antigens using the monoclonal antibodies tg30 and gctm-2

As células-tronco embrionárias humanas (hESC) podem se auto-renovar indefinidamente in vitro, e com as pistas apropriadas podem ser induzidas a se diferenciar em potencialmente todas as linhagens celulares somáticas. Derivados diferenciados do HESC podem potencialmente ser usados em terapias de transplante para tratar uma variedade de doenças degenerativas celulares. No entanto, os protocolos de diferenciação do HESC geralmente produzem uma mistura de tipos de células de alvo e fora do alvo diferenciadas, bem como células residuais indiferenciadas. Para a tradução de derivados diferenciados do laboratório para a clínica, é importante ser capaz de discriminar entre células indiferenciadas (pluripotentes) e diferenciadas, e gerar métodos para separar essas populações. A aplicação segura de tipos de células somáticas derivadas do HESC só pode ser realizada com populações pluripotentes livres de células-tronco, uma vez que os hESCs residuais poderiam induzir tumores conhecidos como teratomas após o transplante. Para isso, descrevemos aqui uma metodologia para detectar antígenos de superfície celular associada à pluripotência com os anticorpos monoclonais TG30 (CD9) e GCTM-2 via fluorescência ativada de classificação celular (FACS) para a identificação de TG30Hi-GCTM-2Hi hESCs por meio de seleção positiva. Utilizando a seleção negativa com nossa metodologia TG30/GCTM-2 FACS, conseguimos detectar e purgar hESCs indiferenciados em populações em estágio inicial (TG30Neg-GCTM-2Neg). Em um estudo posterior, amostras pluripotentes livres de células-tronco de células TG30Negdiferenciadas TG30-2Neg selecionadas usando nosso protocolo TG30/GCTM-2 FACS não formaram teratomas uma vez transplantadas em camundongos imunocompreendidos, apoiando a robustez do nosso protocolo. Por outro lado, a passagem consecutiva mediada por TG30/GCTM-2 FACS de pluripotente enriquecido TG30Hi-GCTM-2Hi hESCs não afetou sua capacidade de auto-renovar in vitro ou sua pluripotência intrínseca. Portanto, as características da nossa metodologia TG30/GCTM-2 FACS fornecem um ensaio sensível para obter populações altamente enriquecidas de hPSC como insumos para ensaios de diferenciação e para livrar potencialmente tumorigênico (ou residual) hESC de populações de células derivadas.

hESC-derivados que são pluripotentes sem células-tronco podem ser obtidos pela passagem consecutiva de células da subfração P4 (TG30Neg-GCTM-2Neg).
Relatórios anteriores estabeleceram que nas culturas padrão hESC uma mistura de subpopulações coexistem exibindo um gradiente de expressão de genes associados à pluripotência5,6,13. A detecção combinada de antígenos da superfície celular como TG30 (CD9) e GCTM-2 permite a discriminação de uma série de subconjuntos de células no estágio pluripotente e em vários estágios de diferenciação inicial, como indicado por sua expressão de marcadores de células-tronco e fatores de transcrição específicos de linhagem5,6,13. De acordo com relatórios anteriores, conseguimos discriminar as células P4 (TG30Neg-GCTM-2Neg),P5 (TG30Low-GCTM-2Low),P6 (TG30Mid-GCTM-2Mid)e P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi) na linha hESC-MEL1 utilizada para este estudo (Figura 1). Com este resultado, passamos a coletar células P4 (TG30Neg-GCTM-2Neg) e células P7 pluripotentes (TG30Hi-GCTM-2Hi) para posterior cultura em estudos descritos abaixo.
Investigamos se, usando uma abordagem de seleção negativa, poderíamos expurgar hESCs indiferenciados de populações celulares submetidas a uma diferenciação muito inicial (TG30Neg-GCTM-2Neg). Utilizamos um número definido de células P4 (TG30Neg-GCTM-2Neg) que foram consecutivamente cultivadas pós-FACS(Figura 2A) por aproximadamente duas semanas, e reanalisada usando TG30/GCTM-2 FACS antes de replacar em cada passagem. Os resultados mostraram que a subfração P4 enriqueceu para os tipos de células diferenciadas TG30Neg-GCTM-2Neg após a passagem consecutiva, e uma pequena presença de células P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi) na passagem inicial(Figura 2A, Passagem 1) eventualmente desapareceram após novas passagens, tornando-se amostras pluripotentes sem células-tronco(Figura 2A, Passagem 3).
O enriquecimento de células hESC pluripotentes pode ser alcançado através da coleta de células TG30Hi-GCTM-2Hi cells.
Com base em observações anteriores usando este ensaio, esperaríamos um enriquecimento de hESCs pluripotentes coletando células P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi) que devem formar colônias hESC. Por isso, também investigamos células TG30/GCTM-2 FACS mediadas por células P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi). Nestas culturas P7, o imunoprofilamento TG30/GCTM-2 FACS foi realizado antes de replacar células em cada passagem e apenas células P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi) foram reculturadas. Dessa forma, observou-se que a maioria das células estava localizada nas subfrações associadas à pluripotência (P6 e P7), indicando um enriquecimento de células pluripotentes que também mantinham capacidade de diferenciar e gerar uma pequena porcentagem das células P4 (TG30Neg-GCTM-2Neg)(Figura 3A). Além disso, as culturas das células P7 apresentaram um grande número de colônias semelhantes ao HESC durante a passagem (Figura 3B),indicando também a manutenção do estado pluripotência.
<img alt="Figure 1" fo:content-width="5.5in" src="/files/ftp_upload/50856/50856fig1.jpg"> Figura 1. Estratégia de classificação representativa para obter subfrações TG30/GCTM-2 FACS. (A): As suspensões de células hES dissociadas são classificadas como células únicas e possíveis aglomerados ou dobras são fechados com a dispersão dianteira para altura e área (FSC-H e FSC-A). (B): Detritos potenciais são removidos com FSC-A e SSC-A, e apenas células intactas são mais classificadas. (C): As células não viáveis são excluídas com base na fluorescência de iodeto de propidium (PI) (FSC-A e FL3-A). (D): As células alimentadoras MEF foram fechadas por seleção negativa com base na expressão do mouse CD90.2-PE (FL2-A e SSC-A). (E): A fração hESC viável isolada, livre de alimentadores MEF, é finalmente fracionada em subpopulações P4 (TG30Neg-GCTM-2Neg),P5 (TG30Low-GCTM-2Low),P6 (TG30Mid-GCTM-2Mid)e P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi). O portão negativo (TG30Neg-GCTM-2Neg, chamado P4) foi definido de acordo com a autofluorescência de fundo para as células não manchadas e também para controles isótipos. (F): Percentuais das diferentes subpopulações fechadas típicas de uma análise de citometria de fluxo TG30/GCTM-2. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50856/50856fig1large.jpg" target="_blank"> Clique aqui para ver a figura maior</a>.
<img alt="Figure 2" fo:content-width="5.75in" src="/files/ftp_upload/50856/50856fig2.jpg"> Figura 2. Culturas consecutivas representativas de células P4 (TG30Neg-GCTM-2Neg)representativas da linha hESC-MEL1. (A): Os lotes TG30/GCTM-2 FACS que mostram subconjuntos fechados de células (P4, P5, P6 e P7) discriminadas pelo nível de expressão detectada dos marcadores de superfície celular TG30 e GCTM-2. Uma população inicial de 400.000 hESC-derivados exibindo P4 (TG30Neg-GCTM-2Neg) é coletada a partir de culturas a granel da linha hESC-MEL1. Estas células P4 (TG30Neg-GCTM-2Neg) são consecutivamente passagens pós-FACS em condições de suporte para renovação do HESC em frascos T75, até atingirem a confluência (11-13 dias). Antes de cada passagem, o TG30/GCTM-2 FACS é realizado para coletar e recultura apenas os tipos de células diferenciadas P4 (TG30Neg-GCTM-2Neg). (B): Morfologia típica do gramado de células P4 (TG30Neg-GCTM-2Neg)após 14 dias. (C): Colônias esporádicas semelhantes a hESC vistas após 14 dias misturadas com o gramado de células P4 (TG30Neg-GCTM-2Neg) apenas na passagem 1, são provavelmente geradas pela contaminação P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi) células. Barra de escala = 200 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50856/50856fig2large.jpg" target="_blank"> Clique aqui para ver a figura maior</a>.
<img alt="Figure 3" fo:content-width="5.75in" src="/files/ftp_upload/50856/50856fig3.jpg"> Figura 3. Células P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi) derivadas das linhas hESC podem ser passagem consecutivas pós-FACS sem perder suas propriedades pluripotentes intrínsecas. Representante TG30/GCTM-2 FACS imunoprofilando as diferentes passagens consecutivas, mostrando os subconjuntos discriminados de células (P4, P5, P6 e P7) de acordo com o nível de expressão de TG30 e GCTM-2. (A): Uma população inicial de 400.000 células mostrando características P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi) é recuperada de culturas a granel da linha hESC-MEL1. As células P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi) são consecutivamente percoradas pós-FACS em condições de suporte para renovação do HESC em frascos T75, até atingir ~80% de confluência (9-11 dias). O imunoprofilamento TG30/GCTM-2 FACS é realizado antes de replacar células em cada passagem e apenas as células P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi) são reculturadas. Os resultados mostram que as células P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi) conservam suas características pluripotentes com a posterior passagem, incluindo conservação da expressão (TG30Hi-GCTM-2Hi),formando colônias semelhantes a hESC (mostradas em B) e mantendo a capacidade de diferenciar como pode ser inferida a partir da recapitulação de uma pequena fração de P4 diferenciado (TG30Neg-GCTM-2Neg) em cada um dos gradientes FACS. Barra de escala = 200 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50856/50856fig3large.jpg" target="_blank"> Clique aqui para ver a figura maior</a>.
<table border="1"><tbody>
<tr>
<td>Amostra (volumes de reação)</td>
			<td>Anticorpo primário</td>
			<td>Anticorpo secundário</td>
			<td>PE Rat Anti-Mouse CD90.2 b</td>
			<td>Iodida de propidium c</td>
		</tr>
<tr>
<td>Amostra de classificação (~9 ml para ABs primários, 2,5 ml para ABs secundários)</td>
			<td>(TG30 + GCTM-2) um
</td>
			<td>AF 488 cabra anti-rato IgG2a + AF 647 cabra anti-rato IgM</td>
			<td>+</td>
			<td>+</td>
		</tr>
<tr>
<td>Controle-1: TG30 (200 μl)</td>
			<td>TG30</td>
			<td>AF 488 cabra anti-rato IgG2a</td>
			<td>-</td>
			<td>+</td>
		</tr>
<tr>
<td>Controle-2: GCTM-2 (200 μl)</td>
			<td>GCTM-2</td>
			<td>IgM anti-rato de cabra AF 647</td>
			<td>-</td>
			<td>+</td>
		</tr>
<tr>
<td>Control-3: Anti-mouse CD90.2 (200 μl)</td>
			<td>-</td>
			<td>-</td>
			<td>+</td>
			<td>+</td>
		</tr>
<tr>
<td>Controle-4: Ficoerythrin (PE) (200 μl)</td>
			<td>Isótipo de Mouse IgG2a</td>
			<td>R-phycoerythrin cabra anti-mouse IgG2a</td>
			<td>-</td>
			<td>+</td>
		</tr>
<tr>
<td>Controle-5: Isótipo de imunoglobulina do rato (200 μl)</td>
			<td>Isótipo de Mouse IgG2a + isótipo IgM</td>
			<td>AF 488 cabra anti-rato IgG2a + AF 647 cabra anti-rato IgM</td>
			<td>-</td>
			<td>+</td>
		</tr>
<tr>
<td>Controle-6: Células não manchadas (200 μl)</td>
			<td>-</td>
			<td>-</td>
			<td>-</td>
			<td>-</td>
		</tr>
</tbody></table>Mesa 1. Classificar amostra e controles para classificação FACS. um A amostra de classificação é imunos detida simultaneamente com anticorpos TG30 e GCTM-2. b PE-anti-mouse CD90.2 é usado para reconhecer células do mouse e remover MEFs de hESCs durante FACS14. c As células não viáveis são excluídas usando iodeto de propídio em uma concentração final de 0,3 μg/ml. Reagente adicionado (+), não adicionado (-) ao tubo de reação.
<table border="1"><tbody>
<tr>
<td>anticorpo </td>
			<td>anfitrião</td>
			<td>Isotipo</td>
			<td>Diluição de trabalho</td>
		</tr>
<tr>
<td>TG30 (1,4 mg/ml)</td>
			<td>rato</td>
			<td>IgG2a</td>
			<td>1:1,000</td>
		</tr>
<tr>
<td>GCTM-2 (hibrinato supernatante)</td>
			<td>rato</td>
			<td>grão-mestre</td>
			<td>1:5 ~ 1:10 a
</td>
		</tr>
<tr>
<td>AF 488 cabra anti-rato IgG2a</td>
			<td>cabra</td>
			<td>Policlonal</td>
			<td>1:500</td>
		</tr>
<tr>
<td>IgM anti-rato de cabra AF 647</td>
			<td>cabra</td>
			<td>Policlonal</td>
			<td>1:500</td>
		</tr>
<tr>
<td>R-phycoerythrin (PE) anti-rato IgG2a</td>
			<td>cabra</td>
			<td>Policlonal</td>
			<td>1:1,000</td>
		</tr>
<tr>
<td>Anti-mouse CD90.2</td>
			<td>rato</td>
			<td>IgG2b</td>
			<td>1:100</td>
		</tr>
<tr>
<td>Mouse purificado IgG2a, κ Isótipo Controle</td>
			<td>rato</td>
			<td>IgG2a</td>
			<td>1:200</td>
		</tr>
<tr>
<td>IgM do rato purificado, κ Isótipo Controle</td>
			<td>rato</td>
			<td>grão-mestre</td>
			<td>1:200</td>
		</tr>
</tbody></table>Mesa 2. Detalhes e diluições de anticorpos para classificação FACS. a Devido à expressão extremamente muito alta de GCTM-2 na superfície celular dos hESCs não é possível alcançar a saturação com este anticorpo. Cada lote de supernanato hibrinato GCTM-2 deve ser titulado contra um controle padrão ou um lote anterior para obter resultados semelhantes com hESCs em escala e evitar sobre a coloração.
<table border="1"><tbody>
<tr>
<td>Nome do meio</td>
			<td>composição</td>
		</tr>
<tr>
<td>hESC/KOSR médio</td>
			<td>Dulbecco's Modified Eagle Medium:Nutrient Mix F-12 (DMEM/F-12) complementado com 20% de Substituição de Soro de Knockout (KOSR), 2 mM GlutaMAX, 1% Aminoácidos Não essenciais MEM, 0,1 mM 2-Mercaptoetanol, 10 ng/ml fator de crescimento do fibroblasto humano 2 (FGF-2) e Caneta/Estreptococos em 1x.</td>
		</tr>
<tr>
<td>Meio MEF</td>
			<td>Dulbecco's Modified Eagle Medium, alta glicose (DMEM) suplementado com 10% de Soro Bovino Fetal (FBS), 2 mM GlutaMAX e Caneta/Estrepto em 1x.</td>
		</tr>
</tbody></table>Mesa 3. Composição da mídia cultural.

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Enrichment and Purging of Human Embryonic Stem Cells by Detection of Cell Surface Antigens Using the Monoclonal Antibodies TG30 and GCTM-2

Descrevemos o uso dos anticorpos monoclonais TG30 (CD9) e GCTM-2 para a detecção combinada de antígenos da superfície celular via fluorescência ativada de classificação celular (FACS) para a identificação e enriquecimento de células-tronco embrionárias humanas vivas (hESC) utilizando seleção positiva e também o uso de seleção negativa para expurgar hESCs de uma população de células mistas.

Enriquecimento e purgação de células-tronco embrionárias humanas pela detecção de antígenos da superfície celular usando os anticorpos monoclonais TG30 e GCTM-2

Human embryonic stem cells (hESC) can self-renew indefinitely in vitro, and with the appropriate cues can be induced to differentiate into potentially all ...

enrichment-purging-human-embryonic-stem-cells-detection-cell-surface

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Embryonic and Induced Pluripotent Stem Cells

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Vídeo: Enrichment and Purging of Human Embryonic Stem Cells by Detection of Cell Surface Antigens Using the Monoclonal Antibodies TG30 and GCTM-2

Propagation of Human Embryonic Stem (ES) Cells

Propagation of Human Embryonic Stem ES Cells

Propagação de-tronco embrionárias humanas (ES) Células

Biologia

Derivation of Hematopoietic Stem Cells from Murine Embryonic Stem Cells

A stem cell is defined as a cell with the capacity to both self-renew and generate multiple differentiated progeny.  Embryonic stem cells (ESC) are derived from the blastocyst of the early embryo and are pluripotent in differentiative ability.  Their vast differentiative potential has made them the focus of much research centered on deducing how to coax them to generate clinically useful cell types.  The successful derivation of hematopoietic stem cells (HSC) from mouse ESC has recently been accomplished and can be visualized in this video protocol.  HSC, arguably the most clinically exploited cell population, are used to treat a myriad of hematopoietic malignancies and disorders.  However, many patients that might benefit from HSC therapy lack access to suitable donors.  ESC could provide an alternative source of HSC for these patients.  The following protocol establishes a baseline from which ESC-HSC can be studied and inform efforts to isolate HSC from human ESC.  In this protocol, ESC are differentiated as embryoid bodies (EBs) for 6 days in commercially available serum pre-screened for optimal hematopoietic differentiation.  EBs are then dissociated and infected with retroviral HoxB4.  Infected EB-derived cells are plated on OP9 stroma, a bone marrow stromal cell line derived from the calvaria of  M-CSF-/- mice, and co-cultured in the presence of hematopoiesis promoting cytokines for ten days.  During this co-culture, the infected cells expand greatly, resulting in the generation a heterogeneous pool of 100s of millions of cells.  These cells can then be used to rescue and reconstitute lethally irradiated mice.

This protocol details the derivation of transplantable hematopoietic stem cells from mouse embryonic stem cells (ESC) and their subsequent injection into lethally irradiated recipient mice. Briefly, ESC are differentiated as embryoid bodies, which are then infected with retroviral HoxB4 and co-cultured with OP9 stromal cells and hematopoietic cytokines.

Derivação de Células-Tronco Hematopoéticas murino de Células-Tronco Embrionárias

A stem cell is defined as a cell with the capacity to both self-renew and generate multiple differentiated progeny.  Embryonic stem cells (ESC) are ...

Patterning of Embryonic Stem Cells Using the Bio Flip Chip

Cell-cell interactions consisting of diffusible signaling and cell-cell contact (juxtacrine signaling) are important in numerous biological processes such as tumor growth, stem cell differentiation, and stem cell self-renewal. A number of methods currently exist to modulate cell signaling in vitro. One method of modulating the total amount of diffusible signaling is to vary the cell seeding density during culture. Due to the random nature of cell seeding, this results in considerable variation in the actual cell-cell spacing and amount of cell-cell contact, and cannot prescribe the local environment. A more specific approach for modulating cell signaling is to use molecular inhibitors or genetic approaches to knock down specific signaling proteins, but both of these methods are best suited to manipulating small numbers of molecules. Here, we demonstrate a new approach to modulating cell-cell signaling that modulates the local environment of a cluster of cells by placing different numbers of cells at desired locations on a substrate. This method provides a complementary way to control the local diffusible and juxtacrine signaling between cells. Our method makes use of the Bio Flip Chip (BFC), a microfabricated silicone chip containing hundreds-to-thousands of microwells, each sized to hold either a single cell or small numbers of cells. We load the chip with cells simply by pipetting them onto the array of wells and washing unloaded cells off the array. The chip is then flipped onto a substrate, whereby the cells fall out of the wells and onto the substrate, maintaining their patterning. After the cells have attached, the chip can be removed (or left on). This approach to cell patterning is unique in that it: 1) doesn't alter the chemistry of the substrate, thus allowing cells to proliferate and migrate; 2) allows patterning onto any substrate, including tissue-culture polystyrene, glass, matrigel, and even feeder cell layers; and 3) is compatible with traditional microcontact printing, allowing the creation of extracellular matrix islands with cells placed inside those islands. In this video, we demonstrate the patterning of mouse embryonic stem cells onto tissue-culture polystyrene using the BFC.

We demonstrate a simple method for placing cells at desired locations on a substrate. This method patterns cells by flipping a silicone chip containing microwells filled with cells onto the substrate. This method provides a new way to modulate diffusible and juxtacrine signaling between cells.

Padronização de Células-Tronco Embrionárias Usando o Chip Bio Virar

Cell-cell interactions consisting of diffusible signaling and cell-cell contact (juxtacrine signaling) are important in numerous biological processes such ...

Derivation of Human Embryonic Stem Cells by Immunosurgery

The ability of human embryonic stem cells to self-renew and differentiate into all cell types of 
the body suggests that they hold great promise for both medical applications and as a research 
tool for addressing fundamental questions in development and disease. Here, we provide a 
concise, step-by-step protocol for the derivation of human embryonic stem cells from embryos 
by immunosurgical isolation of the inner cell mass. 


The ability of human embryonic stem cells to self-renew and differentiate into all cell types of 
the body suggests that they hold great promise for both medical applications and as a research 
tool for addressing fundamental questions in development and disease. Here, we provide a 
concise, step-by-step protocol for the derivation of human embryonic stem cells from embryos 
by immunosurgical isolation of the inner cell mass.

Derivação de células estaminais embrionárias humanas por Immunosurgery

The ability of human embryonic stem cells to self-renew and differentiate into all cell types of 
the body suggests that they hold great promise for both ...

Culture and Maintenance of Human Embryonic Stem Cells  

Human embryonic stem (hES) cells must be monitored and cared for in order to maintain healthy, undifferentiated cultures. At minimum, the cultures must be  fed  every day by performing a complete medium change to replenish lost nutrients and to keep the cultures free of unwanted differentiation factors. Although a small amount of differentiation is normal and expected in stem cell cultures, the culture should be routinely cleaned up by manually removing, or "picking" differentiated areas. Identifying and removing excess differentiation from hES cell cultures are essential techniques in the maintenance of a healthy population of cells.

Culture and Maintenance of Human Embryonic Stem Cells

This protocol demonstrates how to maintain healthy, undifferentiated human embryonic stem (ES) cells.

Cultura e Manutenção de células estaminais embrionárias humanas

Human embryonic stem (hES) cells must be monitored and cared for in order to maintain healthy, undifferentiated cultures. At minimum, the cultures must be ...

Freezing and Thawing Human Embryonic Stem Cells

Since James Thomson et al developed a technique in 1998 to isolate and grow hES in culture, freezing cells for later use and thawing and expanding cells from a frozen stock have become important procedures performed in routine hES cell culture. Since hES cells are very sensitive to the stresses of freezing and thawing, special care must taken. Here we demonstrate the proper technique for rapidly thawing hES cells from liquid nitrogen stocks, plating them on mouse embryonic feeder cells, and slowly freezing them for long-term storage.

Since James Thomson et al developed a technique in 1998 to isolate and grow hES in culture, freezing cells for later use and thawing and expanding cells from a frozen stock have become important procedures performed in routine hES cell culture. Since hES cells are very sensitive to the stresses of freezing and thawing, special care must taken. Here we demonstrate the proper technique for rapidly thawing hES cells from liquid nitrogen stocks, plating them on mouse embryonic feeder cells, and slowly freezing them for long-term storage.

Congelamento e descongelamento, células estaminais embrionárias humanas

Since James Thomson et al developed a technique in 1998 to isolate and grow hES in culture, freezing cells for later use and thawing and expanding cells ...

Isolation and Derivation of Mouse Embryonic Germinal Cells

The ability of embryonic germinal cells (EG) to differentiate into primordial germinal cells (PGCs) and later into gametes during early developmental stages is a perfect model to address our hypothesis about cancer and infertility. This protocol shows how to isolate primordial germinal cells from developing gonads in 10.5-11.5 days post coitum (dpc) mouse embryos.  Developing gonadal ridges from mouse embryos (C57BL6J) were dissociated by mechanical disruption with collagenase, then plated in a mouse embryo fibroblast feeder layer (MEF-CF1) that was previously mitotically inactivated with mitomycin C in the presence of knockout media and supplemented with Leukemia Inhibitor Factor (LIF), basic Fibroblast Growth Factor (bFGF), and Stem Cell Factor (SCF).  Using these optimized methods for PCG identification, isolation, and establishment of culture conditions permits long term cultures of EG cells for more than 40 days.  The embryonic germinal cell lines showed embryonic phenotype and expression of common used markers of the pluripotent state.  Isolation and derivation of germinal cells in culture provide a tool to understand their development in vitro and offer the opportunity to monitor cumulative damage at genetic and epigenetic levels after exposure to oxidative stress.

The ability of embryonic germinal cells to differentiate into primordial germinal cells during early development stages is a perfect model to address our hypothesis about cancer and infertility. This protocol shows how to isolate primordial germinal cells from developing gonads in 10.5-11.5 days post coitum mouse embryos.

Isolamento e derivação de células embrionárias de rato Germinal

The ability of embryonic germinal cells (EG) to differentiate into primordial germinal cells (PGCs) and later into gametes during early developmental ...

Video Bioinformatics Analysis of Human Embryonic Stem Cell Colony Growth

Because video data are complex and are comprised of many images, mining information from video material is difficult to do without the aid of computer software.  Video bioinformatics is a powerful quantitative approach for extracting spatio-temporal data from video images using computer software to perform dating mining and analysis. In this article, we introduce a video bioinformatics method for quantifying the growth of human embryonic stem cells (hESC) by analyzing time-lapse videos collected in a Nikon BioStation CT incubator equipped with a camera for video imaging. In our experiments, hESC colonies that were attached to Matrigel were filmed for 48 hours in the BioStation CT.  To determine the rate of growth of these colonies, recipes were developed using CL-Quant software which enables users to extract various types of data from video images.  To accurately evaluate colony growth, three recipes were created. The first segmented the image into the colony and background, the second enhanced the image to define colonies throughout the video sequence accurately, and the third measured the number of pixels in the colony over time.  The three recipes were run in sequence on video data collected in a BioStation CT to analyze the rate of growth of individual hESC colonies over 48 hours. To verify the truthfulness of the CL-Quant recipes, the same data were analyzed manually using Adobe Photoshop software. When the data obtained using the CL-Quant recipes and Photoshop were compared, results were virtually identical, indicating the CL-Quant recipes were truthful. The method described here could be applied to any video data to measure growth rates of hESC or other cells that grow in colonies. In addition, other video bioinformatics recipes can be developed in the future for other cell processes such as migration, apoptosis, and cell adhesion.  

Video bioinformatics is the automated processing, analysis, understanding, and data mining of biological spatio-temporal data extracted from microscopic videos. The purpose of this article is to demonstrate a method for measuring human embryonic stem cell colony growth using a video bioinformatics method.

Vídeo Bioinformática Análise de Crescimento Humano embrionárias Colony Stem Cell

Because video data are complex and are comprised of many images, mining information from video material is difficult to do without the aid of computer ...

Differentiation of Embryonic Stem Cells into Oligodendrocyte Precursors

Oligodendrocytes are the myelinating cells of the central nervous system. For regenerative cell therapy in demyelinating diseases, there is significant interest in deriving a pure population of lineage-committed oligodendrocyte precursor cells (OPCs) for transplantation. OPCs are characterized by the activity of the transcription factor Olig2 and surface expression of a proteoglycan NG2. Using the GFP-Olig2 (G-Olig2) mouse embryonic stem cell (mESC) reporter line, we optimized conditions for the differentiation of mESCs into GFP+Olig2+NG2+ OPCs. In our protocol, we first describe the generation of embryoid bodies (EBs) from mESCs. Second, we describe treatment of mESC-derived EBs with small molecules: (1) retinoic acid (RA) and (2) a sonic hedgehog (Shh) agonist purmorphamine (Pur) under defined culture conditions to direct EB differentiation into the oligodendroglial lineage. By this approach, OPCs can be obtained with high efficiency (&gt;80%) in a time period of 30 days. Cells derived from mESCs in this protocol are phenotypically similar to OPCs derived from primary tissue culture. The mESC-derived OPCs do not show the spiking property described for a subpopulation of brain OPCs in situ. To study this electrophysiological property, we describe the generation of spiking mESC-derived OPCs by ectopically expressing NaV1.2 subunit. The spiking and nonspiking cells obtained from this protocol will help advance functional studies on the two subpopulations of OPCs.

We describe a small molecule-based protocol for differentiation of mouse embryonic stem cells into oligodendrocyte precursor cells (OPCs). This protocol generates Olig2+NG2+ OPCs with high efficiency by 30 days of differentiation. We also describe a method to generate "spiking" OPCs that can fire action potentials.

Diferenciação de células-tronco embrionárias em precursores oligodendroglial

Oligodendrocytes are the myelinating cells of the central nervous system. For regenerative cell therapy in demyelinating diseases, there is significant ...

Fate Mapping of Human Embryonic Stem Cells by Teratoma Formation

Human embryonic stem cells (hESCs) have an unlimited capacity for self-renewal, and the ability to differentiate into cells derived from all three embryonic germ layers (1). Directed differentiation of hESCs into specific cell types has generated much interest in the field of regenerative medicine (e.g., (2-5)), and methods for determining the in vivo fate of selected or manipulated hESCs are essential to this endeavor. We have adapted a highly efficient teratoma formation assay for this purpose. A small number of specifically selected hESCs is mixed with undifferentiated wild type hESCs and Phaseolus vulgaris lectin to form a cell pellet. This is grafted beneath the kidney capsule in an immunodeficient mouse. As few as 2.5 x 105 hESCs are needed to form a 16 cm3 teratoma within 8-12 weeks. The fate of the originally selected hESCs can then be determined by immunohistochemistry. This method provides a valuable tool for characterizing tissue-specific reagents for cell-based therapy.

Directed differentiation of hESCs into specific cells has generated much interest in regenerative medicine. We provide a concise, step-by-step protocol for determining the in vivo fate of selected hESCs that provides a valuable tool for characterizing tissue-specific reagents for cell-based therapy.