We are indebted to E. Karplus, from Sciences Wares, USA, for his precious and useful help and advices. We thank E. Carbognin, A. Avet-Rochex, M. Murmu, P. Pavot, D. Minocci, G. Vinatier, and J. Stinnakre for their contribution to the development and improvement of this technique. We also thank B. Pfeiffer and G. Rubin, Janelia Farm, H.H.M.I., Ashburn, USA, for the pJFRC65-13XLexAop2-IVS-G5A-BP line. This work was supported by the Chateaubriand Fellowship, French Embassy, Washington, USA to A. Lark, by the National Science Foundation (IOS 1352882) to T. Kitamoto, and by the French ANRs (ANR-05-NEUR-009 Drosaequorin, 2005, and FlyBrainImaging, 2011), the Conseil R&#233;gional Ile-De France (NeRF and DIM), the IFR-144, the Physique-Chimie-Biologie Interface Program of the CNRS (2009), and by the CNRS, France to JR Martin.

1. Preparação de Amostras <ol><li> Preparação das soluções e configurar <ol><li> Manter todas as linhas de Drosophila melanogaster a 24 ° C em meio padrão comida. Traseira e mantê-los em baixa densidade no frasco para gerar tamanho padronizado e peso de moscas. <ol><li> Adicionar 10 fêmeas virgens com 10 homens em um frasco, deixá-los acasalar e transferi-los a cada 2 dias para um novo frasco. Em seguida, 10 dias mais tarde, quando as moscas começar a EFeche, colher as moscas a cada dia. Mantenha um registro preciso da idade das moscas e mantê-los em boas condições. </li><li> No dia 3, separar os machos das fêmeas e manter as moscas fêmeas 20 por frasco. Grave as moscas em 4 ou 5 dias de idade. </li></ol></li><li> Preparar a solução de Ringer com as seguintes concentrações: 130 mM de NaCl, 5 mM de KCl, 2 mM de MgCl2, 2 mM de CaCl 2, 5 mM de HEPES, e 36 mM de sacarose e ajustar o pH da solução precisamente a 7,3. Preparar soluções de perfusão de 25 μ; M nicotina e KCl 100 mM em solução de Ringer. </li><li> Prepare 1.000 ponteira ul: utilizando uma forma de ponta de lâmina de barbear para uma inclinação (cerca de 35 ° a partir do final de ponta) e remover o excesso de base para além de 1 ½ centímetros da ponta. </li><li> Caixa para armazenamento (23 cm x 17 cm x 8,5 cm) de amostra preparar durante a incubação. Colocar duas esponjas (12 cm x 8 cm x 3 cm) saturado com água no fundo [para evitar a dessecação da amostra] abaixo de um aparelho de cremalheira pequena para colocar em amostras como a sua preparação é completada. </li><li> Preparar amostras moscas de modo que eles contêm pelo menos um exemplar do UAS-GFP-aequorina e uma cópia de uma linha de Gal4 para conduzir a expressão de GFP-aequorina de. Linha OK107 Gal4 (a expressão linha de condução principalmente nos corpos de cogumelo) é cruzada com UAS-GFP-aequorina nesta preparação. NOTA: O interior da caixa deve ser impermeável e exterior deve bloquear a luz a partir da caixa de entrar para evitar a degradação do coelenterazina durante a incubação. </li></ol></li><li> Preparaçãoprepara- das amostras <ol><li> Gelo anestesiar Drosophila, transferindo-a para um frasco de vidro e manter em gelo durante 2 min antes de ser movido para o prato de Petri arrefecida para posicionamento na ponta da pipeta. Prepare pontas de pipeta em papel de filtro umedecido ligeiramente em 100 ml placa de Petri no gelo sob o microscópio de dissecação. </li><li> Suavemente com uma pinça lugar voar dentro da ponta da pipeta. </li><li> Usando um pincel empurre e alinhar mosca de tal modo que a cabeça está completamente além da borda de ponta e região dorsal é parcialmente exposta pela seção removida durante ponta shaping (Figura 2B). </li><li> Combinar um pequeno (cerca de 3-4 ul) porções dos dois componentes da cola dentária. Aplique a cola cuidadosamente ao redor da frente e de trás da cabeça e pescoço para baixo e ao redor da borda ponta da pipeta - evitando a coroa da cabeça. Deixe a cola seca durante 2 min. </li><li> Ponta lugar pipeta com mosca colada através do furo na câmara de gravação (Figura 2D) e gently pressione para fixar no lugar. </li><li> Combinam-se as duas componentes de cola de silicone (cerca de 3-4 ul). Aplique cola no lado plano da câmara ao longo da borda onde a câmara e ponteira se reúnem para evitar vazamento de solução de Ringer. Deixe a cola seca durante 2 min. </li></ol></li><li> Dissecação <ol><li> Apor fita sobre o canal de perfusão, a borda curta e que se estende para a parte de trás da câmara. </li><li> Coloque câmara com a mosca na quadra dissecção sob o microscópio por sua vez, na lâmpada fluorescente. Pipetar 1 mL de solução de Ringer para dentro da câmara. </li><li> Use bisturi fino para remover a cutícula. Fazer incisões paralelas a partir da parte de trás da cabeça para a região antenal. Em seguida, corte ao longo da borda do olho, em seguida, fazer uma incisão perpendicular acima antena conectando as incisões anteriores. Adicione uma incisão paralela final para que na parte de trás da cabeça. Use as belas pinça afiada para remover a cutícula (Figura 2C). </li><li> Use uma pinça afiada multa para agarrar suavemente umd limpar exposto tecido respiratório até o cérebro e [fluorescente] corpo cogumelo é claramente visualizado. </li><li> Use uma pinça de ultra-afiada para captar com cuidado e beliscar neuroepitelial tecido que cobre o cérebro para permitir a permeação da coelenterazina. NOTA: Como alternativa papaína pode ser usado para permeabilizar a neuroepithelia 9. </li><li> Usando uma pipeta, lavar duas vezes com solução de Ringer para remover qualquer resíduo de dissecção e lugar de exemplo na caixa escura. </li><li> Pipetar 1 mL de solução de Ringer contendo 5 uM benzil-coelenterazina para dentro da câmara. Fechar a caixa e permitir que a incubação com coelenterazina à temperatura ambiente durante um mínimo de 2 horas. </li></ol></li></ol> 2. Criação de Imagens <ol><li> Configuração <ol><li> Comece sistema de gravação: ligar microscópio, computador, câmera e sistema de drenagem e sala de definir controles ambientais até 25 ° C. </li><li> Abrir Medição e programa Automation Explorer no computador. Clique em &amp;#8220; dispositivos e interfaces &quot;, em seguida, clique duas vezes no&quot; Ni Devices Movimento &quot;e clique finalmente à direita na&quot;-7334 PCI &quot;e selecione&quot; dispositivo inicializar &quot;. </li><li> Abra Photon Imager. Criar uma nova pasta eo nome do primeiro arquivo de gravação. Câmara deve atingir -80 ° C antes de sistema funcionará. </li><li> Configure o sistema de perfusão - adicionar KCl, nicotina e solução de Ringer para reservatórios e ajustar para cada solução as descargas a 2 ml / min. Lava-se com solução de Ringer antes de iniciar o experimento. </li></ol></li><li> Prepare amostra <ol><li> Montar lugar imaging bloco prato no monte sob o microscópio com uma ampliação de 5X e inserir tubo de perfusão no canal através de punção. </li><li> Defina para o modo de microscópio fluorescente, em seguida, centro e trazer corpos de cogumelo (MB) em foco. Ajuste de 20X e centro-re e foco. </li><li> Posição aparelho de drenagem sobre a associação de drenagem, ajustar a altura da derivação de drenagem para que a ponta é apenas above piscina, e executar a solução de Ringer durante 30 segundos para garantir uma drenagem adequada. </li><li> Puxe para baixo escudo para lacrar aparelhos da luz. Usando o sistema automatizado em fóton imager fazer ajustes finos para o foco e dar uma imagem de referência fluorescente dos MBs. </li></ol></li><li> Gravação <ol><li> Ajuste a velocidade do fóton para velocidade de gravação desejada (de 50 ms até 1 segundo ou mais). Selecione o modo de fótons e obturador aberto. Genótipo Record, sexo, idade e número da amostra nas entradas do registro. Ajuste caixas posição ROI mais de cálice e corpos celulares (CCB) e lobos medial ao clicar nas caixas de ROI e arrastando enquanto mantém controle. </li><li> Ficha de linha de base durante cerca de 5 a 10 min (se for o caso). </li><li> Aplicar nicotina durante 1 min. Nota iniciar / parar em log. Lava-se com solução de Ringer durante 5 min. </li><li> Espere 5 minutos para a recuperação e preparar KCl entrada de log e timer. </li><li> Aplicar KCl durante 1 min. Nota iniciar / parar em log. Lava-se com solução de Ringer durante 1 min. </li><li> Interruptorpara o modo fluorescente, dê imagem fluorescente final, e desligue a solução de Ringer. </li><li> Pressione o botão &quot;Stop&quot;. Caixa de diálogo irá pedir para desligar o sistema. Selecione &quot;Não&quot; para continuar a gravação. </li><li> Abrir escudo, sistema de drenagem movimento, lente objetiva interruptor para 5X, remover o tubo de perfusão. Retirar da amostra / gravação prato do palco, limpar lente 20X lavando e limpando a lente duas vezes com água. </li><li> Pressione o botão branco jogo no topo da janela do programa para iniciar a próxima gravação. </li></ol></li></ol> 3. Análise e Criação de Vídeo <ol><li> Extrair valores de fótons <ol><li> Abra o programa de análise de fóton (por exemplo, Photon Viewer) e aberto arquivo de planilha primeira amostra. </li><li> Selecione a guia de controle de exibição. Selecione o ROI clicando na região, mantendo o controle. Ajuste o tamanho, a orientação ea forma de regiões de interesse para abranger GFP CCB iluminado e lobos medial. </li><li> Adicionar uma adiçãoal ROI, clicando em &quot;Definir ROI&quot; e clicando e arrastando na tela para criar o novo ROI. </li><li> Selecione a aba &quot;Filme&quot; para reproduzir vídeo fóton. Ajuste &quot;width sec&quot; e &quot;passos SEC&quot; como desejado. Reajuste colocação ROI conforme necessário. </li><li> Selecione capturas de tela representativas de fluorescência da GFP, a resposta nicotina e resposta KCl. Imagem pasta screenshots de culturas e em uma apresentação de slides para posterior análise e comparação. </li><li> Ajuste tanto a &quot;largura sec&quot; e &quot;segundo passo&quot; para a velocidade de gravação em segundos. Selecione duração da análise movendo marcadores de cinza no painel superior para a região do suporte antes do início do estímulo e apenas após o fim resposta. </li><li> Selecione &quot;Suspender vistas ao jogar&quot; imprensa &quot;&lt;&lt; REW&quot; e pressione &quot;PLAY&gt;&quot;. Selecione a aba &quot;Contagem Taxa Chart&quot; e unidades de ajustar conforme desejado e cores de linha para combinar a cor ROI. </li><li> Quando a análise é terminada, Pressione &quot;Contagem Export Data Rate&quot;. Selecione capturas de tela do combinado gravações CCB e região do lóbulo medial do interesse de cada lado. Imagem pasta screenshots de culturas e em um slide com imagens de resposta. Este slide será utilizada mais tarde na análise final. </li></ol></li><li> Exemplo Análise: um método para a análise de dados de fotões extraídos detalhados <ol><li> Abra os arquivos de planilha na pasta &quot;Contagem Taxa de Exportações&quot;. </li><li> Reformatar as células da primeira coluna denominada tempo para exibir a hora em hora e minutos. </li><li> Referência a lâmina correspondente para a amostra. Remova todos os valores, exceto as colunas para o tempo e os dois representante ROIs. </li><li> Determinar estimulação nicotina hora de início - disponível em arquivo de log na entrada principal pasta- remover dados adicionais antes de iniciar ou valor de realce. </li><li> Encontre mais alto / valor de pico tanto para CCB e lóbulo medial e marca / highlight. </li><li> Determinar início de resposta e tempo do fim para ambosCCB e lóbulo medial através da criação de uma estimativa utilizando ponto de tempo de resposta correspondente representada graficamente no slide e selecione valor real pela mudança de valores na proximidade com esses pontos. Destaque a região entre esses pontos, tanto no CCB e lobos medial. Como alternativa, use uma macro 9. </li><li> Combine todas as amostras de um grupo experimental em uma nova planilha. </li><li> Alinhar no pico através da determinação do valor de linha é para cada valor de pico CCB. Subtrair os valores mais baixos a partir do mais alto valor de linha para determinar o valor aproximado linha onde os dados da amostra devem ser copiados novamente para. Verificar que todos os valores de pico estão alinhados. </li><li> Copie a folha duas vezes e apagar tanto as colunas lóbulo medial ou as colunas CCB criação de páginas de única CCB ou valores lóbulo medial. </li><li> Remover dados após as todas as respostas CCB ter terminado. Criar quatro linhas rotulado Total de fótons, a resposta de comprimento (duração), pico de amplitude e latência de resposta. Copie e cole este novamente abaixo dos originais. </li><li>Use a função SUM para determinar total de fótons durante a resposta. Use a função COUNT para determinar o comprimento da resposta. Copie e vincular mais alto célula de valor para determinar o valor de amplitude de pico. Use função COUNT - seleccionar a partir do início da perfusão de nicotina para o início da resposta - para determinar a resposta de latência. </li><li> Copiar valores usando a função de ligação e multiplicar (todos exceto amplitude máxima) pela gravação velocidade em segundos. </li><li> Gráficos Bar / caixa pode ser criada para os parâmetros calculados, como Total de Fótons, Peak Amplitude e Response Corpo, se assim for desejado (ex .: Figura 5B, C, D). </li><li> Na coluna após a resposta de fotões de dados em bruto, a média dos pontos de dados em bruto para cada ponto de tempo utilizando a função média. Se desejado seguimento com uma coluna de determinar o erro padrão da média (SEM), para cada um dos valores de fotões em média de um ponto de tempo. </li><li> Use a coluna média para construir um profil médio de respostae [Graph] para o grupo de amostra CCB. Para fazer isso, selecione a coluna que especifica o tempo que os valores do eixo-x da coluna e dos valores médios de fótons como o eixo-y e, finalmente, selecionar a ferramenta scatterplot criação gráfico. </li><li> Repetir este procedimento de análise com os dados dos lobos mediais. </li></ol></li><li> Criando imagens para o vídeo <ol><li> Visualizador de fóton aberto. </li><li> Selecione a guia de controle de exibição. Clique em ROI, mantendo controle para selecionar, remover e / ou minimizá-la. </li><li> Modificar &quot;width sec&quot; (tempo de acumulação) como desejado para determinar o conteúdo de cada quadro. </li><li> Modificar &quot;sec passo&quot; para definir a sobreposição de cada quadro. </li><li> Selecione &quot;visões de exportação durante a reprodução de&quot; pressionar &quot;&lt;&lt; REW&quot; e &quot;PLAY&gt;&quot;. As imagens para o vídeo será exportada para a pasta &quot;Vista exportações&quot; como uma série de arquivos de .png. </li></ol></li><li> Usando Virtual Dub para fazer vídeo: um método para vídeo creation detalhada <ol><li> Crie uma nova pasta chamada &quot;resultats&quot; na pasta vista exportações que contém as imagens. </li><li> Traga de script (renommer.VBS) para a pasta de imagens. </li><li> Clique duas vezes em renommer.VBS para ser executado. </li><li> Imagens serão automaticamente renomeados numericamente e copiados para a pasta &quot;resultats&quot;. </li><li> Abrir VirtualDub.exe. </li><li> Selecione o arquivo de vídeo aberto - selecione primeira imagem (imagens subsequentes será carregado automaticamente). </li><li> Selecionar vídeo - selecione a velocidade de fotogramas ajustar conforme desejado. </li><li> Selecionar vídeo - selecione compressão selecione Cinepak Codec pelo raio. </li><li> No arquivo AVI selecione Salvar como o vídeo será criado automaticamente. </li></ol></li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

A abordagem de GFP-aequorina à base bioluminescente recentemente desenvolvido aqui apresentada permite a gravação funcional in vivo de Ca 2+ -Atividade em diferentes neurónios, assim como, se desejado, em outro tipo de células, tais como células estreladas rim como relatado em Cabrero et ai. de 2013 5. Modificações, resolução de problemas, componentes adicionais e etapas críticas <p class="jove_content"...

A padronização e função de atividade dentro do cérebro e suas estruturas discretas fundamentais são há muito tempo uma área de intenso estudo no campo da neurociência. Talvez algumas das primeiras abordagens de sucesso utilizadas para resolver este problema foram mensuração fisiológica direta da mudança na atividade elétrica - métodos no entanto alternativas que permitem imagens ao vivo de alterações nas concentrações de tensão, de pH ou de cálcio (como proxy para a atividade) trouxe recursos adicionais para o estudo da actividade neuronal 1. Técnicas de imagem transportar uma grande variedade de vantagens, tais como a redução da capacidade de invasão e a capacidade de monitorar a atividade dentro de estruturas inteiras do cérebro. Além disso, em animais com genética tratáveis, incluindo a mosca da fruta Drosophila, desenvolvimento de indicadores de cálcio geneticamente codificados, como cameleon, GCaMPs e outros 1 permitiram que os pesquisadores para monitorar neurônios individuais, populações neuronais e do cérebro inteiroestruturas. Enquanto métodos de imagem de cálcio fluorescentes tradicionais mais usando GCaMPs (GFP fundido a calmodulina) ou FRET (PCP e YFP fundido a calmodulina) provaram ser técnicas úteis que fornecem boa resolução espacial e temporal, o processo subjacente de excitação luz gera algumas limitações em seu experimental aplicações. Devido à natureza da luz de excitação, a autofluorescência, foto-branqueamento, e fototoxicidade é inevitavelmente produzido, o que, por conseguinte, limita a profundidade das estruturas que podem ser visualizados, a duração de gravação assim como a continuidade de gravação em tempo real. Em outras palavras, as gravações deve frequentemente ser executada de forma intermitente a fim de evitar estes efeitos secundários indesejáveis. Devido a estes desafios, foram desenvolvidos métodos alternativos adicionais de imagiologia de cálcio. Um dos métodos mais promissores é imagiologia bioluminescente, que depende da luz produzida por meio de uma reacção enzimática após ligação ao cálcio. Bioluminescent de imagem não requer luz de excitação e, consequentemente, não experimenta as mesmas dificuldades que imaging cálcio convencional. O repórter bioluminescente Aequorina - isolado de Aequorea victoria, o mesmo Jellyfish a partir do qual GFP também foi isolated- liga de cálcio através dos seus três estruturas mão EF e sofre uma mudança conformacional, levando a oxidação do seu coelenterazina cofator ea liberação de luz azul (λ = 469 nm) de 2,3. A Aequorina tem uma afinidade muito baixa para o cálcio (K d = 10 uM) que o torna ideal para monitorizar transientes de cálcio porque produz muito pouco barulho de fundo e não interfere com o sistema de tamponamento de cálcio intracelular 4. Embora aequorina tenha sido previamente utilizado para monitorizar o processo de indução neural no ovo de Xenopus 5 a luz produzida é muito fraca a ser usado para imagiologia de actividade neuronal em tempo real. Em um esforço para enfrentar este desafio, Philippe Br &amp;# 251; deixe e seus colegas do Instituto Pasteur criou uma construção genética de fusão GFP e a aequorina genes, imitando o estado nativo dentro da água-viva 4. Este produto génico de fusão se liga a cálcio de novo através das três estruturas de mão EF de aequorina, que sofre uma alteração conformacional que conduz à oxidação da coelenterazina, o que transfere energia não radiativamente para o GFP. Esta transferência de energia resulta na liberação de luz verde (λ = 509 nm) da GFP, em vez de luz azul do aequorin. A fusão de GFP e aequorin também confere maior estabilidade da proteína ajudando a proteína de fusão produzir luz de 19 a 65 vezes mais brilhante do que a aequorina sozinha 4. Usando uma abordagem bioluminescente dentro do cérebro expande a aplicação experimental corrente de imagiologia de cálcio, tanto em termos de duração de gravação contínua e o número de estruturas dentro do cérebro que pode ser gravada. Em termos gerais no contexto do trabalho anterior, isso significa que ambos global e uma maiorvariedade de &quot;actividade&quot; regionalizada do cérebro pode ser monitorizada (por meio do proxy de transientes de cálcio). Mais importante actividade pode ser monitorizada por mais tempo, em tempo real e uma base contínua, que se presta facilmente à busca de uma compreensão completa da função basal no cérebro. Nos últimos anos, o nosso laboratório e outros desenvolveram moscas transgénicas que expressam a GFP-aequorina sob o controlo do sistema de expressão binário (GAL4 / UAS-GFP-aequorina) 5,6. Usámos GFP-aequorina bioluminescência para a actividade ficha produzido por estímulos naturais, tais como aroma de 7,8, bem como os componentes celulares estudadas moduladores Ca2 + -Atividade nos corpos de cogumelo seguintes estimulação do receptor de acetilcolina nicotínico por aplicação directa 9. Além disso, temos também usado GFP-aequorina para abordar uma série de questões experimentais que não puderam ser abordadas anteriormente, como a longo prazoimagens de transientes de cálcio espontâneas e visualização de estruturas mais profundas do cérebro 10. Mais recentemente, temos utilizado o sistema / UAS GAL4 para expressar o receptor de mamífero ATP P2X 2 11 um canal de cátions, nos neurônios de projeção (PNs) e utilizado o sistema de LexA para expressar GFP-aequorina nos corpos de cogumelo (MB247-LexA, 13XLexAop2-IVS-G5A-BP) (a cortesia de B. Pfeiffer, Janelia Quinta, EUA). Isto permitiu-nos para ativar as PNs através da aplicação de ATP, que por sua vez ativa os corpos de cogumelo (um alvo a jusante da PNs), imitando condições mais naturais, como a resposta a um estímulo odor. No geral, esta técnica que combina P2X 2 e GFP-aequorina amplia as possibilidades experimentais. Em termos gerais, oferece a oportunidade de compreender melhor os padrões de atividade no cérebro, dando início a novos estudos sobre como os diferentes estímulos e perturbações podem alterar o padrão basal de atividade.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S3014</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CaCl2</td>
			<td>Merck</td>
			<td>1023911000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>7365-45-9</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KCL&#160;</td>
			<td>prolabo</td>
			<td>26 764.298</td>
			<td>normapur</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgCl</td>
			<td>prolabo</td>
			<td>25 108.295</td>
			<td>normapur</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>sucrose</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S0389</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nicotine</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>N3876</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ATP</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A2383</td>
			<td>Adenosine 5&#8242;-triphosphate disodium salt hydrate</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>benzyl-coelenterazine</td>
			<td>Prolume, nanolight&#160;</td>
			<td>Cat #301 Coelenterazine h</td>
			<td>http://www.prolume.com/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>dental glue</td>
			<td>3M ESPE&#8482;</td>
			<td>46954</td>
			<td>Protemp&#8482; IV</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>silicon glue</td>
			<td>3M ESPE&#8482;</td>
			<td>36958</td>
			<td>Express&#8482; 2 Regular Body Quick</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tape</td>
			<td>3M Scotch</td>
			<td>122s</td>
			<td>3M Scotch Magic Tape</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pipette tips</td>
			<td>Corning Incorporated</td>
			<td>4868</td>
			<td>100-1000&#181;L Univesal Pipette Tip</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>chamber and holder (stage)</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>hand made</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>incubation box</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>hand made</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>forceps (No 5)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11252-00</td>
			<td>Micro-dissecting forceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>curved forceps</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>F4142</td>
			<td>Micro-dissecting forceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>glue applicator&#160;</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>hand made&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>knife</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>10316-14</td>
			<td>5mm Depth 15&#176; stab</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EM-CCD camera&#160;</td>
			<td>Andor</td>
			<td>DU-897E-CS0-#BV</td>
			<td>iXon (cooled to -80&#176;C)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope&#160;</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Eclipse-E800</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>immersion objective lens</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>N/A</td>
			<td>20x Fluor .5w</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>dissection microscope with fluorescence</td>
			<td>Leica MZ Fl III</td>
			<td>N/A</td>
			<td>leica dissection scope and florescent lamp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tight dark box</td>
			<td>Science Wares</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Custom built by Science Wares</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>peristaltic pump&#160;</td>
			<td>Gilson</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Minipuls 2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tubing</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>depends on thickness</td>
			<td>Tygon R3603, St-Gobain</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>perfusion system</td>
			<td>Warner</td>
			<td>64-0135 &#160;(VC-66CS)</td>
			<td>Perfusion valve control system, complete, with pinch valves, 6 channel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>perfusion regulators</td>
			<td>Leventon</td>
			<td>201108</td>
			<td>Dosi-flow 3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>measurement and automation explorer</td>
			<td>Sciences Wares &#38; National Instruments</td>
			<td>N/A</td>
			<td>software http://sine.ni.com/nips/cds/view/p/lang/en/nid/1380</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>photon imager&#160;</td>
			<td>Science Wares &#38; National Instruments</td>
			<td>N/A</td>
			<td>software http://sine.ni.com/nips/cds/view/p/lang/en/nid/1380</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>photon viewer</td>
			<td>Science Wares &#38; National Instuments</td>
			<td>N/A</td>
			<td>software http://sine.ni.com/nips/cds/view/p/lang/en/nid/1380</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Excel</td>
			<td>Microsoft</td>
			<td>N/A</td>
			<td>software https://www.microsoft.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>virtual dub</td>
			<td>open access&#160;</td>
			<td>N/A</td>
			<td>software http://virtualdub.sourceforge.net/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UAS-GA2</td>
			<td>Martin et al., 2007, Ref. 1&#160;</td>
			<td>N/A</td>
			<td>&#160;No stocks {currently} publicly available&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pJFRC65-13XLexAop2-IVS-G5A-BP&#160;&#160;</td>
			<td>B. Pfeiffer, Janelia Farms, Ashburn USA.&#160;</td>
			<td>(STOCK #1117340)</td>
			<td>pfeifferb@janelia.hhmi.org</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>P2X2</td>
			<td>Lima and Misenboeck, Ref. 11&#160;</td>
			<td>N/A</td>
			<td>&#160;No stocks {currently} publicly available&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OK107</td>
			<td>Bloomington stock center</td>
			<td>854</td>
			<td>http://flystocks.bio.indiana.edu/</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

in vivo functional brain imaging approach based on bioluminescent calcium indicator gfp-aequorin

Funcional em imagiologia in vivo tornou-se uma abordagem poderosa para o estudo da fisiologia e função de células e estruturas de interesse cerebrais. Recentemente, um novo método de Ca 2+ -Imaging utilizando o repórter GFP-aequorina bioluminescente (GA) foi desenvolvido. Esta nova técnica baseia-se na fusão dos genes GFP e aequorina, produzindo uma molécula capaz de ligação de cálcio e - com a adição de celenterazina seu cofactor - emissor de luz brilhante que pode ser monitorizado através de um colector de fotões. As linhas transgénicas que transportam o gene de GFP-aequorina foram gerados para ambos os ratos e de Drosophila. Em Drosophila, o gene GFP-aequorina foi colocado sob o controlo do sistema de expressão binário de GAL4 / UAS permite a expressão específica e de imagem no interior do cérebro. Este método tem sido mostrado subsequentemente que ser capaz de detectar tanto para dentro de Ca2 + e Ca 2+ -transients -released interiores de lojas. Mais importante que permite uma maior duração em gravação contínua, imagens em maiores profundidades no interior do cérebro, e gravar em altas resoluções temporais (até 8,3 ms). Aqui nós apresentamos o método básico para usar a imagem de bioluminescência para registrar e analisar Ca 2+ -Atividade dentro dos corpos de cogumelo, uma estrutura central para o aprendizado e memória no cérebro da mosca.

A fusão de GFP a aequorina permite visualizar a região de interesse antes da imagem de bioluminescência através da excitação de GFP em modo fluorescente no microscópio (Figura 3A, 4A, 6A, 6E). Uma das maneiras mais simples para estimular os corpos de cogumelo é através da activação dos receptores nicotínicos de acetilcolina ionotrópicos. Embora a acetilcolina é o ligando endógeno deste receptor, descobrimos que a nicotina produz respostas mais reprodutíveis nos corpos de cogumelo. Isto ?...

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In Vivo Functional Brain Imaging Approach Based on Bioluminescent Calcium Indicator GFP-aequorin

In Vivo funcional do cérebro Imagiologia Abordagem Baseada em cálcio Bioluminescent Indicador GFP-aequorina

Aqui nós apresentamos um romance Ca 2+ -Imaging abordagem usando um repórter bioluminescente. Esta abordagem utiliza um GFP-aequorina constructo fundido que se liga a Ca 2+ e emite luz, eliminando a necessidade de excitação da luz. Significativamente este método permite imagem longa e contínua, o acesso a estruturas cerebrais profundas e alta resolução temporal.

Functional in vivo imaging has become a powerful approach to study the function and physiology of brain cells and structures of interest. Recently a new ...

in-vivo-functional-brain-imaging-approach-based-on-bioluminescent

Research

JoVE Journal

Neuroscience

In Vivo Functional Brain Imaging Approach Based on Bioluminescent Calcium Indicator GFP-aequorin

12.2K visualizações.  UMR-9197, CNRS/Université Paris Sud.  Aqui nós apresentamos um romance Ca 2+ -Imaging abordagem usando um repórter bioluminescente. Esta abordagem utiliza um GFP-aequorina constructo fundido que se liga a Ca 2+ e emite luz, eliminando a necessidade de excitação da luz. Significativamente este método permite imagem longa e contínua, o acesso a estruturas cerebrais profundas e alta resolução temporal. 

Vídeo: In Vivo Functional Brain Imaging Approach Based on Bioluminescent Calcium Indicator GFP-aequorin

Functional Calcium Imaging in Developing Cortical Networks

A hallmark pattern of activity in developing nervous systems is spontaneous, synchronized network activity. Synchronized activity has been observed in intact spinal cord, brainstem, retina, cortex and dissociated neuronal culture preparations. During periods of spontaneous activity, neurons depolarize to fire single or bursts of action potentials, activating many ion channels. Depolarization activates voltage-gated calcium channels on dendrites and spines that mediate calcium influx. Highly synchronized electrical activity has been measured from local neuronal networks using field electrodes. This technique enables high temporal sampling rates but lower spatial resolution due to integrated read-out of multiple neurons at one electrode. Single cell resolution of neuronal activity is possible using patch-clamp electrophysiology on single neurons to measure firing activity. However, the ability to measure from a network is limited to the number of neurons patched simultaneously, and typically is only one or two neurons. The use of calcium-dependent fluorescent indicator dyes has enabled the measurement of synchronized activity across a network of cells. This technique gives both high spatial resolution and sufficient temporal sampling to record spontaneous activity of the developing network.
A key feature of newly-forming cortical and hippocampal networks during pre- and early postnatal development is spontaneous, synchronized neuronal activity (Katz &amp; Shatz, 1996; Khaziphov &amp; Luhmann, 2006). This correlated network activity is believed to be essential for the generation of functional circuits in the developing nervous system (Spitzer, 2006). In both primate and rodent brain, early electrical and calcium network waves are observed pre- and postnatally in vivo and in vitro (Adelsberger et al., 2005; Garaschuk et al., 2000; Lamblin et al., 1999). These early activity patterns, which are known to control several developmental processes including neuronal differentiation, synaptogenesis and plasticity (Rakic &amp; Komuro, 1995; Spitzer et al., 2004) are of critical importance for the correct development and maturation of the cortical circuitry.
In this JoVE video, we demonstrate the methods used to image spontaneous activity in developing cortical networks. Calcium-sensitive indicators, such as Fura 2-AM ester diffuse across the cell membrane where intracellular esterase activity cleaves the AM esters to leave the cell-impermeant form of indicator dye. The impermeant form of indicator has carboxylic acid groups which are able to then detect and bind calcium ions intracellularly.. The fluorescence of the calcium-sensitive dye is transiently altered upon binding to calcium. Single or multi-photon imaging techniques are used to measure the change in photons being emitted from the dye, and thus indicate an alteration in intracellular calcium. Furthermore, these calcium-dependent indicators can be combined with other fluorescent markers to investigate cell types within the active network.

Spontaneous activity of developing neuronal networks can be measured using AM-ester forms of calcium-sensitive indicator dyes. Changes in intracellular calcium, indicating neuronal activation, are detected as transient changes in indicator fluorescence with one- or two-photon imaging. This protocol can be adapted for a range of developmentally-dependent neuronal networks in vitro.

Imagem de cálcio funcional em desenvolvimento de redes Cortical

A hallmark pattern of activity in developing nervous systems is spontaneous, synchronized network activity. Synchronized activity has been observed in ...

Neurociência

Functional Neuroimaging Using Ultrasonic Blood-brain Barrier Disruption and Manganese-enhanced MRI

Although mice are the dominant model system for studying the genetic and molecular underpinnings of neuroscience, functional neuroimaging in mice remains technically challenging. One approach, Activation-Induced Manganese-enhanced MRI (AIM MRI), has been used successfully to map neuronal activity in rodents 1-5. In AIM MRI, Mn2+ acts a calcium analog and accumulates in depolarized neurons 6,7. Because Mn2+ shortens the T1 tissue property, regions of elevated neuronal activity will enhance in MRI. Furthermore, Mn2+ clears slowly from the activated regions; therefore, stimulation can be performed outside the magnet prior to imaging, enabling greater experimental flexibility. However, because Mn2+ does not readily cross the blood-brain barrier (BBB), the need to open the BBB has limited the use of AIM MRI, especially in mice.
One tool for opening the BBB is ultrasound. Though potentially damaging, if ultrasound is administered in combination with gas-filled microbubbles (i.e., ultrasound contrast agents), the acoustic pressure required for BBB opening is considerably lower. This combination of ultrasound and microbubbles can be used to reliably open the BBB without causing tissue damage 8-11.
Here, a method is presented for performing AIM MRI by using microbubbles and ultrasound to open the BBB. After an intravenous injection of perflutren microbubbles, an unfocused pulsed ultrasound beam is applied to the shaved mouse head for 3 minutes. For simplicity, we refer to this technique of BBB Opening with Microbubbles and UltraSound as BOMUS 12. Using BOMUS to open the BBB throughout both cerebral hemispheres, manganese is administered to the whole mouse brain. After experimental stimulation of the lightly sedated mice, AIM MRI is used to map the neuronal response.
To demonstrate this approach, herein BOMUS and AIM MRI are used to map unilateral mechanical stimulation of the vibrissae in lightly sedated mice 13. Because BOMUS can open the BBB throughout both hemispheres, the unstimulated side of the brain is used to control for nonspecific background stimulation. The resultant 3D activation map agrees well with published representations of the vibrissae regions of the barrel field cortex 14. The ultrasonic opening of the BBB is fast, noninvasive, and reversible; and thus this approach is suitable for high-throughput and/or longitudinal studies in awake mice.

A technique is described for broadly opening the blood-brain barrier in the mouse using microbubbles and ultrasound. Using this technique, manganese can be administered to the mouse brain. Because manganese is an MRI contrast agent that accumulates in depolarized neurons, this approach enables imaging of neuronal activity.

Neuroimagem Funcional Usando rompimento da barreira hemato-encefálica ultra-sônico e Manganês-RM

Although mice are the dominant model system for studying the genetic and molecular underpinnings of neuroscience, functional neuroimaging in mice remains ...

In Vivo Two-photon Imaging Of Experience-dependent Molecular Changes In Cortical Neurons

The brain's ability to change in response to experience is essential for healthy brain function, and abnormalities in this process contribute to a variety of brain disorders1,2. To better understand the mechanisms by which brain circuits react to an animal's experience requires the ability to monitor the experience-dependent molecular changes in a given set of neurons, over a prolonged period of time, in the live animal. While experience and associated neural activity is known to trigger gene expression changes in neurons1,2, most of the methods to detect such changes do not allow repeated observation of the same neurons over multiple days or do not have sufficient resolution to observe individual neurons3,4. Here, we describe a method that combines in vivo two-photon microscopy with a genetically encoded fluorescent reporter to track experience-dependent gene expression changes in individual cortical neurons over the course of day-to-day experience. 
One of the well-established experience-dependent genes is Activity-regulated cytoskeletal associated protein (Arc)5,6. The transcription of Arc is rapidly and highly induced by intensified neuronal activity3, and its protein product regulates the endocytosis of glutamate receptors and long-term synaptic plasticity7. The expression of Arc has been widely used as a molecular marker to map neuronal circuits involved in specific behaviors3. In most of those studies, Arc expression was detected by in situ hybridization or immunohistochemistry in fixed brain sections. Although those methods revealed that the expression of Arc was localized to a subset of excitatory neurons after behavioral experience, how the cellular patterns of Arc expression might change with multiple episodes of repeated or distinctive experiences over days was not investigated. 
In vivo two-photon microscopy offers a powerful way to examine experience-dependent cellular changes in the living brain8,9. To enable the examination of Arc expression in live neurons by two-photon microscopy, we previously generated a knock-in mouse line in which a GFP reporter is placed under the control of the endogenous Arc promoter10. This protocol describes the surgical preparations and imaging procedures for tracking experience-dependent Arc-GFP expression patterns in neuronal ensembles in the live animal. In this method, chronic cranial windows were first implanted in Arc-GFP mice over the cortical regions of interest. Those animals were then repeatedly imaged by two-photon microscopy after desired behavioral paradigms over the course of several days. This method may be generally applicable to animals carrying other fluorescent reporters of experience-dependent molecular changes4.

In Vivo Two-photon Imaging Of Experience-dependent Molecular Changes In Cortical Neurons

Experience-dependent molecular changes in neurons are essential for the brain's ability to adapt in response to behavioral challenges. An in vivo two-photon imaging method is described here that allows the tracking of such molecular changes in individual cortical neurons through genetically encoded reporters.

Vivo em dois fótons de imagem de experiência dependentes de alterações moleculares em neurônios corticais

The brain's ability to change in response to experience is essential for healthy brain function, and abnormalities in this process contribute to a variety ...

In vivo Neuronal Calcium Imaging in C. elegans

The nematode worm C. elegans is an ideal model organism for relatively simple, low cost neuronal imaging in vivo. Its small transparent body and simple, well-characterized nervous system allows identification and fluorescence imaging of any neuron within the intact animal. Simple immobilization techniques with minimal impact on the animal's physiology allow extended time-lapse imaging. The development of genetically-encoded calcium sensitive fluorophores such as cameleon 1 and GCaMP 2 allow in vivo imaging of neuronal calcium relating both cell physiology and neuronal activity. Numerous transgenic strains expressing these fluorophores in specific neurons are readily available or can be constructed using well-established techniques. Here, we describe detailed procedures for measuring calcium dynamics within a single neuron in vivo using both GCaMP and cameleon. We discuss advantages and disadvantages of both as well as various methods of sample preparation (animal immobilization) and image analysis. Finally, we present results from two experiments: 1) Using GCaMP to measure the sensory response of a specific neuron to an external electrical field and 2) Using cameleon to measure the physiological calcium response of a neuron to traumatic laser damage. Calcium imaging techniques such as these are used extensively in C. elegans and have been extended to measurements in freely moving animals, multiple neurons simultaneously and comparison across genetic backgrounds. C. elegans presents a robust and flexible system for in vivo neuronal imaging with advantages over other model systems in technical simplicity and cost.

In vivo Neuronal Calcium Imaging in C. elegans

With its small transparent body, well-documented neuroanatomy and a host of amenable genetic techniques and reagents, C. elegans makes an ideal model organism for in vivo neuronal imaging using relatively simple, low-cost techniques. Here we describe single neuron imaging within intact adult animals using genetically encoded fluorescent calcium indicators.

Na imagem cálcio vivo Neuronal em C. elegans

The nematode worm C. elegans is an ideal model organism  for relatively simple, low cost neuronal imaging in vivo. Its small transparent body and simple, ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Calcium Imaging of Suprachiasmatic Nucleus Neurons

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in regulating the intracellular calcium concentration. Changing environmental conditions, such as the light-dark cycle, can modify neuronal and neural network activity and the expression of a family of circadian clock genes within the suprachiasmatic nucleus (SCN), the location of the master circadian clock in the mammalian brain. Excitatory synaptic transmission leads to an increase in the postsynaptic Ca2+ concentration that is believed to activate the signaling pathways that shifts the rhythmic expression of circadian clock genes. Hypothalamic slices containing the SCN were patch clamped using microelectrodes filled with an internal solution containing the calcium indicator bis-fura-2. After a seal was formed between the microelectrode and the SCN neuronal membrane, the membrane was ruptured using gentle suction and the calcium probe diffused into the neuron filling both the soma and dendrites. Quantitative ratiometric measurements of the intracellular calcium concentration were recorded simultaneously with membrane potential or current. Using these methods it is possible to study the role of changes of the intracellular calcium concentration produced by synaptic activity and action potential firing of individual neurons. In this presentation we demonstrate the methods to simultaneously record electrophysiological activity along with intracellular calcium from individual SCN neurons maintained in brain slices.

Procedures are described to perform simultaneous recordings of membrane potential or current and changes of intracellular calcium concentration. Suprachiasmatic nucleus neurons are filled with the calcium indicator bis-fura-2 using a patch clamp electrode in the whole cell patch clamp configuration.

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in ...

Two-photon Calcium Imaging in Neuronal Dendrites in Brain Slices

Calcium (Ca2+) imaging is a powerful tool to investigate the spatiotemporal dynamics of intracellular Ca2+ signals in neuronal dendrites. Ca2+ fluctuations can occur through a variety of membrane and intracellular mechanisms and play a crucial role in the induction of synaptic plasticity and regulation of dendritic excitability. Hence, the ability to record different types of Ca2+ signals in dendritic branches is valuable for groups studying how dendrites integrate information. The advent of two-photon microscopy has made such studies significantly easier by solving the problems inherent to imaging in live tissue, such as light scattering and photodamage. Moreover, through combination of conventional electrophysiological techniques with two-photon Ca2+ imaging, it is possible to investigate local Ca2+ fluctuations in neuronal dendrites in parallel with recordings of synaptic activity in soma. Here, we describe how to use this method to study the dynamics of local Ca2+ transients (CaTs) in dendrites of GABAergic inhibitory interneurons. The method can be also applied to studying dendritic Ca2+ signaling in different neuronal types in acute brain slices.

We present a method combining whole-cell patch-clamp recordings and two-photon imaging to record Ca2+ transients in neuronal dendrites in acute brain slices.

Imagem de dois fotões cálcio em dendritos neuronais no cérebro fatias

Calcium (Ca2+) imaging is a powerful tool to investigate the spatiotemporal dynamics of intracellular Ca2+ signals in neuronal dendrites. Ca2+ ...

Ex Vivo Calcium Imaging for Visualizing Brain Responses to Endocrine Signaling in Drosophila

Organ-to-organ communication by endocrine signaling, for example, from the periphery to the brain, is essential for maintaining homeostasis. As a model animal for endocrine research, Drosophila melanogaster, which has sophisticated genetic tools and genome information, is being increasingly used. This article describes a method for the calcium imaging of Drosophila brain explants. This method enables the detection of the direct signaling of a hormone to the brain. It is well known that many peptide hormones act through G-protein-coupled receptors (GPCRs), whose activation causes an increase in the intracellular Ca2+concentration. Neural activation also elevates intracellular Ca2+ levels, from both Ca2+ influx and the release of Ca2+ stored in the endoplasmic reticulum (ER). A calcium sensor, GCaMP, can monitor these Ca2+ changes. In this method, GCaMP is expressed in the neurons of interest, and the GCaMP-expressing larval brain is dissected and cultured ex vivo. The test peptide is then applied to the brain explant, and the fluorescent changes in GCaMP are detected using a spinning disc confocal microscope equipped with a CCD camera. Using this method, any water-soluble molecule can be tested, and various cellular events associated with neural activation can be imaged using the appropriate fluorescent indicators. Moreover, by modifying the imaging chamber, this method can be used to image other Drosophila organs or the organs of other animals.

Ex Vivo Calcium Imaging for Visualizing Brain Responses to Endocrine Signaling in Drosophila

This paper describes a protocol for ex vivo calcium imaging of the Drosophila brain. In this method, natural or synthetic compounds can be applied to the buffer to test their ability to activate particular neurons in the brain.

Ex Vivo Imagem de cálcio para visualizar as respostas do cérebro a sinalização endócrina em Drosophila

Organ-to-organ communication by endocrine signaling, for example, from the periphery to the brain, is essential for maintaining homeostasis. As a model ...

In Vivo Calcium Imaging of Lateral-line Hair Cells in Larval Zebrafish

Sensory hair cells are mechanoreceptors found in the inner ear that are required for hearing and balance. Hair cells are activated in response to sensory stimuli that mechanically deflect apical protrusions called hair bundles. Deflection opens mechanotransduction (MET) channels in hair bundles, leading to an influx of cations, including calcium. This cation influx depolarizes the cell and opens voltage-gated calcium channels located basally at the hair-cell presynapse. In mammals, hair cells are encased in bone, and it is challenging to functionally assess these activities in vivo. In contrast, larval zebrafish are transparent and possess an externally located lateral-line organ that contains hair cells. These hair cells are functionally and structurally similar to mammalian hair cells and can be functionally assessed in vivo. This article outlines a technique that utilizes a genetically encoded calcium indicator (GECI), GCaMP6s, to measure stimulus-evoked calcium signals in zebrafish lateral-line hair cells. GCaMP6s can be used, along with confocal imaging, to measure in vivo calcium signals at the apex and base of lateral-line hair cells. These signals provide a real-time, quantifiable readout of both mechanosensation- and presynapse-dependent calcium activities within these hair cells. These calcium signals also provide important functional information regarding how hair cells detect and transmit sensory stimuli. Overall, this technique generates useful data about relative changes in calcium activity in vivo. It is less well-suited for quantification of the absolute magnitude of calcium changes. This in vivo technique is sensitive to motion artifacts. A reasonable amount of practice and skill are required for proper positioning, immobilization, and stimulation of larvae. Ultimately, when properly executed, the protocol outlined in this article provides a powerful way to collect valuable information about the activity of hair-cells in their natural, fully integrated states within a live animal.

The zebrafish is a model system that has many valuable features including optical clarity, rapid external development, and, of particular importance to the field of hearing and balance, externally located sensory hair cells. This article outlines how transgenic zebrafish can be used to assay both hair-cell mechanosensation and presynaptic function in toto.

Na imagem latente de cálcio Vivo de células de cabelo linha Lateral no Zebrafish Larval

Sensory hair cells are mechanoreceptors found in the inner ear that are required for hearing and balance. Hair cells are activated in response to sensory ...

In vivo Calcium Imaging in Mouse Inferior Olive

Inferior olive (IO), a nucleus in the ventral medulla, is the only source of climbing fibers that form one of the two input pathways entering the cerebellum. IO has long been proposed to be crucial for motor control and its activity is currently considered to be at the center of many hypotheses of both motor and cognitive functions of the cerebellum. While its physiology and function have been relatively well studied on single-cell level in vitro, presently there are no reports on the organization of the IO network activity in living animals. This is largely due to the extremely challenging anatomical location of the IO, making it difficult to subject to conventional fluorescent imaging methods, where an optic path must be created through the entire brain located dorsally to the region of interest.
Here we describe an alternative method for obtaining state-of-the-art -level calcium imaging data from the IO network. The method takes advantage of the extreme ventral location of the IO and involves a surgical procedure for inserting a gradient-refractive index (GRIN) lens through the neck viscera to come into contact with the ventral surface of the calcium sensor GCaMP6s-expressing IO in anesthetized mice. A representative calcium imaging recording is shown to demonstrate the feasibility to record IO neuron activity after the surgery. While this is a non-survival surgery and the recordings must be conducted under anesthesia, it avoids damage to life-critical brainstem nuclei and allows conducting large variety of experiments investigating spatiotemporal activity patterns and input integration in the IO. This procedure with modifications could be used for recordings in other, adjacent regions of the ventral brainstem.

In vivo Calcium Imaging in Mouse Inferior Olive

We present a protocol to expose the brainstem of adult mouse from the ventral side. By using a gradient-refractive index lens with a miniature microscope, calcium imaging can be used to examine the activity of inferior olive neural somata in vivo.

In vivo Imagem de cálcio em rato de azeitona inferior

Inferior olive (IO), a nucleus in the ventral medulla, is the only source of climbing fibers that form one of the two input pathways entering the ...

&#181;Tongue: A Microfluidics-Based Functional Imaging Platform for the Tongue In Vivo

Intravital fluorescence microscopy is a tool used widely to study multicellular dynamics in a live animal. However, it has not been successfully used in the taste sensory organ. By integrating microfluidics into the intravital tongue imaging window, the &#181;Tongue provides reliable functional images of taste cells in vivo under controlled exposure to multiple tastants. In this paper, a detailed step-by-step procedure to utilize the &#181;Tongue system is presented. There are five subsections: preparing of tastant solutions, setting up of a microfluidic module, sample mounting, acquiring functional image data, and data analysis. Some tips and techniques to solve the practical issues that may arise when using the &#181;Tongue are also presented.

 &#181;Tongue: A Microfluidics-Based Functional Imaging Platform for the Tongue In Vivo

The article introduces the &#181;Tongue (microfluidics-on-a-tongue) device for functional taste cell imaging in vivo by integrating microfluidics into an intravital imaging window on the tongue.

μTongue: Uma plataforma de imagem funcional baseada em microfluidics para a língua in vivo

Intravital fluorescence microscopy is a tool used widely to study multicellular dynamics in a live animal. However, it has not been successfully used in ...