The authors would like to thank Professor Howard Ceri from the Biological Sciences Department of the University of Calgary for providing bacterial strains. A. Kumar acknowledges support from NSERC. T. Thundat acknowledges financial support from the Canada Excellence Research Chair (CERC) program. The authors would also like to acknowledge help from Ms. Zahra Nikakhtari for help with videography.

Executar os protocolos experimentais aqui na ordem descrita abaixo. Protocolos de microfabricação para criar a plataforma de microfluidos são discutidos no Passo 1 Passo 2 descreve o protocolo de cultura de bactérias (Figura 2), e Passo 3 refere-se a montagem da instalação experimental (Figura 3). Finalmente, o passo real experimental é descrito no Passo 4. 1 Chip Fabricação Procedimento NOTA: Proper procedimentos de segurança devem ser seguidas para os processos descritos abaixo. Consulte o oficial de segurança institucional para mais detalhes. <ol><li> Projete a máscara com um software apropriado (por exemplo, L-Edit). O desenho é constituído por um canal principal micro-canal de largura de 625 m. A região central do canal contém uma matriz de micro-postos 50 um de diâmetro, espaçados de 25 um (ver a ficheiros suplementar). </li><li> Imprima este projeto em vidro (5 &quot;x 5&quot; vidro soda cal), Que tem uma espessura de 0,09 &quot;e é revestido por cerca de 70 nm de espessura da camada de crómio (Cr), usando mascaramento de modo a preparar uma máscara de foto. Utilização AZ400K programador durante 1 min. Seguida, gravar a camada de Cr Cr usando cáustico durante cerca de 1 min a utilização de acetona para retirar a resistir e limpá-lo com uma solução fria de piranha. (H 2 SO 4 e H 2 O 2 em uma proporção de 3: 1). </li><li> Fotolitografia <ol><li> Limpe uma bolacha 4 &quot;de silício padrão quimicamente com solução piranha para 20 min. </li><li> Lavar o wafer com água DI e secá-la. </li><li> Aquece-se a bolacha em uma placa quente (200 ° C durante 15 min). </li><li> Cubra o wafer de silício com photoresist. Aqui, o revestimento fotoprotector positivo AZ4620 foi revestido por centrifugação sobre uma bolacha de silício, a 2000 rpm durante 25 segundos para se obter uma camada de espessura de 12,5 | iM. </li><li> Remover todo o solvente por cozimento da bolacha mole em uma placa quente, flutuando a bolacha durante 90 segundos em fluxo de azoto a 100 ° C. Em seguida, mantê-lo no vácuo a tele mesma temperatura durante 60 seg. </li><li> Coloque a bolacha em uma caixa escura por 24 horas para a desidratação. </li><li> Expor a pastilha à luz ultravioleta, a fim de transferir o padrão concebido para o foto-resistente. </li><li> Mergulha-se o wafer foto-resistente na solução de revelação (AZ400K) para 240 seg. Em seguida, lavar a bolacha com álcool isopropílico e secá-lo, colocando em uma corrente de azoto gasoso. </li></ol></li><li> ICP-DRIE (plasma indutivamente acoplado - Deep Reactive Ion Etching) Processo <ol><li> Aplicar DRIE gravura. Escolha a profundidade etch adequado de acordo com a profundidade final necessária para o dispositivo (50 mm nesta investigação). Photoresist actua como uma camada de máscara, durante este processo. </li><li> Remover o fotorresistente remanescente com acetona e limpar a bolacha. </li></ol></li><li> PDMS (polidimetilsiloxano) Fundição <ol><li> Use triclorometilsilano (EMT) para silanização o molde mestre de silício. Despeje 2 ou 3 gotas de triclorometilsilano em um frasco e colocá-lo num exsicador junto aomolde mestre de silício. Permitir 2-3 horas para o processo de silanização para ser concluído. </li><li> Num recipiente separado, misturar a base de silicone Sylgard 184 com o agente de cura pela relação de peso de 10: 1 para preparar PDMS. Desgasificar o PDMS, submetendo-o a condições de vácuo (cerca de 2 h). </li><li> Coloque o molde mestre de silício em um suporte. Em seguida, despejar o PDMS sobre o molde mestre de silício para formar o selo de PDMS. Certifique-se de que não se formam bolhas de PDMS durante este processo. </li><li> Curar o PDMS durante 2 horas a 80 ° C. </li><li> Retire o selo PDMS do molde mestre. Em seguida, corte os PDMS carimbar em microchips separados. Finalmente, a utilização de um núcleo de corte de furos para a entrada (s) e saída (s). </li></ol></li><li> Colagem de PDMS para Vidro <ol><li> Expor a lamínula e PDMS selo de plasma de oxigênio por 30 seg. Vínculo PDMS selo à lamela. </li><li> Para obter uma vedação adequada entre o carimbo de PDMS e o deslizamento da tampa, o dispositivo de recozimento, colocando-o num forno a 70 ° C durante 10 min. </li&gt; </ol></li></ol> 2 Cultura bacteriana NOTA: protocolos adequados de biossegurança devem ser seguidas para os passos 2-4. Consulte o oficial de segurança institucional para mais detalhes. <ol><li> Prepare placas LB Agar <ol><li> Adicionar 20 g de meio de Luria-Bertani (LB) agar (Miller) pós e 500 ml de água ultra-pura a um balão de 1 L. Agita-se a dissolver o pó. </li><li> Esterilizar por autoclave a 15 psi, a 121 ° C durante 15 min. </li><li> Permitir que o balão arrefeça a 50-55 ° C num banco ou num banho de água na capa de biossegurança. </li><li> Adicionar o antibiótico tetraciclina para se conseguir uma concentração final de 50 ug / ml. Misture bem por agitação. </li><li> Despeje a mistura em placas. Encha cada prato até meia - 2/3 cheio. </li><li> Chama bolhas de ar brevemente para estourá-los se formar. Bolhas de ar solidificados são difíceis de espalhar a cultura bacteriana over. </li><li> Permitir que as placas de arrefecer à temperatura ambiente durante a noite. </li><li> Quando eles são legais,colocar placas de volta para a sua manga, selar o saco, etiqueta (antibiótico e data), e armazenar a 4 ° C. NOTA: Cubra o estoque de placas com papel de alumínio, como a luz desativa muitos antibióticos. </li></ol></li><li> Caldo LB Preparação <ol><li> Adicionar 20 g de meio de Luria-Bertani (LB) broth (Miller) pós e 1 L de água ultrapura com um balão. Agita-se a dissolver o pó. </li><li> Esterilizar por autoclave a 15 psi, a 121 ° C durante 15 min. </li><li> Permitir balão arrefecer até 50-55 ° C num banco ou num banho de água na capa de biossegurança. </li><li> Adicionar o antibiótico tetraciclina para se conseguir uma concentração final de 50 ug / ml. Misture bem por agitação. </li><li> Quando estiver frio, coloque a garrafa rotulada a 4 ° C. NOTA: Cubra a garrafa com papel de alumínio, como a luz desativa muitos antibióticos. </li></ol></li><li> Cultura das bactérias em uma placa de LB Agar (Este protocolo utiliza Pseudomonas fluorescens) <ol><li> Pegue o estoque de bactérias do freezer (-80 °; C) e coloque-o no gelo. </li><li> Coloque o ° C -80 estoque bacteriana e uma placa de ágar LB dentro de uma capa de biossegurança. </li><li> Streak a estirpe bacteriana em uma placa de ágar LB em ziguezague. Cubra a placa de ágar e incubar-lo a 30 ° C durante a noite. Finalmente, a placa de armazenar no frigorífico a 4 ° C. </li></ol></li><li> Preparar a solução bacteriana (S1) <ol><li> Despeje 50 ml de caldo LB mídia para um frasco autoclavado. Realize esta operação dentro de uma capa de biossegurança. </li><li> Transferir uma única colónia bacteriana da placa de agar LB para o balão. Esta operação deverá ser realizada dentro de um capuz de biossegurança. </li><li> Colocar o balão numa incubadora com agitação a 30 ° C e 150 rpm durante um tempo suficiente (4 h). </li></ol></li><li> Preparar a solução bacteriana diluída (S2) <ol><li> Despeje 5 ml de caldo de meio LB num tubo de plástico esterilizado. </li><li> Diluir S1 por mistura com meio LB. Então, Vórtice a solução. Dilui-se a solução atingir a desejada ópticaai densidade (OD medido a 600 nm = 0,1). NOTA: experimentos biofilme normalmente empregam valores de DO nesta vizinhança. </li></ol></li></ol> 3 Prepare o Setup Experimental <ol><li> Usando pinças ligar tubos de plástico flexíveis (0.20 &quot;ID) na entrada (s) e saída (s) de que o microchip. As entradas e saídas foram previamente perfurados na porção de PDMS do microchip (passo 1.5.5). Nesta investigação , o circuito integrado é composto de duas entradas e uma saída. </li><li> Encher a seringa (s) com a solução bacteriana (solução S2) e remover todas as bolhas na seringa (s). </li><li> Conecte a ponta da seringa (s) (30 G 0.5 &quot;agulha romba) no tubo (s) de entrada. Então, conecte tubo de saída (s) para contentor de resíduos. </li></ol> 4 Execute o Experimento <ol><li> Ligar a seringa (s) para a ponta (s) seringa. </li><li> Local e correção seringa (s) para a bomba de seringa. Em seguida, coloque o microchip sob um microscópio óptico com lentes objetivas de desired ampliação (por exemplo, 40X). Cobrir o microchip com um aparelho de câmara de células vivas para manter um ambiente de temperatura constante para o crescimento bacteriano (30 ° C por P. fluorescens). </li><li> A bomba para o nível de fluxo desejado (por exemplo 10 l / h) e iniciar o bombeamento de fluidos. </li><li> Uma vez que as bactérias são introduzidas na câmara, a formação de biofilme é também iniciada. A formação de biofilme e de maturação tipicamente ocorrem ao longo de um período de várias horas ou mesmo dias. Observar e tirar fotos de crescimento do biofilme através do microscópio. </li></ol>

<ol>
	<li>Valiei, A., Kumar, A., Mukherjee, P. P., Liu, Y., Thundat, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+web+of+streamers:+biofilm+formation+in+a+porous+microfluidic+device.">A web of streamers: biofilm formation in a porous microfluidic device.</a> Lab Chip. 12, 5133-5137 (2012).</li><li>Costerton, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bacterial+Biofilms:+A+Common+Cause+of+Persistent+Infections.">Bacterial Biofilms: A Common Cause of Persistent Infections.</a> Science. 284, 1318-1322 (1999).</li><li>Flemming, H. C., Wingender, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+biofilm+matrix.">The biofilm matrix.</a> Nat Rev Microbiol. 8, 623-633 (2010).</li><li>Wong, G. C. 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A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biofilm+streamers+cause+catastrophic+disruption+of+flow+with+consequences+for+environmental+and+medical+systems.">Biofilm streamers cause catastrophic disruption of flow with consequences for environmental and medical systems.</a> P Natl Acad Sci USA. 110, 4345-4350 (2013).</li><li>Marty, A., Roques, C., Causserand, C., Bacchin, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Formation+of+bacterial+streamers+during+filtration+in+microfluidic+systems.">Formation of bacterial streamers during filtration in microfluidic systems.</a> Biofouling. 28, 551-562 (2012).</li><li>Taherzadeh, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Computational+Study+of+the+Drag+and+Oscillatory+Movement+of+Biofilm+Streamers+in+Fast+Flows.">Computational Study of the Drag and Oscillatory Movement of Biofilm Streamers in Fast Flows.</a> Biotechnol Bioeng. 105, 600-610 (2010).</li><li>Vrouwenvelder, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+flow+regime+on+pressure+drop+increase+and+biomass+accumulation+and+morphology+in+membrane+systems.">Impact of flow regime on pressure drop increase and biomass accumulation and morphology in membrane systems.</a> Water Res. 44, 689-702 (2010).</li><li>Mitchell, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biofilm+enhanced+geologic+sequestration+of+supercritical+CO2.">Biofilm enhanced geologic sequestration of supercritical CO2.</a> International Journal of Greenhouse Gas Control. 3, 90-99 (2009).</li><li>Soleimani, S., Van Geel, P. J., Isgor, O. B., Mostafa, M. 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The authors have nothing to disclose.

Nós demonstramos um dispositivo micro simples que imita meios porosos para estudar o desenvolvimento de biofilme em habitats complexos. Existem vários passos críticos que ditam o resultado das experiências. Eles incluem a geometria do dispositivo. Embora a geometria pós podem variar, de poros adequado para o espaço de modo a formar serpentinas é necessário. Além disso, Valiei et al. 1 demonstraram que a formação da flâmula ocorre apenas em um determinado intervalo das taxas de fluxo. Em taxas de fluxo mais baixas do que um valor limiar, a deformação de biofilmes em serpentinas não pode ser observado. No entanto, acima de um determinado valor de vazão outro limiar, fratura biofilme pode dominar e não permitir a formação de serpentinas. Outra questão que pode assolar estas experiências é bolhas de gás que possam ficar presas na matriz micro-pilar. Normalmente, estas bolhas têm que ser removidas, aumentando a taxa de fluxo inicialmente e em seguida a diminuir gradualmente com o valor desejado. Plataformas microfluídicoscomo estes oferecem várias vantagens e algumas limitações. A plataforma permite-nos trabalhar com pequenos volumes de cultura, e tem a flexibilidade de incorporar características definidas pelo usuário. Por exemplo, diferentes estruturas porosas podem ser simuladas pela alteração dos parâmetros geométricos da rede de micro-coluna. Mesmo estruturas que imitam a estrutura aleatória de meios porosos real pode ser fabricado em plataformas de microfluidos 18. Além disso, vários desses canais pode ser implementado em um único dispositivo permitindo a recolha de dados pertinentes significativas para a análise estatística precisa. No entanto, os sistemas de microfluidos tipicamente imitar a estrutura bi-dimensional de meios porosos. Dispositivos que podem imitar a natureza tridimensional de meios porosos são geralmente muito difícil de fabricar. Formação e evolução das flâmulas ainda não estão bem entendidas, e mais pesquisas são necessárias neste sentido. Compreensão de como flâmulas formar e levar para o formatoion de estruturas biofilme maduro será relevante para uma ampla variedade de cenários, incluindo o entupimento dos dispositivos biomédicos, como stents cardíacos, biofilmes no solo, e sistemas de filtração. Nossa plataforma microfluídica é um passo nessa direção.

Recentemente, demonstramos dinâmica de formação do biofilme bacteriano em um dispositivo micro que imita meios porosos 1. Biofilme bacteriano são essencialmente colônias de bactérias da superfície agregados que são revestidas por substâncias poliméricas extracelulares (EPS) 2-4. Estas películas finas de bactérias podem formar em quase todos os nichos concebível que varia de superfícies lisas ao habitat muito mais complexa de meios porosos. Valiei et al. Uma usado um dispositivo de microfluidos com uma matriz de micro-pilares para simular uma estrutura de meio poroso estudado a formação de biofilme e neste dispositivo, em função da taxa de fluxo do fluido. Eles descobriram que em um determinado regime de fluxo, os biofilmes filamentosos, conhecidos como flâmulas começaram a surgir entre os diferentes pilares. Flâmulas pode ser amarrado a uma ou ambas as extremidades a superfícies sólidas, mas o resto da estrutura é suspenso num líquido. Formação Streamer normalmente começa depois de uma primeira camada de biofilme foi formado e seu formatoion pode ditar a evolução a longo prazo de biofilme em tais habitats complexos. Recentemente, vários pesquisadores têm investigado a dinâmica de formação de serpentina. Yazdi et al. 5 mostrou que as serpentinas podem formar-se os fluxos de turbilhão originários a partir de uma bolha de oscilação. Numa outra experiência, Rusconi et al. 6 investigaram o efeito de curvatura do canal e da geometria do canal sobre a formação de fitas. Eles descobriram que as fitas podem se formar em trechos curvos de microcanais e morfologia de galhardetes está relacionada à mobilidade. Pesquisas recentes têm demonstrado que os galhardetes pode ter amplas repercussões em vários cenários naturais e artificiais como eles podem atuar como precursores da formação de estruturas maduras nas interfaces porosas, levar à proliferação de biofilme rápida e catastrófica em um sistemas biomédicos, e também causar fluxo-substancial interações estrutura, etc 1,7-9. Flâmulas biofilme muitas vezes formam ihabitats n complexos, tais como meios porosos. Crescimento do biofilme Entendimento em ambiente de meios porosos é relevante a vários processos ambientais e industriais, tais como o tratamento biológico de águas residuais 10, mantendo a integridade de poços em situações como a captura de CO 2 11 e entupimento dos poros no solo 12. Observando a formação de biofilme em tais habitats complexos, muitas vezes pode ser um desafio, devido à opacidade de meios porosos. Em tais situações, as plataformas de mídia porosos microfluídicos com base pode ser extremamente vantajoso, pois permitem em tempo real e monitoramento in situ. Outra vantagem da microfluídica é a capacidade de construir vários reatores em uma única plataforma bio-microfluídicos e, simultaneamente, permitir o monitoramento e / ou incorporação de sensores online. A flexibilidade para implementar várias experiências de laboratório em um dispositivo e a capacidade de recolher dados pertinentes significativas para a análise estatística rigorosa é um adv importanteantage de sistemas microfluídicos 13,14. No contexto da discussão acima, dinâmica de formação flâmula compreensão em um ambiente de meio poroso seria benéfico para várias aplicações. No presente estudo, nós desenvolvemos o protocolo para investigar a formação de um dispositivo de serpentina de em que mimetiza meios porosos. Confecção da plataforma microfluídica, são descritos os passos necessários para a cultura de células e experimentação. Nas nossas experiências, a estirpe bacteriana tipo selvagem de Pseudomonas fluorescens foi empregue. P fluorescens, que se encontra naturalmente no solo, tem um papel fundamental na manutenção da ecologia do solo 15. A estirpe bacteriana utilizada foi geneticamente manipulada para expressar a proteína fluorescente verde (GFP) constitutivamente.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1038">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:325px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:255px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:339px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:325px;">Flourescent Microscope</td>
			<td style="width:255px;">Nikon</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:325px;">LB agar</td>
			<td style="width:255px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">BP1425-500</td>
			<td>suspend 40 g in 1 L of purified water</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:325px;">LB broth</td>
			<td style="width:255px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">BP1427-500</td>
			<td>suspend 20 g in 1 L of purified water</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:325px;">Biosafety hood</td>
			<td style="width:255px;">Microzone corporation</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:325px;">Petri-dish</td>
			<td style="width:255px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">875712</td>
			<td>sterile 100mmx15mm polystyrene petri dish</td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:325px;">Incubator shaker</td>
			<td>New Brunswick Scientific</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:339px;">Excella E24incubator shaker series</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">50 mL sterilized centrifuge tube</td>
			<td style="width:255px;">Corning</td>
			<td style="width:119px;">430828</td>
			<td>Polypropylene Rnase-/Dnase-free</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:325px;">Tetracycline free base</td>
			<td style="width:255px;">MP Biomedicals</td>
			<td style="width:119px;">103012</td>
			<td>50 ug/mL</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:325px;">SYLGARD 184 silicone</td>
			<td style="width:255px;">Dow Corning Corporation</td>
			<td style="width:119px;">68037-59-2</td>
			<td>Elastomer Base and curing agent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:325px;">Positive photoresist (AZ4620)</td>
			<td style="width:255px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:325px;">Plastic tube</td>
			<td style="width:255px;">Cole- Parmer</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

protocol for biofilm streamer formation in a microfluidic device with micro-pillars

Várias espécies bacterianas possuem a capacidade para ligar a superfícies e colonizar-los sob a forma de películas finas chamadas biofilmes. Os biofilmes que crescem em meios porosos são relevantes para vários processos industriais e ambientais, como o tratamento de águas residuais e sequestro de CO 2. Usamos Pseudomonas fluorescens, uma bactéria Gram-negativa aeróbica, para investigar a formação de biofilmes em um dispositivo de microfluidos, que imita meios porosos. O dispositivo de microfluidos consiste de uma matriz de micro-mensagens, que foram fabricados utilizando-litografia macia. Subsequentemente, a formação de biofilmes em estes dispositivos com o fluxo foi investigado e que demonstram a formação de biofilmes filamentosos conhecidos como serpentinas em nosso dispositivo. Os protocolos detalhados para fabricação e montagem de dispositivos microfluídicos são fornecidos aqui, juntamente com os protocolos de cultura de bactérias. Os procedimentos detalhados para a experimentação com o dispositivo micro também são apresentados juntamente com o representanteresultados.

Usando o protocolo de microfabricação acima mencionado, um dispositivo de microfluidos com base de PDMS foi construído. Figura 1 mostra o microscópio electrónico de varrimento (SEM) de imagens do dispositivo de PDMS. Figura 1a mostra a secção de entrada do dispositivo. Uma entrada de tipo forquilha é criado para equalizar a pressão do outro lado da cabeça do dispositivo. Outras imagens de SEM mostraram igualmente que as paredes da coluna são quase verticais (Figura 1b). A solução bacteriana em cultura (Figura 2) e diluiu-se a sua densidade óptica foi ajustado para um valor de 0,1. Examinámos a formação de biofilme no dispositivo microfluidico, em função da taxa de fluxo de entrada. Quando P. fluorescens foi injectado no dispositivo a uma baixa taxa de fluxo de 0,8 mL / hora, a ligação e a formação de biofilme bacteriano ocorreu nas paredes do aparelho. Mesmo após um período prolongado de tempo (&gt; 20 h), não há outras que não sejam biofilmes abraçando-estruturas superficiais bacterianas quere observado. Em seguida, a mesma experiência foi repetida com um caudal de 8 ul / h. Neste caso, a formação de biofilme de novo iniciado depois de alguns minutos de infusão da cultura bacteriana diluída. No entanto, depois de algumas horas, a aparência de estruturas filamentosas que se estendem entre as micro-colunas foi observada perto da secção média do dispositivo (Figura 4). Estas estruturas filamentosas podem ser visualizadas através da presença de bactérias imóveis. Essas estruturas são conhecidas como serpentinas e são biofilmes filamentosos que só são amarrados em uma ou ambas as extremidades para as superfícies. O restante da estrutura é frequentemente suspensas em meio líquido (tal como no presente caso). Figura 4 mostra o tempo de evolução da estrutura do biofilme flâmula. Flâmulas geralmente formam devido ao efeito de cisalhamento do fluido sobre o biofilme de visco-elástico. Figura 5 mostra as linhas de corrente e os contornos de velocidade de fluxo passando por uma série de pilares. A simulação mostra que as flâmulas queforma no nosso sistema microfluídico estão essencialmente alinhados ao longo das linhas de corrente de fluxo de fluido. A correlação entre as estruturas de fluxo e formação de biofilme flâmulas ainda não é bem compreendida. No entanto, e Kumar Das 16 propuseram recentemente que essas flâmulas formar como estado líquido altamente viscoso dos biofilmes intrinsecamente viscoelástico. Eles basearam sua conjectura sobre a observação de que a escala de tempo de formação de biofilme streamer normalmente excede em muito as escalas de tempo de relaxamento viscoelástico de biofilmes. Os biofilmes são conhecidos por se comportam como líquidos viscoelásticos e, portanto, em escalas de tempo muito maior do que a escala de tempo de relaxamento viscoelástico, que essencialmente se comportam como líquidos altamente viscosos 17. De acordo com esta formulação, serpentinas pode-se esperar que se originam em locais de tensões de corte elevadas. Figura 5 mostra os locais de alta velocidade no canal, e estes locais coincidem com os locais de tensões de corte elevadas. No pha inicial<html> si de crescimento, serpentinas são observados para originar perto destes locais (Figura 4). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/51732/51732fig1highres.jpg" /> Imagens Figura 1 microscópio eletrônico de varredura (SEM) do canal microfluídicos (top-view). a) Seção de entrada, b) Região contendo micro-pilares. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51732/51732fig1large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/51732/51732fig2highres.jpg" /> Figura 2 etapas seqüenciais envolvidos na cultura bacteriana. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51732/51732fig2large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> nt &quot;fo: manter-together.within-page =&quot; always &quot;&gt; <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/51732/51732fig3highres.jpg" /> Figura 3 Configure para experimentos microfluídicos. Microscópio óptico de 1 (invertido), bomba de 2 Seringa, 3-Imagem e aquisição de dados, 4-seringa contendo corante (opcional), 5-seringa contendo bactérias, reservatório de 6 resíduos. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51732/51732fig3large.jpg" target="_blank">favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/51732/51732fig4highres.jpg" /> Figura 4 Time-lapse imagem confocal de evolução de flâmulas. Plano da imagem corresponde a z = 25 um ou seja, do meio do dispositivo. Elipses tracejadas demonstram flâmulas biofilme. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51732/51732fig4large.jpg" target="_blank">favor clique</a>aqui para ver uma versão maior desta figura. <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/51732/51732fig5highres.jpg" /> Figura 5 simulações mecânicas de fluidos computacional, mostrando linhas de corrente e contornos velocidade do fluxo passado micro-pilares. Fluxo de fluido é de cima para baixo escala e velocidade é em m / s. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51732/51732fig5large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

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Protocol for Biofilm Streamer Formation in a Microfluidic Device with Micro-pillars

Protocols for the study of biofilm formation in a microfluidic device that mimics porous media are discussed. The microfluidic device consists of an array of micro-pillars and biofilm formation by Pseudomonas fluorescens in this device is investigated.

Protocolo para a formação de biofilme Streamer em um dispositivo micro com micro-pilares

Several bacterial species possess the ability to attach to surfaces and colonize them in the form of thin films called biofilms. Biofilms that grow in ...

protocol-for-biofilm-streamer-formation-microfluidic-device-with

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Bioengineering

12.1K visualizações.  University of Alberta. Protocols for the study of biofilm formation in a microfluidic device that mimics porous media are discussed. The microfluidic device consists of an array of micro-pillars and biofilm formation by Pseudomonas fluorescens in this device is investigated. 

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Microfluidic Device for Recreating a Tumor Microenvironment in Vitro

We have developed a microfluidic device that mimics the delivery and systemic clearance of drugs to heterogeneous three-dimensional tumor tissues in vitro. Nutrients delivered by vasculature fail to reach all parts of tumors, giving rise to heterogeneous microenvironments consisting of viable, quiescent and necrotic cell types. Many cancer drugs fail to effectively penetrate and treat all types of cells because of this heterogeneity. Monolayers of cancer cells do not mimic this heterogeneity, making it difficult to test cancer drugs with a suitable in vitro model. Our microfluidic devices were fabricated out of PDMS using soft lithography. Multicellular tumor spheroids, formed by the hanging drop method, were inserted and constrained into rectangular chambers on the device and maintained with continuous medium perfusion on one side. The rectangular shape of chambers on the device created linear gradients within tissue. Fluorescent stains were used to quantify the variability in apoptosis within tissue. Tumors on the device were treated with the fluorescent chemotherapeutic drug doxorubicin, time-lapse microscopy was used to monitor its diffusion into tissue, and the effective diffusion coefficient was estimated. The hanging drop method allowed quick formation of uniform spheroids from several cancer cell lines. The device enabled growth of spheroids for up to 3 days. Cells in proximity of flowing medium were minimally apoptotic and those far from the channel were more apoptotic, thereby accurately mimicking regions in tumors adjacent to blood vessels. The estimated value of the doxorubicin diffusion coefficient agreed with a previously reported value in human breast cancer. Because the penetration and retention of drugs in solid tumors affects their efficacy, we believe that this device is an important tool in understanding the behavior of drugs, and developing new cancer therapeutics.

Microfluidic Device for Recreating a Tumor Microenvironment in Vitro

We present the procedure for fabrication and operation of a microfluidic device that recreates heterogeneous tumor microenvironments in vitro. The variability in apoptosis within tumor tissue was quantified using fluorescent stains and the effective diffusion coefficient of the chemotherapeutic drug doxorubicin into tumor tissue was evaluated.

Dispositivo microfluídicos para Recriando um microambiente do tumor<em&gt; In Vitro</em

We have developed a microfluidic device that mimics the delivery and systemic clearance of drugs to heterogeneous three-dimensional tumor tissues in ...

Bioengenharia

A Microfluidic Device for Studying Multiple Distinct Strains

The study of cell responses to environmental changes poses many experimental challenges: cells need to be imaged under changing conditions, often in a comparative manner. Multiwell plates are routinely used to compare many different strains or cell lines, but allow limited control over the environment dynamics. Microfluidic devices, on the other hand, allow exquisite dynamic control over the surrounding conditions, but it is challenging to image and distinguish more than a few strains in them. Here we describe a method to easily and rapidly manufacture a microfluidic device capable of applying dynamically changing conditions to multiple distinct yeast strains in one channel. The device is designed and manufactured by simple means without the need for soft lithography. It is composed of a Y-shaped flow channel attached to a second layer harboring microwells. The strains are placed in separate microwells, and imaged under the exact same dynamic conditions. We demonstrate the use of the device for measuring protein localization responses to pulses of nutrient changes in different yeast strains.

We present a simple method to produce microfluidic devices capable of applying similar dynamic conditions to multiple distinct strains, without the need for a clean room or soft lithography.

Um dispositivo micro para o Estudo múltiplas linhagens distintas

The study of cell responses to environmental changes poses many experimental challenges: cells need to be imaged under changing conditions, often in a ...

Microfluidic Fabrication of Polymeric and Biohybrid Fibers with Predesigned Size and Shape

A &#8220;sheath&#8221; fluid passing through a microfluidic channel at low Reynolds number can be directed around another &#8220;core&#8221; stream and used to dictate the shape as well as the diameter of a core stream.&#160;Grooves in the top and bottom of a microfluidic channel were designed to direct the sheath fluid and shape the core fluid.&#160;By matching the viscosity and hydrophilicity of the sheath and core fluids, the interfacial effects are minimized and complex fluid shapes can be formed.&#160;Controlling the relative flow rates of the sheath and core fluids determines the cross-sectional area of the core fluid.&#160;Fibers have been produced with sizes ranging from 300 nm to ~1 mm, and fiber cross-sections can be round, flat, square, or complex as in the case with double anchor fibers. Polymerization of the core fluid downstream from the shaping region solidifies the fibers.&#160;Photoinitiated click chemistries are well suited for rapid polymerization of the core fluid by irradiation with ultraviolet light.&#160;Fibers with a wide variety of shapes have been produced from a list of polymers including liquid crystals, poly(methylmethacrylate), thiol-ene and thiol-yne resins, polyethylene glycol, and hydrogel derivatives. Minimal shear during the shaping process and mild polymerization conditions also makes the fabrication process well suited for encapsulation of cells and other biological components.

Two adjacent fluids passing through a grooved microfluidic channel can be directed to form a sheath around a prepolymer core; thereby&#160;determining both shape and cross-section. Photoinitiated polymerization, such as thiol click chemistry, is well suited for rapidly solidifying the core fluid into a microfiber with predetermined size and shape.

Fabricação microfluida de fibras poliméricas e biohibridas com tamanho e forma predesigned

A &#8220;sheath&#8221; fluid passing through a microfluidic channel at low Reynolds number can be directed around another &#8220;core&#8221; stream and ...

Analyzing Mixing Inhomogeneity in a Microfluidic Device by Microscale Schlieren Technique

In this paper, we introduce the use of microscale schlieren technique to measure mixing inhomogeneity in a microfluidic device. The microscale schlieren system is constructed from a Hoffman modulation contrast microscope, which provides easy access to the rear focal plane of the objective lens, by removing the slit plate and replacing the modulator with a knife-edge. The working principle of microscale schlieren technique relies on detecting light deflection caused by variation of refractive index1-3. The deflected light either escapes or is obstructed by the knife-edge to produce a bright or a dark band, respectively. If the refractive index of the mixture varies linearly with its composition, the local change in light intensity in the image plane is proportional to the concentration gradient normal to the optical axis. The micro-schlieren image gives a two-dimensional projection of the disturbed light produced by three-dimensional inhomogeneity.
To accomplish quantitative analysis, we describe a calibration procedure that mixes two fluids in a T-microchannel. We carry out a numerical simulation to obtain the concentration gradient in the T-microchannel that correlates closely with the corresponding micro-schlieren image. By comparison, a relationship between the grayscale readouts of the micro-schlieren image and the concentration gradients presented in a microfluidic device is established. Using this relationship, we are able to analyze the mixing inhomogeneity from associate micro-schlieren image and demonstrate the capability of microscale schlieren technique with measurements in a microfluidic oscillator4. For optically transparent fluids, microscale schlieren technique is an attractive diagnostic tool to provide instantaneous full-field information that retains the three-dimensional features of the mixing process.

Herein, we describe a procedure that employs microscale schlieren technique to measure mixing inhomogeneity in a microfluidic device. Through calibration, distribution of concentration gradient can be derived from the micro-schlieren image.

Analisando falta de homogeneidade de mistura em um dispositivo micro, pela técnica Microscale Schlieren

In this paper, we introduce the use of microscale schlieren technique to measure mixing inhomogeneity in a microfluidic device. The microscale schlieren ...

Fully Automated Centrifugal Microfluidic Device for Ultrasensitive Protein Detection from Whole Blood

Enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) is a promising method to detect small amount of proteins in biological samples. The devices providing a platform for reduced sample volume and assay time as well as full automation are required for potential use in point-of-care-diagnostics. Recently, we have demonstrated ultrasensitive detection of serum proteins, C-reactive protein (CRP) and cardiac troponin I (cTnI), utilizing a lab-on-a-disc composed of TiO2 nanofibrous (NF) mats. It showed a large dynamic range with femto molar (fM) detection sensitivity, from a small volume of whole blood in 30 min. The device consists of several components for blood separation, metering, mixing, and washing that are automated for improved sensitivity from low sample volumes. Here, in the video demonstration, we show the experimental protocols and know-how for the fabrication of NFs as well as the disc, their integration and the operation in the following order: processes for preparing TiO2 NF mat; transfer-printing of TiO2 NF mat onto the disc; surface modification for immune-reactions, disc assembly and operation; on-disc detection and representative results for immunoassay. Use of this device enables multiplexed analysis with minimal consumption of samples and reagents. Given the advantages, the device should find use in a wide variety of applications, and prove beneficial in facilitating the analysis of low abundant proteins.

This protocol demonstrates how to achieve femto molar detection sensitivity of proteins in 10 &#181;L of whole blood within 30 min. This can be achieved by using electrospun nanofibrous mats integrated in a lab-on-a-disc, which offers high surface area as well as effective mixing and washing for enhanced signal-to-noise ratio.

Totalmente dispositivo automático centrífugo microfluídicos para a detecção de proteínas Ultrasensitive de Sangue Total

Enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) is a promising method to detect small amount of proteins in biological samples. The devices providing a platform ...

Co-culture of Living Microbiome with Microengineered Human Intestinal Villi in a Gut-on-a-Chip Microfluidic Device

Here, we describe a protocol to perform long-term co-culture of multi-species human gut microbiome with microengineered intestinal villi in a human gut-on-a-chip microphysiological device. We recapitulate the intestinal lumen-capillary tissue interface in a microfluidic device, where physiological mechanical deformations and fluid shear flow are constantly applied to mimic peristalsis. In the lumen microchannel, human intestinal epithelial Caco-2 cells are cultured to form a &#39;germ-free&#39; villus epithelium and regenerate small intestinal villi. Pre-cultured microbial cells are inoculated into the lumen side to establish a host-microbe ecosystem. After microbial cells adhere to the apical surface of the villi, fluid flow and mechanical deformations are resumed to produce a steady-state microenvironment in which fresh culture medium is constantly supplied and unbound bacteria (as well as bacterial wastes) are continuously removed. After extended co-culture from days to weeks, multiple microcolonies are found to be randomly located between the villi, and both microbial and epithelial cells remain viable and functional for at least one week in culture. Our co-culture protocol can be adapted to provide a versatile platform for other host-microbiome ecosystems that can be found in various human organs, which may facilitate in vitro study of the role of human microbiome in orchestrating health and disease.

We describe an in vitro protocol to co-culture gut microbiome and intestinal villi for an extended period using a human gut-on-a-chip microphysiological system.

Co-cultura de Vida Microbiome com Intestinal Microengineered Humano Villi num Gut-on-a-Chip Microfluidic Dispositivo

Here, we describe a protocol to perform long-term co-culture of multi-species human gut microbiome with microengineered intestinal villi in a human ...

Microfluidic Platform with Multiplexed Electronic Detection for Spatial Tracking of Particles

Microfluidic processing of biological samples typically involves differential manipulations of suspended particles under various force fields in order to spatially fractionate the sample based on a biological property of interest. For the resultant spatial distribution to be used as the assay readout, microfluidic devices are often subjected to microscopic analysis requiring complex instrumentation with higher cost and reduced portability. To address this limitation, we have developed an integrated electronic sensing technology for multiplexed detection of particles at different locations on a microfluidic chip. Our technology, called Microfluidic CODES, combines Resistive Pulse Sensing with Code Division Multiple Access to compress 2D spatial information into a 1D electrical signal. In this paper, we present a practical demonstration of the Microfluidic CODES technology to detect and size cultured cancer cells distributed over multiple microfluidic channels. As validated by the high-speed microscopy, our technology can accurately analyze dense cell populations all electronically without the need for an external instrument. As such, the Microfluidic CODES can potentially enable low-cost integrated lab-on-a-chip devices that are well suited for the point-of-care testing of biological samples.

We demonstrate a microfluidic platform with an integrated surface electrode network that combines resistive pulse sensing (RPS) with code division multiple access (CDMA), to multiplex detection and sizing of particles in multiple microfluidic channels.

Plataforma microfluídico com multiplexada detecção electrónica do Ordenamento do Rastreamento de Partículas

Microfluidic processing of biological samples typically involves differential manipulations of suspended particles under various force fields in order to ...

A Microfluidic Flow Chamber Model for Platelet Transfusion and Hemostasis Measures Platelet Deposition and Fibrin Formation in Real-time

Microfluidic models of hemostasis assess platelet function under conditions of hydrodynamic shear, but in the presence of anticoagulants, this analysis is restricted to platelet deposition only. The intricate relationship between Ca2+-dependent coagulation and platelet function requires careful and controlled recalcification of blood prior to analysis. Our setup uses a Y-shaped mixing channel, which supplies concentrated Ca2+/Mg2+ buffer to flowing blood just prior to perfusion, enabling rapid recalcification without sample stasis. A ten-fold difference in flow velocity between both reservoirs minimizes dilution. The recalcified blood is then perfused in a collagen-coated analysis chamber, and differential labeling permits real-time imaging of both platelet and fibrin deposition using fluorescence video microscopy. The system uses only commercially available tools, increasing the chances of standardization. Reconstitution of thrombocytopenic blood with platelets from banked concentrates furthermore models platelet transfusion, proving its use in this research domain. Exemplary data demonstrated that coagulation onset and fibrin deposition were linearly dependent on the platelet concentration, confirming the relationship between primary and secondary hemostasis in our model. In a timeframe of 16 perfusion min, contact activation did not take place, despite recalcification to normal Ca2+ and Mg2+ levels. When coagulation factor XIIa was inhibited by corn trypsin inhibitor, this time frame was even longer, indicating a considerable dynamic range in which the changes in the procoagulant nature of the platelets can be assessed. Co-immobilization of tissue factor with collagen significantly reduced the time to onset of coagulation, but not its rate. The option to study the tissue factor and/or the contact pathway increases the versatility and utility of the assay.

This paper describes an experimental model of hemostasis that simultaneously measures platelet function and coagulation. Platelet and fibrin fluorescence is measured in real-time, and platelet adhesion rate, coagulation rate, and onset of coagulation are determined. The model is used to determine platelet procoagulant properties under flow in concentrates for transfusion.

Um Modelo de Câmara Microfluidic Fluxo de transfusão de plaquetas e Hemostasia Medidas deposição de plaquetas e formação de fibrina em tempo real

Microfluidic models of hemostasis assess platelet function under conditions of hydrodynamic shear, but in the presence of anticoagulants, this analysis is ...

Perfusable Vascular Network with a Tissue Model in a Microfluidic Device

A spheroid (a multicellular aggregate) is regarded as a good model of living tissues in the human body. Despite the significant advancement in the spheroid cultures, a perfusable vascular network in the spheroids remains a critical challenge for long-term culture required to maintain and develop their functions, such as protein expressions and morphogenesis. The protocol presents a novel method to integrate a perfusable vascular network within the spheroid in a microfluidic device. To induce a perfusable vascular network in the spheroid, angiogenic sprouts connected to microchannels were guided to the spheroid by utilizing angiogenic factors from human lung fibroblasts cultured in the spheroid. The angiogenic sprouts reached the spheroid, merged with the endothelial cells co-cultured in the spheroid, and formed a continuous vascular network. The vascular network could perfuse the interior of the spheroid without any leakage. The constructed vascular network may be further used as a route for supply of nutrients and removal of waste products, mimicking blood circulation in vivo. The method provides a new platform in spheroid culture toward better recapitulation of living tissues.

The protocol describes how to engineer a perfusable vascular network in a spheroid. The spheroid's surrounding microenvironment is devised to induce angiogenesis and connect the spheroid to the microchannels in a microfluidic device. The method allows the perfusion of the spheroid, which is a long-awaited technique in three-dimensional cultures.

Perfusable rede Vascular com um modelo de tecido em um dispositivo Microfluidic

A spheroid (a multicellular aggregate) is regarded as a good model of living tissues in the human body. Despite the significant advancement in the ...

A Microfluidic Platform for Stimulating Chondrocytes with Dynamic Compression

Mechanical stimuli are known to modulate biological functions of cells and tissues. Recent studies have suggested that compressive stress alters growth plate cartilage architecture and results in growth modulation of long bones of children. To determine the role of compressive stress in bone growth, we created a microfluidic device actuated by pneumatic pressure, to dynamically (or statically) compress growth plate chondrocytes embedded in alginate hydrogel cylinders. In this article, we describe detailed methods for fabricating and characterizing this device. The advantages of our protocol are: 1) Five different magnitudes of compressive stress can be generated on five technical replicates in a single platform, 2) It is easy to visualize cell morphology via a conventional light microscope, 3) Cells can be rapidly isolated from the device after compression to facilitate downstream assays, and 4) The platform can be applied to study mechanobiology of any cell type that can grow in hydrogels.

This article provides detailed methods for fabricating and characterizing a pneumatically actuating microfluidic device for chondrocyte compression.

Uma plataforma Microfluídico para estimular condrócitos com compressão dinâmica

Mechanical stimuli are known to modulate biological functions of cells and tissues. Recent studies have suggested that compressive stress alters growth ...