JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Мы предоставляем обобщенных протокол, основанный на стратегии microfluidic подложке для инженерных microfibrous сосудистого русла, где тип средней ячейки можно далее посеяны в интерстициального пространства этой microfibrous структуры для создания васкуляризированной ткани и organoids.

Аннотация

Инженерные васкуляризированной ткани конструкций и organoids был исторически сложной. Здесь мы описываем Роман метод, основанный на подложке microfluidic для генерации леску с многослойных переплетением гидрогеля микроволокна. Для достижения гладкой подложке, печатающая головка microfluidic ядро оболочка, содержащий составной bioink формулировка, штампованный из основного потока и решение сшивки, перевозимых оболочка потока, был разработан и установлен на bioprinter. Смешивая желатин methacryloyl (GelMA) с альгинат, полисахарид, который подвергается мгновенной ионных сшивки в присутствии из выберите двухвалентной ионов, следуют вторичных photocrosslinking компонента GelMA для достижения постоянного стабилизации, microfibrous леску можно получить с помощью этой стратегии подложке. Главное эндотелиальные клетки, инкапсулированным микроволокна bioprinted могут образовывать люмен как структуры, напоминающие сосудистую культуры в течение 16 дней. Эндотелизированных microfibrous лески может далее использоваться как сосудистого русла построить васкуляризированной ткани через последующие посев средней ячейки типа в интерстициального пространства микроволокна. Microfluidic подложке обеспечивает обобщенный стратегию в удобном инженерии васкуляризированной тканей с высокой точностью.

Введение

Ткани инженерных задач для создания функциональных тканей заменителей, которые могут быть использованы для замены, восстановления или увеличения раненых или больных в человеческом теле1,2,3,4, часто через сочетание типов желаемого клеток, биоактивных молекул5,6и биоматериалов7,8,9,10. Совсем недавно ткани инженерных технологий все чаще приняты также сформировать в vitro тканей и органов модели, которые имитируют важные функции их в vivo коллег, для приложений, таких как разработки лекарственных средств, в замене обычных чрезмерно упрощенной плоских клеток культур11,12,13,14,,1516,17,18,19. В обеих ситуациях способность резюмировать комплекс микроархитектуры и иерархической структуры тканей человека имеет решающее значение в функции инженерии тканей10, и в частности, способы интегрировать сосудистой сети в инженерии тканей являются спроса, поскольку васкуляризации представляет собой одну из наиболее серьезных проблем на поле20,21,22,23.

На сегодняшний день, в этом отношении в попытке создания структур кровеносный сосуд в инженерии тканей конструкции с различной степенью успеха8разработаны различные подходы. К примеру, самостоятельной сборки эндотелиальных клеток позволяет для поколения микрососудистой сети24; Доставка ангиогенных факторов роста вызывает устойчивый неоваскуляризация25,26; Использование сосудистой прогениторных клеток и pericytes облегчает рост эндотелиальных клеток и Ассамблеи24,27; Проектирование эшафот свойства позволяет точное модуляции васкуляризации28,29; и ячейки листа технология позволяет удобно манипуляции сосудистой наслаивать30. Тем не менее эти стратегии не наделяют возможность контроля пространственной патронирования сосудистую, часто приводит к случайному распределению кровеносных сосудов в конструкцию инженерии тканей и, таким образом, ограниченный воспроизводимость. В течение последних нескольких лет подложке стало включение технологий, направленных на решение таких проблем, из-за их беспрецедентной универсальности депонирования сложные ткани моделей высокая точность и воспроизводимость в автоматических или полуавтоматических образом по31,,3233класс. Жертвенный подложке34,,3536,37,38, внедренные подложке39,40,41и полой структуры подложке/biofabrication42,43,44,45,46,47,48,49,50,51,52,53 имеют все продемонстрировал осуществимость создания сосудистой или васкуляризированной тканей.

Кроме того недавно была разработана стратегия microfluidic подложке для изготовления microfibrous леса, где гибрид bioink состоит из альгината и желатин methacryloyl (GelMA) был доставлен через ядро концентрических печатающей головки и раствором хлористого кальция (2CaCl) была проведена через оболочка потока печатающей головки54,55. Ко-экструзия двух потоков, допускается для немедленного физической сшивки альгината компонента для включения формирования из микрофибры, в то время как последующие photocrosslinking обеспечивает постоянное стабилизации многослойных microfibrous леску. Следует отметить размножаться и перейти к периферии микроволокна, предполагая люмен как структуры, которые передразнил сосудистого русла,5455были найдены эндотелиальных клеток, инкапсулируются в bioprinted микроволокна. Эти bioprinted, эндотелизированных сосудистая кровати может быть впоследствии заполнена с желаемой типов средних клеток для дальнейшего построения васкуляризированной тканей55. Таким образом, этот протокол обеспечивает подробную процедуру такой стратегии подложке microfluidic включена по концентрической сопла дизайна, который обеспечивает удобное изготовление васкуляризированной тканей для потенциальных приложений в тканевой инженерии и органоид моделирования.

протокол

Cardiomyocytes новорожденных крыс, используемые в настоящем протоколе были изолированы от 2-дневных Sprague-Dawley крыс после устоявшиеся процедуры56 утвержденных институциональный уход животных и использования Комитетом на Бригама и женской больнице.

1. измерительные приборы Bioprinter

  1. Вставьте меньший тупой иглой (например, 27 G, 1 дюйм) как ядро в центре более тупой иглой (например, 18 G, ½ дюйма) как оболочка для создания двойн слоя, концентрические microfluidic печатающей головки; Убедитесь, что слегка выступающими иглы ядро (~ 1 мм) больше, чем внешней оболочки (рис. 1А). Выравнивание обычно настраивается вручную, но при необходимости прокладки надлежащих размеров можно височно зажатой между внутренней и наружной иглы на кончик и ствол стороны оказать концентрических выравнивание. Уплотнение junction бочки с эпоксидным клеем и удалите распорные детали соответствие со стороны подсказка, когда это применимо.
  2. Вставьте другой иглы (23G) в ствол Центральной иглы в обратном направлении.  Затем создать отверстие на стороне ствола внешних иглы и вставьте металлический разъем соответствующего размера в отверстие, после запечатывания с эпоксидным клеем.
  3. Подключение отверстия печатающей головки для двухканальной шприцевый насос для инъекций bioink и сшивки решения, индивидуально, через две трубы ПВХ. Смонтируйте экструдера на голову bioprinter, используя пластиковый держатель из poly(methyl methacrylate) (PMMA).
    Примечание: Bioprinter выбор зависит от наличия. В нашем случае мы успешно протестировали эту установку на нескольких коммерчески доступных bioprinters. Однако любой bioprinter, что функции x-y-z моторизованного столика должна в принципе, включить интеграцию этой microfluidic печатающей головки.

2. подложке Microfibrous сосудистого русла

  1. Сделать bioink, используя смесь альгината (4 w/v%, низкой вязкости), желатин methacryloyl (GelMA, w/v% 1-2)57,58и фотоинициатора Irgacure 2959 (0,2 - 0,5 wt.%) растворяют в 25 мм 2-[4-(2-hydroxyethyl) piperazin-1-ил] этана перфтороктановой сульфоновой кислоты (HEPES буфера, рН 7,4) содержащий 10 vol.% плода бычьим сывороточным (ФБС).
  2. Сделайте раствор 0,3 М CaCl2 в HEPES буфер, содержащий 10 vol.% FBS как сшивки несущей жидкости.
  3. Непосредственно перед подложке отделить человека пупочную вену эндотелиальных клеток (HUVECs) из колбы, используя лечение трипсином 0,05 w/v% для 5-10 мин и Ресуспензируйте клетки в bioink в концентрации 5-10 × 106 клеток/мл. Пипетка подвеска медленно от 5 до 10 раз обеспечить равномерное распределение.
  4. Начало впрыска жидкости bioink/сшивки с помощью двойного канальный шприцевый насос по тем же ставкам потока по 5 мкл/мл. Потоки могут быть разрешено непрерывно до 1 мин до тех пор, пока они стабилизируют. Впоследствии начать движение печатающей головки, управляя bioprinter на скорости осаждения приблизительно 4 мм/сек (рис. 1Б). Эти скорости может нужно тонкой настройки с каждой новой установки для обеспечения оптимального подложке. Подложке процесс обычно проводится при комнатной температуре (21-25 ° C), но эта температура может быть изменено. Подложке процесс должен позволить быстро ионных гелеобразования альгината компонента и осаждения microfibrous лески (рис. 1Б).
  5. После того, как леска является bioprinted, добиться химической гелеобразования дальнейшего photocrosslinking GelMA компонент, в приблизительно 5-10 МВт/см2 УФ света (360-480 Нм) для 20-30 s (рис. 1C).
  6. После подложке и сшивки Осторожно промойте леску с фосфат амортизированное saline (PBS), чтобы удалить избыток CaCl2. Культура HUVECs Ладена microfibrous леску в эндотелиальных клеток роста среднего (СГЭ) в инкубаторе при 37 ° C и 5 vol.% CO2 до 16 дней с среднего изменения по крайней мере каждые 2 дня. Контроль морфологии HUVECs под микроскопом во время периода культуры.

3. Построение васкуляризированной тканей

  1. Как только HUVECs мигрировали к периферии микроволокна в эшафот сформировать люмен подобных структур (рис. 1D), получить эшафот и осторожно поместите его на поверхности гидрофобные поверхности (например, плиты полиметилсилоксановых [PDMS]). Используйте кусок стерильной фильтровальной бумаги тщательно удалить все средства из интерстициального пространства леску с капиллярных сил.
  2. Сразу же добавьте каплю (примерно 20-40 мкл) подвески типа средней ячейки (например, кардиомиоцитов) в среде с плотностью 1-10 × 106 клеток/мл на вершине эшафот, который должен проникнуть весь интерстициального пространства леска (рис. 1E). Инкубируйте такой конфигурации в инкубаторе (37 ° C, 5 vol.% CO2, 95% относительная влажность) на 0,5 - 2 h, чтобы позволить клетки присоединиться на отдельных микроволокна. Контролировать размер капель в течение периода соблюдения не заметно испарения.
  3. Осторожно промойте подмости путем встряхивания в ванне с PBS для удаления любой non сторонник клетки и культуры конструкции в соответствующей среде до тех пор, пока желаемый васкуляризированной ткани образуется.

Результаты

Microfluidic подложке стратегия позволяет для прямого выдавливания подложке microfibrous лесов с помощью низкой вязкости bioinks54,55. Как показано на рисунке 2A, леску с размером 6 × 6 × 6 мм3 содержащие > 30 слоев микроволок...

Обсуждение

Строительство co-axial печатающей головки представляет собой важный шаг на пути к успешной microfluidic подложке для одновременной доставки обоих bioink из основной и сшивки агента от оболочки. В то время как в настоящем Протоколе печатающая головка пример был создан с помощью иглы 27G как ядро и иг?...

Раскрытие информации

Авторы заявляют, что они не имеют никаких финансовых интересов.

Благодарности

Авторы признают Национальный институт рака от национальных институтов здоровья путь к независимости Award (K99CA201603).

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Alginic acid sodium salt from brown algaeSigma-AldrichA0682BioReagent, plant cell culture tested, low viscosity, powder
Gelatin type A from porcine skinSigma-AldrichG2500Gel strength 300
Irgacure 2959 (2-Hydroxy-4'-(2-hydroxyethoxy)-2-methylpropiophenone)Sigma-Aldrich41089698%
HEPES bufferSigma-AldrichH08871 M, pH 7.0 - 7.6, sterile-filtered, BioReagent, suitable for cell culture
Fetal bovine serum Thermo Fisher Scientific10438026Qualified, heat-inactivated, USDA-approved regions
Calcium chloride dihydrateSigma-AldrichC5080BioXtra, ≥99.0%
Phosphate buffered salineThermo Fisher Scientific10010023pH 7.4
Human umbilical vein endothelial cellsAngio-ProteomiecAP-0001Human Umbilical Vein Endothelial Cells (HUVECs)
GFP-expressing human umbilical vein endothelial cellsAngio-ProteomiecAP-0001GFPGFP-Expressing Human Umbilical Vein Endothelial Cells (GFPHUVECs)
Endothelial cell growth mediumLonzaCC-3162EGM-2 BulletKit
Dulbecco’s Modified Eagle Medium Thermo Fisher Scientific12430054High glucose, HEPES
Sylgard 184 silicone elastomer kitEllsworth Adhesives184 SIL ELAST KIT 0.5KGClear 0.5 kg Kit
UV curing lamp systemExcelitas TechnologiesOmniCure S2000Spot UV Light Curing System with Intelligent UV Sensor

Ссылки

  1. Langer, R., Vacanti, J. P. Tissue Engineering. Science. 260 (5110), 920-926 (1993).
  2. Khademhosseini, A., Vacanti, J. P., Langer, R. Progress in Tissue Engineering. Sci. Am. 300 (5), 64-71 (2009).
  3. Langer, R. Tissue Engineering: Status and Challenges. E-Biomed: J.Regen. Med. 1 (1), 5-6 (2004).
  4. Atala, A., Kasper, F. K., Mikos, A. G. Engineering Complex Tissues. Sci. Transl. Med. 4 (160), 112 (2012).
  5. Biondi, M., Ungaro, F., Quaglia, F., Netti, P. A. Controlled Drug Delivery in Tissue Engineering. Adv. Drug Del. Rev. 60 (2), 229-242 (2008).
  6. Tayalia, P., Mooney, D. J. Controlled Growth Factor Delivery for Tissue Engineering. Adv. Mater. 21 (32-33), 3269-3285 (2009).
  7. Hubbell, J. A. Biomaterials in Tissue Engineering. Nat. Biotechnol. 13 (6), 565-576 (1995).
  8. Place, E. S., Evans, N. D., Stevens, M. M. Complexity in Biomaterials for Tissue Engineering. Nat. Mater. 8 (6), 457-470 (2009).
  9. Rice, J. J., et al. Engineering the Regenerative Microenvironment with Biomaterials. Adv. Healthcare Mater. 2 (1), 57-71 (2012).
  10. Zhang, Y. S., Xia, Y. Multiple Facets for Extracellular Matrix Mimicking in Regenerative Medicine. Nanomedicine. 10 (5), 689-692 (2015).
  11. Huh, D., Hamilton, G. A., Ingber, D. E. From 3D Cell Culture to Organs-on-Chips. Trends Cell Biol. 21 (12), 745-754 (2011).
  12. Bhatia, S. N., Ingber, D. E. Microfluidic Organs-on-Chips. Nat. Biotechnol. 32 (8), 760-772 (2014).
  13. Esch, E. W., Bahinski, A., Huh, D. Organs-on-Chips at the Frontiers of Drug Discovery. Nat. Rev. Drug Discov. 14 (4), 248-260 (2015).
  14. Zhang, Y. S., Khademhosseini, A. Seeking the Right Context for Evaluating Nanomedicine: From Tissue Models in Petri Dishes to Microfluidic Organs-on-a-Chip. Nanomedicine. 10, 685-688 (2015).
  15. Zhang, C., Zhao, Z., Abdul Rahim, N. A., Van Noort, D., Yu, H. Towards a Human-on-Chip: Culturing Multiple Cell Types on a Chip with Compartmentalized Microenvironments. Lab Chip. 9 (22), 3185-3192 (2009).
  16. Moraes, C., Mehta, G., Lesher-Perez, S. C., Takayama, S. Organs-on-a-Chip: A Focus on Compartmentalized Microdevices. Ann. Biomed. Eng. 40 (6), 1211-1227 (2012).
  17. Sung, J. H., et al. Microfabricated Mammalian Organ Systems and Their Integration into Models of Whole Animals and Humans. Lab Chip. 13 (7), 1201-1212 (2013).
  18. Wikswo, J. P. The Relevance and Potential Roles of Microphysiological Systems in Biology and Medicine. Exp. Biol. Med. 239 (9), 1061-1072 (2014).
  19. Yum, K., Hong, S. G., Healy, K. E., Lee, L. P. Physiologically Relevant Organs on Chips. Biotechnol. J. 9 (1), 16-27 (2014).
  20. Nomi, M., Atala, A., Coppi, P. D., Soker, S. Principals of Neovascularization for Tissue Engineering. Mol. Aspects Med. 23 (6), 463-483 (2002).
  21. Jain, R. K., Au, P., Tam, J., Duda, D. G., Fukumura, D. Engineering Vascularized Tissue. Nat. Biotechnol. 23 (7), 821-823 (2005).
  22. Rouwkema, J., Rivron, N. C., Van Blitterswijk, C. A. Vascularization in Tissue Engineering. Trends Biotechnol. 26 (8), 434-441 (2008).
  23. Bae, H., et al. Building Vascular Networks. Sci. Transl. Med. 4 (160), 123 (2012).
  24. Rouwkema, J., Khademhosseini, A. Vascularization and Angiogenesis in Tissue Engineering: Beyond Creating Static Networks. Trends Biotechnol. 34 (9), 733-745 (2016).
  25. Perets, A., et al. Enhancing the Vascularization of Three-Dimensional Porous Alginate Scaffolds by Incorporating Controlled Release Basic Fibroblast Growth Factor Microspheres. J. Biomed. Mater. Res. A. 65 (4), 489-497 (2003).
  26. Davies, N. H., Schmidt, C., Bezuidenhout, D., Zilla, P. Sustaining Neovascularization of a Scaffold through Staged Release of Vascular Endothelial Growth Factor-A and Platelet-Derived Growth Factor-BB. Tissue Eng. A. 18 (1-2), 26-34 (2012).
  27. Sorrell, J. M., Baber, M. A., Caplan, A. I. Influence of Adult Mesenchymal Stem Cells on in Vitro Vascular Formation. Tissue Eng. A. 15 (7), 1751-1761 (2009).
  28. Quint, C., et al. Decellularized Tissue-Engineered Blood Vessel as an Arterial Conduit. Proct. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108 (22), 9214-9219 (2011).
  29. Choi, S. -. W., Zhang, Y., Macewan, M. R., Xia, Y. Neovascularization in Biodegradable Inverse Opal Scaffolds with Uniform and Precisely Controlled Pore Sizes. Adv. Healthcare Mater. 2 (1), 145-154 (2013).
  30. Sakaguchi, K., Shimizu, T., Okano, T. Construction of Three-Dimensional Vascularized Cardiac Tissue with Cell Sheet Engineering. J. Controlled Release. 205, 83-88 (2015).
  31. Zhang, Y. S., et al. 3D Bioprinting for Tissue and Organ Fabrication. Ann. Biomed. Eng. 45 (1), 148-163 (2017).
  32. Malda, J., et al. 25th Anniversary Article: Engineering Hydrogels for Biofabrication. Adv. Mater. 25 (36), 5011-5028 (2013).
  33. Murphy, S. V., Atala, A. 3d Bioprinting of Tissues and Organs. Nat. Biotechnol. 32 (8), 773-785 (2014).
  34. Miller, J. S., et al. Rapid Casting of Patterned Vascular Networks for Perfusable Engineered Three-Dimensional Tissues. Nat. Mater. 11 (9), 768-774 (2012).
  35. Bertassoni, L. E., et al. Hydrogel Bioprinted Microchannel Networks for Vascularization of Tissue Engineering Constructs. Lab Chip. 14 (13), 2202-2211 (2014).
  36. Kolesky, D. B., et al. 3d Bioprinting of Vascularized, Heterogeneous Cell-Laden Tissue Constructs. Adv. Mater. 26 (19), 3124-3130 (2014).
  37. Lee, V. K., et al. Creating Perfused Functional Vascular Channels Using 3d Bio-Printing Technology. Biomaterials. 35 (28), 8092-8102 (2014).
  38. Zhang, Y. S., et al. Bioprinted Thrombosis-on-a-Chip. Lab Chip. 16, 4097-4105 (2016).
  39. Bhattacharjee, T., et al. Writing in the Granular Gel Medium. Science Advances. 1 (8), 1500655 (2015).
  40. Highley, C. B., Rodell, C. B., Burdick, J. A. Direct 3d Printing of Shear-Thinning Hydrogels into Self-Healing Hydrogels. Adv. Mater. 27 (34), 5075-5079 (2015).
  41. Hinton, T. J., et al. Three-Dimensional Printing of Complex Biological Structures by Freeform Reversible Embedding of Suspended Hydrogels. Science Advances. 1 (9), 1500758 (2015).
  42. Jia, W., et al. Direct 3d Bioprinting of Perfusable Vascular Constructs Using a Blend Bioink. Biomaterials. 106, 58-68 (2016).
  43. Zhang, Y., et al. In Vitro Study of Directly Bioprinted Perfusable Vasculature Conduits. Biomaterials Science. 3 (1), 134-143 (2015).
  44. Gao, Q., He, Y., Fu, J. -. Z., Liu, A., Ma, L. Coaxial Nozzle-Assisted 3D Bioprinting with Built-in Microchannels for Nutrients Delivery. Biomaterials. 61, 203-215 (2015).
  45. Cornock, R., Beirne, S., Thompson, B., Wallace, G. G. Coaxial Additive Manufacture of Biomaterial Composite Scaffolds for Tissue Engineering. Biofabrication. 6 (2), 025002 (2014).
  46. Duan, B., Hockaday, L. A., Kang, K. H., Butcher, J. T. 3D Bioprinting of Heterogeneous Aortic Valve Conduits with Alginate/Gelatin Hydrogels. J. Biomed. Mater. Res. A. 101 (5), 1255-1264 (2013).
  47. Skardal, A., et al. Photocrosslinkable Hyaluronan-Gelatin Hydrogels for Two-Step Bioprinting. Tissue Eng. A. 16 (8), 2675-2685 (2010).
  48. Li, S., et al. Direct Fabrication of a Hybrid Cell/Hydrogel Construct by a Double-Nozzle Assembling Technology. J. Bioact. Compatible Polym. 24 (3), 249-265 (2009).
  49. Visser, J., et al. Biofabrication of Multi-Material Anatomically Shaped Tissue Constructs. Biofabrication. 5 (3), 035007 (2013).
  50. Boyd, D. A., Adams, A. A., Daniele, M. A., Ligler, F. S. Microfluidic Fabrication of Polymeric and Biohybrid Fibers with Predesigned Size and Shape. Journal of visualized experiments: JoVE. (83), e50958 (2014).
  51. Daniele, M. A., Adams, A. A., Naciri, J., North, S. H., Ligler, F. S. Interpenetrating Networks Based on Gelatin Methacrylamide and Peg Formed Using Concurrent Thiol Click Chemistries for Hydrogel Tissue Engineering Scaffolds. Biomaterials. 35 (6), 1845-1856 (2014).
  52. Daniele, M. A., Boyd, D. A., Adams, A. A., Ligler, F. S. Microfluidic Strategies for Design and Assembly of Microfibers and Nanofibers with Tissue Engineering and Regenerative Medicine Applications. Adv. Healthcare Mater. 4 (1), 11-28 (2015).
  53. Daniele, M. A., Radom, K., Ligler, F. S., Adams, A. A. Microfluidic Fabrication of Multiaxial Microvessels Via Hydrodynamic Shaping. RSC Advances. 4 (45), 23440-23446 (2014).
  54. Colosi, C., et al. Microfluidic Bioprinting of Heterogeneous 3D Tissue Constructs Using Low Viscosity Bioink. Adv. Mater. 28 (4), 677-684 (2015).
  55. Zhang, Y. S., et al. Bioprinting 3D Microfibrous Scaffolds for Engineering Endothelialized Myocardium and Heart-on-a-Chip. Biomaterials. 110, 45-59 (2016).
  56. Khademhosseini, A., et al. Microfluidic Patterning for Fabrication of Contractile Cardiac Organoids. Biomed. Microdevices. 9 (2), 149-157 (2007).
  57. Yue, K., et al. Synthesis, Properties, and Biomedical Applications of Gelatin Methacryloyl (GelMA) Hydrogels. Biomaterials. 73, 254-271 (2015).
  58. Loessner, D., et al. Functionalization, Preparation and Use of Cell-Laden Gelatin Methacryloyl-Based Hydrogels as Modular Tissue Culture Platforms. Nat. Protocols. 11 (4), 727-746 (2016).
  59. Aung, A., Theprungsirikul, J., Lim, H. L., Varghese, S. Chemotaxis-Driven Assembly of Endothelial Barrier in a Tumor-on-a-Chip Platform. Lab Chip. 16, 1886-1898 (2016).
  60. Shin, S. R., et al. A Bioactive Carbon Nanotube-Based Ink for Printing 2d and 3d Flexible Electronics. Adv. Mater. 28 (17), 3280-3289 (2016).
  61. Shin, S. R., et al. Aptamer-Based Microfluidic Electrochemical Biosensor for Monitoring Cell Secreted Cardiac Biomarkers. Anal. Chem. 88, 10019-10027 (2016).
  62. Zhang, Y. S., et al. Google Glass-Directed Monitoring and Control of Microfluidic Biosensors and Actuators. Sci. Rep. 6, 22237 (2016).
  63. Colosi, C., et al. Rapid Prototyping of Chitosan-Coated Alginate Scaffolds through the Use of a 3d Fiber Deposition Technique. J. Mater. Chem. B. 2 (39), 6779-6791 (2014).
  64. Zhu, W., et al. Direct 3D Bioprinting of Prevascularized Tissue Constructs with Complex Microarchitecture. Biomaterials. 124, 106-115 (2017).
  65. Yu, Y., Zhang, Y., Martin, J. A., Ozbolat, I. T. Evaluation of Cell Viability and Functionality in Vessel-Like Bioprintable Cell-Laden Tubular Channels. J. Biomech. Eng. 135 (9), 091011-091011 (2013).
  66. Zhang, Y., Yu, Y., Chen, H., Ozbolat, I. T. Characterization of Printable Cellular Micro-Fluidic Channels for Tissue Engineering. Biofabrication. 5 (2), 025004 (2013).
  67. Zhang, Y., Yu, Y., Ozbolat, I. T. Direct Bioprinting of Vessel-Like Tubular Microfluidic Channels. J. Nanotechnol. Eng. Med. 4 (2), 020902 (2013).
  68. Dolati, F., et al. In Vitro Evaluation of Carbon-Nanotube-Reinforced Bioprintable Vascular Conduits. Nanotechnology. 25 (14), 145101 (2014).
  69. Hansen, C. J., et al. High-Throughput Printing Via Microvascular Multinozzle Arrays. Adv. Mater. 25 (1), 96-102 (2013).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

126organoidsendothelialization

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены