Support for this work was provided by the Bill and Melinda Gates Foundation Grand Challenges in Global Health: Develop Technologies That Allow Assessment of Multiple Conditions and Pathogens at Point-of-Care. K.M.D. was supported by an NSF Graduate Research Fellowship (2012095464).

1. Síntese do Complexo irídio (III) <ol><li> Pesar 53,6 mg (50 umol) de [Ir (ppa) 2 -Cl] 2 e dissolvem-se em 5 ml de cloreto de metileno. Adicionar esta solução para um balão Erlenmeyer de 50 ml equipado com uma barra de agitação. </li><li> Pesar 26,2 mg (100 umol) de AgOTf e dissolvem-se em 5 ml de metanol. </li><li> Adicionar o AgOTf dissolvido para o [Ir (ppa) 2 -Cl] 2 solução e agita-se durante 1 h. Nota: A pasta de cor creme deve resultar. </li><li> Após 1 hora, filtrar a suspensão através de sílica gel para um trago frasco de 25 x 95 mm e evapora-se solvente remanescente utilizando um evaporador rotativo (5-10 min). </li><li> Uma vez que a maior parte do solvente é removido, verificar se um resíduo oleoso amarelo permanece no frasco. A este resíduo, adicionar 1 ml de metanol para re-dissolver o produto e liofilizar de 1-2 dias para se obter o produto sólido amarelo. </li><li> Caracterizar o Ir (ppa) 2 (H2O) 2 + produto (IR1) por H &lt;sup&gt; 1 RMN (em CDCI3), ESI e de UV-Vis, tal como descrito anteriormente. 23 </li></ol> 2. Interações de ir1 com vários ácidos aminados <ol><li> Prepara-se uma solução 2 mM de IR1 em metanol (PM 537,10 g / mol). Vortex para assegurar a dissolução completa do sólido. </li><li> Preparar 100 uM soluções dos seguintes aminoácidos e biomoléculas em salina tamponada com HEPES (HBS HEPES, 100 mM, 137 mM de NaCl, pH 7,4) Ala, Asp, Cys, His, lie, Lys, Ser, Try, Val. </li><li> Pipetar 100 l de cada um dos aminoácidos em um negro placa de 96 poços. Adicionar 100 ul de HBS para a placa para servir como um espaço em branco. </li><li> Adicionar 2,5 mL da solução 2 mM IR1 a cada amostra e agitar a placa de um agitador de placas durante 10 min. </li><li> Após 10 min, a adquirir espectros de emissão das amostras utilizando um leitor de placas de 96 poços (365 ex / em 400-700). <ol><li> Coloque a placa no instrumento e abra o software leitor de placas de criar uma nova experiência. </li><li> Definir o novo experiment para ler um varrimento de fluorescência com um comprimento de onda de excitação de 365 nm e uma largura de fenda de 9 nm com a óptica na posição superior. </li><li> Leia a emissão de 300-700 nm, com um tamanho de passo de 5 nm. </li><li> Exportar os dados para análise de dados. </li></ol></li><li> Transferir as amostras a uma clara placa de 96 poços e a emissão de imagem utilizando um transiluminador UV. </li></ol> 3. Titulação do IR1 com BNT-II <ol><li> Prepara-se uma solução de reserva 1 mM de BNT-II (MW 8233,6 g / mol) em HBS, bem como uma solução 2 mM de IR1 em metanol. </li><li> A partir da solução estoque, preparar 1 mL de 100 uM BNT-II em HBS. Vortex do tubo de microcentrífuga para assegurar que a amostra é misturada. </li><li> Serialmente diluídas a 100 uM BNT-II pela metade em HBS a uma concentração final de 1,56 uM BNT-II. </li><li> Adiciona-se 100 ul de cada diluição, em triplicado, com HBS servir como um espaço em branco, para as cavidades de uma placa de 96 poços. Para cada amostra, adicionar 2,5 mL de IR1 2 mM. </li><li> Shake a placa durante 10 minutos num agitador de placas. </li><li> Após agitação, a leitura da intensidade de emissão a 510 nm (excitação a 365 nm) utilizando um leitor de placas de 96 poços. <ol><li> Coloque a placa no instrumento e abra o software leitor de placas de criar uma nova experiência. </li><li> Defina a nova experiência de ler um endpoint de fluorescência com um comprimento de onda de excitação de 365 nm de comprimento de onda e emissão de 510 nm. Defina a largura da fenda para ambos os comprimentos de onda para 9nM, com a ótica na posição superior. </li><li> Leia a placa e exportar os dados para análise. </li></ol></li><li> Transferir as amostras a uma clara placa de 96 poços e a imagem de titulação utilizando um transiluminador de UV. </li></ol> 4. Em tempo real Kinetic análise do sistema IR1 / BNT-II Usando Biolayer Interferometria <ol><li> Adicionar 200 ul de tampão de cinética (KB; 1x solução salina tamponada com fosfato com Tween-20 a 0,02%) a 8 poços na primeira coluna de uma preto placa de 96 poços e inserir a placa no sensor de plásticosuporte. Transferir cuidadosamente 8 Ni (II) biossensores NTA à primeira coluna no suporte de plástico de modo a que as pontas são suspensos nas cavidades da memória intermédia. Inserir o suporte de plástico no lado esquerdo do instrumento interferometria. </li><li> Preparar a 2 ml de uma solução de BNT-II em KB 0,5 uM. </li><li> Prepare a 500 ul de uma solução 10 uM de IR1 em KB, e diluir em série por metade para baixo a 0,156 uM em KB. </li><li> Para um novo preto placa de 96 poços, pipeta 200 mL de KB para todos os 8 poços na coluna A e C. </li><li> Na mesma placa, de pipeta 200 uL da solução de 0,5 uM BNT-II para os poços na coluna B. </li><li> Pipetar 200 ul de cada diluição de IR1 em coluna D, começando com KB como a peça em bruto no poço D1. Adicionar as diluições de modo que as cavidades aumentam em concentração IR1 para baixo na coluna. </li><li> Coloque esta placa no instrumento para a direita da placa contendo os sensores pré-molhagem. </li><li> No software biolayer interferometria, criou um Kinet básicaic experimento, definindo as pontas prato, ensaio, e sensores. <ol><li> Para definir a placa, selecione uma coluna na tela, clique com botão direito e escolha a definição adequada para os poços. Selecione &quot;Buffer&quot; para as colunas A e C, &quot;Load&quot; para a coluna B, e &quot;exemplo&quot; para a coluna D. </li><li> Definir o ensaio na próxima aba, adicionando as seguintes etapas (Clique em &quot;Adicionar&quot;): Equilíbrio (Custom), 60 seg; Carregando, 120 segundos; Linha de base, 60 seg; Association, 120 segundos; e dissociação, 300 seg. Selecione o passo de Equilíbrio e clique duas vezes em coluna A. Repita o procedimento para carregar (coluna B), Linha de Base (coluna C), Associação (coluna D), e dissociação (coluna C). Seleccione os sensores de Ni (II) NTA. </li><li> Mover para a próxima guia e confirmar que os sensores estão na coluna A no suporte do sensor de plástico. </li><li> Confirme o experimento é descrito corretamente, insira um nome de arquivo, certifique-se de que &quot;experimento atraso&quot; está marcada, e pressione &quot;Go&quot;. Nota: Devido à natureza automatizado do instrumento, uma vez que o experimento cinética é descrito, os passos ocorrerão como programado. </li></ol></li><li> Uma vez que o prazo cinética é completa, processar os dados no software de processamento fornecido. <ol><li> Dê um duplo clique sobre a pasta com o nome do arquivo de interesse na porção inferior do painel do lado esquerdo. Em seguida, clique duas vezes na pasta correspondente em &quot;Cinética&quot; na parte superior do painel. Mover para a guia Processamento. </li><li> Verifique a caixa de subtração à esquerda para abrir a tela de seleção sensor. Clique com o botão direito sobre o bem A4 e alterar o tipo de bem de Referência Bem. </li><li> Marque a caixa ao lado de Alinhar eixo Y, e garantir a etapa selecionada é da linha de base. Especifique o intervalo de tempo para ser o último de cinco segundos da linha de base (cerca de 55-60 segundos). </li><li> Marque a caixa de Correção Inter-passo e selecione Alinhar a dissociação. Certifique-se de que a caixa de Savitzky-Golay Filtering está marcada e pressione &quot;Processo de dados! ̶1; </li><li> Mover para a guia Análise. Certifique-se de que &quot;Associação e dissociação&quot; é a seleção para as etapas de análise e que o modelo é de 1: 1. Selecione um local, em forma completa e pressione &quot;Curves Fit!&quot; </li><li> Destaque todas as curvas na tabela e clique direito para definir todas as curvas para uma cor. Em seguida, selecione um ajuste (Full) Global, agrupados por cores e Rmax Unlinked por Sensor. Pressione &quot;Curves Fit!&quot; Para obter dados cinéticos globais. </li></ol></li></ol> 5. Na-grânulo Detecção de BNT-II e rcHRP-II com IR1 <ol><li> Prepare 1 ml de cada um de uma solução de BNT-II e II-rcHRP 1 uM em HBS com Tween (HBST; HBS com Tween 20 a 0,025%). </li><li> Diluir em série cada proteína para metade em HBST para uma concentração final de 15,6 nM. </li><li> Pipetar 100 ul de cada diluição em triplicado, para um branco, placa de 96 poços, com diluições em ordem menor para o maior concentração abaixo de uma coluna. </li><li> Pipetar 10 ul de 50 um de Ni (IINTA agarose) partículas magnéticas para cada diluição bem. <ol><li> Vortex do tubo de microcentrífuga contendo as partículas magnéticas após cada pipetagem para garantir que as partículas ficar suspensa. </li></ol></li><li> Colocar a placa num agitador de placas durante 15 min a incubar as amostras com as partículas. </li><li> Após este período de incubação, colocar a placa sobre um íman placa de 96 poços e esperar 30 segundos para as partículas para puxar para fora da solução. </li><li> Usando uma pipeta multicanal, retirar a amostra original e descarte como lixo. Remova a placa do ímã. </li><li> Adicionar 200 ul de HBST para cada cavidade utilizando a pipeta de canais múltiplos. Bombear o tampão de cima e para baixo várias vezes para lavar as partículas magnéticas. </li><li> Coloque a placa de volta para o ímã e esperar 30 segundos para as partículas para puxar para fora da solução. </li><li> Usando a pipeta multicanal, retirar os 200 mL de tampão e descarte como lixo. Remova a placa do ímã. </li><li> Repita os passos 5,8 througH 5,10 duas vezes para completar três lavagens das partículas. </li><li> Adicionar 100 ul de HBST a cada poço contendo as partículas magnéticas seguido por 2,5 mL de IR1 2 mM. </li><li> Incubam-se as partículas com IR1 em um agitador de placas durante 1 hora. </li><li> Após 1 h, ler a intensidade de emissão a 510 nm (excitação a 365 nm) utilizando um leitor de placas de 96 poços. <ol><li> Coloque a placa no instrumento e abra o software leitor de placas de criar uma nova experiência. </li><li> Defina a nova experiência de ler um endpoint de fluorescência com um comprimento de onda de excitação de 365 nm de comprimento de onda e emissão de 510 nm. Defina a largura da fenda para ambos os comprimentos de onda para 9 nm, com a ótica na posição superior. </li><li> Leia a placa e exportar os dados para análise. </li></ol></li><li> Transferir as amostras a uma clara placa de 96 poços e a imagem de titulação utilizando um transiluminador UV. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

Como ferramentas de diagnóstico à base de micropartículas vir para a frente de tecnologia moderna de diagnóstico, detecção de biomoléculas alvo directamente sobre a superfície da partícula é uma grande vantagem. Métodos de detecção molecular tradicionais, tais como ELISA e PCR, são vantajosas, na medida em que pode atingir muito baixos limites de detecção 25. No entanto, estes ensaios necessitam de reagentes e protocolos extensas longas. Este ensaio foi concebido para mimetizar as interacções sanduíche de ELISA de tipo sem o tempo e os requisitos de reagente (Figura 5). Além disso, o custo da sonda IR1 por amostra foi estimado em cerca de uma moeda, enquanto que o custo de anticorpos para um ELISA típico é $ 0,20-0,30 por amostra. Uma vez que os métodos descritos acima dependem de uma sonda para a detecção de irídio cyclometalated do biomarcador da malária, esta sonda não seria susceptível a modos de falha comuns a outros métodos de detecção (ou seja. Fluoróforo quenching e degradação anticorpo / enzima). Histidina é único em suas propriedades de ligação de metal. O trabalho delineado tira proveito deste fenómeno, substituindo os anticorpos em um sanduíche típico de ELISA com complexos metálicos contendo. Ni (II) NTA captura rcHRP-II na superfície da partícula e IR1 sinaliza a presença da proteína. O passo mais importante no ensaio é permitir que as partículas magnéticas para misturar com a amostra e a sonda. Numa placa de 96 poços de ELISA, as biomoléculas e reagentes atingir o equilíbrio com a superfície bidimensional do fundo do poço. Partículas magnéticas têm a tendência para assentar a partir da solução, devido à sua densidade de núcleo de óxido de ferro, o que reduziria os locais de ligação disponíveis. Assim, as partículas devem ser misturados durante o tempo de ensaio para garantir a máxima ligação. Ao conceber um reagente para diagnóstico de doenças, deve-se ter em mente a forma de amostra do paciente, bem como a concentração fisiológica do biomarcador. Paraa malária, a concentração de HRP-PF II no sangue de um paciente pode variar a partir de baixo para alto picomolar nanomolar. Embora este ensaio é clinicamente relevante para os níveis mais elevados de infecção, o limite de detecção deve ser melhorada a fim de detectar pacientes assintomáticos com baixo picomolar circulante PF HRP-II. Nos métodos acima descritos, o &quot;switch-on&quot; sinal gerado por IR1 ocorre na presença de histidina. Enquanto o biomarcador da malária é rica em histidina, outras proteínas do soro, tais como albumina do soro humano e glicoproteína rica em histidina, iria provocar uma resposta de sinal com a sonda. Este, por sua vez levar a diagnósticos falso-positivos. Isso faz com que a captura da proteína sobre a superfície da partícula de um passo benéfico, em que a proteína de interesse pode ser rapidamente extraída a partir de uma amostra do paciente. Além disso, projetar uma sonda bifuncional, que os casais uma rica peptídeo histidina a um elemento robusto reconhecimento molecular (ie. Aptamer), Poderia adicionar outra camada de especificidade para o ensaio. O péptido seria carregado com irídio antes do acoplamento para o aptâmero. Nesse projeto, a sonda ir1 estável ainda pode ser utilizado ao conseguir especificidade alvo com o aptâmero. Isto iria permitir a aplicação da sonda para detectar nativa HRP-II numa matriz complexa (isto é. De plasma ou de sangue total) e reduzir os efeitos de ligação não específica. A fim de aumentar ainda mais o sinal de testes de diagnóstico rápidos, o ensaio pode ser incorporado num sistema de electroquimioluminescência (ECL), onde PF HRP-II pode ser detectada no RDTs como uma leitura electroquimica 26. Esta sonda irídio próxima geração iria melhorar muito o nosso ensaio on-talão ELISA para a detecção de biomarcadores de doenças.

Rotulagem e colorimétrico fluorescente é um método importante para a detecção e rastreamento de moléculas bioquímicas e processa 1,2. Os marcadores fluorescentes mais comuns são de baixo peso molecular corantes orgânicos 3,4, mas estas moléculas nem sempre têm propriedades ópticas ideais. Corantes fluorescentes são propensos a fotodegradação, têm, frequentemente, pequenos desvios de Stokes, e pode ter sobreposição de excitação e os espectros de emissão. Rotulagem colorimétrico é muitas vezes conseguida através da utilização de marcadores enzimáticos, que têm um sinal amplificado útil na quantificação imunoensaio 5,6. Estas enzimas também têm os seus inconvenientes, incluindo fotossensibilidade, condições de reação, e vida útil curta substrato. Estas propriedades tendem a exigir imunoensaios e métodos de marcação de proteínas para ser feito sob condições bem controladas utilizando reagentes dispendiosos. Complexos de metais de transição emissivas têm sido explorados como uma abordagem de etiquetagem alternativa for detecção bioquímico. Em particular, cyclometalated Ir (III) foi estudado no contexto de diodos emissores de luz orgânicos (OLEDs) 7-9 oxigénio de detecção 10, 11 catálise, e de proteína / célula coloração 12-14. Alta fotoestabilidade e eficiência quântica fazer esta classe de sondas de um bom candidato para a detecção de biomoléculas 15,16. Foi encontrado que anteriormente cyclometalated complexos Ir (III), sob a forma de [Ir (C ^ N) 2 (solv) 2] +, liguem irreversivelmente histidina e eliciar uma resposta de sinal azul-verde 12,17. Estes complexos são não-emissiva no estado solvento, mas quando histidina desloca as moléculas de solvente e liga-se ao centro metálico, que libertam um sinal fosforescente intensa após a irradiação com UV de onda longa. Este sinal ocorre apenas após a substituição do ligando, e é o resultado de um estado de tripleto que relaxa de electrões para o estado fundamental, através da activação de metal de transferência de carga ligando (3 MLCT) e transferência centrado ligando (3 LC) Vias 8,15. Estes complexos podem potencialmente ser utilizados como sondas de detecção de proteínas ricas em histidina. Proteínas ricas em histidina e seus níveis de regulação são importantes em muitas doenças, incluindo cirrose hepática, câncer e distúrbios trombótico. 18 Plasmodium falciparum proteína rica em histidina (pfHRP-II), em especial, é um biomarcador bem validado para a infecção pelo parasita da malária. Esta proteína é 67 kDa e contém 34% de histidina, na maior parte dentro característicos AHHAHHAAD repetindo 19 motivos. Essas repetições de histidina pode ligar iões metálicos livres 19 e 20 complexos heme no sangue do hospedeiro. pfHRP-II é comumente detectada em ambientes de baixa renda por meio de testes de diagnóstico rápido imunocromatogrï¿½icas (RDTs), mas estes testes são muitas vezes imprecisas, devido às condições de amostra, baixa concentração de biomarcadores, normas de fabricação pobres, ea degradação do anticorpo 21. <p class=&quot;Jove_content&quot;&gt; sondas fosforescentes à base de metal, tal como o cyclometalated Ir (III), complexos descritos acima são opções atraentes para a detecção de pfHRP-II, devido à sua ligação selectiva de histidina e suas propriedades de solidez e de emissão eficiente. Neste papel, a utilização de [Ir (ppa) 2 (H2O) 2] + (IR1) para detectar BNT-II, um mímico péptido ramificado de pfHRP II-22 é explorado. Cinética desta interacção foram monitorizados em tempo real usando técnicas biolayer interferometria. O ensaio também foi adaptado a um formato de ELISA de tipo sobre-cordão, em que foram obtidos limites nanomolares de detecção. Este ensaio realiza vantagens sobre os tradicionais, pois os testes ELISA pode ser realizada em menos de 2 horas com reagentes isento de anticorpos, em vez de a 4-5 horas e reagentes biológicos necessários com ELISAs típicos.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Dicholortetrakis(2-(2-pyridinyl)phenyl)diiridium(III)&#160;</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>658383</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>silver trifluoromethanesulfonate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>176435</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silica gel</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>6858</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-Amino acids</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>varies</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>H3375</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BNT-II peptide</td>
			<td>Synthesized in house</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>recombinant HRPII</td>
			<td>Immunology Consultants Laboratory inc.</td>
			<td>AGPF-55</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Costar black polypropylene 96-well plate</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>07-200-567</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Costar white polypropylene 96-well plate</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>07-200-589</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Grenier black polypropylene 96-well plate</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89089-582</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ni(II)NTA magnetic agarose particles</td>
			<td>Qiagen</td>
			<td>36111</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ni(II)NTA biolayer interferometry sensors</td>
			<td>ForteBio</td>
			<td>18-5101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Octet Red96 Biolayer Interferometry Instrumet</td>
			<td>ForteBio</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biotek Synergy H4 Microplate Reader</td>
			<td>Biotek</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisher Biotech Transilluminator</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>FBDLT-88</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

iridium(iii) luminescent probe for detection of the malarial protein biomarker histidine rich protein-ii

Este trabalho descreve a síntese de um não-emissiva, cyclometalated Ir (III), Ir (ppa) 2 (H2O) 2 + (IR1), o que provoca um sinal fosforescente rápida, de longa duração, quando coordenado com um histidine- contendo proteína imobilizada na superfície de uma partícula magnética. Síntese de IR1, com rendimentos elevados, é completa S / N e envolve a cisão do pai cyclometalated Ir (III) de dímero com ponte de cloro em dois equivalentes do complexo solvatado. Para confirmar a especificidade, vários ácidos aminados foram sondadas para a actividade de coordenação, quando adicionados à sonda sintetizada, e apenas histidina induziu uma resposta de sinal. Usando BNT-II, um mímico péptido ramificado do biomarcador da malária proteína rica em histidina (pfHRP-II), a sonda de irídio foi validada como uma ferramenta para a detecção de HRP-II. Têmpera efeitos foram observados na titulação BNT-II / IR1 quando comparado com L-Histidina / IR1, mas estes foram atribuídos a impedimento estérico e triplet têmpera estado. Biolayer interferometria foi utilizado para determinar a cinética em tempo real de interacção de IR1 com BNT-II. Uma vez que o sistema foi optimizado, o limite de detecção de rcHRP-II, utilizando a sonda se verificou ser 12,8 nM em solução. Quando esta proteína foi imobilizada na superfície de uma partícula magnética de agarose de 50 um, o limite de detecção foi de 14,5 nM. O sinal de resposta robusta esta sonda inorgânico, bem como a sua flexibilidade de utilização, em solução ou imobilizados sobre uma superfície, pode prestar-se para uma variedade de aplicações, de utilização de diagnóstico para imagiologia.

Como mostrado na Figura 1, a síntese de a-IR1 solvento complexo envolvido divisão da ponte cloreto no dímero-mãe por precipitação do cloreto na forma de AgCl insolúvel e associação das moléculas de água para o centro metálico. A formação de IR1 foi confirmada por H RMN e uma ESI. Além disso, as bandas de UV-visível característica de transferência de carga do metal e do ligando π π-transições * foram designados para o espectro, validando ainda mais a formação de IR1. Este complexo solvatado exposições sem carácter emissivo quando excitado a 365 nm. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52856/52856fig1.jpg" /> Figura 1:. Síntese e caracterização de IR1 reacção dividindo ponte Cloreto de Dichlorotetrakis (2- (2-piridinil) fenil) diiridium (III) para criar o complexo aquo Ir (ppa) 2 (H2O) 2 </sub&gt; + (IR1). Após a adição de L-His para o complexo aquo, em tampão aquoso, o sinal luminescente está ligado. Uma vez que o complexo foi sintetizado e caracterizado, a selectividade de aminoácidos foi analisado, como descrito anteriormente utilizando um análogo de irídio semelhante 17. A Figura 2A mostra que apenas histidina induziu uma resposta de sinal a 510 nm, quando excitado a 365 nm. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52856/52856fig2.jpg" /> Figura 2: Aminoácido Selectividade e Titulação de IR1 rica em histidina com péptidos (A) Interacção de 200 uM de vários aminoácidos (Cys, Ser, Asp, Glu, Phe, Lys, Arg, Tyr, Trp, His) com 50 uM. ir1 em HBS. Varreduras espectrais foram tomadas 400-700 nm a um comprimento de onda de excitação de 365 nm numa placa de 96 poços preta. Sinal em unidades de fluorescência relativas (RFU) de todos os aminoácidos besides histidina (tracejado traço preto) foi insignificante. Concentrações (B) nanomolares de BNT-II (▪) e rcHRP-II (♦) foram titulados com ir1 em HBS. Os péptidos ricos histidina foram incubadas com a sonda durante 15 min em solução antes de ler a emissão a 510 nm após excitação com luz de 365 nm. O limite de detecção foi calculado como o valor de x quando y = 3σ em branco. Este &quot;switch on-&quot; da fosforescência da sonda irídio ocorre porque o estado animado singlet (1 MLCT / 1 LC) do Ir (III) Bioconjugado sofre passagem inter para o trio estado animado (3 MLCT), quando histidina é coordenado ao centro metálico. Esta sonda foi aplicada a BNT-II um peptídeo imitador do biomarcador da malária Plasmodium falciparum proteína rica em histidina (HRP-II PF). Em uma titulação de BNT-II com IR1, uma concentração de resposta do sinal dependente foi observada ( <strong&gt; Figura 2B). HRP-II recombinante (rcHRP-II) também exibiram uma resposta semelhante em solução. Os limites de detecção de BNT-II e rcHRP-II em solução foram 54,8 nM e 12,8 nM, respectivamente. Usando técnicas biolayer de interferometria, a K D de IR1 ligação a BNT-II imobilizado sobre uma superfície de Ni (II) NTA foi encontrado para ser 2,05 uM (Figura 3). <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/52856/52856fig4.jpg" /> Figura 3: em tempo real Análise Cinética de IR1 com BNT-II Biolayer interferometria para a análise cinética de várias concentrações de IR1 que se ligam a BNT-II na superfície de um sensor de vidro de Ni (II) NTA.. Depois de equilibrar os sensores em KB (Região A), os sensores são carregadas com 0,5 uM BNT-II (região B). Uma vez que o péptido é carregado nos sensores, uma linha de base é estabelecida (região C) antes da medição da associação de IR1 ao BNT-II (Região D). Depoisum período de associação, os sensores são colocados de volta em KB para medir a dissociação (Região E). Todo o processo de análise cinética leva menos de 30 min. Ao fazer a transição a partir de um ensaio à base de solução para uma plataforma de partículas magnéticas, a complexidade adicional da partícula no sistema tinha que ser tidos em conta. Era conhecido de trabalhos anteriores, que essas partículas se ligam de forma eficiente a PF biomarcador malária HRP-II. 24 placas fluorescentes preto funcionou bem para a solução de ensaio descrito acima, mas as placas brancas eram mais adequados para a plataforma de detecção em partículas, como se vê na Figura 4A. Em uma placa branca, a luz é reflectida de volta para a amostra, permitindo assim uma melhor absorção pelo IR1 ligado à superfície da partícula. No ensaio sobre-partícula, o limite de detecção de rcHRP-II foi determinada como sendo de 14,5 nM (Figura 4B). O limite de detecção para rcHRP-II em solução e sobre-cordão foram statiscamente o mesmo com base em um teste t não emparelhado (p = 0,731). <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/52856/52856fig5.jpg" style="font-size: 14px; line-height: 28px;" /> <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/52856/52856fig5.jpg" style="font-size: 14px; line-height: 28px;" /> Figura 4:. On-grânulo Detecção de BNT-II e HRP-II (A) diferença entre o sinal detectado a partir IR1 obrigado a BNT-II na superfície de partículas de 50 um de Ni de agarose (II) NTA magnéticos a preto 96- bem placa (linha a cheio) em comparação com uma placa branca de 96 poços (linha a tracejado). As partículas foram excitadas com luz de 365 nm, e a emissão foi medida a 510 nm. (B) A titulação de rcHRP-II imobilizado nas partículas magnéticas e detectado utilizando IR1. O limite de detecção foi calculada como a VAlue de x quando y = 3σ em branco. <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/52856/52856fig5.jpg" /> Figura 5: Representação esquemática da detecção em grânulo de rcHRP-II com IR1 esquema geral de HRP-II de ligação à superfície de Ni (II) e NTA partículas marcadas com IR1.. As partículas são incubadas com um péptido rico histidina durante 15 min. Após este período de incubação, as partículas foram lavadas com HBST utilizando um íman, de modo a puxar as partículas para fora da solução. Finalmente, o péptido ligado partículas são incubadas com IR1 durante 1 h antes da leitura da emissão a 510 nm após excitação com luz de 365 nm.

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IridiumIII Luminescent Probe for Detection of the Malarial Protein Biomarker Histidine Rich Protein-II

Robust detection reagents are of increasing necessity for developing new malaria diagnostic tools. An iridium(III) probe was designed that emits long-lasting luminescent signal in the presence of a histidine-rich malarial protein biomarker. Detection of the protein either in solution or immobilized on a magnetic particle affords flexibility in application.

Iridium (III) luminescentes Sonda para detecção da proteína maláricos Biomarker proteína rica em histidina-II

This work outlines the synthesis of a non-emissive, cyclometalated Ir(III) complex, Ir(ppy)2(H2O)2+ (Ir1), which elicits a rapid, long-lived ...

iridiumiii-luminescent-probe-for-detection-malarial-protein-biomarker

Research

JoVE Journal

Chemistry

Iridium(III) Luminescent Probe for Detection of the Malarial Protein Biomarker Histidine Rich Protein-II

9.0K visualizações.  Vanderbilt University. Robust detection reagents are of increasing necessity for developing new malaria diagnostic tools. An iridium(III) probe was designed that emits long-lasting luminescent signal in the presence of a histidine-rich malarial protein biomarker. Detection of the protein either in solution or immobilized on a magnetic particle affords flexibility in application.

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LabVIEW-operated Novel Nanoliter Osmometer for Ice Binding Protein Investigations

Ice-binding proteins (IBPs), including antifreeze proteins, ice structuring proteins, thermal hysteresis proteins, and ice recrystallization inhibition proteins, are found in cold-adapted organisms and protect them from freeze injuries by interacting with ice crystals. IBPs are found in a variety of organism, including fish1, plants2, 3, arthropods4, 5, fungi6, and bacteria7. IBPs adsorb to the surfaces of ice crystals and prevent water molecules from joining the ice lattice at the IBP adsorption location. Ice that grows on the crystal surface between the adsorbed IBPs develops a high curvature that lowers the temperature at which the ice crystals grow, a phenomenon referred to as the Gibbs-Thomson effect. This depression creates a gap (thermal hysteresis, TH) between the melting point and the nonequilibrium freezing point, within which ice growth is arrested8-10, see Figure 1. One of the main tools used in IBP research is the nanoliter osmometer, which facilitates measurements of the TH activities of IBP solutions. Nanoliter osmometers, such as the Clifton instrument (Clifton Technical Physics, Hartford, NY,) and Otago instrument (Otago Osmometers, Dunedin, New Zealand), were designed to measure the osmolarity of a solution by measuring the melting point depression of droplets with nanoliter volumes. These devices were used to measure the osmolarities of biological samples, such as tears11, and were found to be useful in IBP research. Manual control over these nanoliter osmometers limited the experimental possibilities. Temperature rate changes could not be controlled reliably, the temperature range of the Clifton instrument was limited to 4,000 mOsmol (about -7.5 &deg;C), and temperature recordings as a function of time were not an available option for these instruments.
We designed a custom-made computer-controlled nanoliter osmometer system using a LabVIEW platform (National Instruments). The cold stage, described previously9, 10, contains a metal block through which water circulates, thereby functioning as a heat sink, see Figure 2. Attached to this block are thermoelectric coolers that may be driven using a commercial temperature controller that can be controlled via LabVIEW modules, see Figure 3. Further details are provided below. The major advantage of this system is its sensitive temperature control, see Figure 4. Automated temperature control permits the coordination of a fixed temperature ramp with a video microscopy output containing additional experimental details.
To study the time dependence of the TH activity, we tested a 58 kDa hyperactive IBP from the Antarctic bacterium Marinomonas primoryensis (MpIBP)12. This protein was tagged with enhanced green fluorescence proteins (eGFP) in a construct developed by Peter Davies' group (Queens University)10. We showed that the temperature change profile affected the TH activity. Excellent control over the temperature profile in these experiments significantly improved the TH measurements. The nanoliter osmometer additionally allowed us to test the recrystallization inhibition of IBPs5, 13. In general, recrystallization is a phenomenon in which large crystals grow larger at the expense of small crystals. IBPs efficiently inhibit recrystallization, even at low concentrations14, 15. We used our LabVIEW-controlled osmometer to quantitatively follow the recrystallization of ice and to enforce a constant ice fraction using simultaneous real-time video analysis of the images and temperature feedback from the sample chamber13. The real-time calculations offer additional control options during an experimental procedure. A stage for an inverted microscope was developed to accommodate temperature-controlled microfluidic devices, which will be described elsewhere16.
The Cold Stage System
The cold stage assembly (Figure 2) consists of a set of thermoelectric coolers that cool a copper plate. Heat is removed from the stage by flowing cold water through a closed compartment under the thermoelectric coolers. A 4 mm diameter hole in the middle of the copper plate serves as a viewing window. A 1 mm diameter in-plane hole was drilled to fit the thermistor. A custom-made copper disc (7 mm in diameter) with several holes (500 &mu;m in diameter) was placed on the copper plate and aligned with the viewing window. Air was pumped at a flow rate of 35 ml/sec and dried using Drierite (W.A. Hammond). The dry air was used to ensure a dry environment at the cooling stage. The stage was connected via a 9 pin connection outlet to a temperature controller (Model 3040 or 3150, Newport Corporation, Irvine, California, US). The temperature controller was connected via a cable to a computer GPIB-PCI card (National instruments, Austin, Texas, USA).

Ice binding proteins (IBPs), also known as antifreeze proteins, inhibit ice growth and are a promising additive for use in the cryopreservation of tissues. The main tool used to investigate IBPs is the nanoliter osmometer. We developed a home-designed cooling stage mounted on an optical microscope and controlled using a custom-built LabVIEW routine. The nanoliter osmometer described here manipulated the sample temperature in an ultra-sensitive manner.

LabVIEW operado Osmometer nanolitro Novel de Investigações de gelo ligação às proteínas

Ice-binding proteins (IBPs), including antifreeze proteins, ice structuring proteins, thermal hysteresis proteins, and ice recrystallization inhibition ...

Química

Quantitative and Qualitative Examination of Particle-particle Interactions Using Colloidal Probe Nanoscopy

Colloidal Probe Nanoscopy (CPN), the study of the nano-scale interactive forces between a specifically prepared colloidal probe and any chosen substrate using the Atomic Force Microscope (AFM), can provide key insights into physical interactions present within colloidal systems. Colloidal systems are widely existent in several applications including, pharmaceuticals, foods, paints, paper, soil and minerals, detergents, printing and much more.1-3 Furthermore, colloids can exist in many states such as emulsions, foams and suspensions. Using colloidal probe nanoscopy one can obtain key information on the adhesive properties, binding energies and even gain insight into the physical stability and coagulation kinetics of the colloids present within. Additionally, colloidal probe nanoscopy can be used with biological cells to aid in drug discovery and formulation development. In this paper we describe a method for conducting colloidal probe nanoscopy, discuss key factors that are important to consider during the measurement, and show that both quantitative and qualitative data that can be obtained from such measurements.

Colloidal probe nanoscopy can be used within a variety of fields to gain insight into the physical stability and coagulation kinetics of colloidal systems and aid in drug discovery and formulation sciences using biological systems. The method described within provides a quantitative and qualitative means to study such systems.

O exame quantitativo e qualitativo dos Interações partícula-partícula coloidal Usando Probe Nanoscopia

Colloidal Probe Nanoscopy (CPN), the study of the nano-scale interactive forces between a specifically prepared colloidal probe and any chosen substrate ...

Sedimentation Equilibrium of a Small Oligomer-forming Membrane Protein: Effect of Histidine Protonation on Pentameric Stability

Analytical ultracentrifugation (AUC) can be used to study reversible interactions between macromolecules over a wide range of interaction strengths and under physiological conditions. This makes AUC a method of choice to quantitatively assess stoichiometry and thermodynamics of homo- and hetero-association that are transient and reversible in biochemical processes. In the modality of sedimentation equilibrium (SE), a balance between diffusion and sedimentation provides a profile as a function of radial distance that depends on a specific association model. Herein, a detailed SE protocol is described to determine the size and monomer-monomer association energy of a small membrane protein oligomer using an analytical ultracentrifuge. AUC-ES is label-free, only based on physical principles, and can be used on both water soluble and membrane proteins. An example is shown of the latter, the small hydrophobic (SH) protein in the human respiratory syncytial virus (hRSV), a 65-amino acid polypeptide with a single &#945;-helical transmembrane (TM) domain that forms pentameric ion channels. NMR-based structural data shows that SH protein has two protonatable His residues in its transmembrane domain that are oriented facing the lumen of the channel. SE experiments have been designed to determine how pH affects association constant and the oligomeric size of SH protein. While the pentameric form was preserved in all cases, its association constant was reduced at low pH. These data are in agreement with a similar pH dependency observed for SH channel activity, consistent with a lumenal orientation of the two His residues in SH protein. The latter may experience electrostatic repulsion and reduced oligomer stability at low pH. In summary, this method is applicable whenever quantitative information on subtle protein-protein association changes in physiological conditions have to be measured.&#160;&#160;

Sedimentation equilibrium (SE) can be used to study protein-protein interactions in a physiological environment. This manuscript describes the use of this technique to determine the effect of pH on the stability of a homo-pentamer formed by the small hydrophobic (SH) protein encoded by the human syncytial respiratory virus (hRSV).

A sedimentação de equilíbrio de uma proteína de membrana de formação de oligómero pequeno: Efeito de Histidina A protonação em pentamérica Estabilidade

Analytical ultracentrifugation (AUC) can be used to study reversible interactions between macromolecules over a wide range of interaction strengths and ...

Synthesis of Indoxyl-glycosides for Detection of Glycosidase Activities

Indoxyl glycosides proved to be valuable and versatile tools for monitoring glycosidase activities. Indoxyls are released by enzymatic hydrolysis and are rapidly oxidized, for example by atmospheric oxygen, to indigo type dyes. This reaction enables fast and easy screening in vivo without isolation or purification of enzymes, as well as rapid tests on agar plates or in solution (e.g., blue-white screening, micro-wells) and is used in biochemistry, histochemistry, bacteriology and molecular biology. Unfortunately the synthesis of such substrates proved to be difficult, due to various side reactions and the low reactivity of the indoxyl hydroxyl function. Especially for glucose type structures low yields were observed. Our novel approach employs indoxylic acid ester as key intermediates. Indoxylic acid esters with varied substitution patterns were prepared on scalable pathways. Phase transfer glycosylations with those acceptors and peracetylated glycosyl halides can be performed under common conditions in high yields. Ester cleavage and subsequent mild silver mediated glycosylation yields the peracetylated indoxyl glycosides in high yields. Finally deprotection is performed according to Zempl&#233;n.

Indoxyl glycosides are well-established and widely used tools for enzyme screening and enzyme activity monitoring. Especially for glucose type structures previous syntheses proved to be challenging and low yielding. Our novel approach employs indoxylic acid esters as precious intermediates to yield a considerable number of indoxyl glycosides in good yields.

Indoxyl glycosides proved to be valuable and versatile tools for monitoring glycosidase activities. Indoxyls are released by enzymatic hydrolysis and are ...

Synthesis of Protein Bioconjugates via Cysteine-maleimide Chemistry

The chemical linking or bioconjugation of proteins to fluorescent dyes, drugs, polymers and other proteins has a broad range of applications, such as the development of antibody drug conjugates (ADCs) and nanomedicine, fluorescent microscopy and systems chemistry. For many of these applications, specificity of the bioconjugation method used is of prime concern. The Michael addition of maleimides with cysteine(s) on the target proteins is highly selective and proceeds rapidly under mild conditions, making it one of the most popular methods for protein bioconjugation.
We demonstrate here the modification of the only surface-accessible cysteine residue on yeast cytochrome c with a ruthenium(II) bisterpyridine maleimide. The protein bioconjugation is verified by gel electrophoresis and purified by aqueous-based fast protein liquid chromatography in 27% yield of isolated protein material. Structural characterization with MALDI-TOF MS and UV-Vis is then used to verify that the bioconjugation is successful. The protocol shown here is easily applicable to other cysteine - maleimide coupling of proteins to other proteins, dyes, drugs or polymers.

Synthesis of Protein Bioconjugates via Cysteine-maleimide Chemistry

This protocol details the important steps required for the bioconjugation of a cysteine containing protein to a maleimide, including reagent purification, reaction conditions, bioconjugate purification and bioconjugate characterization.

Síntese de Bioconjugados de proteínas<em&gt; via</em&gt; Química cisteína-maleimida

The chemical linking or bioconjugation of proteins to fluorescent dyes, drugs, polymers and other proteins has a broad range of applications, such as the ...

Color Spot Test As a Presumptive Tool for the Rapid Detection of Synthetic Cathinones

Synthetic cathinones are a large class of new psychoactive substances (NPS) that are increasingly prevalent in drug seizures made by law enforcement and other border protection agencies globally. Color testing is a presumptive identification technique indicating the presence or absence of a particular drug class using rapid and uncomplicated chemical methods. Owing to their relatively recent emergence, a color test for the specific identification of synthetic cathinones is not currently available. In this study, we introduce a protocol for the presumptive identification of synthetic cathinones, employing three aqueous reagent solutions: copper(II) nitrate, 2,9-dimethyl-1,10-phenanthroline (neocuproine) and sodium acetate. Small pin-head sized amounts (approximately 0.1-0.2 mg) of the suspected drugs are added to the wells of a porcelain spot plate, and each reagent is then added dropwise sequentially before heating on a hotplate. A color change from very light blue to yellow-orange after 10 min indicates the likely presence of synthetic cathinones. The highly stable and specific test reagent has the potential for use in the presumptive screening of unknown samples for synthetic cathinones in a forensic laboratory. However, the nuisance of an added heating step for the color change result limits the test to laboratory application and decreases the likelihood of an easy translation to field testing.

Here we present a simple, inexpensive, and selective chemical spot test protocol for the detection of synthetic cathinones, a class of new psychoactive substances. The protocol is suitable for use in various areas of law enforcement that encounter illicit material.

Cor de teste local como uma ferramenta presuntiva para a detecção rápida de Cathinones sintético

Synthetic cathinones are a large class of new psychoactive substances (NPS) that are increasingly prevalent in drug seizures made by law enforcement and ...

Breath Collection from Children for Disease Biomarker Discovery

Breath collection and analysis can be used to discover volatile biomarkers in a number of infectious and non-infectious diseases, such as malaria, tuberculosis, lung cancer, and liver disease. This protocol describes a reproducible method for sampling breath in children and then stabilizing breath samples for further analysis with gas chromatography-mass spectrometry (GC-MS). The goal of this method is to establish a standardized protocol for the acquisition of breath samples for further chemical analysis, from children aged 4-15 years. First, breath is sampled using a cardboard mouthpiece attached to a 2-way valve, which is connected to a 3 L bag. Breath analytes are then transferred to a thermal desorption tube and stored at 4-5 &#176;C until analysis. This technique has been previously used to capture breath of children with malaria for successful breath biomarker identification. Subsequently, we have successfully applied this technique to additional pediatric cohorts. The advantage of this method is that it requires minimal cooperation on part of the patient (of particular value in pediatric populations), has a short collection period, does not require trained staff, and can be performed with portable equipment in resource-limited field settings.

This protocol describes a simple method for the acquisition of breath samples from children. Briefly, samples of mixed air are pre-concentrated in sorbent tubes prior to gas chromatography-mass spectrometry analysis. Breath biomarkers of infectious and non-infectious diseases can be identified using this breath collection method.

Coleção de respiração das crianças para a descoberta de biomarcador de doença

Breath collection and analysis can be used to discover volatile biomarkers in a number of infectious and non-infectious diseases, such as malaria, ...

Preparation and Application of a New Bacterial Biosensor for the Presumptive Detection of Gunshot Residue

MicRoboCop is a biosensor that has been designed for a unique application in forensic chemistry. MicRoboCop is a system made up of three devices that, when used together, can indicate the presence of gunshot residue (GSR) by producing a fluorescence signal in the presence of three key analytes (antimony, lead, and organic components of GSR). The protocol describes the synthesis of the biosensors using Escherichia coli (E. coli), and the analytical chemistry methods used to evaluate the selectivity and sensitivity of the sensors. The functioning of the system is demonstrated by using GSR collected from the inside of a spent cartridge casing. Once prepared, the biosensors can be stored until needed and can be used as a test for these key analytes. A positive response from all three analytes provides a presumptive positive test for GSR, while each individual device has applications for detecting the analytes in other samples (e.g., a detector for lead contamination in drinking water). The main limitation of the system is the time required for a positive signal; future work may involve studying different organisms to optimize the response time.

A protocol is presented using synthetic biology techniques to synthesize a set of bacterial biosensors for the analysis of gunshot residue, and to test the functioning of the devices for their intended use using fluorescence spectroscopy.

Preparação e aplicação de um novo biosensor bacteriano para a detecção presuntiva de resíduo de bala

MicRoboCop is a biosensor that has been designed for a unique application in forensic chemistry. MicRoboCop is a system made up of three devices that, ...

Technical Aspect of the Automated Synthesis and Real-Time Kinetic Evaluation of [11C]SNAP-7941

Positron emission tomography (PET) is an essential molecular imaging technique providing insights into pathways and using specific targeted radioligands for in vivo investigations. Within this protocol, a robust and reliable remote-controlled radiosynthesis of [11C]SNAP-7941, an antagonist to the melanin-concentrating hormone receptor 1, is described. The radiosynthesis starts with cyclotron produced [11C]CO2 that is subsequently further reacted via a gas-phase transition to [11C]CH3OTf. Then, this reactive intermediate is introduced to the precursor solution and forms the respective radiotracer. Chemical as well as the radiochemical purity are determined by means of RP-HPLC, routinely implemented in the radiopharmaceutical quality control process. Additionally, the molar activity is calculated as it is a necessity for the following real-time kinetic investigations. Furthermore, [11C]SNAP-7941 is applied to MDCKII-WT and MDCKII-hMDR1 cells for evaluating the impact of P-glycoprotein (P-gp) expression on cell accumulation. For this reason, the P-gp expressing cell line (MDCKII-hMDR1) is either used without or with blocking prior to experiments by means of the P-gp substrate (&#177;)-verapamil and the results are compared to the ones observed for the wildtype cells. The overall experimental approach demonstrates the importance of a precise time-management that is essential for every preclinical and clinical study using PET tracers radiolabelled with short-lived nuclides, such as carbon-11 (half-life: 20 min).

Technical Aspect of the Automated Synthesis and Real-Time Kinetic Evaluation of [11C]SNAP-7941

Here, we represent a protocol for the fully automated radiolabelling of [11C]SNAP-7941 and the analysis of the real-time kinetics of this PET-tracer on P-gp expressing and non-expressing cells.

Aspecto técnico da síntese automatizada e avaliação cinética em tempo real de [11C] SNAP-7941

Positron emission tomography (PET) is an essential molecular imaging technique providing insights into pathways and using specific targeted radioligands ...

Integrated Cell Manipulation Platform Coupled with the Single-probe for Mass Spectrometry Analysis of Drugs and Metabolites in Single Suspension Cells

Single cell mass spectrometry (SCMS) enables sensitive detection and accurate analysis of broad ranges of cellular species on the individual-cell level. The single-probe, a microscale sampling and ionization device, can be coupled with a mass spectrometer for on-line, rapid SCMS analysis of cellular constituents under ambient conditions. Previously, the single-probe SCMS technique was primarily used to measure cells immobilized onto a substrate, limiting the types of cells for studies. In the current study, the single-probe SCMS technology has been integrated with a cell manipulation system, typically used for in vitro fertilization. This integrated cell manipulation and analysis platform uses a cell-selection probe to capture identified individual floating cells and transfer the cells to the single-probe tip for microscale lysis, followed by immediate mass spectrometry analysis. This capture and transfer process removes the cells from the surrounding solution prior to analysis, minimizing the introduction of matrix molecules in the mass spectrometry analysis. This integrated setup is capable of SCMS analysis of targeted patient-isolated cells present in body fluids samples (e.g., urine, blood, saliva, etc.), allowing for potential applications of SCMS analysis to human medicine and disease biology.

An integrated cell manipulation platform is developed for use in conjunction with a single-probe mass spectrometry setup for the on-line analysis of individual suspension cells under ambient conditions.

Plataforma integrada da manipulação da pilha acoplada com a único-ponta de prova para a análise da espectrometria maciça das drogas e dos metabolitos em únicas pilhas da suspensão

Single cell mass spectrometry (SCMS) enables sensitive detection and accurate analysis of broad ranges of cellular species on the individual-cell level. ...