JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

В настоящем докладе выделены преимущества organotypic культур и диссоциированных первичных культур мыши производные Спинной корень ганглиев расследовать широкий спектр механизмов, связанных с нейрона глиальных взаимодействия, нейропластичности, neuroinflammation и ответ на вирусную инфекцию.

Аннотация

Этот протокол описывает ex vivo модель мыши производные Спинной корень ганглиев (DRG) экспланта и в пробирке DRG-производные Сопредседатель культуры диссоциированных сенсорных нейронов и глиальных клеток Спутниковое. Это полезных и универсальных моделей расследовать целый ряд биологических реакций, связанных с физиологических и патологических условиях периферической нервной системы (ПНС), начиная от нейрона глиальных взаимодействия, нейропластичности, neuroinflammation и вирусные инфекции. Использование DRG экспланта научно выгодно по сравнению с упрощенным единичных клеток модели по нескольким причинам. Например как organotypic культуры, DRG экспланта позволяет ex vivo передачи всей нейронные сети, включая внеклеточного микроокружения, которые играют значительную роль в всех функций нейронов и глиальных. Кроме того DRG эксплантов могут также поддерживаться ex vivo на несколько дней и в условиях культуры может возмущенных как желаемой. Кроме того собранные DRG можно далее отделить в в пробирке совместно культуру первичных сенсорных нейронов и глиальных клеток Спутниковое расследовать нейронов и глиальных взаимодействия, neuritogenesis, аксональное конус взаимодействия с внеклеточного микроокружения и более общие, любой аспект, связанный с метаболизма нейронов. Таким образом системе DRG-экспланта предлагает большую гибкость для изучения широкий спектр событий, связанных с биологическим, физиологических и патологических условиях экономически эффективным образом.

Введение

В этой рукописи мы приводим метод, чтобы получить модель ex vivo organotypic системы модель мыши производный DRG как сохранившиеся ткани как микроокружения расследовать широкий спектр биологических реакций на оскорбления ПНС, начиная от нейрона глиальных взаимодействие, нейропластичности, воспалительные маркеры, чтобы вирусной инфекции. Кроме того мы также разработали протокол для создания первичного совместного культуры DRG-производные одного сенсорных нейронов и спутниковое клетки.

DRG находятся спутниковое Грей вопрос подразделений, расположенных за пределами центральной нервной системы (ЦНС) вдоль наспинная спинномозговых корешков спинномозговых нервов. DRG, расположенный в непосредственной близости от межпозвонковых отверстий, дом pseudounipolar сенсорных нейронов и глиальных клеток Спутниковое. Pseudounipolar нейроны имеют одно neurite, который разбивает на периферийных процесс, перевозящих соматических и висцеральных вклад от периферийных целей клетки тела и центральный процесс, который передает сенсорную информацию от тела клеток в ЦНС. Соединительной капсулой определяет и изолирует этот периферийных кластера нейронов и глиальных клеток ЦНС. Миграция не послеродовой клеток или от DRG когда-либо были описаны и ниша местных стволовых клеток отвечает за нейрогенный события, происходящие на протяжении жизни1. Таким образом эта модель особенно подходит для изучения взрослых нейрогенез, axonogenesis, ответ на травматические поражения и клеток смерть2,3,4,5,6,7 ,8,9 .

В области neuroregeneration DRG найденным в естественных условиях и описаны в vitro воспроизводит axonotmesis, травмы условие в котором аксоны полностью отделена и нейрональные клетки тела отключен от иннервируемые целевой10 ,11. Хорошо известно, что травмы периферических нервов может вызвать уменьшение и увеличение ген выражение в DRG и многие из этих изменений являются результатом процессов регенерации, но многие могут также быть результатом иммунного ответа или другой реакции от не нейрональных клеток. С помощью ex vivo системы изолированных DRG, некоторые из этой сложности удаляется и механистические пути могут расследоваться более легко.

Помимо его центральную роль в передаче сенсорные входы в ЦНС, обилие рецепторов для многих нейромедиаторов, включая ГАМК12,13,,1415 на уровне нейрональных сома, а также свидетельства о interneuronal кросс возбуждения может предположить, что DRG сложных предварительных интеграторы сенсорные входы16,17. Эти новые выводы возлагают на эксплант DRG характеристики системы мини нейронной сети похож на другие модели «мини-мозг», которые являются organoids нервной ткани специфичные для более широких экспериментальных областях расследования и терапевтических подход к неврологических заболеваний18,19. Эти свидетельства, а также тот факт, что DRG кластер состоит из дискретных и четко нейронной ткани окружены соединительной капсулой, сделать его подходящим органом для трансплантации ex vivo .

Культивирования мыши DRG представляет многоклеточных привлекательным для моделирования человеческого pathophysiologies из-за структурных и генетические сходства между видами. Кроме того большой репозиторий штаммов трансгенные мыши является весьма благоприятной для будущих механистический исследований. Neurite расширение как во время разработки, так и после травмы требует механического взаимодействия между роста конуса и субстрат20,21. Нано - и микро узорные субстраты используются в качестве инструментов прямым следствием neurite и продемонстрировать их способность реагировать на топографических особенностей в их микросреды. Нейроны было показано, чтобы выжить, присоединиться, миграции и ориентировать их аксоны ориентироваться особенности поверхности такие пазы в субстратов22,23. Однако, эти исследования обычно использовали искусственный клеточных линий и трудно предсказать, как начальных нейрональные клетки будет реагировать на четко определенных, физические сигналы в естественных условиях или ex vivo.

Ex vivo экспланта модель мыши DRG, используемые для этого предложение имитирует реальную ячеек взаимодействия и биохимические сигналы вокруг растущего аксоны. Среди многих различных экспериментальных парадигм, начиная от аксональное регенерации, производство нейросферы, neuroinflammation, DRG explant модель продолжает служить ценным инструментом для изучения вирусной инфекции и латентность аспект в сенсорные ганглии24,25,,2627.

Нервной системы (NS) в целом является мишенью для вирусных инфекций28,29,30. Большинство вирусов заразить поверхности эпителиальных и эндотелиальных клеток и сделать их путь от поверхности ткани NS через периферических нервов сенсорные и моторные волокна. В частности, вирус простого герпеса типа 1 (ВПГ-1) после первоначальной инфекции в эпителиальных клетках устанавливает пожизненный задержка в сенсорных ганглиев желательно, DRG ПНС31,32. HSV-1 neuroptropic возможность заражения ПНС в конечном итоге приводит к33неврологических заболеваний.

протокол

Все процедуры, включая использование животных были одобрены организационного обзора Совет утвердил протоколы (Университет Среднего Запада IACUC).

1. заготовка DRG из эмбрионов мыши

  1. Усыпить взрослых мышей методом асфиксия (CO2) следуют обезглавливание. Немедленно приступить к хирургическим путем удалить позвоночного столба.
    1. Предоставить позвоночного столба, вырубка дорзально ножницами штраф слой кожи. Изолируйте позвоночного столба, резка через ребер по обе стороны от столбца и крестце, отделяя позвоночника от остальной части животного.
    2. Смонтируйте позвоночника (вентральной стороне вверх) на хирургические коврик с помощью иглы/контакты.
  2. С помощью тонкой ножницы сделать двойной резать на обеих сторонах тел позвонков подвергать вентральной стороне позвоночного канала.
  3. Под микроскопом хирургические (увеличение равным 4 X) используйте ножницы, чтобы осторожно двигаться спинного мозга на стороне подвергать контралатеральной спинной спинномозговых корешков и найти DRG, вдоль спинной корни периферических нервов. Каждый ганглия частично скрыты внутри межпозвонковых отверстий.
  4. Урожай DRG, щепотка Спинной корень (между спинного мозга и DRG) с одной щипцами и аккуратно вытащить DRG от межпозвонковых отверстий.
  5. Состоится второй щипцы спинномозговых нервов периферийных DRG и тянуть DRG вместе с спинномозговых нервов и спинного мозга корень.
  6. Место сбора DRG в 35 мм Петри, содержащие 3 мл ледяной сыворотки свободные средства массовой информации (УЛП)34.
  7. Передача каждого индивидуального DRG в сухой стеклянной чашке Петри, под микроскопом хирургические, очистить и обрезать излишки волокон и соединительной ткани, по-прежнему придает DRG, с помощью лезвия. DRG легко идентифицировать как bulgy прозрачная структура вдоль белых спинного нерва/корень. Кровеносные сосуды часто встречаются окружающих DRG.
  8. Место уборка DRG в новом Петри, содержащие ледяной УЛП СМИ.
  9. Разбавьте смесь желатиновой белков (см. Таблицу материалы) в ледяной УЛП (1:1).
  10. Пластина DRG ex vivo в 12-ну пластины с 10/20 мкл желатиновой белка смесь предварительно покрытием и установить их внутри инкубатора при 37 ° C и 5% CO2 на 30-60 мин.
  11. Аккуратно добавьте 1,5-2 мл УЛП в системе культуры для покрытия всей экспланта и поддерживать эксплантов в культивирования условий (37 ° C и 5% CO2).
    Примечание: Это важный шаг, потому что DRG крепится к стеклянные блюда только полимеризованной желатиновой белка смесь. Время полимеризации и дозирования навыки важны во избежание плавающей.
  12. Изменение среднего роста DRG каждые 72 ч и пусть DRG расти до тех пор, как требуется.

2. изоляция нейронов одну ячейку от DRG

  1. Место все DRG собранные в 1,5 мл стерильной пробирке с 1,2 мл средств F12, содержащие 1,25 мг/мл коллагеназы IV и проинкубируйте его при 37 ° C и 5% CO2 на 45 мин повторите этот шаг для еще 45 минут после первой инкубации.
  2. Лечить эксплантов с 2 мл F12 сред, содержащих трипсина (0,025%) за 30 мин сразу после лечения коллагеназы IV при 37 ° C и 5% CO2.
  3. Проинкубируйте с 2 мл средств F12, содержащие плода бычьим сывороточным (ФБС; 33%), при 37 ° C и 5% CO2 за 15 мин.
  4. Вымойте эксплантов три раза с 2 мл средств F12 и приступить к механически отделить их с стеклянной пипетки, до тех пор, пока средства массовой информации становится облачно.
    Примечание: Эта процедура включает в себя совокупность чистой отделкой DRG от животного, как описано в предыдущем разделе. При выполнении механических диссоциации эксплантов, быть нежным и не прилагайте чрезмерных усилий, поскольку это может привести к утечки и потери рабочего материала.
  5. Фильтр культуре диссоциированных клеток через 0,22 мкм фильтр для удаления примесей и избыток соединительной ткани. Центрифуга для отфильтрованных ячейки lysate на (2500 x g) 2 мин.
  6. Удалить супернатант и Ресуспензируйте Пелле клеток в 500 мкл neurobasal сред, содержащих добавки для нейронов культуры (1 x), антибиотик смесь (1 x), L-глутаминовой кислоты (0,5 мм) и нерв фактор роста (5 мкг/мл) (см. Таблицу материалы).
  7. Пластина диссоциированных клетки Ламинин покрытием крышки слайды (50 мкг/мл; см. Таблицу материалов) при плотности предпочтительным ячейки. Определите плотность клеток, используя счетчик соматических клеток.
    Примечание: Мы покрытием клетки на 25000 клеток/крышка слайд. Эта техника позволяет диссоциации нейронов и глиальных клеток Спутниковое. Глиальные компонент совместно культивируемых с pseudounipolar нейронов играет решающую роль для выживаемость нейронов.

3. HSV-1-инфекции DRG эксплантов и DRG-производные диссоциированных клетки

Примечание: Эта работа была проделана, строго следуя биобезопасности уровня 2 (BSL-2) требования, к которым у нас есть полностью оборудованная лаборатория, которая утверждается Комитетом по биобезопасности Университет Среднего Запада. В этом исследовании был использован Кос штамм HSV-1. Пожалуйста, найдите соответствующие измерения и меры предосторожности согласно местных учреждений руководящие принципы при работе с штаммов вируса.

  1. Определить и подготовить вируса в правильные разведения в средствах массовой информации УЛП заразить модели. Вирус, используемые в данном исследовании был кос штамм HSV-1. При работе с DRG-производные отделить клетки, используйте 1 единица кратности инфекции (МВД) для инфекции, которая означает количество вируса равных количество клеток.
  2. Если заражение DRG эксплантах, используйте количество вирионы (например, 10 000 вирионов), поскольку невозможно определить точное количество клеток в экспланта.
  3. Место экспланта/клетки, чтобы быть заражены вирусом в стерильных клеток пластины или трубки, содержащие смесь УЛП СМИ и вирус.
    Примечание: Мы использовали 25 000 вирионов для покрытия слайд, содержащий 25000 клетки (1 МВД). Заразить экспланта, мы используем 10 000 вирионов.
  4. Поместите пластины ячейки или трубки при 37 ° C для инфекции занять место; время вирусных воздействия может варьироваться в зависимости от вирусных инфективности.
    Примечание: Вирусный вход был подтвержден с помощью Орто нитрофенил β-galactoside (ONPG) и 5-bromo-4-chloro-3-indolyl-D-galactopyranoside (X-gal) анализов26.

4. иммунофлуоресценции

  1. Исправьте эксплантов и одноклеточного образцов в 4% формалина, подготовленный в-фосфатный буфер (PBS). Стирать образцы 3 раза по 10 мин в PBS.
  2. Проинкубируйте образцы с желаемой первичных антител (анти β-тубулина, анти peripherin, анти heparan сульфат (HS), и/или анти гликопротеина D (gD) антитела; см. Таблицу материалы для разведения) разводят в PBS буфер с 0,3% Тритон-X (PBST) и 10 % нормальной козьего сыворотки. Хранить образцы на 4 ° C на ночь.
  3. Стирайте образцы 3 раза по 10 мин с PBS. Проинкубируйте образцы при комнатной температуре в течение 1 ч в соответствующие вторичные антитела (488 или Cy3; смотрите Таблицу материалы для разведения) разводят в PBS.
  4. Стирайте образцы 3 раза по 10 мин с PBS. Проинкубируйте образцы с Хойста (1,5 мкм) в PBS за 20 мин до монтажа шаг.
  5. Установите образцы стекла слайды с помощью флуоресценции монтажа средне и coverslip.

Результаты

Несколько аспектов взаимодействия Нейропластичность и нейрон-окружающей среды могут быть исследованы с помощью DRG и модель культуре диссоциированных одноклеточных. Мы начали исследования, изолируя DRG экспланта и DRG-производные диссоциированных клетки, как схематично представлена на ...

Обсуждение

Ex vivo DRG модель является чрезвычайно полезным для изучения широкого спектра мероприятий, таких как нейрон глии взаимодействия, а также влияния микроокружения на обоих нейронов и глиальных метаболизм37. Кроме того DRG-модель может использоваться как экономически эффекти?...

Раскрытие информации

Авторы не имеют ничего раскрытия.

Благодарности

Мы искренне благодарим изображений ядра объекта на среднем западе университета (MWU) и группа студентов [Сенг Chanmoly, Кристофер Dipollina, Дэррил Giambalvo и Кейси Сигерсон] за их вклад в культуре клеток и изображений работу. Эта исследовательская работа была поддержана MWU в очной грантовое финансирование м.ф. и исследования средств запуска для в.т.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Adult Mice NIH/SwissHarlan Laboratories
35mm petri dishCell Treat229635
Matrigel ECMSigma-AldrichE1270gelatinous protein mixture
F12 MediaGibco11765-054*Part of SFM media
Collagenase IVSigma-AldrichC5138
TrypsinSigma-Aldrich25200-056
FBSSigma-AldrichF6178
0.22um filterBD Falcon352350
Neurobasal mediaGibco10888-022
B27 supplementGibco17504-044Supplement for neuronal culture
PSN antibioticsGibco15640-055*Part of SFM media
Antibiotic mixture
L-glutamateSigma-AldrichG7513*Part of SFM media
NGFAlomone LabsN-100Nerve growth factor
Laminin coated coverslideNeuvitroGG-14-Laminin
ONPG subtratePierce34055
X-galInvitrogen15520034
Antibody anti-B-tubulinSigma-AldrichT83281:2000 dilution
Antibody anti-peripherinMilliporeAB15301:1000 dilution
Hoechst dyeThermo Fisher622491.5 µM final concentration
Anti-heparan sulfateUS BiologicalH1890-100.180555556
Anti gD antibodyVirostat1961:10 dilution
BSA Sigma-AldrichA2153-100G*Part of SFM media
BMEGibco21010-046*Part of SFM media
GlucoseSigma-AldrichG7021-1KG*Part of SFM media
KIT (Insulin-transferrin-Selenium-A)Gibco51300-044*Part of SFM media
Vitamin-CSigma-AldrichA4403*Part of SFM media
PutrescineSigma-AldrichP7505*Part of SFM media
488 (goat anti-mouse)Life TechnologiesA11029
Cy3 (goat anti-rabbit)Jackson Immunoresearch laboratories111-165-003
Normal Goat serum VectorS-1000
Formalin SolutionSigma-AldrichHT5014-120ML
PBSGibco10010-031
Triton-XSigma-AldrichT9284-500ML
VectaShieldVectorH-1500Flurescence mount
Diamond White Glass CoverslidesGlobe Scientific1380-20

Ссылки

  1. Muratori, L., et al. Generation of new neurons in dorsal root Ganglia in adult rats after peripheral nerve crush injury. Neural Plast. , 860546 (2015).
  2. Dellarole, A., Grilli, M. Adult dorsal root ganglia sensory neurons express the early neuronal fate marker doublecortin. J Comp Neurol. 511 (3), 318-328 (2008).
  3. Devor, M., Govrin-Lippmann, R. Neurogenesis in adult rat dorsal root ganglia. Neurosci Lett. 61 (1-2), 189-194 (1985).
  4. Farel, P. B., Boyer, A. Transient effects of nerve injury on estimates of sensory neuron number in juvenile bullfrog. J Comp Neurol. 410 (2), 171-177 (1999).
  5. Geuna, S., Borrione, P., Poncino, A., Giacobini-Robecchi, M. G. Morphological and morphometrical changes in dorsal root ganglion neurons innervating the regenerated lizard tail. Int J Dev Neurosci. 16 (2), 85-95 (1998).
  6. La Forte, R. A., Melville, S., Chung, K., Coggeshall, R. E. Absence of neurogenesis of adult rat dorsal root ganglion cells. Somatosens Mot Res. 8 (1), 3-7 (1991).
  7. Pannese, E. Investigations on the Ultrastructural Changes of the Spinal Ganglion Neurons in the Course of Axon Regeneration and Cell Hypertrophy I. Changes during Axon Regeneration. Z Zellforsch Mikrosk Anat. 60, 711-740 (1963).
  8. Popken, G. J., Farel, P. B. Sensory neuron number in neonatal and adult rats estimated by means of stereologic and profile-based methods. J Comp Neurol. 386 (1), 8-15 (1997).
  9. Tandrup, T. Unbiased estimates of number and size of rat dorsal root ganglion cells in studies of structure and cell survival. J Neurocytol. 33 (2), 173-192 (2004).
  10. Sarikcioglu, L., et al. Effect of severe crush injury on axonal regeneration: a functional and ultrastructural study. J Reconstr Microsurg. 23 (3), 143-149 (2007).
  11. Varejao, A. S., et al. Functional and morphological assessment of a standardized rat sciatic nerve crush injury with a non-serrated clamp. J Neurotrauma. 21 (11), 1652-1670 (2004).
  12. Hanack, C., et al. GABA blocks pathological but not acute TRPV1 pain signals. Cell. 160 (4), 759-770 (2015).
  13. Pagadala, P., et al. Loss of NR1 subunit of NMDARs in primary sensory neurons leads to hyperexcitability and pain hypersensitivity: involvement of Ca(2+)-activated small conductance potassium channels. J Neurosci. 33 (33), 13425-13430 (2013).
  14. Zhang, X. L., Albers, K. M., Gold, M. S. Inflammation-induced increase in nicotinic acetylcholine receptor current in cutaneous nociceptive DRG neurons from the adult rat. Neuroscience. 284, 483-499 (2015).
  15. Zhu, Y., Lu, S. G., Gold, M. S. Persistent inflammation increases GABA-induced depolarization of rat cutaneous dorsal root ganglion neurons in vitro. Neuroscience. 220, 330-340 (2012).
  16. Amir, R., Devor, M. Functional cross-excitation between afferent A- and C-neurons in dorsal root ganglia. Neuroscience. 95 (1), 189-195 (2000).
  17. Kim, Y. S., et al. Coupled Activation of Primary Sensory Neurons Contributes to Chronic Pain. Neuron. 91 (5), 1085-1096 (2016).
  18. Lancaster, M. A., et al. Cerebral organoids model human brain development and microcephaly. Nature. 501 (7467), 373-379 (2013).
  19. Qian, X., et al. Brain-Region-Specific Organoids Using Mini-bioreactors for Modeling ZIKV Exposure. Cell. 165 (5), 1238-1254 (2016).
  20. Lowery, L. A., Van Vactor, D. The trip of the tip: understanding the growth cone machinery. Nat Rev Mol Cell Biol. 10 (5), 332-343 (2009).
  21. Dickson, B. J. Molecular mechanisms of axon guidance. Science. 298 (5600), 1959-1964 (2002).
  22. Miller, C., Shanks, H., Witt, A., Rutkowski, G., Mallapragada, S. Oriented Schwann cell growth on micropatterned biodegradable polymer substrates. Biomaterials. 22 (11), 1263-1269 (2001).
  23. Clark, P., Connolly, P., Curtis, A. S., Dow, J. A., Wilkinson, C. D. Topographical control of cell behaviour: II. Multiple grooved substrata. Development. 108 (4), 635-644 (1990).
  24. Antinone, S. E., Smith, G. A. Retrograde axon transport of herpes simplex virus and pseudorabies virus: a live-cell comparative analysis. J Virol. 84 (3), 1504-1512 (2010).
  25. Holland, D. J., Miranda-Saksena, M., Boadle, R. A., Armati, P., Cunningham, A. L. Anterograde transport of herpes simplex virus proteins in axons of peripheral human fetal neurons: an immunoelectron microscopy study. J Virol. 73 (10), 8503-8511 (1999).
  26. Sharthiya, H., Seng, C., Van Kuppevelt, T. H., Tiwari, V., Fornaro, M. HSV-1 interaction to 3-O-sulfated heparan sulfate in mouse-derived DRG explant and profiles of inflammatory markers during virus infection. J Neurovirol. 23 (3), 483-491 (2017).
  27. Zerboni, L., et al. Herpes simplex virus 1 tropism for human sensory ganglion neurons in the severe combined immunodeficiency mouse model of neuropathogenesis. J Virol. 87 (5), 2791-2802 (2013).
  28. Koyuncu, O. O., Hogue, I. B., Enquist, L. W. Virus infections in the nervous system. Cell Host Microbe. 13 (4), 379-393 (2013).
  29. Swanson, P. A., McGavern, D. B. Viral diseases of the central nervous system. Curr Opin Virol. 11, 44-54 (2015).
  30. Tyler, K. L. Emerging viral infections of the central nervous system: part 2. Arch Neurol. 66 (9), 1065-1074 (2009).
  31. Preston, C., Efstathiou, S., Campadelli-Fiume, G., Arvin, A., Mocarski, E. Ch 33. Human Herpesviruses Biology, Therapy, and Immunoprophylaxis. , (2007).
  32. Roizman, B., Whitley, R. J. An inquiry into the molecular basis of HSV latency and reactivation. Annu Rev Microbiol. 67, 355-374 (2013).
  33. Whitley, R., Kimberlin, . D. W., Prober, C. G., Arvin, A., et al. . Human Herpesviruses: Biology, Therapy, and Immunoprophylaxis. , (2007).
  34. Fueshko, S., Wray, S. LHRH cells migrate on peripherin fibers in embryonic olfactory explant cultures: an in vitro model for neurophilic neuronal migration. Dev Biol. 166 (1), 331-348 (1994).
  35. Parish, C. R. The role of heparan sulphate in inflammation. Nat Rev Immunol. 6 (9), 633-643 (2006).
  36. Zhang, X., Wang, B., Li, J. P. Implications of heparan sulfate and heparanase in neuroinflammation. Matrix Biol. 35, 174-181 (2014).
  37. Du, X., et al. Local GABAergic signaling within sensory ganglia controls peripheral nociceptive transmission. J Clin Invest. 127 (5), 1741-1756 (2017).
  38. Hughes, C. S., Postovit, L. M., Lajoie, G. A. Matrigel: a complex protein mixture required for optimal growth of cell culture. Proteomics. 10 (9), 1886-1890 (2010).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

133organotypic1 1

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены