JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Способы выделения и подготовки дрозофилы яичек образцов (жить и фиксированной) для работы с изображениями на фазе контраста и флуоресцентной микроскопии описаны здесь.

Аннотация

Дрозофилы является мощным модель системы, которая широко используется для выяснения различных биологических процессов. Например, исследования обоих женского и мужских половых линий дрозофилы внесли большой вклад в современное понимание мейоза, а также биологии стволовых клеток. Отлично протоколы доступны в литературе для выделения и визуализации Drosophila яичников и яичек 3-12. При этом методы вскрытия и подготовки дрозофилы яичек для микроскопического анализа описаны с сопровождающим видео демонстрации. Протокол для выделения семенников из брюшной полости взрослых мужчин и подготовки слайды живой ткани для анализа с помощью фазово-контрастной микроскопии, а в качестве протокола для фиксации и иммунного окрашивания яички для анализа с помощью флуоресцентной микроскопии представлены. Эти методы могут быть применены в характеристике Drosophila мутантов, которые обладают Dвидеоэффекты в сперматогенеза, а также в визуализации внутриклеточных локализаций белков.

Введение

Drosophila яички являются идеальным модельной системой для изучения многих биологических процессов, включая регуляцию стволовых клеток, мейоза и развития сперматозоидов 13-18. В сперматоциты и их мейотические шпиндели большие и, следовательно, удобным для цитологического анализа и расслабленной контрольно-пропускные пункты клеточного цикла во время сперматогенеза облегчить изучение мутаций в генов клеточного цикла. Различные типы клеток можно наблюдать в упорядоченной прогрессии по длине яичек, и любое нарушение сперматогенеза может привести к изменениям в этой общей договоренности. Эти характеристики в сочетании с Drosophila генетических инструментов способствовали мутационный анализ сперматогенеза 21-23.

Этапы Drosophila сперматогенеза были четко определены. Клетках зародышевой линии, которые развиваются синхронно в кисты прогрессировать последовательно через стадии сперматогенеза по длине яичка. Во время бого митотического и мейотических подразделений мужских половых клеток, цитокинез происходит не полностью, так что дочерние клетки остаются соединены цитоплазматическими мостиками, известных как кольцевых каналов (рис. 1). Верхушечный верхушка яичка содержит население зародышевой линии стволовых клеток, который дает начало сперматогониальных клеток, которые подвергаются четыре митотических делений с неполной цитокинезе генерировать 16-клеточные кисты первичных сперматоцитах. После премейотической S фазе, сперматоциты введите G2, длительный период роста ~ 90 час, в течение которого увеличивается сотовой объем ~ 25 раз. Прогрессирование через мейоза I и мейоз II приводит к образованию 32-клеточных кист средних сперматоцитах и ​​64-клеточных кист гаплоидных сперматидах, соответственно. Незрелые, круглые сперматиды проходят обширные сотовой ремоделирования сформировать зрелые сперматозоиды. После мейоза клетки, в частности пучки удлинения и зрелые сперматиды, занимают большую часть объема яичка.

Тон успешно транспорт функциональной спермы в женских мух требует координации между различными частями мужской репродуктивной системы, которая состоит из нескольких парных структур (яичек, семенных пузырьков, и придаточных желез) и одной эякуляции протока (рис. 2). Сперматозоиды производятся в яичках и хранятся в семенных пузырьков, пока совокупления 24. Акцессорные железы содержат секреторные клетки, которые производят семенной жидкости. Сперма миграции из семенных пузырьков смешиваются с семенной жидкости внутри эякуляции канал, который соединен с обеих семенных пузырьков и придаточных желез. Эта смесь спермы и семенной жидкости, в конечном счете откачивают из самца во влагалище самки летать через эякуляции лампы, расположенной на заднем конце охватываемой части живота 25. Белки в пределах семенной жидкости имеют важное значение для длительного хранения спермы в специализированных органов, известных как сперматеки в респroductive тракт Drosophila женщин 26.

Отличные методы изоляции дрозофилы яичек и визуализации клеток на разных стадиях сперматогенеза доступны в научной литературе 3-12. Здесь мы добавить к этому совокупность знаний, представляя примеры этих протоколов с сопровождающим видео демонстрации. Протокол для подготовки проб живые яичек для фазово-контрастной микроскопии основан на описанным ранее методом 27. Протокол формальдегида фиксации и иммунным окрашиванием семенников также основано на ранее описанного метода 28. Подходы, описанные здесь, были использованы во многих исследованиях Drosophila сперматогенеза (например, для оценки роли динеина, микротрубочек двигатель минус-конец-направленный, в течение Drosophila сперматогенеза).

В дополнение к основным протоколов, предложения предусмотрены для varyinг рассечение с целью обогащения для сперматогониев, сперматоцитах или зрелой спермы. Различные методы обработки яички такие, что кисты либо остаются нетронутыми или нарушается по мере необходимости описаны. Преимущество использования Drosophila яички в качестве модельной системы является то, что, по сравнению с Drosophila ооцитов и эмбрионов, антитела и красители могут легко проникают в клетки после их разгона от семенников, и незначительное промывание требуется, таким образом, протоколы могут быть выполнены в относительно короткое время.

протокол

1. Семенники Рассечение

  1. Обезболить мух в бутылку или флакон с помощью потока СО 2 и трансфер в лету площадку.
  2. Сортировать летает под микроскопом рассекает используя маленькую кисть, и собрать соответствующее количество (в зависимости от эксперимента) от дрозофилы самцов желаемых генотипов. Молодые самцы (0-2 дней) идеально подходят для изучения клеток по всему ранних стадиях сперматогенеза (например сперматогенов, сперматоциты, и в начале пост-мейотические сперматид), в то время как немного старшего мужчины (2-5 дней) идеально подходят для изучения клеток в завершающей стадии сперматогенеза (в частности, созревают сперматозоиды).
  3. С помощью щипцов для удаления крыльев друг от летать (чтобы предотвратить мух от плавающих в жидкости при вскрытии).
  4. Добавить ~ 500 мл фосфатно-солевом буфере (130 мМ NaCl, 7 мМ Na 2 HPO 4, 3 мМ NaH 2 PO 4; PBS) в капле к силиконовым покрытием рассечение блюдо начерный фон. Другие водные растворы были успешно использованы для яичек вскрытия 3.
  5. Точка щипцы к передней части лету, понять его грудной клетки, и погрузите его в капле PBS. При просмотре через вскрытии микроскопом, использовать другую пару щипцов для тяните наружных половых органов (темно-коричневый, расположенный на заднем конце вентральной брюшной полости) кзади, пока она не отделяется от живота. В большинстве случаев, яички, семенные пузырьки и аксессуары железы будет удалена из брюшной полости вместе с наружных половых органов, а если нет, вставить одну пару щипцов в брюшную полость и дразнить яички.
  6. Отдельные яички из аксессуаров железы и наружных половых органов с помощью двух пар щипцов в капле PBS (рис. 2). Семенники дикого типа легко отличить от соседних белых тканей их желтого цвета. Немедленно приступить к шагу 2.
  7. Для выделения яички от pharate мужчин (I.. Э заключен в куколки случае), дополнительный шаг первым должен быть выполнен, что включает в себя удаление муху из куколки случае; этот шаг был описан ранее в другом месте 31. Продолжайте вскрытия, как и для взрослых семенников, начиная с шага 1.2.
  8. Для выделения яички от личинок самцов, выполнить модификацию протокола для изоляции дрозофилы личинок яичников 32. Вкратце, мужской личинки можно отличить от женского личинок наличием пары крупными, овальными структур (личинки яичек), встроенных в задней трети жира тела. Для выделения личинок яички, частично содрать открыть мужской личинку, чтобы изолировать семенники и окружающий жира тела из брюшной полости, как описано для выделения личинок яичников. Немедленно перейти к шагу 2 протокола, описанного здесь, яички позже могут быть удалены из жирового тела непосредственно перед монтажом (шаги 2,3 или 3,14), как описано в яичниках 32.

2. Подготовка образцов и Живая съемка

  1. Используйте пару щипцов осторожно положите 2-3 пары семенников в капле 4-5 мл PBS на квадратной покровным стеклом. Отметим, что отношение числа яичек в объеме PBS может нуждаться в корректировке: слишком много жидкости будет предотвратить клетки от распространения должным образом, когда сжато, в то время как слишком мало жидкости вызовет клетки лопнуть, когда раздавленный. Дополнительно: Использование силиконизированный крышка скользит минимизировать приверженность ткани для покрытия скольжение в п. 3.2.
  2. Используйте пару щипцов, чтобы разорвать каждого яичка в соответствующем положении так, чтобы максимизировать присутствие желательных типов зародышевой линии клеток в подготовке (обратите внимание, что содержимое яичка будет в основном выход из разорванной области на слайде во время деформируя шаг.) Для обогащения для сперматогониев и сперматоцитах, рвать открыть яичка, прилегающей к вершинной наконечником (уровень 1, рис. 2В). Для обогащения для сперматоцитах и ​​сперматид, слезоточивый открыть яичка в позition слегка базальная до уровня 1 (уровень 2, рис. 2В). Для обогащения для более зрелых половых клетках, оторвать открытый яичко ближе туда, где кривизна начинается (уровень 3, рис. 2б).
  3. Аккуратно поместите предметное стекло микроскопа над покровным раздавить яички; не оказывать давление вручную, так как вес одной только покровным достаточно для получения правильно сжатую образец. Старайтесь избегать образования пузырьков. Дополнительно: Использование поли-L-лизин покрытием предметные стекла способствовать присоединению ткани скользить в шаге 3.2.
  4. Немедленно Используйте подготовку (в идеале в течение 15 мин подготовки), чтобы наблюдать живые клетки на фазово-контрастной микроскопии; для трансгенных мух с выражением флуоресцентно меченых белков в яичках, живые клетки могут быть рассмотрены с помощью флуоресцентной микроскопии на этом шаге. С другой стороны, продолжить фиксации и окрашивания антител (протокол 3).
  5. Аккуратно фитиль лишнюю жидкость из-под покровного стекла с использованием очистки жIPE чтобы уплощение подготовки до зародышевые клетки не будут ясно в фокусе.

3. Формальдегид Фиксация и антител Окрашивание

  1. Привязать заморозить каждый слайд, содержащий раздавленные яички (от протокола 2) с помощью пары металлических щипцов, чтобы погрузить его кратко в жидком азоте (до жидкого азота не остановится пузырьков).
  2. Снимите покровное немедленно используя лезвие бритвы.
  3. Использование металлических щипцов для передачи слайды в prechilled стекло стойки, заполненной ледяной 95% этанола (спектрофотометрический класса, свободный от метанола). Хранить при -20 ° С в течение 10 мин.
  4. Использование металлических щипцов для передачи слайды предметное стекло стойки, заполненной 4% формальдегидом в PBS плюс 0,1% Тритон Х-100 (PBS-T). Хранить при комнатной температуре в течение 7 мин.
  5. Используйте металлические щипцы, чтобы передать слайды предметное стекло стойки, заполненной PBS. Промыть слайдов в PBS в течение 5 мин при комнатной температуре. Повторите 1x. Выполните все моет путем отбрасывания решение в стекло стойки ( Т.е.. путем заливки его) и замена свежим раствором.
  6. Отменить PBS и погружают слайдов в PBS-T в течение 30 мин при комнатной температуре к проницаемыми клеточные мембраны.
  7. Промыть слайдов в PBS в течение 5 мин при комнатной температуре. Повторите 2 раза.
  8. Шаг (не обязательно) Блокировка: Погрузитесь слайдов в PBS плюс 1% BSA в течение 45 мин при комнатной температуре.
  9. Используйте гидрофобный барьер перо, чтобы нарисовать круг на слайде вокруг раздавленной ткани (легко видимой на глаз), чтобы ограничить решения антител (добавлены с шагом 3,9 и 3,11). Ткань должна быть влажной все время при выполнении иммуноокрашивания.
  10. Добавить 30-40 мл первичного антитела (разбавленный в PBS-T, 1:400 до 1:50 в зависимости от антитела) в ткани внутри круга. Если блокирования проводили, развести первичного антитела в PBS-T плюс 1% BSA. Анти-гамма-тубулина антитела (для окрашивания центросомах на рисунке 4) разбавляли 1:100. Выдержите во влажной, темной камере (закрытый пластиковой коробке например.с влажных бумажных полотенец) в течение 2 ч при комнатной температуре или в течение ночи при 4 ° С.
  11. Промыть слайдов в PBS в течение 5 мин при 3x комнатной температуры. Если блокирование была выполнена, мыть дважды в PBS-T и один раз в PBS (5 мин при комнатной температуре каждого).
  12. Добавить 30-40 мл флуорофора, конъюгированным вторичным антителом (разбавленного 1:400 в PBS) в ткани и инкубируют в темноте в течение 1-2 часов при комнатной температуре.
  13. Промыть слайдов в PBS в течение 5 мин при комнатной температуре. Повторите 2 раза.
  14. Добавить 30-40 мл раствора DAPI (0,2 мг / мл в PBS) в ткани в окружности.
  15. Аккуратно поместите покровным стеклом над ткани, избегая образования пузырьков. Если пузырьки воздуха должны появиться, тщательно передвигаться по покровным не разрушая сквош пока пузырьки вырваться из сторон покровным.
  16. Используйте протирайте чтобы уничтожить излишки DAPI от краев слайда.
  17. Закройте крышку скольжения на слайд с использованием четких лак для ногтей.
  18. Используйте этот препаратв течение следующих 3-4 часов, чтобы просмотреть, иммуноокрашиванию клетки флуоресцентной микроскопии. Для более длительного хранения слайдов (до, по крайней мере нескольких недель), используйте на основе глицерина трудно смонтировать носитель с DAPI и хранить слайды при -20 ˚ C.
  19. С другой стороны, закрепить образцы в метаноле вместо формальдегида (в зависимости от антигена). После завершения всего протокол через шаг 3.2, погрузиться слайды раздавленных яичек в метаноле в течение 10 мин при -20 ° С и перейдите к шагу 3.5 и далее.

Результаты

Пример правильно расчлененного пары дрозофилы мужских половых органов показано на рисунке 2А. Семенники удалены из брюшной полости взрослого мужского лету, как правило, прилагается к эякуляции протока (коричневый, рис. 2А ") и парой придаточных желез (зеленый,

Обсуждение

Хотя яички мух дикого типа могут быть легко идентифицированы за счет их желтого цвета (в отличие соседних белых тканей), яички белых мутантных мух белые и таким образом может иногда путать с кишечнике. Большинство трансгенных линий, которые обычно в белом фоне, также есть белы?...

Раскрытие информации

Авторы заявляют, что они не имеют конкурирующие финансовые интересы.

Благодарности

Авторы хотели бы поблагодарить Майкла Андерсона для установления в лаборатории Ли эти принятые методы изучения сперматогенез с экспертным советом из Карен Хейлзом. Х. Ода и Y. Акияма-Ода любезно предоставили γ-тубулина-GFP летать запас. Эта работа была поддержана грантом NIH R01 в LAL (GM074044).

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
SylgardWorld Precision InstrumentsSYLG184Two-part silicon elastomer for making silicone-coated dissection dish from Kimax Petri dish
PAP penFisher ScientificNC9888126Ted Pella #22309
Clear nail protectorWet n Wild7780235001
ProLong Gold Antifade Reagent with DAPILife TechnologiesP36931
Mouse anti-gamma-tubulin antibody (clone GTU-88)Sigma-AldrichT6557
Cy3-AffiniPure Goat Anti-Mouse IgG Jackson ImmunoResearch115-165-003
Triton X-100Fisher ScientificBP151-100
EthanolFisher ScientificAC61511-0040
MethanolFisher ScientificA412-4
16% FormaldehydeThermo Fisher Scientific28908
SigmacoteSigma-AldrichSL2Use according to manufacturer's directions to siliconize cover slips
DAPISigma-AldrichD-95420.5 mg/ml in 75% ethanol; store at -20 °C
NaClResearch Products International Corp.S23020
Na2HPO4Sigma-AldrichS9763
NaH2PO4Sigma-AldrichS0751
Kimwipes delicate task wipersFisher ScientificS47299
BSAResearch Products International Corp.A30075Molecular biology grade
Glass Coplin staining jar, screw capElectron Microscopy Sciences70315
Single frosted microscope slidesCorning2948-75X25
Poly-L-lysine coated microscope slidesPolysciences, Inc.22247-1Optional (to replace untreated microscope slides )
Square cover glassCorning2865-22
Razor bladesFisher Scientific12-640
Kimax Petri dishFisher ScientificS31473Kimble #23060 10015 EMD
ForcepsDumont52100-51SPattern 5 INOX
Stemi 2000-CS stereoscopeCarl Zeiss
Eclipse 80iNikon
Plan-Fluor 40X objectiveNikon
AxiophotCarl Zeiss
Plan-Neofluar Ph2 40X objectiveCarl Zeiss

Ссылки

  1. McKim, K. S., Joyce, E. F., Jang, J. K. Cytological analysis of meiosis in fixed Drosophila ovaries. Methods Mol. Biol. 558, 197-216 (2009).
  2. Weil, T. T., Parton, R. M., Davis, I. Preparing individual Drosophila egg chambers for live imaging. J. Vis. Exp. , (2012).
  3. Bonaccorsi, S., Giansanti, M. G., Cenci, G., Gatti, M., Sullivan, W., Ashburner, M., Hawley, R. S. . Drosophila Protocols. , 87-109 (2000).
  4. Bonaccorsi, S., Giansanti, M. G., Cenci, G., Gatti, M. Immunostaining of Drosophila testes. Cold Spring Harb. Protoc.. 2011, 1273-1275 (2011).
  5. Bonaccorsi, S., Giansanti, M. G., Cenci, G., Gatti, M. Methanol-acetone fixation of Drosophila testes. Cold Spring Harb. Protoc.. 2011, 1270-1272 (2011).
  6. Bonaccorsi, S., Giansanti, M. G., Cenci, G., Gatti, M. Preparation of live testis squashes in Drosophila. Cold Spring Harb. Protoc.. 2011, (2011).
  7. Bonaccorsi, S., Giansanti, M. G., Cenci, G., Gatti, M. Formaldehyde fixation of Drosophila testes. Cold Spring Harb. Protoc.. 2012, (2012).
  8. Bonaccorsi, S., Giansanti, M. G., Cenci, G., Gatti, M. Paraformaldehyde fixation of Drosophila testes. Cold Spring Harb. Protoc.. 2012, 102-104 (2012).
  9. Bonaccorsi, S., Giansanti, M. G., Cenci, G., Gatti, M. F-actin staining of Drosophila testes. Cold Spring Harb. Protoc.. 2012, 105-106 (2012).
  10. Kibanov, M. V., Kotov, A. A., Olenina, L. V. Multicolor fluorescence imaging of whole-mount Drosophila testes for studying spermatogenesis. Anal. Biochem. 436, 55-64 (2013).
  11. Singh, S. R., Hou, S. X. Immunohistological techniques for studying the Drosophila male germline stem cell. Methods Mol. Biol. 450, 45-59 (2008).
  12. Zamore, P. D., Ma, S. Isolation of Drosophila melanogaster Testes. J. Vis. Exp. (2641), (2011).
  13. de Cuevas, M., Matunis, E. L. The stem cell niche: lessons from the Drosophila testis. Development. 138, 2861-2869 (2011).
  14. Fabian, L., Brill, J. A. Drosophila spermiogenesis: Big things come from little packages. Spermatogenesis. 2, 197-212 (2012).
  15. Giansanti, M. G., Sechi, S., Frappaolo, A., Belloni, G., Piergentili, R. Cytokinesis in Drosophila male meiosis. Spermatogenesis. 2, 185-196 (2012).
  16. Matunis, E. L., Stine, R. R., de Cuevas, M. Recent advances in Drosophila male germline stem cell biology. Spermatogenesis. 2, 137-144 (2012).
  17. McKee, B. D., Yan, R., Tsai, J. H. Meiosis in male Drosophila. Spermatogenesis. 2, 167-184 (2012).
  18. Zoller, R., Schulz, C. The Drosophila cyst stem cell lineage: Partners behind the scenes. Spermatogenesis. 2, 145-157 (2012).
  19. Cenci, G., Bonaccorsi, S., Pisano, C., Verni, F., Gatti, M. Chromatin and microtubule organization during premeiotic, meiotic and early postmeiotic stages of Drosophila melanogaster spermatogenesis. J. Cell Sci.. 107, 3521-3534 (1994).
  20. Rebollo, E., Gonzalez, C. Visualizing the spindle checkpoint in Drosophila spermatocytes. EMBO Rep. 1, 65-70 (2000).
  21. Castrillon, D. H., et al. Toward a molecular genetic analysis of spermatogenesis in Drosophila melanogaster: characterization of male-sterile mutants generated by single P element mutagenesis. Genetics. 135, 489-505 (1993).
  22. Giansanti, M. G., et al. Genetic dissection of meiotic cytokinesis in Drosophila males. Mol. Biol. Cell. 15, 2509-2522 (2004).
  23. Wakimoto, B. T., Lindsley, D. L., Herrera, C. Toward a comprehensive genetic analysis of male fertility in Drosophila melanogaster. Genetics. 167, 207-216 (2004).
  24. Fuller, M. T., Bate, M., Martinez-Arias, A. . The Development of Drosophila melanogaster. , 71-147 (1993).
  25. Wolfner, M. F. Tokens of love: functions and regulation of Drosophila male accessory gland products. Insect Biochem. Mol. Biol. 27, 179-192 (1997).
  26. Tram, U., Wolfner, M. F. Male seminal fluid proteins are essential for sperm storage in Drosophila melanogaster. Genetics. 153, 837-844 (1999).
  27. Kemphues, K. J., Raff, E. C., Raff, R. A., Kaufman, T. C. Mutation in a testis-specific beta-tubulin in Drosophila: analysis of its effects on meiosis and map location of the gene. Cell. 21, 445-451 (1980).
  28. Gunsalus, K. C., et al. Mutations in twinstar, a Drosophila gene encoding a cofilin/ADF homologue, result in defects in centrosome migration and cytokinesis. J. Cell Biol. 131, 1243-1259 (1995).
  29. Anderson, M. A., et al. Asunder is a critical regulator of dynein-dynactin localization during Drosophila spermatogenesis. Mol. Biol. Cell. 20, 2709-2721 (2009).
  30. Sitaram, P., Anderson, M. A., Jodoin, J. N., Lee, E., Lee, L. A. Regulation of dynein localization and centrosome positioning by Lis-1 and asunder during Drosophila spermatogenesis. Development. 139, 2945-2954 (2012).
  31. Martins, A. R., Machado, P., Callaini, G., Bettencourt-Dias, M. Microscopy methods for the study of centriole biogenesis and function in Drosophila. Methods in cell biology. 97, 223-242 (2010).
  32. Maimon, I., Gilboa, L. Dissection and staining of Drosophila larval ovaries. J. Vis. Exp. (10), (2011).
  33. Gonzalez, C., Casal, J., Ripoll, P. Relationship between chromosome content and nuclear diameter in early spermatids of Drosophila melanogaster. Genet. Res. 54, 205-212 (1989).
  34. Liebrich, W. The effects of cytochalasin B and colchicine on the morphogenesis of mitochondria in Drosophila hydei during meiosis and early spermiogenesis. An in vitro study. Cell Tissue. Res. 224, 161-168 (1982).
  35. Wong, R., et al. PIP2 hydrolysis and calcium release are required for cytokinesis in Drosophila spermatocytes. Curr. Biol. 15, 1401-1406 (2005).
  36. Brand, A. H., Perrimon, N. Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes. Development. 118, 401-415 (1993).
  37. White-Cooper, H. Tissue cell type and stage-specific ectopic gene expression and RNAi induction in the Drosophila testis. Spermatogenesis. 2, 11-22 (2012).
  38. Rebollo, E., Llamazares, S., Reina, J., Gonzalez, C. Contribution of noncentrosomal microtubules to spindle assembly in Drosophila spermatocytes. PLoS Biol. 2, (2004).
  39. Cheng, J., Hunt, A. J. Time-lapse live imaging of stem cells in Drosophila testis. Curr. Protoc. Stem Cell. Biol.. 2, 10-1002 (2009).
  40. Sheng, X. R., Matunis, E. Live imaging of the Drosophila spermatogonial stem cell niche reveals novel mechanisms regulating germline stem cell output. Development. 138, 3367-3376 (2011).
  41. Belloni, G., et al. Mutations in Cog7 affect Golgi structure, meiotic cytokinesis and sperm development during Drosophila spermatogenesis. J. Cell Sci. 125, 5441-5452 (2012).
  42. Moon, S., Cho, B., Min, S. H., Lee, D., Chung, Y. D. The THO complex is required for nucleolar integrity in Drosophila spermatocytes. Development. 138, 3835-3845 (2011).
  43. Wang, Z., Mann, R. S. Requirement for two nearly identical TGIF-related homeobox genes in Drosophila spermatogenesis. Development. 130, 2853-2865 (2003).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

83

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены