Name: retrograde neuroanatomical tracing of phrenic motor neurons in mice
Uploaded: 2018-02-22T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 5 s
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Nós estamos gratos ao Robert Graffin e Pauline Duhant pelo apoio técnico.

O protocolo experimental foi realizado em conformidade com as directivas do Conselho das Comunidades Europeias para o experimento Animal (2010/63/UE, 86/609/CEE e 87-848/CEE) e foi aprovado pelo Animal ética Comissão de Universidade de Namur (ética projeto n ° 17-284 ). A Figura 1 descreve as duas abordagens respectivas: transdiaphragmatic ou injeções transtorácicos. Usar camundongos C57bl/6J machos (n = 18), a idade de 3 a 4 meses no estudo.
1. preparação da solução do CTB
<ol><li>Para injeções de transdiaphragmatic:<ol>
<li>Dissolva o poder do CTB em água estéril na concentração de 0,2% (p/v).</li>
		<li>Carrega 7,5 µ l da solução CTB (0,2% p/v) em um estéril 10-µ l-microseringa com uma agulha de calibre 33 anexada (chanfro sem corte ou curto) para cada rato.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Para injeção transtorácica:<ol>
<li>Dissolva o poder do CTB em água estéril na concentração de 0,1% (p/v).</li>
		<li>Carrega 20 µ l de solução CTB (0,1% w/v) em uma seringa estéril de insulina-500-µ l com uma agulha de calibre 27 chanfrada para cada rato. Nota: Certifique-se de usar água destilada e esterilizada e dissolver adequadamente o pó do CTB. A solução pode ser mantida a 4 ° C por um mês (não congelar). Um precipitado pode formar após alguns dias. Trazer a solução à temperatura ambiente e misture bem com uma pipeta antes do uso.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. preparação antes da Intrapleural injeções
<ol><li>Esterilize instrumentos cirúrgicos antes da cirurgia, utilizando o esterilizador autoclave ou grânulo de vidro. Prepare um casaco de banco limpo para fazer a cirurgia e para dispor os instrumentos cirúrgicos. Nota: Qualquer material utilizado durante o procedimento cirúrgico deve ser estéril. Instrumentos que não podem ser esterilizados, tais como o microseringa deve ser limpo com um desinfectante (Clorexidina) ou deve ser descartáveis apenas. O cirurgião deve lavar suas mãos com um desinfectante (esfoliante de clorexidina) antes do início da cirurgia. O cirurgião deve vestir um vestido limpo, uma máscara e luvas estéreis.</li>
	<li>Pesar o animal e administrar uma dose apropriada de anestesia: injeção intraperitoneal de anestésico cocktail (por exemplo, a cetamina 100mg/kg e xilazina 5 mg/kg).</li>
	<li>Aperte o dedo do pé e/ou verificar se há a perda do reflexo palpebral para determinar se o mouse está devidamente anestesiado. Aplica uma pomada de vet para proteger a córnea.</li>
	<li>Raspe com cuidado a pele ventral (para o procedimento de transdiaphragmatic) ou a lado direito torácica pele (para procedimento transtorácica), usando o cortador de cabelo elétrico. Raspe bem e suficientemente ampla para evitar cabelo entrando no campo da cirurgia.</li>
	<li>Assegurar condições assépticas por aplicação tópica de solução de iodo 10% sobre a área depilada. Esfregue o local cirúrgico com a solução de iodo, tendo o cuidado de esfregar no centro do local em direção a periferia.</li>
	<li>Use uma almofada homeotérmicos durante a cirurgia para manter a temperatura do corpo do animal.</li>
</ol>3. Intrapleural injeções usando a abordagem de Transdiaphragmatic
<ol><li>Coloque o mouse anestesiado em posição supina sobre uma almofada de aquecimento. Coloque uma gaze enrolada sob o pescoço do animal. Para um rato adulto, use uma gaze enrolada de 0,5 polegada de espessura. Fita esta almofada ao Conselho de cirurgia para evitar o movimento, se houver.</li>
	<li>Usando uma lâmina de bisturi, faça uma incisão na pele ventral ao longo da linha mediana: fazer uma incisão do processo xifoide à região umbilical ao esticar a pele lateralmente com a outra mão para fazer a pele esticada. Não exerça demasiada pressão sobre a lâmina para não danificar os órgãos subjacentes.</li>
	<li>Usando tesouras pequenas, cuidadosamente retire a pele dos músculos ao redor da incisão abdominais. Este procedimento ajudará na costura dos músculos e a pele separada no final da cirurgia.</li>
	<li>Realize laparotomia usando tesouras pequenas. Abra a cavidade abdominal através da realização de uma incisão de caseado ao nível do umbigo. Faça uma incisão ao longo da linha branca, os músculos abdominais ("linea alba") até o processo xifoide.</li>
	<li>A fim de visualizar a superfície abdominal, do diafragma, retrai os músculos abdominais, usando afastadores comerciais ou caseiros. Nota: Estes retractores podem ser feitos de clipes de papel de tamanho midi moldadas em L-gancho19.</li>
	<li>Estique-se ambos os lados da laparotomia e fita para baixo os afastadores para revestir o banco. Otimize a iluminação do campo de visão para que a superfície abdominal, do diafragma é não mais na penumbra. O mais poderoso dispositivo de iluminação para esta finalidade é uma lâmpada de LED com um feixe de luz orientável.</li>
	<li>Usando uma pinça macia em uma mão, levante o apêndice xyphoid e puxar para baixo os lóbulos laterais do fígado (Figura 2A). Usando tesouras pequenas na outra mão, cuidadosamente corte o ligamento suspensor, sem danificar a vesícula biliar ou do diafragma (Figura 2B).</li>
	<li>Usando uma pinça macia em uma mão, levante o apêndice xyphoid. Segure a seringa Hamilton na outra mão. Alvo de três locais de injecção no diafragma para cobrir respectivamente o esterno, a medial e as regiões crural (Figura 3A, inserir-se na Figura 3B).</li>
	<li>Como a espessura do diafragma é em torno de 0,37 mm em ratos7, insira a agulha não mais de 1 ou 2 mm além da folha de diafragma para impedir os danos de pulmão durante a respiração. Entrega 2,5 µ l de solução CTB (0,2% p/v) através do diafragma direito em cada local (Figura 4B). Estabilização do diafragma não é necessária.</li>
	<li>Repita este procedimento para os três sites ipsilaterais da injeção (figura 1A) e contralaterally para uma rotulagem bilateral da piscina PhMN.</li>
	<li>Para fechar o site de laparotomia, suture os músculos abdominais com reabsorvíveis sutura 4-0. Uso interrompidos pontos espaçados de 3 mm. pele de grampo fechado com grampos de 9,0 mm ferida. Aperte os grampos para impedir que o animal retirar agrafos. Espaço grampeia separado aproximadamente 5 mm. Não aperte os clipes de ferida, como isso pode levar a cicatrização prejudicada.</li>
	<li>Limpa micro seringa com água destilada para evitar o entupimento. Lentamente, elaborar e expulsar 2 - 3 vezes. Não extrair o ar na seringa.</li>
</ol>4. Intrapleural injeção usando abordagem transtorácica
Nota: Este método é inspirado o procedimento descrito em ratos4 e foi adaptado ao rato.
<ol><li>Coloque o mouse anestesiado em esquerda posição decúbito lateral, sobre uma almofada de aquecimento (Figura 4A).</li>
	<li>Identifica as sexta e sétima costelas sob a prega do cotovelo através da palpação manual (Figura 4B).</li>
	<li>Enquanto o assistente se estende direito dianteiro - e -membros posteriores (Figura 5A), inserir a seringa orientada cranialmente e tangencialmente sob a sexta ou sétima vértebra, 3 mm de profundidade da pele, com o bisel para baixo (figura 1B e Figura 5B).</li>
	<li>Eleve a agulha suavemente para confirmar, levantando as costelas, se ele está bem posicionado dentro da cavidade torácica (Figura 5, as inserções na figura 1B).</li>
	<li>Estabilize a respiração movimentos do tórax, aplicando leve pressão com dois dedos na parede torácica.</li>
	<li>Mantendo a seringa na outra mão, entrega 20 µ l de solução CTB (0,1% w/v) em uma única injeção.</li>
</ol>5. no pós-operatório cuidados
<ol><li>Imediatamente após o procedimento, coloque o mouse na posição de decúbito lateral direita sobre uma almofada homeotérmicos para recuperação. Isto assegura o tracer para espalhar no lado direito da cavidade pleural e permite o monitoramento de respiração do animal.</li>
	<li>1 mL de solução salina estéril i.p. Administre por via subcutânea. Fornece acompanhamento injeções se o animal for exibida, desidratados e/ou apático.</li>
	<li>Administrar por via subcutânea 0,1 mg/kg de buprenorfina, duas vezes por dia durante o primeiro dois dias depois da cirurgia, para minimizar qualquer dor potencial. Nota: Muitas instituições recomendaria analgesia multimodal de procedimentos invasivos, tais como a laparotomia retratado aqui. Isto pode incluir a utilização de um não-esteroides anti-inflamatórios (AINEs) e/ou de um agente anestésico local no local da incisão. Esses medicamentos normalmente são entregues antes da primeira incisão para minimizar a dor de dar corda.</li>
	<li>Monitorar os animais diariamente até a eutanásia.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Webber, C. L., Wurster, R. D., Chung, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cat+phrenic+nucleus+architecture+as+revealed+by+horseradish+peroxidase+mapping.">Cat phrenic nucleus architecture as revealed by horseradish peroxidase mapping.</a> Exp Brain Res. 35 (3), 395-406 (1979).</li><li>Goshgarian, H. G., Rafols, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+phrenic+nucleus+of+the+albino+rat:+a+correlative+HRP+and+Golgi+study.">The phrenic nucleus of the albino rat: a correlative HRP and Golgi study.</a> J Comp Neurol. 201 (3), 441-456 (1981).</li><li>Gordon, D. C., Richmond, F. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Topography+in+the+phrenic+motoneuron+nucleus+demonstrated+by+retrograde+multiple-labelling+techniques.">Topography in the phrenic motoneuron nucleus demonstrated by retrograde multiple-labelling techniques.</a> J Comp Neurol. 292 (3), 424-434 (1990).</li><li>Mantilla, C. B., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Retrograde+labeling+of+phrenic+motoneurons+by+intrapleural+injection.">Retrograde labeling of phrenic motoneurons by intrapleural injection.</a> J Neurosci Methods. 182 (2), 244-249 (2009).</li><li>Nicaise, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Early+phrenic+motor+neuron+loss+and+transient+respiratory+abnormalities+after+unilateral+cervical+spinal+cord+contusion.">Early phrenic motor neuron loss and transient respiratory abnormalities after unilateral cervical spinal cord contusion.</a> J Neurotrauma. 30 (12), 1092-1099 (2013).</li><li>Nicaise, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phrenic+motor+neuron+degeneration+compromises+phrenic+axonal+circuitry+and+diaphragm+activity+in+a+unilateral+cervical+contusion+model+of+spinal+cord+injury.">Phrenic motor neuron degeneration compromises phrenic axonal circuitry and diaphragm activity in a unilateral cervical contusion model of spinal cord injury.</a> Exp Neurol. 235 (2), 539-552 (2012).</li><li>Nicaise, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Degeneration+of+phrenic+motor+neurons+induces+long-term+diaphragm+deficits+following+mid-cervical+spinal+contusion+in+mice.">Degeneration of phrenic motor neurons induces long-term diaphragm deficits following mid-cervical spinal contusion in mice.</a> J Neurotrauma. 29 (18), 2748-2760 (2012).</li><li>Qiu, K., Lane, M. A., Lee, K. Z., Reier, P. J., Fuller, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+phrenic+motor+nucleus+in+the+adult+mouse.">The phrenic motor nucleus in the adult mouse.</a> Exp Neurol. 226 (1), 254-258 (2010).</li><li>Laskowski, M. B., Sanes, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Topographic+mapping+of+motor+pools+onto+skeletal+muscles.">Topographic mapping of motor pools onto skeletal muscles.</a> J Neurosci. 7 (1), 252-260 (1987).</li><li>Feldman, J. L., Loewy, A. D., Speck, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Projections+from+the+ventral+respiratory+group+to+phrenic+and+intercostal+motoneurons+in+cat:+an+autoradiographic+study.">Projections from the ventral respiratory group to phrenic and intercostal motoneurons in cat: an autoradiographic study.</a> J Neurosci. 5 (8), 1993-2000 (1985).</li><li>Gottschall, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+diaphragm+of+the+rat+and+its+innervation.+Muscle+fiber+composition;+perikarya+and+axons+of+efferent+and+afferent+neurons.">The diaphragm of the rat and its innervation. Muscle fiber composition; perikarya and axons of efferent and afferent neurons.</a> Anat Embryol (Berl). 161 (4), 405-417 (1981).</li><li>Lai, B. Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cholera+Toxin+B+Subunit+Shows+Transneuronal+Tracing+after+Injection+in+an+Injured+Sciatic+Nerve.">Cholera Toxin B Subunit Shows Transneuronal Tracing after Injection in an Injured Sciatic Nerve.</a> PLoS One. 10 (12), e0144030 (2015).</li><li>Torgersen, M. L., Skretting, G., van Deurs, B., Sandvig, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Internalization+of+cholera+toxin+by+different+endocytic+mechanisms.">Internalization of cholera toxin by different endocytic mechanisms.</a> J Cell Sci. 114 (Pt 20), 3737-3747 (2001).</li><li>Chinnapen, D. J., Chinnapen, H., Saslowsky, D., Lencer, W. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rafting+with+cholera+toxin:+endocytosis+and+trafficking+from+plasma+membrane+to+ER.">Rafting with cholera toxin: endocytosis and trafficking from plasma membrane to ER.</a> FEMS Microbiol Lett. 266 (2), 129-137 (2007).</li><li>Fujinaga, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gangliosides+that+associate+with+lipid+rafts+mediate+transport+of+cholera+and+related+toxins+from+the+plasma+membrane+to+endoplasmic+reticulm.">Gangliosides that associate with lipid rafts mediate transport of cholera and related toxins from the plasma membrane to endoplasmic reticulm.</a> Mol Biol Cell. 14 (12), 4783-4793 (2003).</li><li>Badizadegan, K., Wheeler, H. E., Fujinaga, Y., Lencer, W. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Trafficking+of+cholera+toxin-ganglioside+GM1+complex+into+Golgi+and+induction+of+toxicity+depend+on+actin+cytoskeleton.">Trafficking of cholera toxin-ganglioside GM1 complex into Golgi and induction of toxicity depend on actin cytoskeleton.</a> Am J Physiol Cell Physiol. 287 (5), C1453-C1462 (2004).</li><li>Abbott, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+axonal+transport+in+the+rat+visual+pathway.">Imaging axonal transport in the rat visual pathway.</a> Biomed Opt Express. 4 (2), 364-386 (2013).</li><li>Li, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Overexpression+of+the+astrocyte+glutamate+transporter+GLT1+exacerbates+phrenic+motor+neuron+degeneration,+diaphragm+compromise,+and+forelimb+motor+dysfunction+following+cervical+contusion+spinal+cord+injury.">Overexpression of the astrocyte glutamate transporter GLT1 exacerbates phrenic motor neuron degeneration, diaphragm compromise, and forelimb motor dysfunction following cervical contusion spinal cord injury.</a> J Neurosci. 34 (22), 7622-7638 (2014).</li><li>Lepore, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intraspinal+cell+transplantation+for+targeting+cervical+ventral+horn+in+amyotrophic+lateral+sclerosis+and+traumatic+spinal+cord+injury.">Intraspinal cell transplantation for targeting cervical ventral horn in amyotrophic lateral sclerosis and traumatic spinal cord injury.</a> J Vis Exp. (55), (2011).</li><li>Llado, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Degeneration+of+respiratory+motor+neurons+in+the+SOD1+G93A+transgenic+rat+model+of+ALS.">Degeneration of respiratory motor neurons in the SOD1 G93A transgenic rat model of ALS.</a> Neurobiol Dis. 21 (1), 110-118 (2006).</li><li>Lepore, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Focal+transplantation-based+astrocyte+replacement+is+neuroprotective+in+a+model+of+motor+neuron+disease.">Focal transplantation-based astrocyte replacement is neuroprotective in a model of motor neuron disease.</a> Nat Neurosci. 11 (11), 1294-1301 (2008).</li><li>Sieck, G. C., Fournier, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diaphragm+motor+unit+recruitment+during+ventilatory+and+nonventilatory+behaviors.">Diaphragm motor unit recruitment during ventilatory and nonventilatory behaviors.</a> J Appl Physiol. 66 (6), 2539-2545 (1989).</li><li>Janicot, M., Clot, J. P., Desbuquois, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interactions+of+cholera+toxin+with+isolated+hepatocytes.+Effects+of+low+pH,+chloroquine+and+monensin+on+toxin+internalization,+processing+and+action.">Interactions of cholera toxin with isolated hepatocytes. Effects of low pH, chloroquine and monensin on toxin internalization, processing and action.</a> Biochem J. 253 (3), 735-743 (1988).</li></ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

O protocolo descrito neste documento pode ser aplicado a qualquer tipo de ratos adultos ou qualquer paradigma experimental em que a integridade do diafragma-PhMN circuito deve ser avaliada. Por exemplo, a esclerose lateral amiotrófica (ela) e lesão medular cervical (cSCI) são condições associadas com perda de PhMN, anterógrada degeneração dos axônios frênico e subsequente compromisso respiratório. Modelos animais de ALS ou cSCI imitam histopatológicos e funcionais respiratórios déficits observados em doenç...

O objetivo do estudo é apresentar um método confiável para identificar os neurônios motores frênico (PhMN) em seções de rato da medula espinhal. Injeção de um traçador fluorescente neuroanatômica na cavidade pleural foi escolhida como o método de entrega para alcançar as projeções frênica neuromusculares sobre o diafragma e usar o transporte retrógrado ao longo dos axônios frênico para rótulo frênico corpos celulares. Duas técnicas de entrega intrapleural são descritas: transdiaphragmatic versus transtorácica.
Frênico neurônios são células de relé espinhal cujos axônios convergem em nervos frênico, que em última análise, inervam o diafragma. Estes são os neurônios motores inferiores recebendo o drive inspiratório do centro respiratório bulbar e retransmitindo-as junções de diafragma neuro-muscular (JNM). PhMN estão estruturados em duas colunas de motor, uma para cada hemicord, correndo ao longo da espinha meados-cervical. Na maioria das espécies mamíferas, incluindo os seres humanos, as colunas de motor frênica espalhar de níveis C3 a C61,2,3. Nós e os outros confirmaram que PhMN concentrada nos níveis C3-C5 no rato e o rato da medula espinhal4,5,6,7,8. A distribuição topográfica das células frênica não é ao acaso; os neurônios motores que inervam a parte esternal do diafragma são mais densamente distribuídos na parte cranial da frota de veículos frênica (C3), Considerando que os neurônios motores que inervam a parte crural são mais caudal (C5)9. Além disso, PhMN estão agrupadas vària no Corno ventral cinzenta. A nível de C3, os clusters de células frênico minto lateralmente, então eles se deslocar em uma direção ventrolateral e encontram-se ventromedially com a mais caudal níveis10,11.
Dado o seu papel vital durante a inspiração, é de extrema importância para identificar com precisão a PhMN na medula espinhal saudável mas também seguir seu destino durante condições patológicas, tais como doenças degenerativas ou lesões traumáticas da medula espinhal. Desde que PhMN não diferem morfologicamente outros neurônios motor cervicais, identificação de PhMN baseia-se na entrega alvo dos marcadores neuroanatômica, tanto ao nível dos centros respiratórios primária8, ou diafragma MNJ7 ou em o nervo frênico4. O tracer é retomado pelas fibras nervosas e transportado até os frênico corpos celulares na coluna cervical, onde ele pode ser visualizado usando sistemas de deteção direta ou indireta. Retrógrada ou anterógrada traçadores são comercialmente disponíveis com uma ampla gama de conjugados. Notável, cada marcador é dotado não, baixas ou altas habilidades para rastreamento sináptica trans.
No estudo atual, nós escolhemos a subunidade beta a toxina da cólera (CTB) acrescida com Alexa Fluor 555 (doravante referido como CTB-fluoróforo) como uma etiqueta fluorescente, permitindo uma visualização directa de PhMN em seções congeladas da medula espinhal. CTB normalmente é descrito como um tracer monosynaptic embora dados experimentais tendem a mostrar uma passagem de transneuronal12. CTB tem a capacidade de vincular o gangliosídeo GM1 na membrana plasmática do fim do nervo. CTB é internalizada através de Clatrina dependente ou - independente mecanismos e tráfegos através da rede trans-Golgi em retículo endoplasmático em uma moda retrógrada13,14. A internalização e o transporte retrógrado parecem ser dependente sobre o citoesqueleto de actina15,16 , bem como sobre a rede de microtúbulos17.
Para demonstrar a utilidade do CTB como um traçador neuroanatômica retrógrada rotulagem diafragma-PhMN circuitos, CTB-fluoróforo foi entregue intrapleurally. CTB foi administrado usando duas técnicas: a primeira que incluía uma laparotomia e múltiplas injecções de transdiaphragmatic; o segundo, menos invasiva, usado uma única injeção transtorácica. Quatro dias mais tarde, fluorescente-etiquetadas PhMNs foram quantificados na medula espinhal cervical de ambos de saudável e de feridas spinally (C4) animais.

<table><tbody><tr><td>Glass-bead sterilizer Steri 250</td><td>Keller</td><td>31-101</td><td></td></tr><tr><td>Small scissors</td><td>F.S.T.</td><td>14058-00</td><td></td></tr><tr><td>Soft tweezers</td><td>F.S.T.</td><td>11042-08</td><td></td></tr><tr><td>Scalpel blades</td><td>Swann Morton</td><td>No.11 or 15</td><td></td></tr><tr><td>Cholera toxin subunit beta conjugated to Alexa Fluor 555</td><td>Life Technologies</td><td>C22843</td><td>Bring at room temperature before use&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>10ul Hamilton syringue, removable needle</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>701RN</td><td></td></tr><tr><td>33-gauge needle for Hamilton syringue, 20mm length, point style 4</td><td>Filter Service</td><td>7803-05</td><td></td></tr><tr><td>500ul insulin syringue MyJector, 27-gauge</td><td>Terumo</td><td>BS05M2713</td><td></td></tr><tr><td>Orientable LED lamp</td><td>V.W.R.</td><td>631-0995</td><td></td></tr><tr><td>Resorbable 4/0 sutures</td><td>S.M.I. AG</td><td>15151519</td><td></td></tr><tr><td>Needle holder</td><td>F.S.T.</td><td>12002-14</td><td></td></tr><tr><td>9mm autoclips</td><td>Bioseb</td><td>205016</td><td></td></tr><tr><td>Autoclip 9mm applier</td><td>Bioseb</td><td>MikRon 9mm</td><td></td></tr></tbody></table>

retrograde neuroanatomical tracing of phrenic motor neurons in mice

Frênico neurônios motores são cervicais neurônios motores provenientes de C3 a C6 níveis em espécies de mamíferos mais. Axonal projeções convergem em nervos frênico que inervam o diafragma respiratório. Em fatias de medula espinhal, neurônios frênico não pode ser identificados de outros neurônios motores em critérios morfológicos ou bioquímicos. Nós fornecemos a descrição dos procedimentos para a visualização do neurônio motor frênico corpos celulares em camundongos, seguir intrapleural injeções de beta cólera toxina subunidade (CTB) conjugada com um fluoróforo. Este marcador fluorescente neuroanatômica tem a capacidade de ser pego na junção neuromuscular de diafragma, efectuar-se retrogradely ao longo dos axônios frênico e alcançar os frênico corpos celulares. Duas abordagens metodológicas da entrega CTB intrapleural são comparadas: transdiaphragmatic versus transtorácicos injeções. Ambas as abordagens são bem sucedidas e resultam em número semelhante de CTB-rotulado frênico neurônios motores. Em conclusão, essas técnicas podem ser aplicadas para visualizar ou quantificar os neurônios motores frênico em vários estudos experimentais tais como aqueles focados no circuito frênico-diafragma.

Camundongos C57bl/6J machos (n = 18), com idade de 3 a 4 meses foram incluídos no estudo. No dia 0 do experimento, 8 ratos sofreram uma contusão unilateral do C4, lado direito, de acordo com o protocolo publicado7,18. Como procedimento de Souza, 10 ratos foi submetido a uma laminectomia em cima C4 sem contusão. No dia 3, os ratos estavam preparados para as injeções intrapleural do CTB-fluoróforo de acordo com os dois procedi...

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Retrograde Neuroanatomical Tracing of Phrenic Motor Neurons in Mice

Aqui, descrevemos um protocolo para identificar frênico neurônios em ratos após entrega intrapleural de fluoróforo conjugado beta de subunidade de toxina de cólera. Duas técnicas são comparadas para injetar a cavidade pleural: transdiaphragmatic versus transtorácicos abordagens.

Rastreamento neuroanatômica retrógrado do frênico neurônios em ratos

Phrenic motor neurons are cervical motor neurons originating from C3 to C6 levels in most mammalian species. Axonal projections converge into phrenic ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

12.6K visualizações.  Université de Namur. Aqui, descrevemos um protocolo para identificar frênico neurônios em ratos após entrega intrapleural de fluoróforo conjugado beta de subunidade de toxina de cólera. Duas técnicas são comparadas para injetar a cavidade pleural: transdiaphragmatic versus transtorácicos abordagens.

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Reproducible Mouse Sciatic Nerve Crush and Subsequent Assessment of Regeneration by Whole Mount Muscle Analysis

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative response mounted by PNS neurons thereby possibly illuminating the failures of CNS regeneration1. Sciatic nerve crush (axonotmesis) is one of the most common models of peripheral nerve injury in rodents2. Crushing interrupts all axons but Schwann cell basal laminae are preserved so that regeneration is optimal3,4. This allows the investigator to study precisely the ability of a growing axon to interact with both the Schwann cell and basal laminae4. Rats have generally been the preferred animal models for experimental nerve crush. They are widely available and their lesioned sciatic nerve provides a reasonable approximation of human nerve lesions5,4. Though smaller in size than rat nerve, the mouse nerve has many similar qualities. Most importantly though, mouse models are increasingly valuable because of the wide availability of transgenic lines now allows for a detailed dissection of the individual molecules critical for nerve regeneration6, 7. Prior investigators have used multiple methods to produce a nerve crush or injury including simple angled forceps, chilled forceps, hemostatic forceps, vascular clamps, and investigator-designed clamps8,9,10,11,12. Investigators have also used various methods of marking the injury site including suture, carbon particles and fluorescent beads13,14,1. We describe our method to obtain a reproducibly complete sciatic nerve crush with accurate and persistent marking of the crush-site using a fine hemostatic forceps and subsequent carbon crush-site marking. As part of our description of the sciatic nerve crush procedure we have also included a relatively simple method of muscle whole mount we use to subsequently quantify regeneration.

In this report we describe a method to crush mouse sciatic nerve. This method uses readily available hemostatic forceps and easily and reproducibly produces complete sciatic nerve crush. In addition, we describe a method to prepare muscle whole mounts suitable for analysis of nerve regeneration after sciatic nerve crush.

Reprodutível mouse esmagamento do nervo ciático e subsequente avaliação de Regeneração por Análise Whole Mount muscular

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative ...

Neurociência

Retrograde Tracing of Drosophila Embryonic Motor Neurons Using Lipophilic Fluorescent Dyes

We describe a technique for retrograde labeling of motor neurons in Drosophila. We use an oil-dissolved lipophilic dye and deliver a small droplet to an embryonic fillet preparation by a microinjector. Each motor neuron whose membrane is contacted by the droplet can then be rapidly labeled. Individual motor neurons are continuously labeled, enabling fine structural details to be clearly visualized. Given that lipophilic dyes come in various colors, the technique also provides a means to get adjacent neurons labeled in multicolor. This tracing technique is therefore useful for studying neuronal morphogenesis and synaptic connectivity in the motor neuron system of Drosophila.

Retrograde Tracing of Drosophila Embryonic Motor Neurons Using Lipophilic Fluorescent Dyes

We describe a method for retrograde tracing of the Drosophila embryonic motor neurons using lipophilic fluorescent dyes.

Rastreamento retrógrado de neurônios motores embrionários drosophila usando corantes fluorescentes lipofílicos

We describe a technique for retrograde labeling of motor neurons in Drosophila. We use an oil-dissolved lipophilic dye and deliver a small droplet to an ...

Biologia do Desenvolvimento

Functional and Morphological Assessment of Diaphragm Innervation by Phrenic Motor Neurons

This protocol specifically focuses on tools for assessing phrenic motor neuron (PhMN) innervation of the diaphragm at both the electrophysiological and morphological levels. Compound muscle action potential (CMAP) recording following phrenic nerve stimulation can be used to quantitatively assess functional diaphragm innervation by PhMNs of the cervical spinal cord in vivo in anesthetized rats and mice. Because CMAPs represent simultaneous recording of all myofibers of the whole hemi-diaphragm, it is useful to also examine the phenotypes of individual motor axons and myofibers at the diaphragm NMJ in order to track disease- and therapy-relevant morphological changes such as partial and complete denervation, regenerative sprouting and reinnervation. This can be accomplished via whole-mount immunohistochemistry (IHC) of the diaphragm, followed by detailed morphological assessment of individual NMJs throughout the muscle. Combining CMAPs and NMJ analysis provides a powerful approach for quantitatively studying diaphragmatic innervation in rodent models of CNS and PNS disease.

Compound muscle action potential recording quantitatively assesses functional diaphragm innervation by phrenic motor neurons. Whole-mount diaphragm immunohistochemistry assesses morphological innervation at individual neuromuscular junctions. The goal of this protocol is to demonstrate how these two powerful methodologies can be used in various rodent models of spinal cord disease.

Funcional e morfológica de Avaliação de Diafragma Innervation por frênico Neurônios Motores

This protocol specifically focuses on tools for assessing phrenic motor neuron (PhMN) innervation of the diaphragm at both the electrophysiological and ...

Intramuscular Injections Along the Motor End Plates: A Minimally Invasive Approach to Shuttle Tracers Directly into Motor Neurons

Diseases affecting the integrity of spinal cord motor neurons are amongst the most debilitating neurological conditions. Over the last decades, the development of several animal models of these neuromuscular disorders has provided the scientific community with different therapeutic scenarios aimed at delaying or reversing the progression of these conditions. By taking advantage of the retrograde machinery of neurons, one of these approaches has been to target skeletal muscles in order to shuttle therapeutic genes into corresponding spinal cord motor neurons. Although once promising, the success of such gene delivery approach has been hampered by the sub-optimal number of transduced motor neurons it has so far shown to yield. Motor end plates (MEPs) are highly specialized regions on the skeletal musculature that are in direct synaptic contact to the spinal cord &#945; motor neurons. In this regard, it is important to note that, so far, the efforts to retrogradely transfer genes into motor neurons were made without reference to the location of the MEP region in the targeted muscles. Here, we describe a simple protocol 1) to reveal the exact location of the MEPs on the surface of skeletal muscles and 2) to use this information to guide the intramuscular delivery and subsequent optimal retrograde transport of retrograde tracers into motor neurons. We hope to utilize the results from these tracing experiments in further studies into investigating retrograde transport of therapeutic genes to spinal cord motor neurons through the targeting of MEPs.

The efficacy of intramuscular uptake and retrograde transport of molecules to corresponding motor neurons depends on the location of the injection sites with respect to the motor end plates (MEPs). Here, we describe how to locate MEPs on skeletal muscles to optimise retrograde transport of tracers into motor neurons.

Injecções intramusculares Ao longo das placas Motor End: uma abordagem minimamente invasiva para Shuttle Tracers Diretamente em Neurônios Motores

Diseases affecting the integrity of spinal cord motor neurons are amongst the most debilitating neurological conditions. Over the last decades, the ...

Laser-guided Neuronal Tracing In Brain Explants

We present a technique which combines an in vitro tracer injection protocol, which uses a series of electrical and pressure pulses to increase dye uptake through electroporation in brain explants with targeted laser illumination and matching filter goggles during the procedure. The described technique of in vitro electroporation by itself yields relatively good visual control for targetting certain areas of the brain. By combining it with laser excitation of fluorescent genetic markers and their read-out through band-passing filter goggles, which can pick up the emissions of the genetically labeled cells/nuclei and the fluorescent tracing dye, a researcher can substantially increase the accuracy of injections by finding the area of interest and controlling for the dye-spread/uptake in the injection area much more efficiently. In addition, the laser illumination technique allows to study the functionality of a given neurocircuit by providing information about the type of neurons projecting to a certain area in cases where the GFP expression is linked to the type of transmitter expressed by a subpopulation of neurons.

We describe a technique to label neurons and their processes via anterograde or retrograde tracer injections into brain nuclei using an in vitro preparation. We modified an existing method of in vitro tracer electroporation by taking advantage of fluorescently labeled mouse mutants and basic optical equipment in order to increase labeling accuracy.

Neuronal Tracing em explantes cérebro guiadas a laser

We present a technique which combines an in vitro tracer injection protocol, which uses a series of electrical and pressure pulses to increase dye uptake ...

Ex Vivo Imaging of Cell-specific Calcium Signaling at the Tripartite Synapse of the Mouse Diaphragm

The electrical activity of cells in tissues can be monitored by electrophysiological techniques, but these are usually limited to the analysis of individual cells. Since an increase of intracellular calcium (Ca2+) in the cytosol often occurs because of the electrical activity, or in response to a myriad of other stimuli, this process can be monitored by the imaging of cells loaded with fluorescent calcium-sensitive dyes.&#160; However, it is difficult to image this response in an individual cell type within whole tissue because these dyes are taken up by all cell types within the tissue. In contrast, genetically encoded calcium indicators (GECIs) can be expressed by an individual cell type and fluoresce in response to an increase of intracellular Ca2+, thus permitting the imaging of Ca2+ signaling in entire populations of individual cell types. Here, we apply the use of the GECIs GCaMP3/6 to the mouse neuromuscular junction, a tripartite synapse between motor neurons, skeletal muscle, and terminal/perisynaptic Schwann cells. We demonstrate the utility of this technique in classic ex vivo tissue preparations. Using an optical splitter, we perform dual-wavelength imaging of dynamic Ca2+ signals and a static label of the neuromuscular junction (NMJ) in an approach that could be easily adapted to monitor two cell-specific GECI or genetically encoded voltage indicators (GEVI) simultaneously. Finally, we discuss the routines used to capture spatial maps of fluorescence intensity. Together, these optical, transgenic, and analytic techniques can be employed to study the biological activity of distinct cell subpopulations at the NMJ in a wide variety of contexts.

Ex Vivo Imaging of Cell-specific Calcium Signaling at the Tripartite Synapse of the Mouse Diaphragm

Here we present a protocol to image calcium signaling in populations of individual cell types at the murine neuromuscular junction.

Ex Vivo Imagem de célula específica cálcio sinalização em sinapse tripartida do diafragma de rato

The electrical activity of cells in tissues can be monitored by electrophysiological techniques, but these are usually limited to the analysis of ...

A Mouse Model of Direct Anastomosis via the Prespinal Route for Crossing Nerve Transfer Surgery

Crossing nerve transfer surgery has been a powerful approach for repairing injured upper extremities in patients with brachial plexus avulsion injuries. Recently, this surgery was creatively applied in the clinical treatment of brain injury and achieved substantial rehabilitation of the paralyzed arm. This functional recovery after the surgery suggests that peripheral sensorimotor intervention induces profound neuroplasticity to compensate for the loss of function after brain damage; however, the underlying neural mechanism is poorly understood. Therefore, an emergent clinical animal model is required. Here, we simulated clinical surgery to establish a protocol of direct anastomosis of bilateral brachial plexus nerves via the prespinal route in mice. Neuroanatomical, electrophysiological, and behavioral experiments helped identify that the transferred nerves of these mice successfully reinnervated the impaired forelimb and contributed to accelerating motor recovery after brain injury. Therefore, the mouse model revealed the neural mechanisms underlying rehabilitation upon crossing nerve transfer after central and peripheral nervous system injuries.

We simulated clinical surgery to establish a protocol of direct anastomosis of bilateral brachial plexus nerves via the prespinal route in mice, contributing to the study of the neural mechanisms underlying rehabilitation upon crossing nerve transfer after central and peripheral nervous system injuries.

Um Modelo de Anastomose Direta em Camundongos por Via Pré-Espinhal para Cirurgia de Transferência de Nervo Cruzado

Crossing nerve transfer surgery has been a powerful approach for repairing injured upper extremities in patients with brachial plexus avulsion injuries. ...

Stereotaxic Surgical Approach to Microinject the Caudal Brainstem and Upper Cervical Spinal Cord via the Cisterna Magna in Mice

Stereotaxic surgery to target brain sites in mice is commonly guided by skull landmarks. Access is then obtained via burr holes drilled through the skull. This standard approach can be challenging for targets in the caudal brainstem and upper cervical cord due to specific anatomical challenges as these sites are remote from skull landmarks, leading to imprecision. Here we outline an alternative stereotaxic approach via the cisterna magna that has been used to target discrete regions of interest in the caudal brainstem and upper cervical cord. The cisterna magna extends from the occipital bone to the atlas (i.e., the second vertebral bone), is filled with cerebrospinal fluid, and is covered by dura mater. This approach provides a reproducible route of access to select central nervous system (CNS) structures that are otherwise hard to reach due to anatomical barriers. Furthermore, it allows for direct visualization of brainstem landmarks in close proximity to the target sites, increasing accuracy when delivering small injection volumes to restricted regions of interest in the caudal brainstem and upper cervical cord. Finally, this approach provides an opportunity to avoid the cerebellum, which can be important for motor and sensorimotor studies.

Stereotaxic Surgical Approach to Microinject the Caudal Brainstem and Upper Cervical Spinal Cord via the Cisterna Magna in Mice

Stereotaxic surgery to target brain sites in mice commonly involves access through the skull bones and is guided by skull landmarks. Here we outline an alternative stereotaxic approach to target the caudal brainstem and upper cervical spinal cord via the cisterna magna that relies on direct visualization of brainstem landmarks.

Abordagem Cirúrgica Estereotaxic para Microinpor o Tronco Cerebral Caudal e Medula Espinhal Cervical Superior através da Cisterna Magna em Camundongos

Stereotaxic surgery to target brain sites in mice is commonly guided by skull landmarks. Access is then obtained via burr holes drilled through the skull. ...

Direcionamento de neurônios simpáticos de camundongos: uma abordagem de simpatectomia lombar

Surgical Lumbar Sympathectomy in Mice

Peripheral nerve injuries are common, and full functional recovery after injury is achieved in only 10% of patients. The sympathetic nervous system plays many critical roles in maintaining bodily homeostasis, but it has rarely been studied in the context of peripheral nerve injury. The extent of postganglionic sympathetic neuronal functions in distal targets in the periphery is currently unclear. To better explore the role of sympathetic innervation of peripheral targets, a surgical &#34;knock-out&#34; model provides an alternative approach. Although this can be achieved chemically, chemical destruction of postganglionic sympathetic neurons can be nonspecific and dose-dependent. The use of a surgical lumbar sympathectomy in mice, once thought to be &#34;virtually not practicable&#34; in small animals, allows for specific targeting of postganglionic sympathetic neurons that innervate the hind limbs. This manuscript describes how to surgically remove the L2-L5 lumbar sympathetic ganglia from a mouse as a survival surgery, which reliably decreases the hind paw sweat response and the number of sympathetic axons in the sciatic nerve.

Autor em destaque: explorando a plasticidade dos neurônios simpáticos

This manuscript presents a protocol for surgically removing the postganglionic lumbar sympathetic neurons from a mouse. This procedure will facilitate a multitude of studies aimed at investigating the role of sympathetic innervation in distal tissue targets.

Simpatectomia Lombar Cirúrgica em Camundongos

Peripheral nerve injuries are common, and full functional recovery after injury is achieved in only 10% of patients. The sympathetic nervous system plays ...

Rastreamento neuroanatômica retrógrado do frênico neurônios em ratos

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Reprodutível mouse esmagamento do nervo ciático e subsequente avaliação de Regeneração por Análise Whole Mount muscular

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Um Modelo de Anastomose Direta em Camundongos por Via Pré-Espinhal para Cirurgia de Transferência de Nervo Cruzado

Abordagem Cirúrgica Estereotaxic para Microinpor o Tronco Cerebral Caudal e Medula Espinhal Cervical Superior através da Cisterna Magna em Camundongos

Simpatectomia Lombar Cirúrgica em Camundongos

Simpatectomia Lombar Cirúrgica em Camundongos