This work was supported by a National Heart, Lung, and Blood Institute grant 1RO1-HL-105296-01 (to D.E. Berkowitz) and an Australian Research Council Grant DP110101134 (to A. Avolio).

Dieses Protokoll wurde von der Institutional Animal Care und Verwenden Committee an der Johns Hopkins Universität zugelassen. 1. Herstellung von Lösungen, Materialien und Tier <ol><li> Vorbereiten einer 300 ug / ml Lösung von Phenylephrin (PE) und 300 ug / ml Lösung von Natriumnitroprussid (SNP) in 0,9% Kochsalzlösung. Vorbereiten eines separaten Heparinsalzlösung durch Vermischen von 1 ml von 1.000 U / ml Heparin in 10 ml 0,9% Kochsalzlösung. HINWEIS: Medikamente bei der Raumtemperatur vor der Verwendung vorliegen. </li><li> Machen Sie den Katheter zur intravenösen Medikamenteninfusion von zwei 30 G x ½ &quot;Injektionsnadeln und PE 10 Polyethylenschlauch. Um den Katheter zu machen, legen Sie eine Nadel in ein Ende des Schlauchs. Entfernen Sie die Nadel Abschnitt der anderen Injektionsnadel und setzen Sie das stumpfe Ende in das andere Ende des Schlauchs. Befestigen Sie den Katheter an eine 1 ml-Spritze und füllen Sie den Katheter mit dem Heparin-Kochsalzlösung. </li><li> Bewegen Sie die Maus in der Narkose Kammer containing 2-2,5% Isofluran in 100% Sauerstoff. Verlassen Sie die Maus in die Induktionskammer, bis er nicht mehr reagiert auf äußere Reize ist. </li><li> Entfernen Sie die Maus vom Induktionskammer und auf der beheizten Elektrokardiogramm (EKG) Pad. Halten Sie das Tier mit 2% Isofluran. </li><li> Anwenden vet Salbe oder Kochsalzlösung zu den Augen des Tieres zur Trockenheit während des Verfahrens zu verhindern. </li></ol> 2. Einführung des Katheters in die Schwanzvene <ol><li> Da die Schwanzvenen sind seitlich auf beiden Seiten des Schwanzes befindet, legen Sie das Tier auf die Seite für einen besseren Zugang. Sichern Sie die Maus auf den EKG-Pad mit Klebeband. Stellen Sie sicher, das Tier warm gehalten, um Vasodilatation der Schwanzvenen zu fördern. </li><li> Mit einem Stück Silasticschlauch als Tourniquet, binden den Stauschlauch an der Basis des Schwanzes. Binden Sie die Aderpresse fest genug, um die Venen zusammenbrechen, aber nicht genug zum Abschalten der arteriellen Durchblutung. Nach 2-3 min sollte die Vene wölben und sichtbarer werden. </li><li> Ziehen Sie den Schwanz straff. Biegen Sie den Schwanz in einem Winkel mit einer Hand und halten Sie die Nadel parallel zum Schwanz mit der anderen. Pierce die Nadel, wo der Schwanz durch die Haut in die Vene gebogen. Blut wird in den Katheter zurückzudrücken, wenn die Nadel in die Vene eingeführt. </li><li> Einen Tropfen Gewebekleber in dem die Nadel eingeführt wird, um den Katheter zu befestigen. Entfernen Sie die Aderpresse und bestätigen die Durchgängigkeit durch die Injektion von Kochsalzlösung mit wenig Widerstand. </li></ol> 3. Einfügen von Blutdruck-Katheter durch Femoralarterie <ol><li> Legen Sie die Druckkatheter in einen 30-ml-Spritze mit destilliertem Wasser gefüllt und eine Verbindung des Katheters an die Drucksteuereinheit. Weichen Sie den Katheter in Wasser, eingesteckt ist, für 30 bis 45 min in den Aufbau und die Chirurgie. </li><li> Legen Sie das Tier in Rückenlage und kleben Sie die Pfoten auf die EKG-Pad. Anwenden Enthaarungscreme auf der Brust und Fläche, über die Oberschenkelarterie. <ol><li> Warten Sie 3-5 Minuten und entfernen Creme und Haare. ThHaar oroughly entfernen aus der Brust zu Artefakten bei der Ultraschall zu verhindern. Wischen Sie sowohl die Brust und Hinterbein Regionen mit einem befeuchteten Block, um überschüssige Enthaarungscreme entfernen. </li></ol></li><li> Mit einer feinen Schere, einen Einschnitt in der Haut über dem Ort der Oberschenkelarterie. Präparieren Sie durch die Unterhautfettgewebe, die Oberschenkelarterie zu offenbaren. Die Oberschenkelarterie wird teilweise durch den Unterleib bedeckt. Verwenden Hämostatika, um den Bauch weg. Halten Sie das Gewebe feucht durch Abdecken mit feuchten Gaze oder alternativ tropft Kochsalzlösung über sie in regelmäßigen Abständen, um Gewebe vor dem Austrocknen zu verhindern. </li><li> Mit einer feinen Pinzette, trennen Sie die Nerven weg von der Arterie Venen Bündel. Vorsichtig durch die Hülle um die Arterie-Vene Bündel durchbohren, um die Arterie aus der Vene zu trennen. Übergeben eines Fadens um die Arterie an dem proximalen Ende und legen zwei Nähten an dem distalen Ende. </li><li> Sicher Knoten am meisten distalen Naht an distalen Blutfluss zu stoppen. Verwenden Hämostatika, die p ziehenroximal Naht zeitweilig den Blutfluss in die Oberschenkelarterie zu stoppen. Verwenden Mikroschere einen kleinen Einschnitt in die Femoralarterie zu machen. Machen Sie den Schnitt in der Nähe des distalen Knoten. </li><li> Kalibrieren der Software zur Datenerfassung, um den Katheter mit Hilfe der Kalibrierungseinstellungen auf die Drucksteuereinheit. Schalten Sie die Druckregeleinheit wieder in das Lesen der Wandler und das Gleichgewicht der Druckkatheter so dass die Katheterausgänge 0 mm Hg in der Wasserspritze. </li><li> Stecken Sie den Katheter in die Oberschenkelarterie. Öffnen Sie den Schnitt mit feinen Pinzette mit einer Hand und setzen Sie den Katheterkopf in die Arterie mit der anderen Hand. <ol><li> Knoten der mittleren Naht um den Katheterdraht, um den Katheter in die Arterie zu befestigen. Entspannen Sie sich das proximale Naht und rückt den Katheter vorwärts in die Bauchaorta. Verknoten Sie die proximale Naht an weiteren Sicherung des Katheters und um Blutungen zu verhindern. </li></ol></li><li> Das EKG-Pad vorsichtig mit der Maus, Druckkatheter und Kochsalzlösung s bewegenyringe dem Ultraschallabbildungsstufe. Schließen Sie den Blutdruck Katheters an die Drucksteuereinheit. Legen Sie die Kochsalzlösungsspritze in der Spritzenpumpe. Damit das Tier, und der Katheter für 20 min äquilibrieren. </li></ol> 4. Messung der Aorta Durchmesser über einen Bereich von Blutdruck <ol><li> Reduzieren Isofluran bis 1,5%. Visualisieren Sie die aufsteigenden Aorta in Längsrichtung auf B-Mode mit einer langen Achse. Montieren des Wandlers auf dem Schienensystem, so dass die gleiche Ansicht wird für die Dauer des Experiments gehalten. </li><li> Auf dem Ultraschall-Mainframe, legen Sie die M-Mode-Cursor über den Abschnitt der Aorta zu verfolgen. Verfolgen Sie die Änderung Aortendurchmesser über den Herzzyklus mit M-Mode. </li><li> Ändern Sie die Kochsalzlösung in die Spritze auf den PE-Lösung und legen Sie die Spritze in die Spritzenpumpe. <ol><li> Nehmen Sie M-Mode zu Beginn der Studie Aortendruck. Beginnen Infusion bei 360 ug / kg / min und Infusion für 1 min für Aortendruck ein Plateau zu erreichen. Für eine 25 g Maus, dies zu tunse entspricht 30 &amp; mgr; l / min. </li><li> Notieren Sie sich die M-Mode, dann stoppen Sie die Infusion, und warten Sie 2 Minuten für den Blutdruck um zum Ausgangswert zurück. </li></ol></li><li> Niederinfusionsrate bis 240 g / kg / min. Für eine 25 g Maus entspricht dies Dosis auf 20 ml / min. Starten Infusion, Infusion für 1 Minute für den Blutdruck zu Plateau und Rekord M-Mode. Stoppen Sie die Infusion, und warten Sie 2 Minuten für den Blutdruck um zum Ausgangswert zurück. </li><li> Wiederholen Sie Schritt 4.4 für 120 ug / kg / min PE (10 &amp; mgr; l / min für eine 25 g Maus). </li><li> PE Ersetzen mit Kochsalzlösung und durchdringen die Kochsalzlösung in dem Kurs, der 360 &amp; mgr; g / kg / min Infusion (30 ml / min für eine 25 g Maus). Infuse 2-3 Minuten, bis auf weiteres Infusions nicht eine Erhöhung der Aorten-Druck und Druck wird auf die Grundlinie zurückkehrt zu produzieren. Warten Sie 5 Minuten für den Blutdruck bei Studienbeginn zu stabilisieren. </li><li> Salz Ersetzen SNP. <ol><li> Nehmen Sie M-Mode zu Beginn der Studie Aortendruck. Beginnen Infusion bei 240 ug / kg / min (20 &amp; mgr; l / min für 25 g Maus)und Infusion für 1 min. Wenn Aortendruck ein Plateau erreicht, notieren Sie die M-Mode. Stoppen Sie die Infusion und warten Sie 2 Minuten für den Blutdruck um zum Ausgangswert zurück. </li></ol></li><li> Niederinfusionsgeschwindigkeit auf 120 ug / kg / min (10 &amp; mgr; l / min für 25 g Maus). Starten Infusion, Infusion für 1 Minute für den Blutdruck zu Plateau und Rekord M-Mode. Stopp der Infusion, und warten Sie 2 Minuten für den Blutdruck um zum Ausgangswert zurück. </li><li> Wiederholen Sie Schritt 4.8 für 60 &amp; mgr; g / kg / min SNP (5 &amp; mgr; l / min für 25 g Maus). </li></ol> 5. Beenden der Experiment <ol><li> Um das Tier einschläfern, erhöhen Isofluran auf 4%. Wenn die Atmung verlangsamt hat, in der Regel in 1-2 Minuten, schneiden durch das Brustbein mit einer Schere, um die Brusthöhle zu öffnen, und setzen die Herzen. </li><li> Fassen Sie das Herz mit mittel Pinzette und Verbrauchsteuern aus dem Körper durch Schneiden an der aufsteigenden Aorta mit einer Schere. </li></ol>

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Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Unter Durchmessermessungen an mehreren Druckschritten über einen weiten Bereich von Druckwerten ist für eine genaue Charakterisierung des Druck-Durchmesser-Verhältnis notwendig. Die oberen und unteren Druckgrenzen, die pharmakologisch induziert werden können, können durch die Versuchsgruppe variieren, aber das Ideal ist etwa 25 mm Hg bis 125 mm Hg diastolisch und 50 mm Hg bis 200 mm Hg systolisch. Dosen von 360 &amp; mgr; g / kg / min PE und 240 g / kg / min SNP allgemein entlocken die Grenzen der Druckbereich. Jedoch können Dosen von PE bis 480 ug / kg / min und SNP auf 360 ug / kg / min, um zu überprüfen, dass die Grenzen erreicht sind erhöht. Arbeitskonzentrationen von PE und SNP kann verringert werden, um eine feinere Druckschritten erzielen. Der Durchmesser wird mit Aortendruck ändern, induzieren die gleichen Druckwerte zwischen Tieren und Versuchsgruppen ist nicht wichtig. Venösen und arteriellen Kanülierung an anderen Stellen mit der gleichen ou durchgeführt werdentcomes. Schwanzvene Kanülierung können aufgrund der geringen Größe der Schwanzvene schwierig sein. Darüber hinaus ist die Schwanzvene nicht dunkel gefärbten Mäusen leicht sichtbar. Die Oberschenkelvene kann alternativ kanüliert werden. Diese Route kann einfacher sein, da der Oberschenkelvene leichter zugänglich. Für Druck Kathetereinführröhre neben der Femoralarterie, kann der Katheter durch die Halsschlagader eingeführt werden. Die femorale Arterie über die Arteria carotis jedoch bevorzugt, weil der Brustbereich intakt für die Ultraschall-Bildgebung bleibt. Femoralarterie Kanülen kann schwieriger, weil die Femoralarterie kleiner sein. Verwendung eines 1,2 F Katheter und die Einführung des Katheters in die proximale femorale Arterie unter der Bauchhöhle wird die Kanülierung erleichtern. Setzen von einigen Tropfen einer Vasodilatator wie Lidocain auf die Oberschenkelarterie oder die Verwendung eines Katheter-Einführungs kann auch helfen vergrössern Gefäß Kathetereinführung zu erleichtern. Der Druck Katheter sollten so behandelt werdengemß den Anweisungen des Herstellers. Lage des Katheters innerhalb der Aorta muss nicht konsistent zwischen Tieren zu sein, wie der Druckabfall innerhalb der Aorta ist unbedeutend. Eine Anordnung des Katheters in der Aorta abdominalis kann besser sein, um Interferenzen mit der Ultraschall-Bildgebung der thorakalen Aorta zu minimieren. Einige Ultraschallgroßrechnern kann der Druck in Echtzeit mit dem M-Modus-Spur aufzuzeichnen, wodurch eine Druckmessung für jeden Durchmesser gemessen auf der M-Modus. Unglücklicherweise, da der Ort, an dem der Durchmesser gemessen wird, nicht die gleiche Stelle wie dem der Druck aufgenommen wird, besteht eine Verzögerung zwischen dem Druck an dem Katheter aufgezeichneten und dem tatsächlichen Druck in der aufsteigenden Aorta. Als Ergebnis kann nur maximale und minimale Durchmessermessungen für die Datenanalyse verwendet werden. Die primäre Beschränkung dieses Verfahrens ist die Unsicherheit bei der Messung durch die Aorta Verschieben in und aus o eingeführtf der Ultraschallebene während des Herzzyklus. Bewegungs eingeführte Fehler ist für alle bildgebenden basierte Studien, einschließlich MRT und CT. Kompensationsstrategien umfassen die Verwendung von anatomischen Merkmalen zu den Referenzrahmen mit der Bewegung 18 verschoben und werden während der Datenverarbeitung implementiert. Als Bewegungskompensationssoftware nicht leicht verfügbar ist, hat der Prüfer wachsam Einstellen der Position der Sonde, um die Verschiebung der Position der Aorta der Blutdruckanstieg zu verfolgen, und verringert werden. Messungen des Durchmessers sollten auch durch den Mittelpunkt der Aorta entnommen werden. Die Festlegung, ob der M-Modus-Aufzeichnungs-Position ist durch die Mitte hindurch kann schwierig sein, auf dem Ultraschallbild zu beurteilen, vor allem mit der Aorta Schaltpositionen. Die Unsicherheit durch diese Einschränkungen manifest in dem Grad der Streuung der Daten in Figur 6 eingebracht, wie deutlich. Statt, um ein Bild des Querschnitts der Längsachse des ascending Aorta könnte eine Lösung sein. Allerdings erhalten diese Ansicht kann manchmal schwieriger und die daraus resultierende M-Mode-Trace kann weniger klar sein. Der Querschnittsumfang von B-Modus-Bild könnte statt des Durchmessers von M-Modus-Bild gemessen werden. Die Festlegung, wenn die maximale und minimale Umfang erreicht wird durch die B-Modus-Bildrate begrenzt werden und können schwieriger zu beurteilen, als auf der M-Modus. Sie mehrere Messungen der Druckmesser Grundstück und zunehmender Versuchsgruppe Größe Richtigkeit der Daten zu verbessern. Die Druck-Durchmesser-Daten können von verschiedenen Stellen entlang der Brust erfasst. Dieses Protokoll würde zunächst mit der Sonde an einer Stelle auf der Brust platziert erfolgen. Die Aorta wird dann mit der Sonde an einem anderen Ort und das Protokoll wiederholt angeordnet visualisiert werden. Verwendet werden, um den Blutdruck zu modulieren vasoaktive Mittel könnte eine potenzielle Gefährdung Aorta-Glatt muscle Ton, was wiederum die Steifigkeit beeinflussen. Jedoch Manipulation Aortendruck von venösen Rück wurde gezeigt, dass ähnliche Veränderungen in invasiv gemessenen PWV als pharmakologische Manipulation in Ratten zu erzeugen. Diese Ergebnisse zeigen, daß die Infusion vasoaktiver Medikamente wirken in erster Linie auf den peripheren Widerstand Arterien und nicht wesentlich beeinflussen aortischen glatten Muskulatur 19. Dieses Protokoll kann bei Ratten mit ein paar kleinen Änderungen durchgeführt werden. Die Brust wird vor der Anwendung Enthaarungscreme rasiert. Ein handelsübliches 27 G x ½ &quot;Katheter für Arzneimittelinfusion verwendet. Die Arzneimitteldosen verwendet Aortendruck modulieren 40, 80 und 120 ug / kg / min von PE und 40, 80 und 120 ug / kg / min SNP. Neben der aufsteigenden Aorta, können regionale Unterschiede in der Aorten-Steifigkeit mit diesem Protokoll festgelegt werden. Regional Steifigkeit durch diesen Ansatz gemessen wäre von PWV präziser als wie Messungen are von einem Ablageort wie gegen die zwei Standorte für PWV. Jedoch sind Bereiche entlang der Aorta, die mit dieser Technik gemessen werden kann, um diejenigen, die durch Ultraschall sichtbar gemacht werden können, begrenzt. Der Elastizitätsmodul kann auch aus den so gewonnen, wenn eine Wanddickenmessung erhalten werden Daten berechnet werden. Präzise in vivo Messung der Mausaorta wird durch die Auflösungsgrenzen der aktuellen Ultraschalltechnologie begrenzt. Zukünftige Verbesserung der Ultraschalltechnologie konnte in vivo Wanddickenmessung mehr möglich zu machen. Alternativ können Dickenmessungen durchgeführt werden, ex vivo. Druck Myographie würde die genauesten Messungen liefern, weil Dicke kann bei jedem Druckschritt gemessen werden.

Erhöhte Steifigkeit der Aorta ist ein Markenzeichen von Herzkreislauferkrankungen. Aging 1, Raucher 2, 3 Diabetes, Hyperlipidämie 4, und andere Risikofaktoren für kardiovaskuläre Erkrankungen haben gezeigt, dass der Aorta Steifigkeit zu erhöhen. Epidemiologische Studien haben weiter gezeigt, Aorten-Steifigkeit als ein leistungsfähiges unabhängiger Prädiktor für die Entstehung der koronaren Herzkrankheit und Schlaganfall, sowie das Auftreten von kardiovaskulären Ereignissen und Mortalität 5-8. Aufgrund der klinischen und der öffentlichen Gesundheit Bedeutung der erhöhten Steifigkeit der Aorta wird aktuelle Forschung auf das Verständnis der Mechanismen, die der Entstehung und Progression von Gefäßsteifigkeit zugrunde gerichtet. Großes Interesse besteht deshalb darin, eine genaue Maßnahmen von Gefäßsteifigkeit in experimentellen Modellen von Herzkreislauferkrankungen. Eines Materials Steifigkeit kann durch seine Spannungs-Dehnungs-Beziehung gekennzeichnet und als elastische mod quantifiziert werdenUlus. Eine lineare elastische Material verformt sich reversibel und ihre Stress erhöht proportional zur Belastung. Die Aorta und die großen Arterien linearen elastischen Körper: wenn sie gedehnt, wird die Steifigkeit der Arterie nicht konstant bleibt, sondern mit dem Grad der Dehnung zunimmt. Diese Nichtlinearität in den mechanischen Eigenschaften der großen Arterien ist aufgrund der unterschiedlichen Steifigkeitseigenschaften der Lastlagerelemente, nämlich von Elastin und Kollagen, die die Gefäßwand bilden. Elastin ist sehr dehnbar mit einem Elastizitätsmodul von 0,6 MPa. Im Vergleich dazu ist Kollagen sehr steif mit einem Elastizitätsmodul von 1 GPa 9. Die Anfangssteifigkeit von der Aorta zu niedrigeren Dehnungswerte zeigten an Elastin zurückzuführen, während die hohe Steifigkeit bei hohen Dehnungswerten ausgestellt durch Kollagen ist. Last von Elastin, Kollagen übertragen, wie der Behälter ausdehnt und diese Region der Last übertragen wird, wo das Gefäßsystem arbeitet. Daher bei physiologischem Druck, arterielle Steifheitrichtet sich nach dem Beitrag der beiden Elastin und Kollagen 10. Die Verteilung und Orientierung von Elastin und Kollagen sind je nach Lage innerhalb der Arterienwand. In den Medien sind die Elastin, Kollagen und glatten Muskelzellen in engen Spiralen konzentrisch geschichtet sind gebündelt. Diese Anordnung erlaubt die Arterie zu hohen Lasten in der Umfangsrichtung widerstehen. Die Adventitia ist überwiegend Kollagen mit wenig Elastin und die Kollagenfasern in einer netzartigen Weise organisiert. Diese Kollagenfasern sind wellenförmig in einem unbelasteten Zustand und begradigen als Belastung steigt. Steifigkeit zunimmt, wenn die Kollagenfasern begradigen, wodurch die Arterie von Überdehnung und Brechen zu verhindern. Wegen der strukturellen Organisation und variierende Ausrichtung der Kollagenfasern sind Arterien anisotropen: die Steifigkeit zeigte hängt, wenn das Schiff in Längsrichtung oder in Umfangsrichtung 11 gestreckt In vivo Steifigkeits.s ist daher ein Verbundwerkstoff aus Längs- und Umfangssteifigkeit der Aorta. Arterielle Steifigkeit wird in der Regel in vivo die Einhaltung oder Pulswellengeschwindigkeit (PWV) quantifiziert. Arterielle Compliance als C = &amp; Delta; D / &amp; Delta; P definiert, wobei &amp; Delta; D Messeränderung und &amp; Delta; P ist die entsprechende Druckänderung. Niedrigere Werte der Übereinstimmung zeigen steiferen Gefäßen. Die Einhaltung wird von der druck Dimension Beziehung der Arterie berechnet und ist somit ein direktes Maß für die Steifigkeit. Wie Steifigkeit nicht gleichmäßig in den Gefäßen 12 verbreitet werden, sollten die Einhaltung der in der gleichen / ähnlichen Lage in den einzelnen Fächern gemessen werden, um aussagekräftige Vergleiche zwischen experimentellen Gruppen zu machen. Der Unterschied zwischen Compliance und E-Modul ist, dass der Elastizitätsmodul ist normiert auf die Materialabmessungen. Compliance spiegelt daher Struktursteifigkeit, während der Elastizitätsmodul reflässigt Materialsteifigkeit. Mit zunehmendem Alter arteriellen Wandstärke erhöht und Elastin / Kollagen-Verhältnis abnimmt, so dass sowohl strukturelle Steifigkeit und Materialsteifigkeit größer. Im Vergleich zu Compliance, ist PWV ein indirektes Maß für Gefäßsteifigkeit. PWV ist die Geschwindigkeit, mit der ein Druckimpuls entlang einer Länge der Arterie und durch die Eigenschaften der Gefäßwand beeinflußt. Die Moens-Korteweg Gleichung wird verwendet, um die Beziehung zwischen PWV und des Elastizitätsmoduls zu modellieren: PWV 2 = E h / (2 ρ r), wobei E inkrementellen Elastizitätsmodul, h Wanddicke, ρ die Blutviskosität und r Behälterradius . Ein höherer Wert PWV schlägt daher eine steifere Schiff. Compliance und E-Modul kann experimentell ex vivo auf einem ausgeschnittenen Segment des Gefäßes gemessen werden. Um die Einhaltung wird das Gefäßsegment auf einen Druck Myographions 13,14 montiert. Der Druck innerhalb des Behälters wird schrittweise erhöht und the resultierenden Änderung des Durchmessers wird mittels Videomikroskopie verfolgt. Die Einhaltung wird von den Druck-Durchmesser-Daten bestimmt. Inkrementelle Elastizitätsmodul im Zugversuch gemessen werden. In diesen Versuchen wird der Behälter auseinander gezogen schrittweise und Kraft-Weg-Daten, bis die Gefäßring Brüche gesammelt. Spannungs- und Dehnungswerte berechnet und aufgetragen, um inkrementelle Elastizitätsmodul bestimmen. Diese Ex-vivo-Ansätze können verwendet werden, um Veränderungen der passiven Eigenschaften, die Steifigkeit beeinflussen zu bewerten. In vivo, zusätzlich zu Gehalt Wand, ist Gefäßsteifigkeit dynamisch von glatten Muskulatur und Blutdruck 13,15,16 beeinflusst. PWV ist die am weitesten verbreitete Methode zur Messung in vivo Aorta Steifigkeit in experimentellen Modellen. PWV kann nicht-invasiv mittels Doppler-Ultraschall oder Applanationstonometrie 17 bestimmt werden. Druckimpuls an zwei getrennten Stellen gemessen und die dafür erforderliche Zeitder Impuls, um den Abstand zu queren, die Pulswellengeschwindigkeit. Weil PWV wird über eine Länge von Aorta gemessen wird, ist es ein gemittelter Wert der Steifigkeit. Große Arterien sind nicht linear elastisch, so Steifigkeit und damit PWV mit arteriellen Druck variieren. Ein höherer Wert PWV könnte daher von erhöhter Steifigkeit oder Überdruck entstehen. PWV Werte müssen daher den Blutdruck normalisiert werden, um Rückschlüsse auf die Steifigkeit des Schiffes abzuleiten. Messmethoden, die den Einfluss der Blutdruck mit den passiven Eigenschaften der Gefäßwand und die Auswirkungen von vasoaktiven Mediatoren, die ändern Ton würde einen physiologisch relevanten Index der arteriellen Steifigkeit ergeben integrieren. Dieser Ansatz wird durch die Messung PWV invasiv unter Verwendung eines Katheters mit zwei Drucksensoren in einem festen Abstand 13 getrennt umgesetzt. Dieses Zweidruckkatheter in der Aorta und vasoaktive Medikamente wie Phenylephrin oder Natriumnitroprussid eingesetzt werden intravenös durch Infusioneinen Katheter zum Heben und Senken arteriellen Druck. Dieses Protokoll beschreibt ein Verfahren zur Aorta Steifigkeit in vivo aus seiner druck Dimension Verhältnis in einem Maus-Modell zu bestimmen. Dieser Ansatz bietet mehrere Vorteile gegenüber dem PWV invasive Messung. Steifigkeit Indizes wie Compliance, können aus den druckAbmessungsDaten von dieser Prozedur gesammelt wurden, berechnet werden. Darüber hinaus ermöglicht diese Technik für die Messung der lokalen Aorten-Steifigkeit, weil Steifigkeit von einem einzigen Ort gemessen. Dieser Ansatz ist besonders nützlich bei der Messung der Aorta ascendens Steifigkeit als die kurze Länge dieser Region ein PWV Messung schwierig zu erhalten. Forschungsinteresse besteht insbesondere in der aufsteigenden Aorta, da die mechanischen Eigenschaften beeinflussen die Durchblutung des Herzkreislauf und die Herz Reaktion auf vaskuläre Dysfunktion. Um das Druck-Durchmesser-Verhältnis der Aorta in vivo zu messen </em&gt; wird die aufsteigende Aorta sichtbar und ihr Durchmesser wird durch Ultraschall-Bildgebung gemessen. Aorten-Blutdruck invasiv mit einem Druckkatheter gemessen. Der Blutdruck wird stufenweise durch intravenöse Infusion vasoaktiver Medikamente verändert. Phenylephrin verengt die Blutgefäße und wird verwendet, um Aortendruck zu erhöhen. Natriumnitroprussid Blutgefässe und wird zur Aortadruck zu senken. Der systolische und diastolische Aorten-Durchmessern und entsprechenden Aorta Drücke für jeden Druckschritt gemessen. Compliance können aus den Druck-Durchmesser-Daten gesammelt wurden, berechnet werden.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="878">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:197px;">Company</td>
			<td style="width:141px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:239px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Equipment</td>
			<td style="width:197px;"></td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">High-resolution ultrasound machine</td>
			<td style="width:197px;">Visual Sonics</td>
			<td style="width:141px;">Vevo2100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">13-24 MHz transducer</td>
			<td style="width:197px;">Visual Sonics</td>
			<td style="width:141px;">MS250</td>
			<td>Used for imaging rats</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">22-55 MHz transducer</td>
			<td style="width:197px;">Visual Sonics</td>
			<td style="width:141px;">MS550D</td>
			<td>Used for imaging mice</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Imaging Station</td>
			<td style="width:197px;">Visual Sonics</td>
			<td style="width:141px;">Imagine Station 1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;"></td>
			<td style="width:197px;"></td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">1.2F Pressure catheter</td>
			<td style="width:197px;">Transonic</td>
			<td style="width:141px;">FTH-1211B-0018</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">SP200 pressure control unit</td>
			<td style="width:197px;">Transonic</td>
			<td style="width:141px;">FFS-095-DP01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="52">
			<td height="52" style="height:52px;width:303px;">Standard Infusion Only Harvard Pump 11 Plus syringe pump</td>
			<td style="width:197px;">Harvard Apparatus</td>
			<td align="right" style="width:141px;">702208</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Isoflurane vaporizer</td>
			<td style="width:197px;">VetEquip</td>
			<td align="right" style="width:141px;">911103</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Induction chamber</td>
			<td style="width:197px;">VetEquip</td>
			<td align="right" style="width:141px;">941443</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">100% O2</td>
			<td style="width:197px;">Airgas</td>
			<td style="width:141px;">OX USP200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:303px;">Single Stage Brass 0-50 psi General Purpose Cylinder Regulator CGA540</td>
			<td style="width:197px;">Airgas</td>
			<td style="width:141px;">Y11215B540</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Stereo Boom Stand Microscope</td>
			<td style="width:197px;">National Optical</td>
			<td style="width:141px;">420-BMSQ</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Fiber optic illuminator &#38; light pipe</td>
			<td style="width:197px;">Cole Palmer</td>
			<td style="width:141px;">EW-41500-50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;"></td>
			<td style="width:197px;"></td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Supplies</td>
			<td style="width:197px;"></td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">30G x 1/2&#34; BD PrecisionGlide Needle</td>
			<td style="width:197px;">BD</td>
			<td align="right" style="width:141px;">305106</td>
			<td>For tail vein cannulation in mice</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Polyethylene Tubing PE10</td>
			<td style="width:197px;">Becton Dickinson</td>
			<td align="right" style="width:141px;">427401</td>
			<td>For tail vein cannulation in mice</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">27Gx1/2&#34; Surfloe winged infusion set</td>
			<td style="width:197px;">Terumo</td>
			<td style="width:141px;">SV*27EL</td>
			<td>For tail vein cannulation in rats</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;"></td>
			<td style="width:197px;"></td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Signa Gel Electrode Gel</td>
			<td style="width:197px;">Parker</td>
			<td style="width:141px;">15-25</td>
			<td>Use for ECG recording</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Aquasonic Clear Ultrasound Gel</td>
			<td style="width:197px;">Parker</td>
			<td style="width:141px;">03-08</td>
			<td>Use for ultrasound</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;"></td>
			<td style="width:197px;"></td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">1mL Sub-Q Syringes, 26G x 5/8&#34;</td>
			<td style="width:197px;">BD</td>
			<td align="right" style="width:141px;">309597</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Nair</td>
			<td style="width:197px;">Nair</td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td>Depilatory cream</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Histoacryl</td>
			<td style="width:197px;">TissueSeal</td>
			<td style="width:141px;">TS1050071FP</td>
			<td>Tissue glue</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Braided Silk Suture 6-0</td>
			<td style="width:197px;">Teleflex</td>
			<td style="width:141px;">104-S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Dumostar P55 fine forceps</td>
			<td style="width:197px;">Roboz</td>
			<td style="width:141px;">RS-4984</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Microscissors</td>
			<td style="width:197px;">WPI</td>
			<td style="width:141px;">501839</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Fine scissors</td>
			<td style="width:197px;">FST</td>
			<td style="width:141px;">14060-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Medium forceps</td>
			<td style="width:197px;">Ted Pella</td>
			<td align="right" style="width:141px;">5665</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Hemostatic forceps</td>
			<td style="width:197px;">Roboz</td>
			<td style="width:141px;">RS-7131</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Non-sterile cotton gauze sponge</td>
			<td style="width:197px;">Fisherbrand</td>
			<td style="width:141px;">22-362-178</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Cotton tipped applicators</td>
			<td style="width:197px;">Oritan</td>
			<td style="width:141px;">803-WC</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Label tape</td>
			<td style="width:197px;">Fisherbrand</td>
			<td style="width:141px;">15-901-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;"></td>
			<td style="width:197px;"></td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Drugs</td>
			<td style="width:197px;"></td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Sodium chloride</td>
			<td style="width:197px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:141px;">S7653</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">R-Phenylephrine hydrochloride</td>
			<td style="width:197px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:141px;">P6126</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Sodium nitroprusside dihydrate</td>
			<td style="width:197px;">Sigma Aldrich</td>
			<td align="right" style="width:141px;">71778</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;"></td>
			<td style="width:197px;"></td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Software</td>
			<td style="width:197px;"></td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Prism</td>
			<td style="width:197px;">GraphPad</td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:303px;">Excel</td>
			<td style="width:197px;">Microsoft</td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

measuring ascending aortic stiffness in vivo in mice using ultrasound

Wir präsentieren ein Verfahren zur Messung der in-vivo-Aorten-Steifigkeit bei Mäusen mit hochauflösenden Ultraschall-Bildgebung. Aortendurchmesser durch Ultraschall gemessen und Aorta Blutdruck invasiv mit einem Festkörper-Druckkatheter gemessen. Der Blutdruck wird angehoben dann schrittweise durch intravenöse Infusion vasoaktiver Arzneimittel Phenylephrin und Natriumnitroprussid gesenkt. Aortadurchmesser wird für jede Druckstufe, um die Druck-Durchmesser-Verhältnis der Aorta ascendens charakterisieren gemessen. Steifigkeit Indizes aus dem Druck-Durchmesser-Verhältnis abgeleitet werden kann aus den gesammelten Daten ermittelt werden. Berechnung der arteriellen Nachgiebigkeit in diesem Protokoll beschrieben. Diese Technik kann verwendet werden, um Mechanismen erhöht Aorten-Steifigkeit mit Herzkreislauferkrankungen und Alterung zugrunde zu untersuchen. Die Technik erzeugt eine physiologisch relevante Maß für die Steifigkeit im Vergleich zu Ex-vivo-Ansätze, weil physiological Einflüsse auf die Aorten-Steifigkeit in die Messung einbezogen. Die Hauptbeschränkung dieses Verfahrens ist der Messfehler durch die Bewegung der Aorta während des Herzzyklus eingeleitet. Diese Bewegung kann durch Einstellen der Position der Sonde mit der Aorta Bewegung sowie Herstellung mehrerer Messungen der Aortendruck Durchmesser-Beziehung und die Erweiterung der Versuchsgruppengröße kompensiert werden.

Eine Längsbild der linken Herzkammer und Aorta ascendens auf B-Modus während des Herz erfasst, wie in Figur 1 gezeigt ist. Alternativ kann ein Längs Bild nur der Aorta erhalten werden, wie in Fig. 2 die Bewegung der Aortenwand Zyklus erscheint als zwei weißen Linien auf dem M-Modus, wie in Abbildung 3 dargestellt. Die Aortenlumen ist der Bereich zwischen den Linien. Aortendruck wird durch Infusion vasoaktiver Medikamente moduliert. PE erhöht den aortalen Druck, wie in 4A gezeigt ist, und SNP senkt Druck, wie in 4B gezeigt. M-Modus aufgezeichnet wird, wenn der Blutdruckplateaus, 1 min nach dem Beginn der Infusion. Aortendruck wird inkrementell durch Ändern der Dosis des Medikaments verabreicht wird geändert, wie in Figur 5 gezeigt. Dosierung des Arzneimittels über der Infusionsgeschwindigkeit gesteuert. Alle Arzneimitteldosen sind in g / kg / min. Maximalen und minimalen Durchmesser von t gemessener M-Modus, der in 3 gezeigt ist. Diese Durchmesser entspricht dem systolischen und diastolischen Aorten von den Druck Katheter aufgezeichnet. Der systolische und diastolische Durchmesser und Druckwerte von drei Herzzyklen werden an der Grundlinie und für jede PE und SNP Dosis gemessen. Die Standardabweichung von drei Messungen des Durchmessers an einer Wirkstoffdosis im Bereich von 0,01 mm bis 0,04 mm. Aortendurchmesser gegen seine entsprechende Aortendruck die Druck-Durchmesser-Verhältnis veranschau aufgetragen werden, wie in 6A gezeigt. Diese Druck-Durchmesser-Werte werden verwendet, um Aorta Einhaltung zu berechnen. Arterielle Compliance wird berechnet durch C = (D sys - D dia) / (P sys - P dia) (1) wobei D und D sys dia sind systolischen und diastolischen Messern und P sys und P diasind systolischen und diastolischen Druck. Compliance und bedeuten Aortendruck (MAP) sind an der Grundlinie und für jede PE und SNP Dosis berechnet. Die Einhaltung wird gegen MAP aufgetragen, um die Druckabhängigkeit der Steifigkeit zu demonstrieren. Wegen des nicht-linearen elastischen Verhaltens der Aorta ab der wachsende MAP, wie in 6B zu sehen. <img alt="Figur 1" src="/files/ftp_upload/52200/52200fig1highres.jpg" /> Abb. 1: Längsschnitt durch aufsteigenden Aorta im B-Messung des Durchmessers von einem Längs Bild der Aorta ascendens Verlassen der linken Ventrikel entnommen. LV: linke Herzkammer; PA: Lungenarterie; AA aufsteigend Aorta. Darstellung der Lungenarterie, hängt von der Sondenplatzierung. Aortendurchmesser distal zu der Aortenklappe gemessen. Frequenz der Sonde verwendet, um dieses Bild zu erfassen ist 40 MHz. Fig. 2: Alternative Ansicht von aufsteigenden Aorta am B-Modus der aufsteigenden Aorta wird mehr prominent und die linke Herzkammer und Herzwände sind weniger ausgeprägt. AA aufsteigend Aorta; LV: linke Herzkammer. Häufigkeit der Sonde verwendet, um dieses Bild aufzuzeichnen ist 40 MHz. <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/52200/52200fig3highres.jpg" /> Fig. 3: Aorta auf M-Modus sichtbar Aortendurchmesser von M-Modus-Bild gemessen wird. Die Bewegung der Aortenwand wird als zwei Wellenlinien. Der Raum zwischen den beiden Linien ist die Aortenlumen. Systolischer und diastolischer Aortadurchmesser von drei Herzzyklen werden von dem M-Modus gemessen. In diesem Bild sind Aortendruck durch die Druckkatheter, ECG-Signal und Atmungszyklus erfasst, in Rot, Grün und Gelb auf dem M-Modus angezeigt. Probe frequency zur Aufzeichnung dieses Bild ist 40 MHz und der Erwerb Laufgeschwindigkeit ist 1200 Hz. <img alt="4" src="/files/ftp_upload/52200/52200fig4highres.jpg" /> Fig. 4: Ändern Aortendruck inkrementell Aortendruck wird inkrementell durch die Arzneimitteldosis infundiert verändert. Medikamentendosis wird durch die Infusionsrate moduliert. Alle Dosen sind in &amp; mgr; g / kg / min. <img alt="Abbildung 5" src="/files/ftp_upload/52200/52200fig5highres.jpg" /> Abb. 5: Die Modulation Aortendruck mit vasoaktive Medikamente Aortic Druck wird mit der Infusion von Vasokonstriktor Phenylephrin (PE) erhöht und verringert mit der Infusion von Vasodilatator Nitroprussidnatrium (SNP). Aortendruck Plateaus 1 min nach dem Beginn der Arzneimittelinfusion. M-Modus der Aortadurchmesser ist an dem Plateau aufgezeichnet. (A) zeigt den Anstieg Aortendruckmit 360 ug / kg / min PE-Infusion. (B) zeigt die Abnahme Aortendruck mit 240 ug / kg / min SNP-Infusion. Die Zeit der Infusion begonnen und die Zeit, die M-Modus aufgezeichnet wurden, auf den Spuren bezeichnet. &#160; Aortendruck wird inkrementell durch die Arzneimitteldosis infundiert verändert. Medikamentendosis wird durch die Infusionsrate moduliert. Alle Dosen sind in &amp; mgr; g / kg / min. <img alt="Figur 6" src="/files/ftp_upload/52200/52200fig6highres.jpg" /> Abbildung 6: Durchmesser gegen Druck und Compliance vs. bedeuten Aortendruck Parzellen Aortendurchmesser gegen seine entsprechende Aortendruck, um den Druck-Durchmesser Verhältnis (A) zeigen, dargestellt werden.. Compliance kann für jeden Druckschritt berechnet werden und gegen die mittleren Aortendruck (MAP), um die Druckabhängigkeit der Aorten-Steifigkeit (B) zeigen.

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Measuring Ascending Aortic Stiffness In Vivo in Mice Using Ultrasound

We describe a technique for measuring aortic stiffness from its pressure-diameter relationship in vivo in mice. Aortic diameter is recorded by ultrasound and aortic pressure is measured invasively with a solid-state pressure catheter. Blood pressure is changed incrementally and the resulting diameter is measured.

Mess aufsteigende Aorta Steifigkeit<em&gt; In-vivo-</em&gt; In Mäuse Mit Ultraschall

We present a protocol for measuring in vivo aortic stiffness in mice using high-resolution ultrasound imaging. Aortic diameter is measured by ultrasound ...

measuring-ascending-aortic-stiffness-in-vivo-in-mice-using-ultrasound

Research

JoVE Journal

Medicine

Measuring Ascending Aortic Stiffness In Vivo in Mice Using Ultrasound

15.9K Aufrufe.  Johns Hopkins University. We describe a technique for measuring aortic stiffness from its pressure-diameter relationship in vivo in mice. Aortic diameter is recorded by ultrasound and aortic pressure is measured invasively with a solid-state pressure catheter. Blood pressure is changed incrementally and the resulting diameter is measured.

Serie: Measuring Ascending Aortic Stiffness In Vivo in Mice Using Ultrasound

Multi-modal Imaging of Angiogenesis in a Nude Rat Model of Breast Cancer Bone Metastasis Using Magnetic Resonance Imaging, Volumetric Computed Tomography and Ultrasound

Angiogenesis is an essential feature of cancer growth and metastasis formation. In bone metastasis, angiogenic factors are pivotal for tumor cell proliferation in the bone marrow cavity as well as for interaction of tumor and bone cells resulting in local bone destruction. Our aim was to develop a model of experimental bone metastasis that allows in vivo assessment of angiogenesis in skeletal lesions using non-invasive imaging techniques.
For this purpose, we injected 105 MDA-MB-231 human breast cancer cells into the superficial epigastric artery, which precludes the growth of metastases in body areas other than the respective hind leg1. Following 25-30 days after tumor cell inoculation, site-specific bone metastases develop, restricted to the distal femur, proximal tibia and proximal fibula1. Morphological and functional aspects of angiogenesis can be investigated longitudinally in bone metastases using magnetic resonance imaging (MRI), volumetric computed tomography (VCT) and ultrasound (US).
MRI displays morphologic information on the soft tissue part of bone metastases that is initially confined to the bone marrow cavity and subsequently exceeds cortical bone while progressing. Using dynamic contrast-enhanced MRI (DCE-MRI) functional data including regional blood volume, perfusion and vessel permeability can be obtained and quantified2-4. Bone destruction is captured in high resolution using morphological VCT imaging. Complementary to MRI findings, osteolytic lesions can be located adjacent to sites of intramedullary tumor growth. After contrast agent application, VCT angiography reveals the macrovessel architecture in bone metastases in high resolution, and DCE-VCT enables insight in the microcirculation of these lesions5,6. US is applicable to assess morphological and functional features from skeletal lesions due to local osteolysis of cortical bone. Using B-mode and Doppler techniques, structure and perfusion of the soft tissue metastases can be evaluated, respectively. DCE-US allows for real-time imaging of vascularization in bone metastases after injection of microbubbles7.
In conclusion, in a model of site-specific breast cancer bone metastases multi-modal imaging techniques including MRI, VCT and US offer complementary information on morphology and functional parameters of angiogenesis in these skeletal lesions.

In the pathogenesis of bone metastasis, angiogenesis is a crucial process and therefore represents a target for imaging and therapy. Here, we present a rat model of site-specific breast cancer bone metastasis and describe strategies to non-invasively image angiogenesis in vivo using magnetic resonance imaging, volumetric computed tomography and ultrasound.

Multimodale Bildgebung von Angiogenese in einem Nude Rattenmodell der Brustkrebs Knochenmetastasen mittels Magnetresonanztomographie, volumetrische Computertomographie und Ultraschall

Angiogenesis is an essential feature of cancer growth and metastasis formation. In bone metastasis, angiogenic factors are pivotal for tumor cell ...

Forschung

Medizin

Orthotopic Aortic Transplantation in Mice for the Study of Vascular Disease

Vascular procedures involving anastomoses in the mouse are generally thought to be difficult and highly dependent on the skill of the individual surgeon. This is largely true, but there are a number of important principles that can reduce the difficulty of these procedures and enhance reproducibility. Orthotopic aortic transplantation is an excellent procedure in which to learn these principles because it involves only two end-to-end anastomoses, but requires good suturing technique and handling of the vessels for consistent success. This procedure begins with the procurement of a length of abdominal aorta from a donor animal, followed by division of the native aorta in the recipient. The procured aorta is then placed between the divided ends of the recipient aorta and sutured into place using end-to-end anastomoses. To accomplish this objective successfully requires a high degree of concentration, good tools, a steady hand, and an appreciation of how easily the vasculature of a mouse can be damaged, resulting in thrombosis. Learning these important principles is what occupies most of the beginner's time when learning microsurgery in small rodents. Throughout this protocol, we refer to these important points. This model can be used to study vascular disease in a variety of different experimental systems1-8. In the context shown here, it is most often used for the study of post-transplant vascular disease, a common long-term complication of solid organ transplantation in which intimal hyperplasia occurs within the allograft. The primary advantage of the model is that it facilitates quantitative morphometric analyses and the transplanted vessel lies contiguous to the endogenous vessel, which can serve as an additional control9. The technique shown here is most often used for mice weighing 18-25 grams. We have accumulated most of our experience using the C57BL/6J, BALB/cJ, and C3H/HeJ strains.

We describe a technique in which a section of the abdominal aorta from a mouse is transplanted orthotopically to just below the renal arteries in an allogeneic or syngeneic recipient. This technique can be useful in studies in which transplantation of large arteries of uniform size is deemed advantageous.

Orthotopen Aortic Transplantation in Mäuse für das Studium der Vascular Disease

Vascular procedures involving anastomoses in the mouse are generally thought to be difficult and highly dependent on the skill of the individual surgeon. ...

In vivo 19F MRI for Cell Tracking

In vivo 19F MRI allows quantitative cell tracking without the use of ionizing radiation. It is a noninvasive technique that can be applied to humans. Here, we describe a general protocol for cell labeling, imaging, and image processing. The technique is applicable to various cell types and animal models, although here we focus on a typical mouse model for tracking murine immune cells. The most important issues for cell labeling are described, as these are relevant to all models. Similarly, key imaging parameters are listed, although the details will vary depending on the MRI system and the individual setup. Finally, we include an image processing protocol for quantification. Variations for this, and other parts of the protocol, are assessed in the Discussion section. Based on the detailed procedure described here, the user will need to adapt the protocol for each specific cell type, cell label, animal model, and imaging setup. Note that the protocol can also be adapted for human use, as long as clinical restrictions are met.

In vivo 19F MRI for Cell Tracking

We describe a general protocol for in vivo cell tracking using MRI in a mouse model with ex vivo labeled cells. A typical protocol for cell labeling, image acquisition processing and quantification is included.

In-vivo-19 F-MRT für die Zellverfolgung

In vivo 19F MRI allows quantitative cell tracking without the use of ionizing radiation. It is a noninvasive technique that can be applied to humans. ...

Ascending Aortic Constriction in Rats for Creation of Pressure Overload Cardiac Hypertrophy Model

Ascending aortic constriction is the most common and successful surgical model for creating pressure overload induced cardiac hypertrophy and heart failure. Here, we describe a detailed surgical procedure for creating pressure overload and cardiac hypertrophy in rats by constriction of the ascending aorta using a small metallic clip. After anesthesia, the trachea is intubated by inserting a cannula through a half way incision made between two cartilage rings of trachea. Then a skin incision is made at the level of the second intercostal space on the left chest wall and muscle layers are cleared to locate the ascending portion of aorta. The ascending aorta is constricted to 50&#8211;60% of its original diameter by application of a small sized titanium clip. Following aortic constriction, the second and third ribs are approximated with prolene sutures. The tracheal cannula is removed once spontaneous breathing was re-established. The animal is allowed to recover on the heating pad by gradually lowering anesthesia. The intensity of pressure overload created by constriction of the ascending aorta is determined by recording the pressure gradient using trans-thoracic two dimensional Doppler-echocardiography. Overall this protocol is useful to study the remodeling events and contractile properties of the heart during the gradual onset and progression from compensated cardiac hypertrophy to heart failure stage.

We describe a stepwise procedure for creating pressure overload and left ventricular hypertrophy in Wistar rats by constriction of the ascending aorta using a small metallic clip. This model is extensively used for studying remodeling changes during cardiac hypertrophy and for identifying and evaluating strategies for regression of such changes.

Aufsteigend Aortakonstriktion bei Ratten zur Erstellung von Drucküberlast Herzhypertrophie Modell

Ascending aortic constriction is the most common and successful surgical model for creating pressure overload induced cardiac hypertrophy and heart ...

Ultrasound-guided Transthoracic Intramyocardial Injection in Mice

Murine models of cardiovascular disease are important for investigating pathophysiological mechanisms and exploring potential regenerative therapies. Experiments involving myocardial injection are currently performed by direct surgical access through a thoracotomy. While convenient when performed at the time of another experimental manipulation such as coronary artery ligation, the need for an invasive procedure for intramyocardial delivery limits potential experimental designs. With ever improving ultrasound resolution and advanced noninvasive imaging modalities, it is now feasible to routinely perform ultrasound-guided, percutaneous intramyocardial injection. This modality efficiently and reliably delivers agents to a targeted region of myocardium. Advantages of this technique include the avoidance of surgical morbidity, the facility to target regions of myocardium selectively under ultrasound guidance, and the opportunity to deliver injectate to the myocardium at multiple, predetermined time intervals. With practiced technique, complications from intramyocardial injection are rare, and mice quickly return to normal activity on recovery from anesthetic. Following the steps outlined in this protocol, the operator with basic echocardiography experience can quickly become competent in this versatile, minimally invasive technique.

Echocardiography-guided percutaneous intramyocardial injection represents an efficient, reliable, and targetable modality for the delivery of gene transfer agents or cells into the murine heart. Following the steps outlined in this protocol, the operator can quickly become competent in this versatile, minimally invasive technique.

Ultraschall-geführte Transthorakale intramyokardiale Injection in Mäuse

Murine models of cardiovascular disease are important for investigating pathophysiological mechanisms and exploring potential regenerative therapies. ...

Carotid Artery Infusions for Pharmacokinetic and Pharmacodynamic Analysis of Taxanes in Mice

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study model. As the use of mouse models are often a vital step in preclinical drug discovery and drug development1-8, it is necessary to design a system to introduce drugs into mice in a uniform, reproducible manner. Ideally, the system should permit the collection of blood samples at regular intervals over a set time course. The ability to measure drug concentrations by mass-spectrometry, has allowed investigators to follow the changes in plasma drug levels over time in individual mice1, 9, 10. In this study, paclitaxel was introduced into transgenic mice as a continuous arterial infusion over three hours, while blood samples were simultaneously taken by retro-orbital bleeds at set time points. Carotid artery infusions are a potential alternative to jugular vein infusions, when factors such as mammary tumors or other obstructions make jugular infusions impractical. Using this technique, paclitaxel concentrations in plasma and tissue achieved similar levels as compared to jugular infusion. In this tutorial, we will demonstrate how to successfully catheterize the carotid artery by preparing an optimized catheter for the individual mouse model, then show how to insert and secure the catheter into the mouse carotid artery, thread the end of the catheter out through the back of the mouse&#8217;s neck, and hook the mouse to a pump to deliver a controlled rate of drug influx. Multiple low volume retro-orbital bleeds allow for analysis of plasma drug concentrations over time.

This method was developed with the goal of delivering a steady drug solution via the carotid artery, to assess the pharmacokinetics of novel drugs in mouse models.

Halsschlagader Infusionen für pharmakokinetischen und pharmakodynamischen Analyse von Taxanen in Mäusen

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study ...

Validation of Nanobody and Antibody Based In Vivo Tumor Xenograft NIRF-imaging Experiments in Mice Using Ex Vivo Flow Cytometry and Microscopy

This protocol outlines the steps required to perform ex vivo validation of in vivo near-infrared fluorescence (NIRF) xenograft imaging experiments in mice using fluorophore labelled nanobodies and conventional antibodies.
First we describe how to generate subcutaneous tumors in mice, using antigen-negative cell lines as negative controls and antigen-positive cells as positive controls in the same mice for intraindividual comparison. We outline how to administer intravenously near-infrared fluorophore labelled (AlexaFluor680) antigen-specific nanobodies and conventional antibodies. In vivo imaging was performed with a small-animal NIRF-Imaging system. After the in vivo imaging experiments the mice were sacrificed. We then describe how to prepare the tumors for parallel ex vivo analyses by flow cytometry and fluorescence microscopy to validate in vivo imaging results.
The use of the near-infrared fluorophore labelled nanobodies allows for non-invasive same day imaging in vivo. Our protocols describe the ex vivo quantification of the specific labeling efficiency of tumor cells by flow cytometry and analysis of the distribution of the antibody constructs within the tumors by fluorescence microscopy. Using near-infrared fluorophore labelled probes allows for non-invasive, economical in vivo imaging with the unique ability to exploit the same probe without further secondary labelling for ex vivo validation experiments using flow cytometry and fluorescence microscopy.

Validation of Nanobody and Antibody Based In Vivo Tumor Xenograft NIRF-imaging Experiments in Mice Using Ex Vivo Flow Cytometry and Microscopy

This protocol outlines the steps required to perform ex vivo validation of in vivo near-infrared fluorescence xenograft imaging experiments in mice using fluorophore labelled nanobodies and conventional antibodies.

Validierung der Nanobody und Antikörper-basierte<em&gt; In-vivo-</em&gt; Tumorxenotransplantat NIRF-Bildgebung Experimente bei Mäusen verwenden<em&gt; Ex vivo</em&gt; Durchflusszytometrie und Mikroskopie

This protocol outlines the steps required to perform ex vivo validation of in vivo near-infrared fluorescence (NIRF) xenograft imaging experiments in mice ...

Subcutaneous Angiotensin II Infusion using Osmotic Pumps Induces Aortic Aneurysms in Mice

Osmotic pumps continuously deliver compounds at a constant rate into small animals. This article introduces a standard protocol used to induce aortic aneurysms via subcutaneous infusion of angiotensin II (AngII) from implanted osmotic pumps. This protocol includes calculation of AngII amount and dissolution, osmotic pump filling, implantation of osmotic pumps subcutaneously, observation after pump implantation, and harvest of aortas to visualize aortic aneurysms in mice. Subcutaneous infusion of AngII through osmotic pumps following this protocol is a reliable and reproducible technique to induce both abdominal and thoracic aortic aneurysms in mice. Infusion durations range from a few days to several months based on the purpose of the study. AngII 1,000 ng/kg/min is sufficient to provide maximal effects on abdominal aortic aneurysmal formation in male hypercholesterolemic mouse models such as apolipoprotein E deficient or low-density lipoprotein receptor deficient mice. Incidence of abdominal aortic aneurysms induced by AngII infusion via osmotic pumps is 5 - 10 times lower in female hypercholesterolemic mice and also lower in both genders of normocholesterolemic mice. In contrast, AngII-induced thoracic aortic aneurysms in mice are not hypercholesterolemia or gender-dependent. Importantly, multiple features of this mouse model recapitulate those of human aortic aneurysms.

Subcutaneous implantation of osmotic pumps provides a convenient approach for prolonged and consistent delivery of compounds. This approach has been used extensively to study both abdominal and thoracic aortic aneurysms in mice.

Subkutane Angiotensin-II-Infusion mit osmotischen Pumpen induziert Aortenaneurysmen bei Mäusen

Osmotic pumps continuously deliver compounds at a constant rate into small animals.  This article introduces a standard protocol used to induce aortic ...

Depletion of Mouse Cells from Human Tumor Xenografts Significantly Improves Downstream Analysis of Target Cells

The use of in vitro cell line models for cancer research has been a useful tool. However, it has been shown that these models fail to reliably mimic patient tumors in different assays1. Human tumor xenografts represent the gold standard with respect to tumor biology, drug discovery, and metastasis research 2-4. Tumor xenografts can be derived from different types of material like tumor cell lines, tumor tissue from primary patient tumors4 or serially transplanted tumors. When propagated in vivo, xenografted tissue is infiltrated and vascularized by cells of mouse origin. Multiple factors such as the tumor entity, the origin of xenografted material, growth rate and region of transplantation influence the composition and the amount of mouse cells present in tumor xenografts. However, even when these factors are kept constant, the degree of mouse cell contamination is highly variable.
Contaminating mouse cells significantly impair downstream analyses of human tumor xenografts. As mouse fibroblasts show high plating efficacies and proliferation rates, they tend to overgrow cultures of human tumor cells, especially slowly proliferating subpopulations. Mouse cell derived DNA, mRNA, and protein components can bias downstream gene expression analysis, next-generation sequencing, as well as proteome analysis 5. To overcome these limitations, we have developed a fast and easy method to isolate untouched human tumor cells from xenografted tumor tissue. This procedure is based on the comprehensive depletion of cells of mouse origin by combining automated tissue dissociation with the benchtop tissue dissociator and magnetic cell sorting. Here, we demonstrate that human target cells can be can be obtained with purities higher than 96% within less than 20 min independent of the tumor type.

Human tumor xenografts are vascularized and infiltrated by cells of mouse origin during the growth phase in vivo. To circumvent the bias caused by these contaminating cells during downstream analysis, we developed a method allowing for comprehensive depletion of all mouse cells by magnetic cell sorting.

Depletion von Maus-Zellen aus menschlichem Tumorxenografte deutlich verbessert Downstream-Analyse von Zielzellen

The use of in vitro cell line models for cancer research has been a useful tool. However, it has been shown that these models fail to reliably mimic ...

Ultrasound-based Pulse Wave Velocity Evaluation in Mice

Arterial stiffness can be evaluated by calculating pulse wave velocity (PWV), i.e., the speed with which the pulse wave travels in a conduit vessel. This parameter is being increasingly investigated in small rodent models in which it is used for assessing alterations in vascular function related to particular genotypes/treatments or for characterizing cardiovascular disease progression. This protocol describes an image processing algorithm which leads to non-invasive arterial PWV measurement in mice using ultrasound (US) images only. The proposed technique has been used to assess abdominal aorta PWV in mice and evaluate its age-associated changes.
Abdominal aorta US scans are obtained from mice under gaseous anesthesia using a specific US device equipped with high-frequency US probes. B-mode and Pulse-Wave Doppler (PW-Doppler) images are analyzed in order to obtain diameter and mean velocity instantaneous values, respectively. For this purpose, edge detection and contour tracking techniques are employed. The single-beat mean diameter and velocity waveforms are time aligned and combined in order to achieve the diameter-velocity (lnD-V) loop. PWV values are obtained from the slope of the linear part of the loop, which corresponds to the early systolic phase.
With the present approach, anatomical and functional information about the mouse abdominal aorta can be non-invasively achieved. Requiring the processing of US images only, it may represent a useful tool for the non-invasive characterization of different arterial sites in the mouse in terms of elastic properties. The application of the present technique can be easily extended to other vascular districts, such as the carotid artery, thus providing the possibility to obtain a multi-site arterial stiffness assessment.

Arterial stiffness represents a key factor in cardiovascular disease and pulse wave velocity (PWV) can be considered as a surrogate index for arterial stiffness. This protocol describes an image processing algorithm for calculating PWV in mice based on ultrasound image processing that is applicable at different arterial sites.

Ultraschall-basierte Pulswellengeschwindigkeit Auswertung bei Mäusen

Arterial stiffness can be evaluated by calculating pulse wave velocity (PWV), i.e., the speed with which the pulse wave travels in a conduit vessel. This ...