É um protocolo simples e rápido que permite que pessoas desconhecidas com cianobactérias isolem o ficobiliso à vontade. A vantagem dessa técnica é que ela é adaptada a uma pequena escala e é fácil de executar. É um método simples, confiável e eficiente para isolar ficobilisos intactos de cinoobactérias modelo e não-modelo.
Comece transferindo a cultura celular de 0,8 OD a 750 nanômetros em um frasco de um litro e dilua-o em 500 mililitros de meio B-HEPES para alcançar o OD de 0,2 a 750 nanômetros. Cresça a cultura com agitação constante a 30 graus Celsius até que o OD atinja 0,8 a 1, indicando uma fase de crescimento exponencial tardio. Centrifugar a cultura a uma velocidade de 10.000 vezes g por 20 minutos em temperatura ambiente e descartar o supernatante.
Suspenda as pelotas celulares e lave duas vezes com tampão de fosfato de potássio molar de 0,75, pH sete. Pellet as células em um tubo centrífugo de 50 mililitros por centrificação à temperatura ambiente. Descarte o supernascimento e resuspenque as células com 0,75 tampão de fosfato de potássio molar.
Meça o peso úmido da pelota por um equilíbrio eletrônico e resuspenda o peso úmido de um grama da pelota em cinco mililitros do tampão. Adicione um mililitro de suspensão celular e 0,4 a 0,6 gramas de contas de vidro de 0,1 milímetro em um frasco de tampa de parafuso de dois mililitros. Quebre as células por 30 segundos por um batedor de contas.
Deixe os tubos esfriarem em um banho de água em temperatura ambiente por dois minutos. Após a lise, centrifugar os frascos por 10 segundos à temperatura ambiente a uma velocidade de 500 vezes g. Colete o supernatante com uma pipeta em um tubo de centrífuga de 15 mililitros.
Lave as contas com 0,5 mililitros de 0,75 tampão de fosfato de potássio molar uma vez, depois transferido para o mesmo tubo de centrífugas. Adicione Triton X-100 à suspensão celular e incuba em um agitador de balanço à temperatura ambiente e 40 RPM por 20 minutos ou até que a solução se torne homogênea. Centrifugar os tubos por 20 minutos a 17,210 vezes g e armazenar o supernante sem a camada de micelle Triton superior à temperatura ambiente por até uma hora.
Faça quatro concentrações de sacarose em 0,75 tampão de fosfato de potássio molar em pH sete. Coloque 2,8 mililitros de dois tampão de sacarose molar na parte inferior do tubo de centrífuga de 40 mililitros e sobreposição com três camadas de soluções de sacarose. Por fim, adicione três mililitros de PBS contendo a fração sobrenanante e centrifugar os gradientes resultantes.
Após a ultracentrificação, condensar as PBS fracionadas e ficobiliproteínas entre as camadas e observar as bandas azuis em Syn6803 e interfaces. Remova a sacarose concentrando e diluindo repetidamente as frações com tampão de fosfato de potássio molar de 0,75 molar e membrana das unidades do filtro centrífuga. Para medir a fluorescência PBS diluir a amostra concentrada de PBS com 0,75 tampão de fosfato de potássio molar para fazer até 500 microliters volume.
Adicione a amostra de PBS diluída a um tubo de vidro transparente e congele o tubo em nitrogênio líquido até que esteja totalmente congelado. Mova o tubo congelado para um recipiente transparente de de guerra pré-preenchido com nitrogênio líquido. A lise celular completa mostra a cor azul-verde-azul-escura sobrenatante e escura antes da centrificação.
A separação gradiente de densidade de sacarose da PBS isolada mostra várias frações de ficobiliproteínas dissociadas e a fração mais baixa representa o PBS intacto. Os espectros de absorção do PBS dissociado e intacto de JSC um e Syn6803 têm o mesmo pico de 622 nanômetros, correspondente à ficocitanina. Além disso, o pico de absorção de ficoerythrin em 571 nanômetros em PBS dissociado e intacto de JSC-1.
Os espectros de emissões do PBS dissociado têm um forte pico de aproximadamente 650 nanômetros em Syn6803 e JSC-1, representando a emissão de ficocitanina. Os picos máximos de emissão fluorescente de 651 nanômetros e 684 nanômetros revelam que a energia colhida pela ficocitanina foi transferida eficientemente para a aofilia e emissores terminais, que são ApcD e ApcE, no núcleo. A figura mostra sds-page manchado de zinco sob irradiação UV onde as subunidades de ficobiliproteína são fortemente fluorescentes e o ApcE mostrou fluorescência fraca, indicada com a seta.
A coloração azul de Kumasi mostra que as frações superiores contêm outras proteínas solúveis em água não-PBS e a PBS intacta e Syn6803 mostra uma faixa ApcE proeminente, indicada com uma seta, faltando nas frações dissociadas da PBS. A ultracentrifugação demonstra que o gradiente de sacarose preparado em uma proporção de 1:3 exibe faixas mais largas do que o gradiente feito a uma proporção de 1:10. É importante lise as células e solvolise os supernatantes completamente para obter mais ficobilisários.
Outros métodos, como crio-EM ou espectrometria mista, podem ser usados para estudar a estrutura proteica ou a composição proteica de ficobilisos.
