Este trabalho foi apoiado em parte pelos Institutos Nacionais de Saúde sob os números de prêmio R01NS120882, RF1NS119165 e R01NS103785 e pelo número de prêmio do Departamento de Defesa AZ190017. O conteúdo é de responsabilidade exclusiva dos autores e não representa as opiniões oficiais dos Institutos Nacionais de Saúde ou do Departamento de Defesa.

Os experimentos realizados foram aprovados pelo Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) da Universidade de Kentucky, e tanto as diretrizes do ARRIVE quanto do Guide for the Care and Use of Laboratory Animals foram seguidas durante o estudo.
1. Arranjo cirúrgico
NOTA: Os ratos são alojados em grupos de 4-5/gaiola, a umidade na sala de alojamento é mantida em 43%-47%, e a temperatura é mantida em 22-23 °C. Os camundongos recebem acesso ad libitum a comida e água e são expostos a um ciclo claro/escuro de 12 h/12 h (7h/19h).
<ol><li>Use uma área cirúrgica designada, como um capuz ou sala de procedimentos cirúrgicos dedicada, para realizar a cirurgia do animal.</li>
	<li>Certifique-se de que a área cirúrgica inclua uma almofada de aquecimento, uma estrutura estereotáxica equipada com um pêndulo eletromagnético e uma máscara de anestesia projetada para administrar gás isoflurano (ver Figura 1A).</li>
	<li>Certifique-se de que o cirurgião ou o pessoal envolvido na cirurgia use um jaleco limpo, uma máscara facial, luvas e uma touca cirúrgica.</li>
	<li>Use ferramentas cirúrgicas estéreis, aplicadores estéreis com ponta de algodão e compressas de gaze. Use um esterilizador de esferas quentes para esterilizar os instrumentos entre ratos durante o dia da cirurgia.</li>
	<li>Use uma câmara de indução anestésica para preparar o mouse para a cirurgia em uma área pré-operatória.</li>
	<li>Use almofadas de aquecimento para manter a temperatura do animal, limpe as gaiolas de retenção do rato no pós-operatório e temporizadores para registrar o reflexo de retificação do rato após a cirurgia.</li>
</ol>2. Procedimento pré-operatório
<ol><li>Preparar o aparelho de apoio da cabeça (ver Figura 1B).<ol><li>Remova a crista da extremidade enrolada de um bulbo de pipeta de látex de 1 mL (extremidade inflável) (ver Figura 1C).</li>
		<li>Conecte o bulbo à tubulação usando parafilme (ver Figura 1C).</li>
		<li>Conecte a tubulação a uma seringa de 10 mL usando uma torneira. Encha a seringa com água (ver figura 1C). NOTA: O bulbo de pipeta de látex de 1 mL será colocado sob a cabeça do mouse para deslocar a força de impacto para longe das orelhas. Tente remover o máximo de ar possível da lâmpada antes de usar para que a lâmpada seja preenchida principalmente com água e não ar.</li>
	</ol></li>
	<li>Configuração do impactor.<ol><li>Selecione a ponta da sonda de 5 mm, rosqueie-a ao pistão no centro inferior do atuador (dentro do cilindro maior) e aperte suavemente a sonda sem aplicar força excessiva. Reaperte a ponta entre os impactos (ver Figura 1B).</li>
		<li>Antes de ligar o impactor, certifique-se de que o interruptor Estender/Retrair está posicionado na posição central Desligada. Em seguida, conecte o cabo do atuador ao conector no painel frontal da caixa de controle do pêndulo e o cabo do sensor ao conector no painel frontal. Em seguida, ligue o interruptor de alimentação no painel traseiro (consulte a Figura 1D). NOTA: O botão de alternância Estender/Retrair precisa permanecer na posição central Desligado quando não estiver em uso.</li>
		<li>Configure a velocidade de impacto girando o botão grande no lado esquerdo da caixa de controle até que uma velocidade de impacto de 5,0 ± 0,2 m/s apareça no visor (consulte a Figura 1D).</li>
		<li>Defina o contador de permanência para 100 ms girando os mostradores até que o contador de permanência leia 0,01 (consulte a Figura 1D). NOTA: A permanência é o tempo de contato antes que ocorra a retração automática.</li>
		<li>Coloque o atuador do pêndulo em uma bolsa de gelo para evitar que o cilindro plástico se expanda, o que trava o cilindro no lugar, impedindo o movimento do cilindro e a entrega de impactos futuros (ver Figura 1E).</li>
	</ol></li>
	<li>Prepare o rato para a cirurgia.<ol><li>Inspecione visualmente o camundongo antes da cirurgia e elimine o camundongo do estudo se uma das seguintes condições for observada: mau estado da pelagem, letargia ou baixo peso (<20 g) para um camundongo de 4 meses de idade.</li>
		<li>Anestesiar o camundongo com isoflurano a 4%-5% em oxigênio a 100% usando uma câmara de indução colocada em uma almofada de aquecimento por 1-2 min.</li>
		<li>Faça a barba do local da operação usando um cortador de cabelo elétrico.</li>
		<li>Limpe a cabeça com almofadas estéreis de preparação de álcool e aplique um anestésico tópico no couro cabeludo raspado pelo menos 15 minutos antes do início da cirurgia.</li>
		<li>Devolver o rato a uma gaiola de retenção limpa antes da cirurgia. Iniciar a cirurgia após pelo menos 15 min da aplicação do anestésico tópico (tempo de indução). OBS: O tempo de anestesia pode variar de acordo com o anestésico utilizado no procedimento.</li>
	</ol></li>
	<li>Verifique mais uma vez se o quadro estereotáxico, o impactor e o visor estereotáxico digital (consulte a Figura 1F) estão prontos para serem usados.</li>
	<li>Retorne o camundongo à câmara de indução de isoflurano com isoflurano a 4%-5% em oxigênio a 100% por aproximadamente 3 min.</li>
	<li>Fixe o mouse no headstage.</li>
</ol>3. Procedimento cirúrgico
<ol><li>Fixe o mouse na estrutura estereotáxica usando barras auriculares de ponta cônica de resina acetal leve, uma barra de mordida e uma máscara de anestesia de mouse (consulte a Figura 1G,H). O gás isoflurano é liberado a 2%-3% em ar ambiente a 100-200 mL/min. Monitore cuidadosamente a respiração do mouse para garantir a profundidade da anestesia e ajustar o nível de gás conforme necessário.</li>
	<li>Aplique lubrificante ocular estéril nos olhos para evitar o ressecamento da córnea.</li>
	<li>Esterilizar o couro cabeludo com cotonetes de iodopovidona e compressas de álcool estéreis três vezes.</li>
	<li>Certifique-se de que o mouse está profundamente anestesiado, verificando a falta de uma resposta de pinça dos dedos.</li>
	<li>Realizar incisão de aproximadamente 1 cm na linha média do couro cabeludo entre os olhos e o pescoço com bisturi, expondo o crânio (ver Figura 1I).</li>
	<li>Deixe o crânio secar por 1-2 min.</li>
	<li>Identificar bregma (o ponto de intersecção das suturas coronal e sagital) e lambda (a intersecção das suturas sagital e lambdoide) (ver Figura 1J). NOTA: Um atlas do cérebro do rato pode ser utilizado como referência.</li>
	<li>Coloque o aparelho de apoio da cabeça sob a cabeça e encha o bulbo com água até que ele esteja pressionando contra a parte inferior da cabeça do mouse, mas não levantando a cabeça para longe da barra de mordida. NOTA: Esta etapa é essencial para reduzir possíveis problemas de ouvido do CHI. Qualquer animal com danos na orelha das barras auriculares, resultando em rolagem ou sangramento, deve ser eliminado do estudo e eutanasiado.</li>
	<li>Mova o pêndulo para o lugar sobre a cabeça do animal.</li>
	<li>Estenda o pêndulo colocando o botão de alternância Estender /Retrair (na caixa de controle do pêndulo) em Estender. NOTA: Certifique-se de verificar se a ponta está totalmente estendida puxando a ponta para baixo.</li>
	<li>Alinhe o pêndulo até que ele esteja centralizado sobre o bregma (ver Figura 1K).</li>
	<li>Redefina as coordenadas estereotáxicas digitais x e y no leitor estereotáxico para 0 (no controle de tela sensível ao toque)</li>
	<li>Alinhe a sonda sobre o local do impacto movendo a sonda do bregma para as coordenadas do alvo: médio-lateral = 0,0 mm, anteroposterior = −1,6 mm.</li>
	<li>Encaixe o sensor de contato na orelha do animal.<ol><li>Abaixe lentamente a ponta da sonda com a sonda estendida até que seja feito o primeiro contato com a superfície. Pare no bipe.</li>
		<li>Redefina as coordenadas z estereotáxicas digitais no leitor estereotáxico para 0.</li>
	</ol></li>
	<li>Inspecione cuidadosamente se a ponta está nivelada com o crânio (planos médio-lateral e anteroposterior). NOTA: O posicionamento da ponta da sonda é a etapa mais crucial deste processo para evitar fraturas no crânio e danos na orelha.</li>
	<li>Retraia o pêndulo colocando o botão de alternância na caixa de controle na posição Retrair. A ponta se retira e não tem mais contato com a cabeça do animal até o momento do impacto.</li>
	<li>Ajuste a profundidade de impacto ajustando a profundidade dorso-ventral para -1,2 mm. NOTA: A profundidade do impacto afeta a gravidade da lesão. A profundidade deve ser titulada para diferentes idades, pesos e linhagens de camundongos para a gravidade de lesão desejada. A profundidade pode precisar ser ajustada/retitulada ao longo do tempo para manter uma gravidade de lesão consistente. A gravidade pode ser avaliada neuropatologicamente: microglia e astrócitos (IHQ), e comportamentalmente: o labirinto aquático do braço radial e o teste de esquiva ativa.</li>
	<li>Monitore cuidadosamente a respiração do mouse para garantir a profundidade da anestesia e ajustar o nível de gás conforme necessário. NOTA: Muitas vezes, a porcentagem de gás isoflurano deve ser reduzida ou desligada por 10-20 s antes do impacto. Observe atentamente para que a respiração acelere ligeiramente. Se a respiração for muito lenta no momento do impacto, o animal pode morrer nos primeiros 60 s após o impacto da apneia. Isso pode ser evitado ajustando a profundidade da anestesia nos segundos antes do impacto.</li>
	<li>Induza o impacto pressionando o botão de alternância direito para impactar. A ponta da sonda desce na velocidade exibida e, em seguida, permanece para baixo durante o tempo de permanência definido e se retrai. NOTA: Os ratos simulados recebem um manuseamento idêntico ao dos ratos CHI, mas o impacto não é entregue.</li>
	<li>Inicie o temporizador imediatamente após o impacto do CHI ser entregue para registrar os tempos de endireitamento (tempo para retornar da posição lateral para a posição prona) ou inicie o temporizador quando o mouse for removido do quadro estereotáxico para os ratos falsos. O tempo médio do reflexo de endireitamento é de 5-15 min. NOTA: Os tempos de reflexo de retificação podem variar com base na tensão do rato e na idade.</li>
	<li>Avalie os camundongos quanto a fraturas visíveis do crânio, hemorragias e apneia. Excluir os ratos com uma fratura craniana deprimida ou hemorragia visível do estudo. NOTA: Existem níveis graduados de fraturas cranianas. Animais com fraturas de crânio descomprimido, onde o osso está pressionando observavelmente o tecido cerebral, são eutanasiados (CO2 primeiro, e decapitação usada como método secundário). Se a ponta do pêndulo estiver ajustada corretamente, esses tipos de fraturas cranianas são extremamente raros. Se ocorrer uma fratura craniana, a apresentação mais comum é uma pequena gota de sangue no crânio e um leve desbaste tátil do crânio, muitas vezes ao longo da sutura que conecta a ponta posterior do osso nasal. Esses camundongos são apontados como possível fratura craniana nos registros, mas normalmente não são excluídos do estudo.</li>
	<li>Remova o animal da estrutura estereotáxica.</li>
	<li>Feche o couro cabeludo grampeando a pele. NOTA: Suturas absorvíveis ou inabsorvíveis podem ser usadas para fechar o couro cabeludo como uma alternativa aos grampos.</li>
	<li>Aplique pomada antibiótica tripla com um aplicador estéril com ponta de algodão na incisão fechada.</li>
	<li>Retorne o mouse para uma gaiola de retenção limpa para recuperação. Metade da gaiola de recuperação está em uma almofada de aquecimento (ajuste baixo), proporcionando a capacidade de se afastar do calor quando acordado e mantendo a temperatura do animal enquanto inconsciente (ver Figura 1L). Observação : o mouse é colocado em seu lado na gaiola de recuperação. Para evitar sufocamento, coloque o animal em uma gaiola de recuperação sem cama ou em um lenço de papel se a cama estiver na gaiola.</li>
	<li>Retorne o botão de alternância Estender/Retrair para a posição Centro/Desativar . NOTA: A corrente continuará a ser executada se o interruptor for deixado na posição de extensão ou retraição, fazendo com que o pistão inche. O pêndulo não funcionará até que o pistão esfrie.</li>
	<li>Retire o pêndulo do suporte e coloque-o delicadamente sobre a bolsa de gelo. NOTA: Manter o pêndulo em uma bolsa de gelo ajuda a reduzir o inchaço potencial do pêndulo.</li>
	<li>Monitorar o animal até que ocorra o reflexo de endireitamento e documentar o tempo até a retificação (ver Figura 1M). NOTA: O reflexo de retificação é definido como o momento em que o mouse retorna a uma posição prona. A gaiola precisa ser deixada intacta; o mouse pode acertar se a gaiola for tocada, movida ou exposta a alguns ruídos.</li>
	<li>Devolva os ratos à sua gaiola de casa quando estiverem acordados e alertas. Normalmente, dentro de 1 h após a lesão, os animais estão totalmente conscientes e deambulando. Além disso, adicione um pouco de alimento úmido no fundo da gaiola.</li>
</ol>4. Cuidados pós-cirúrgicos
<ol><li>Monitorar os animais por 5 dias pós-operatórios.</li>
	<li>Registre seu peso e quaisquer alterações físicas/comportamentais, como frequência respiratória (função respiratória qualitativa), marcha, condição do corpo e do pelo, alimentação, bebida, defecação e micção.</li>
	<li>Observe o rato para qualquer sinal de desconforto e a ferida cirúrgica para inchaço, exsudatos ou bordas vermelhas, ordeiscência. Entre em contato com um veterinário se o animal apresentar sinais de dor e desconforto (vocalizações, não se mover, hipotermia, não beber ou comer).</li>
	<li>Remova os grampos 7-10 dias após a cirurgia sob anestesia e em uma almofada de aquecimento. NOTA: Se forem usadas suturas inabsorvíveis, elas devem ser removidas 7-10 dias após a cirurgia sob anestesia.</li>
</ol>5. Limpeza
<ol><li>Limpar e esterilizar a área cirúrgica e ferramentas.</li>
	<li>Limpe a ponta da sonda após cada uso e no final do dia com compressas de preparação de álcool. NOTA: O pêndulo é calibrado na fábrica e é relatado para ser estável ao longo do tempo e uso. Nenhuma calibração de rotina é necessária. No entanto, o pêndulo e o quadro estereotáxico devem ser inspecionados rotineiramente. Além disso, os perímetros finais do modelo, como tempo reflexo de retificação, mortalidade e neuropatologia, devem ser monitorados para avaliar uma possível deriva experimental.</li>
</ol>6. Critérios de exclusão
<ol><li>Excluir animais antes da cirurgia com uma condição de saúde ruim, como peso baixo <20 g para um camundongo de 4 meses de idade, letargia e má condição de pelagem.</li>
	<li>Excluir animais com complicações durante a cirurgia, como uma fratura de crânio deprimida, uma hemorragia visível relacionada à cirurgia ou sangramento no ouvido.</li>
	<li>Excluir animais do estudo com os seguintes sintomas pós-cirúrgicos: falha em comer e/ou mover-se normalmente, vocalizações incomuns, perda de peso ou falha na cicatrização normal da ferida após a cirurgia. NOTA: Este modelo pode ser usado como um modelo repetitivo de TCE leve. Se os camundongos receberem a segunda cirurgia com 24 h de diferença da primeira, os grampos ou sutura poderiam ser removidos, e a mesma incisão poderia ser usada para expor o crânio. Uma nova incisão precisa ser feita se passar um tempo maior entre as cirurgias.</li>
</ol>

<ol>
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L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+spectrum+of+neurobehavioral+sequelae+after+repetitive+mild+traumatic+brain+injury:+a+novel+mouse+model+of+chronic+traumatic+encephalopathy.">The spectrum of neurobehavioral sequelae after repetitive mild traumatic brain injury: a novel mouse model of chronic traumatic encephalopathy.</a> Journal of Neurotrauma. 31 (13), 1211-1224 (2014).</li><li>Laskowitz, D. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=COG1410,+a+novel+apolipoprotein+E-based+peptide,+improves+functional+recovery+in+a+murine+model+of+traumatic+brain+injury.">COG1410, a novel apolipoprotein E-based peptide, improves functional recovery in a murine model of traumatic brain injury.</a> Journal of Neurotrauma. 24 (7), 1093-1107 (2007).</li><li>Lloyd, E., Somera-Molina, K., Van Eldik, L. J., Watterson, D. M., Wainwright, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Suppression+of+acute+proinflammatory+cytokine+and+chemokine+upregulation+by+post-injury+administration+of+a+novel+small+molecule+improves+long-term+neurologic+outcome+in+a+mouse+model+of+traumatic+brain+injury.">Suppression of acute proinflammatory cytokine and chemokine upregulation by post-injury administration of a novel small molecule improves long-term neurologic outcome in a mouse model of traumatic brain injury.</a> Journal of Neuroinflammation. 5, 28 (2008).</li><li>Lillie, E. M., Urban, J. E., Lynch, S. K., Weaver, A. A., Stitzel, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+skull+cortical+thickness+changes+with+age+and+sex+from+computed+tomography+scans.">Evaluation of skull cortical thickness changes with age and sex from computed tomography scans.</a> Journal of Bone and Mineral Research. 31 (2), 299-307 (2016).</li><li>Kawakami, M., Yamamura, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cranial+bone+morphometric+study+among+mouse+strains.">Cranial bone morphometric study among mouse strains.</a> BMC Evolutionary Biology. 8, 73 (2008).</li></ol>

Os autores não têm nada a revelar.

Várias etapas estão envolvidas na recriação de um modelo consistente de lesão usando o modelo descrito. Primeiro, é fundamental prender corretamente o animal no quadro estereotáxico. A cabeça do animal não deve ser capaz de se mover lateralmente, e o crânio deve ser completamente plano com bregma e lambda lendo as mesmas coordenadas. A colocação correta das barras auriculares é o aspecto mais difícil desta cirurgia, e isso só pode ser aprendido com a prática. Se o crânio não estiver nivelado, a cabeça ...

O traumatismo cranioencefálico (TCE) é causado por uma força externa no cérebro, frequentemente associada a quedas, lesões esportivas, violência física ou acidentes de trânsito. Em 2014, os Centros de Controle e Prevenção de Doenças determinaram que 2,53 milhões de americanos procuraram o departamento de emergência para procurar ajuda médica para acidentes relacionados ao TCE1. Como o TCE leve (TCEm) representa a maioria dos casos de TCE, nas últimas décadas, vários modelos de TCEm têm sido adotados, os quais incluem queda de peso, traumatismo cranioencefálico fechado por pistão e impacto cortical controlado, lesão rotacional, lesão leve por percussão líquidae modelos de lesão por explosão2,3. A heterogeneidade dos modelos de TCEm é útil para abordar as diferentes características associadas ao TCEm observadas em pessoas e para ajudar a avaliar os mecanismos celulares e moleculares associados à lesão cerebral.
Dos modelos comumente utilizados de TCE fechado, um dos primeiros e mais utilizados é o método de queda de peso, em que um objeto é derrubado de uma altura específica sobre a cabeça do animal (anestesiado ou acordado)2,4. No método de queda de peso, a gravidade da lesão depende de vários parâmetros, incluindo craniotomias realizadas ou não, cabeça fixa ou livre, distância e peso do objeto em queda 2,4. Uma desvantagem desse modelo é a alta variabilidade na gravidade da lesão e a alta taxa de mortalidade associada à depressãorespiratória5,6. Uma alternativa comum é entregar o impacto usando um dispositivo pneumático ou eletromagnético, o que pode ser feito diretamente na dura-máter exposta (impacto cortical controlado: CCI) ou no crânio fechado (traumatismo craniano fechado: CHI). Um dos pontos fortes da lesão conduzida por pistão é sua alta reprodutibilidade e baixa mortalidade. Entretanto, a ICC requer craniotomia7,8, e a própria craniotomia induz inflamação9. Em vez disso, no modelo de TCEC, não há necessidade de craniotomia. Como já dito, cada modelo tem limitações. Uma das limitações do modelo de TCEC descrito neste trabalho é que a cirurgia é realizada com armação estereotáxica e a cabeça do animal é imobilizada. Embora a imobilização total da cabeça assegure a reprodutibilidade, ela não contabiliza o movimento após o impacto que poderia contribuir para a lesão associada a um TCEm.
Este protocolo descreve um método básico para realizar um impacto de CHI com um dispositivo de impacto eletromagnético10 disponível comercialmente em um mouse. Este protocolo detalha os parâmetros exatos envolvidos para se obter uma lesão altamente reprodutível. Em particular, o investigador tem controle preciso sobre os parâmetros (profundidade da lesão, tempo de permanência e velocidade do impacto) para definir com precisão a gravidade da lesão. Como descrito, esse modelo de TCEC produz uma lesão que resulta em fenótipos bilaterais, tanto difusos quanto microscópicos (isto é, ativação crônica da glia, dano axonal e vascular), e comportamentais11,12,13,14,15. Além disso, o modelo descrito é considerado leve, pois não induz lesões cerebrais estruturais baseadas em RM ou lesões macroscópicas anatomopatológicas mesmo 1 ano após alesão16,17.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>9 mm Autoclip Applier</td>
			<td>Braintree scientific</td>
			<td>ACS- APL</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9 mm Autoclip Remover</td>
			<td>Braintree scientific</td>
			<td>ACS- RMV</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9 mm Autoclip, Case of 1,000 clips</td>
			<td>Braintree scientific</td>
			<td>ACS- CS</td>
			<td>Surgery (Staples)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aperio ImageScope software&#160;</td>
			<td>Leica BioSystems</td>
			<td>NA&#160;</td>
			<td>IHC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BladeFLASK Blade Remover</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>22-444-275</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton tip applicator</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89031-270</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digitial mouse stereotaxic frame</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51730D</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #7 Forceps</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-5047</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ear bars</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51649</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EthoVision XT 11.0&#160;</td>
			<td>Noldus Information Technology</td>
			<td>NA</td>
			<td>RAWM&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fiber-Lite</td>
			<td>Dolan-Jeffer Industries</td>
			<td>UN16103-DG</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand Bulb for Small Pipets</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>03-448-21</td>
			<td>Head support apparatus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gemini Avoidance System</td>
			<td>San Diego Instruments</td>
			<td>NA</td>
			<td>Active avoidance</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating Pad</td>
			<td>Sunbeam&#160;</td>
			<td>732500000U</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HRP conjugated goat anti-rabbit IgG&#160;</td>
			<td>Jackson Immuno Research laboratories</td>
			<td>111-065-144&#160;</td>
			<td>IHC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Induction chamber</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>VetFlo-0530XS</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane, USP</td>
			<td>Covetrus</td>
			<td>NDC: 11695-6777-2</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse gas anesthesia head holder</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51609M</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Neuropactor Stereotaxic Impactor</td>
			<td>Neuroscience Tools</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Surgery: Formally distributed by Lecia as impact one</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NexGen Mouse 500</td>
			<td>Allentown&#160;</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Post-surgery, holding cage</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parafilm</td>
			<td>Bemis</td>
			<td>PM992</td>
			<td>Head support apparatus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peanut - Professional Hair Clipper</td>
			<td>Whal</td>
			<td>8655-200&#160;</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Povidone-Iodine Solution USP, 10% (w/v), 1% (w/v) available Iodine, for laboratory</td>
			<td>Ricca</td>
			<td>3955-16</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Puralube Vet Oinment,petrolatum ophthalmic ointment, Sterile ocular lubricant</td>
			<td>Dechra</td>
			<td>17033-211-38</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rabbit anti-GFAP&#160;</td>
			<td>Dako</td>
			<td>Z0334</td>
			<td>IHC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rabbit anti-IBA1&#160;</td>
			<td>Wako</td>
			<td>019-19741</td>
			<td>IHC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8-arm Radial Arm Water Maze</td>
			<td>MazeEngineers</td>
			<td>n/a</td>
			<td>RAWM&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scale</td>
			<td>OHAUS CS series</td>
			<td>BAL-101</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel Handle #7 Solid 6.25&#34;&#160;</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-9847</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Alcohol Prep Pads (isopropyl alcohol 70% v/v)</td>
			<td>Fisher Brand</td>
			<td>22-363-750</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SumnoSuite low-flow anesthesia system</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>SS-01</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 mL syringe Luer-Lok Tip</td>
			<td>BD Bard-Parker</td>
			<td>302995</td>
			<td>Head support apparatus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Timers</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>6KED8</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Topical anesthetic cream</td>
			<td>L.M.X 4</td>
			<td>NDC 0496-0882-15</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triple antibiotic ointment</td>
			<td>Major</td>
			<td>NDC 0904-0734-31</td>
			<td>Post-surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tubing</td>
			<td>MasterFlex</td>
			<td>96410-16</td>
			<td>Head support apparatus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vaporizer Single Channel Anesthesia System</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>VetFlo-1210S</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

electromagnetic controlled closed-head model of mild traumatic brain injury in mice

Modelos animais altamente reprodutíveis de traumatismo cranioencefálico (TCE), com patologias bem definidas, são necessários para testar intervenções terapêuticas e entender os mecanismos de como um TCE altera a função cerebral. A disponibilidade de múltiplos modelos animais de TCE é necessária para modelar os diferentes aspectos e gravidades do TCE observados em pessoas. Este manuscrito descreve o uso de um traumatismo cranioencefálico fechado (TCE) na linha média para desenvolver um modelo de TCE leve em camundongos. O modelo é considerado leve porque não produz lesões cerebrais estruturais baseadas em neuroimagem ou perda neuronal macroscópica. No entanto, um único impacto cria patologia suficiente para que o comprometimento cognitivo seja mensurável pelo menos 1 mês após a lesão. Um protocolo passo-a-passo para induzir um CHI em camundongos usando um impactor eletromagnético guiado estereotaxicamente é definido no artigo. Os benefícios do modelo de TCEC leve incluem a reprodutibilidade das alterações induzidas por lesão com baixa mortalidade. O modelo foi caracterizado temporalmente até 1 ano após a lesão para alterações neuromagnéticas, neuroquímicas, neuropatológicas e comportamentais. O modelo é complementar aos modelos de crânio aberto de impacto cortical controlado usando o mesmo dispositivo pêndulo. Assim, os laboratórios podem modelar tanto o TCE difuso leve quanto o TCE focal moderado a grave com o mesmo impactor.

Este dispositivo estereotáxico eletromagnético é versátil. É usado tanto para um impacto cortical controlado de crânio aberto (CCI) ou uma cirurgia de traumatismo craniano fechado (CHI). Além disso, a gravidade da lesão pode ser modulada alterando-se os parâmetros da lesão, como velocidade de impacto, tempo de permanência, profundidade do impacto, ponta do pêndulo e alvo da lesão. Aqui é descrita uma cirurgia de TCEC usando um pêndulo de ponta de aço de 5,0 mm. Essa lesão é considerada leve, pois não h...

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Electromagnetic Controlled Closed-Head Model of Mild Traumatic Brain Injury in Mice

O protocolo descreve traumatismo cranioencefálico leve em modelo de camundongo. Em particular, um protocolo passo-a-passo para induzir um traumatismo cranioencefálico fechado na linha média leve e a caracterização do modelo animal são totalmente explicados.

Modelo de Lesão Cerebral Traumática Leve em Camundongos com Controle Eletromagnético

Highly reproducible animal models of traumatic brain injury (TBI), with well-defined pathologies, are needed for testing therapeutic interventions and ...

electromagnetic-controlled-closed-head-model-mild-traumatic-brain

Research

JoVE Journal

Neuroscience

2.0K visualizações.  University of Kentucky. O protocolo descreve traumatismo cranioencefálico leve em modelo de camundongo. Em particular, um protocolo passo-a-passo para induzir um traumatismo cranioencefálico fechado na linha média leve e a caracterização do modelo animal são totalmente explicados.

Vídeo: Electromagnetic Controlled Closed-Head Model of Mild Traumatic Brain Injury in Mice

Lateral Fluid Percussion: Model of Traumatic Brain Injury in Mice

Traumatic brain injury (TBI) research has attained renewed momentum due to the increasing awareness of head injuries, which result in morbidity and mortality. Based on the nature of primary injury following TBI, complex and heterogeneous secondary consequences result, which are followed by regenerative processes 1,2. Primary injury can be induced by a direct contusion to the brain from skull fracture or from shearing and stretching of tissue causing displacement of brain due to movement 3,4. The resulting hematomas and lacerations cause a vascular response 3,5, and the morphological and functional damage of the white matter leads to diffuse axonal injury 6-8. Additional secondary changes commonly seen in the brain are edema and increased intracranial pressure 9. Following TBI there are microscopic alterations in biochemical and physiological pathways involving the release of excitotoxic neurotransmitters, immune mediators and oxygen radicals 10-12, which ultimately result in long-term neurological disabilities 13,14. Thus choosing appropriate animal models of TBI that present similar cellular and molecular events in human and rodent TBI is critical for studying the mechanisms underlying injury and repair.
Various experimental models of TBI have been developed to reproduce aspects of TBI observed in humans, among them three specific models are widely adapted for rodents: fluid percussion, cortical impact and weight drop/impact acceleration 1. The fluid percussion device produces an injury through a craniectomy by applying a brief fluid pressure pulse on to the intact dura. The pulse is created by a pendulum striking the piston of a reservoir of fluid. The percussion produces brief displacement and deformation of neural tissue 1,15. Conversely, cortical impact injury delivers mechanical energy to the intact dura via a rigid impactor under pneumatic pressure 16,17. The weight drop/impact model is characterized by the fall of a rod with a specific mass on the closed skull 18. Among the TBI models, LFP is the most established and commonly used model to evaluate mixed focal and diffuse brain injury 19. It is reproducible and is standardized to allow for the manipulation of injury parameters. LFP recapitulates injuries observed in humans, thus rendering it clinically relevant, and allows for exploration of novel therapeutics for clinical translation 20.
We describe the detailed protocol to perform LFP procedure in mice. The injury inflicted is mild to moderate, with brain regions such as cortex, hippocampus and corpus callosum being most vulnerable. Hippocampal and motor learning tasks are explored following LFP.

Lateral fluid percussion (LFP), an established model of traumatic brain injury in mice, is demonstrated. LFP fulfills three major criteria for animal models: validity, reliability and clinical relevance. The procedure, consisting of surgical craniotomy, fixation of hub followed by induction of injury, resulting in focal and diffuse injuries, is described.

Percussão Fluid lateral: Modelo de Lesão em Ratos

Traumatic brain injury (TBI) research has attained renewed momentum due to the increasing awareness of head injuries, which result in morbidity and ...

Neurociência

A Method to Inflict Closed Head Traumatic Brain Injury in Drosophila

Traumatic brain injury (TBI) affects millions of people each year, causing impairment of physical, cognitive, and behavioral functions and death. Studies using Drosophila have contributed important breakthroughs in understanding neurological processes. Thus, with the goal of understanding the cellular and molecular basis of TBI pathologies in humans, we developed the High Impact Trauma (HIT) device to inflict closed head TBI in flies. Flies subjected to the HIT device display phenotypes consistent with human TBI such as temporary incapacitation and progressive neurodegeneration. The HIT device uses a spring-based mechanism to propel flies against the wall of a vial, causing mechanical damage to the fly brain. The device is inexpensive and easy to construct, its operation is simple and rapid, and it produces reproducible results. Consequently, the HIT device can be combined with existing experimental tools and techniques for flies to address fundamental questions about TBI that can lead to the development of diagnostics and treatments for TBI. In particular, the HIT device can be used to perform large-scale genetic screens to understand the genetic basis of TBI pathologies.

A Method to Inflict Closed Head Traumatic Brain Injury in Drosophila

Here we describe a method to inflict closed head traumatic brain injury (TBI) in Drosophila. This method provides a gateway to investigate the cellular and molecular mechanisms that underlie TBI pathologies using the vast array of experimental tools and techniques available for flies.

Um Método para infligir Cabeça Fechada Lesão cerebral traumático em<em&gt; Drosophila</em

Traumatic brain injury (TBI) affects millions of people each year, causing impairment of physical, cognitive, and behavioral functions and death. Studies ...

Advanced Diffusion Imaging in The Hippocampus of Rats with Mild Traumatic Brain Injury

Mild traumatic brain injury (mTBI) is the most common type of acquired brain injury. Since patients with traumatic brain injury show a tremendous variability and heterogeneity (age, gender, type of trauma, other possible pathologies, etc.), animal models play a key role in unraveling factors that are limitations in clinical research. They provide a standardized and controlled setting to investigate the biological mechanisms of injury and repair following TBI. However, not all animal models mimic the diffuse and subtle nature of mTBI effectively. For example, the commonly used controlled cortical impact (CCI) and lateral fluid percussion injury (LFPI) models make use of a craniotomy to expose the brain and induce widespread focal trauma, which are not commonly seen in mTBI. Therefore, these experimental models are not valid to mimic mTBI. Thus, an appropriate model should be used to investigate mTBI. The Marmarou weight drop model for rats induces similar microstructural alterations and cognitive impairments as seen in patients who sustain mild trauma; therefore, this model was selected for this protocol. Conventional computed tomography and magnetic resonance imaging (MRI) scans commonly show no damage following a mild injury, because mTBI induces often only subtle and diffuse injuries. With diffusion weighted MRI, it is possible to investigate microstructural properties of brain tissue, which can provide more insight into the microscopic alterations following mild trauma. Therefore, the goal of this study is to obtain quantitative information of a selected region-of-interest (i.e., hippocampus) to follow up disease progression after obtaining a mild and diffuse brain injury.

The overall goal of this procedure is to obtain quantitative microstructural information of the hippocampus in a rat with mild traumatic brain injury. This is done using an advanced diffusion-weighted magnetic resonance imaging protocol and region-of-interest based analysis of parametric diffusion maps.

Imagem latente avançada da difusão no Hippocampus dos ratos com ferimento de cérebro traumático suave

Mild traumatic brain injury (mTBI) is the most common type of acquired brain injury. Since patients with traumatic brain injury show a tremendous ...

Murine Model of Controlled Cortical Impact for the Induction of Traumatic Brain Injury

The Centers for Disease Control and Injury Prevention estimate that almost 2 million people sustain a traumatic brain injury (TBI) every year in the United States. In fact, TBI is a contributing factor to over a third of all injury-related mortality. Nonetheless, the cellular and molecular mechanisms underlying the pathophysiology of TBI are poorly understood. Thus, preclinical models of TBI capable of replicating the injury mechanisms pertinent to TBI in human patients are a critical research need. The controlled cortical impact (CCI) model of TBI utilizes a mechanical device to directly impact the exposed cortex. While no model can full recapitulate the disparate injury patterns and heterogeneous nature of TBI in human patients, CCI is capable of inducing a wide range of clinically applicable TBI. Furthermore, CCI is easily standardized allowing investigators to compare results across experiments as well as across investigative groups. The following protocol is a detailed description of applying a severe CCI with a commercially available impacting device in a murine model of TBI.

Here we describe a protocol for the induction of murine traumatic brain injury via an open-head controlled cortical impact.

Modelo murino de impacto cortical controlado para a indução de traumatismo cranioencefálico

The Centers for Disease Control and Injury Prevention estimate that almost 2 million people sustain a traumatic brain injury (TBI) every year in the ...

Low-intensity Blast Wave Model for Preclinical Assessment of Closed-head Mild Traumatic Brain Injury in Rodents

Traumatic brain injury (TBI) is a large-scale public health problem. Mild TBI is the most prevalent form of neurotrauma and accounts for a large number of medical visits in the United States. There are currently no FDA-approved treatments available for TBI. The increased incidence of military-related, blast-induced TBI further accentuates the urgent need for effective TBI treatments. Therefore, new preclinical TBI animal models that recapitulate aspects of human blast-related TBI will greatly advance the research efforts into the neurobiological and pathophysiological processes underlying mild to moderate TBI as well as the development of novel therapeutic strategies for TBI.
Here we present a reliable, reproducible model for the investigation of the molecular, cellular, and behavioral effects of mild to moderate blast-induced TBI. We describe a step-by-step protocol for closed-head, blast-induced mild TBI in rodents using a bench-top setup consisting of a gas-driven shock tube equipped with piezoelectric pressure sensors to ensure consistent test conditions. The benefits of the setup that we have established are its relative low-cost, ease of installation, ease of use and high-throughput capacity. Further advantages of this non-invasive TBI model include the scalability of the blast peak overpressure and the generation of controlled reproducible outcomes. The reproducibility and relevance of this TBI model has been evaluated in a number of downstream applications, including neurobiological, neuropathological, neurophysiological and behavioral analyses, supporting the use of this model for the characterization of processes underlying the etiology of mild to moderate TBI.

We present here a protocol of a blast wave model for rodents to investigate neurobiological and pathophysiological effects of mild to moderate traumatic brain injury. We established a gas-driven, bench-top setup equipped with pressure sensors allowing for reliable and reproducible generation of blast-induced mild to moderate traumatic brain injury.

Modelo de onda de explosão de baixa intensidade para avaliação pré-clínica de lesão cerebral traumática leve de cabeça fechada em roedores

Traumatic brain injury (TBI) is a large-scale public health problem. Mild TBI is the most prevalent form of neurotrauma and accounts for a large number of ...

Assessing Changes in Synaptic Plasticity Using an Awake Closed-Head Injury Model of Mild Traumatic Brain Injury

Mild traumatic brain injuries (mTBIs) are a prevalent health issue in North America. There is increasing pressure to utilize ecologically valid models of closed-head mTBI in the preclinical setting to increase translatability to the clinical population. The awake closed-headed injury (ACHI) model uses a modified controlled cortical impactor to deliver closed-headed injury, inducing clinically relevant behavioral deficits without the need for a craniotomy or the use of an anesthetic.
This technique does not normally induce fatalities, skull fractures, or brain bleeds, and is more consistent with being a mild injury. Indeed, the mild nature of the ACHI procedure makes it ideal for studies investigating repetitive mTBI (r-mTBI). Growing evidence indicates that r-mTBI can result in a cumulative injury that produces behavioral symptoms, neuropathological changes, and neurodegeneration. r-mTBI is common in youths playing sports, and these injuries occur during a period of robust synaptic reorganization and myelination, making the younger population particularly vulnerable to the long-term influences of r-mTBI.
Further, r-mTBI occurs in cases of intimate partner violence, a condition for which there are few objective screening measures. In these experiments, synaptic function was assessed in the hippocampus in juvenile rats that had experienced r-mTBI using the ACHI model. Following the injuries, a tissue slicer was utilized to make hippocampal slices to evaluate bidirectional synaptic plasticity in the hippocampus at either 1 or 7 days following the r-mTBI. Overall, the ACHI model provides researchers with an ecologically valid model to study changes in synaptic plasticity following mTBI and r-mTBI.

Here, it is demonstrated how an awake closed-head injury model can be used for examining the effects of repeated mild traumatic brain injury (r-mTBI) on synaptic plasticity in the hippocampus. The model replicates important features of r-mTBI in patients and is used in conjunction with in vitro electrophysiology.

Avaliação das Alterações na Plasticidade Sináptica Utilizando um Modelo de Traumatismo Cranioencefálico Leve

Mild traumatic brain injuries (mTBIs) are a prevalent health issue in North America. There is increasing pressure to utilize ecologically valid models of ...

Validando a resposta a lesões e avaliações comportamentais em um modelo de rato mTBI

Rat Model of Closed-Head Mild Traumatic Injury and its Validation

Animal models are crucial for advancing our understanding of mild traumatic brain injury (mTBI) and guiding clinical research. To achieve meaningful insights, developing a stable and reproducible animal model is essential. In this study, we report a detailed description of a closed-head mTBI model and a representative validation method using Sprague-Dawley rats to verify the modeling effect. The model involves dropping a 550 g mass weight from a height of 100 cm directly onto the head of a rat on a destructible surface, followed by a 180-degree turn. To assess the injury, rats underwent a series of neurobehavioral assessments 10 min post-injury, including time of loss of consciousness, first seeking-behavior time, escape ability, and beam balance ability test. During the acute and subacute stages following the injury, behavioral tests were conducted to assess motor coordination ability (Beam task), anxiety (Open Field test), and learning and memory abilities (Morris Water Maze test). The closed-head mTBI model produced a consistent injury response with minimal mortality and replicated real-life situations. The validation method effectively verified the model development and ensured the stability and consistency of the model.

Autor em destaque: Avançando na pesquisa de lesões cerebrais traumáticas - um modelo de cabeça fechada para replicação precisa e avaliação rápida 

Here, we present a closed-head mild traumatic brain injury (mTBI) rat model and its validation exhibiting remarkable similarity to human mTBI concerning behavioral manifestations during the acute and subacute stages.

Modelo de Lesão Traumática Leve de Cabeça Fechada em Rato e sua Validação

Animal models are crucial for advancing our understanding of mild traumatic brain injury (mTBI) and guiding clinical research. To achieve meaningful ...

Indução de rmTBI em camundongos por meio de um método de lesão de cabeça fechada

Modified Mouse Model of Repetitive Mild Traumatic Brain Injury Incorporating Thinned-Skull Window and Fluid Percussion

Mild traumatic brain injury is a clinically highly heterogeneous neurological disorder. Highly reproducible traumatic brain injury (TBI) animal models with well-defined pathologies are urgently needed for studying the mechanisms of neuropathology after mild TBI and testing therapeutics. Replicating the entire sequelae of TBI in animal models has proven to be a challenge. Therefore, the availability of multiple animal models of TBI is necessary to account for the diverse aspects and severities seen in TBI patients. CHI is one of the most common methods for fabricating rodent models of rmTBI. However, this method is susceptible to many factors, including the impact method used, the thickness and shape of the skull bone, animal apnea, and the type of head support and immobilization utilized. The aim of this protocol is to demonstrate a combination of the thinned-skull window and fluid percussion injury (FPI) methods to produce a precise mouse model of CHI-associated rmTBI. The primary objective of this protocol is to minimize factors that could impact the accuracy and consistency of CHI and FPI modeling, including skull bone thickness, shape, and head support. By utilizing a thinned-skull window method, potential inflammation due to craniotomy and FPI is minimized, resulting in an improved mouse model that replicates the clinical features observed in patients with mild TBI. Results from behavior and histological analysis using hematoxylin and eosin (HE) staining suggest that rmTBI can lead to a cumulative injury that produces changes in both behavior and gross morphology of the brain. Overall, the modified CHI-associated rmTBI presents a useful tool for researchers to explore the underlying mechanisms that contribute to focal and diffuse pathophysiological changes in rmTBI.

Autor em destaque: Otimizando modelos de roedores para investigar os mecanismos e reabilitação em lesões cerebrais traumáticas leves repetidas

This protocol presents a modified mouse model of repetitive mild traumatic brain injury (rmTBI) induced via a closed-head injury (CHI) method. The approach features a thinned-skull window and fluid percussion to reduce the inflammation commonly caused by meninges exposure, along with improved reproducibility and accuracy in modeling rmTBI in rodents.

Modelo de camundongo modificado de lesão cerebral traumática leve repetitiva incorporando janela de crânio afinado e percussão fluida

Mild traumatic brain injury is a clinically highly heterogeneous neurological disorder. Highly reproducible traumatic brain injury (TBI) animal models ...