АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

В этой статье экономичным, оптимизированный и простой протокол описан, которая использует метод Эванс синий краситель для оценки плазмы кровоподтек в органах FVBN мышей, которые могут быть адаптированы для использования в других штаммов, видов и других органов или тканей.

Аннотация

Сосудистые утечки или плазмы кровоподтек, имеет ряд причин и может быть серьезным последствием или симптом воспалительной реакции. Это исследование в конечном итоге может привести к новые знания о причинах или новые способы препятствовать или лечения плазмы кровоподтек. Важно, что исследователи имеют правильные инструменты, включая передовые методы, для изучения плазмы кровоподтек. В этой статье мы описываем протокол, с помощью метода синий краситель Эванс, для оценки плазмы кровоподтек в органах FVBN мышей. Этот протокол намеренно прост, чтобы как большой степени, как возможно, но обеспечивает высокое качество данных. Эванс синий краситель был выбран главным образом потому, что это легко для среднего лаборатории для использования. Мы использовали этот протокол для предоставления доказательств и поддержку для гипотезы, что фермент neprilysin может защитить сосудистую против плазмы кровоподтек. Однако этот протокол может экспериментально используются и легко адаптировать для использования в других штаммов мышей или других видов, во многих различных органов или тканей, для исследований, которые могут включать другие факторы, которые важны в понимании, профилактики или лечения плазмы кровоподтек. Этот протокол был широко оптимизирован и изменение существующих протоколов, и сочетает в себе надежность, простота использования, экономики и общей доступности материалов и оборудования, что делает этот протокол Улучшенный для среднего лаборатории для использования в количественная оценка плазмы кровоподтек от органов.

Введение

Сосудистые утечки в органах относится к кровоподтек, или утечки плазмы крови через пробелы, в эндотелия пост капиллярного венул в органах. Этот плазмы кровоподтек или повышение сосудистой проницаемости, которые могут возникнуть от некоторого типа воспалительной реакции, могут иметь серьезные последствия. Таким образом, важно, что это явление, ее причины, модуляторы и последствия, изучал и понимать, и аналогично, что следователи имеют хорошие инструменты и протоколы с которой для их изучения. Эндотелиальные пробелы могут быть произведены через ряд стимулов, но обычно производятся действия пептида нейротрансмиттеров и/или тахикининов на endothelia. Одним из основных естественных посредников этого процесса, что приводит к увеличению плазмы кровоподтек, является нейропептида tachykinin undecapeptide, вещество P1.

Методы расследования и измерения проницаемости сосудов или плазмы кровоподтек, которые используют свойство альбумин привязки Эванс синий краситель, были разработаны и обычно известны за их точность, простота, экономики, безопасности и возможность определение плазмы кровоподтек из нескольких тканей сразу, если необходимо2,3,4,5,6,,78,9 . Этот протокол Эванс синий для оценки плазмы кровоподтек в органах FVBN мышей использует все эти, но добавляет некоторые важные изменения, которые делают его вообще полезным и адаптированы для будущих исследований, связанных с средняя лаборатория, которая проводит или будет проводят важные исследования факторов, связанных с плазмы кровоподтек или сосудистой проницаемости. В этом протоколе вещество P вводится для мышей 1 нмоль/кг, который дополняет кровоподтек плазмы в 1,5 раза. Это повышает чувствительность протокола, что приводит к более легко наблюдаемых и получить результаты. Другие факторы, которые влияют проницаемости, такие, как различные другие пептиды, химических веществ или некоторые виды токсичных травмы, могут быть использованы или изучены другими лабораториями, как хотелось. Яремной инъекции используются в настоящем Протоколе системно, ввести синий Эванс и вещества P, который требует терминала хирургии. Однако яремной инъекции5,7,10, даже после рассмотрения необходимости терминал хирургические методы, легче освоить и привести к производству более последовательные результаты, чем другие венозная инъекции, включая хвост вен инъекции4,9. Хотя это может быть возможным для Эванс синий доставляться иньекциями ретро орбиталь венозного синуса, нет ссылок в литературе были найдены, что использовать этот способ доставки Эванс синего. Однако что касается инъекции Вену хвост, высокая степень знания и практики можно воспроизвести освоить эту технику значительно ограничивает его использование для успешного Эванс синий инъекции. В отличие от альтернативных яремной инъекционный метод как описано в наших протокол предлагает технически доступная решение. Решающее значение процедуры для перфузии мыши вен, выполняется только после того, как жертву сине увлажненную мыши Эванс, удаляет избыток Эванс синий краситель и был стандартизирован в настоящем Протоколе. Ранее описанных методов перфузии были тщательно рассмотрены и изменены для получения настоящей процедуры. Другие изменения, описанные здесь все оптимизированные, простой и недорогой.

Существуют некоторые важные ограничения метода синий краситель Эванс. Например низкая чувствительность, иногда связанные с этим методом может предотвратить некоторые грубых патологических и гистологической дообследование тканей от Эванс сине вводят животных. Однако эти и другие ограничения привели к развитию альтернативных методов и моделей, которые, тем не менее, по-прежнему использовать синий Эванс. Измерение Эванс голубой флуоресценцией (а не visual диапазона) спектроскопия может увеличить чувствительность метода. Кроме того микроскопии флуоресцирования Эванс сине окрашенных тканей была разработана для наблюдения сосудистые утечки в более различных местах11. Кроме того всего тела imaging и сканирование живое животное ранее вводили с Эванс, синий12 позволяет для расследования Эванс синий концентрации на постоянной основе, а не на одно конкретное время выбран пункт эксперимента. Однако этот метод требует наличия соответствующих изображений объектов и может быть очень дорогим. Изменения с участием Эванс синий и выступал в vitro тип модели, такие как в ячейку культуры или куриных chorioallantoic модель13 (CAM) также были описаны. Эти модели контролируются флуоресценции и прижизненной14 микроскопии и позволить количественная оценка проницаемости сосудистых изменений с течением времени, но может поднять вопросы, касающиеся точного моделирования условий в естественных условиях и могут также быть дорого.

Там были другие методы, разработанные для определения и количественной оценки сосудистые утечки или проницаемость, не предполагающих администрации Эванс синий. Эти методы могут использовать соответствующие флуоресцентные молекулы (например, альбумин или флуоресцеин), или гетерогенны помечены или иным образом тегами молекулы, жить животных (или в ячейку культуры или chorioallantoic (CAM) модели13, следуют неинвазивных Обработка изображений (ПЭТ, МРТ, прижизненной микроскопии, сканирование всего тела) или инвазивных изображений (Люминесцентная микроскопия)3,12,15. Хотя эти методы могут предложить ряд преимуществ над другими Эванс синий методы, они также имеют недостатки, которые могут включать в себя их значительные сложности, необходимого опыта, ресурсов и высокие денежные расходы.

Neprilysin16 (пептидаза фермента НЭПа, также известный как CD10, MME или Enkephalinase) было предложено принять участие в подавлении плазмы кровоподтек, по крайней мере частично, через ферментативный метаболизм и инактивации эндогенного вещество п. Таким образом в тканях, в которых происходит клеток поверхности пептидаза НЭПа, возможно ослабление воздействия вещества P, предположительно, пептидаза активность нэпа

Первоначально мы проверили для вещества P индуцированной плазмы кровоподтек, используя этот измененный Протокол Эванс синий, с FVBN дикого типа (WT) и НЭП нокаут (KO) мышах. НЭП причастности вещество P Расширенная плазмы кровоподтек подозревался в этих первоначальных исследований, мы и описать эти дальнейших экспериментов с участием нэпа роль в плазмы кровоподтек. Однако в центре внимания этой рукописи не нэпа или его роль в плазмы кровоподтек, но скорее плазмы кровоподтек эксперименты сами. Результаты НЭПа, представитель рода результаты, которые могут быть получены путем использования этого измененного Протокола. Эванс синий метод измерения плазмы кровоподтек оптимизированы и изменены, как описано в деталях ниже для FVBN мышей.

протокол

Все применимые международные, национальные и/или институциональные руководящие принципы ухода и использования животных (мышей) были проведены в эксперименты, описанные в этой рукописи.

Этот метод использует FVBN взрослых мышей, в возрасте 16-20 недель, оказалась оптимальной для целей данного исследования. 1 день включает в себя шаги 1-5 и 2 день шаги 6-7 (рис. 1).

1. Оборудование для подготовки

  1. Обеспечить адекватное снабжение стерильные, одноразовые шприцы и иглы, если кетамин/Ксилазина используется в качестве анестетика (как рекомендуется). При изофлюрановая используется как обезболивающее, проверьте танк кислород и уровень жидкости изофлюрановая чтобы убедиться, что есть адекватных поставок для эксперимента перед началом. Кроме того собрать ураном, дышая цепи и прикрепить их к индукции поля; Прикрепите новый угольный канистры в дыхательной цепи. Подготовьте поле индукции, повернув на кислород и выяснения, что второй этап читает примерно 50 psi.
  2. Включите электрогрелку до 37 ° C.
  3. Подготовьте ректальной температуры зонда для хирургии.

2. Подготовка мыши

Этот шаг включает анестезии, удаление волос и позиционирования (взрослый FVBN мышей возраст 16-20 недель).

  1. Взвешивание мышей и записывать весов.
  2. Анестезировать мышей.
    1. Администрировать кетамина и ксилазина IP (80-100 мг/кг и 7,5-16 мг/кг, соответственно). Однако, рекомендуется начать с более низких доз кетамина и ксилазина (о 30 мг/кг и 6 мг/кг, соответственно).
    2. Поддержание анестезии с около 0,1 - 0,25 раз первоначальный доз кетамина/Ксилазина всей операции. Кетамин и ксилазина были обезболивающий агент(ы) выбора в данное исследование, наблюдались более воспроизводимость и живучести. Цистит агент(ы) выбора в других исследованиях может найти быть разными.  Если используется изофлюрановая, поместите мышь в камеру всасывание и включите изофлюрановая до 5%, до тех пор, пока мышь теряет полное сознание. Затем используйте носовые ураном в 1,5-2,5% изофлюрановая оставшуюся часть процедуры.
  3. Отслеживать мышей каждые 2-3 мин, мыс пинча для проверки соответствующей глубины анестезии.
  4. Бритье области брюшной шеи мыши.
  5. Поместите указатель мыши в лежачем положении на разогретой pad. Закрепите лапы и ноги мыши на хирургические поверхность с лентой.
  6. Место мазь искусственные слезы на глаза, чтобы предотвратить высыхание во время операции.

3. Хирургическое детали

  1. Сделайте разрез 1 см в правом вентральной шею над яремной вены.
  2. Применить одну или две капли лидокаина (1-2%) в области разреза для управления боли и содействовать вазодилатации. Подождите 2 мин для лидокаина вступили в силу.
  3. Разоблачить и изолировать право внутренней яремной вены через тупым рассечение. Галстук Вену с с 4-0 швом и аккуратно убрать ростральной конце судна с зажим. Вырежьте отверстие, с помощью тонкой ножницы, около 3 мм ниже или хвостовой галстук, примерно на полпути через диаметр вен.
  4. Марка ПВ-1 поливинилового катетер 1,5 см от конца и вставьте его в яремную Вену через отверстие с помощью расширителя судна и поток катетер к хвостовой конец судна, приблизительно 1,5 см.
  5. Галстук катетер надежно внутри хвостовой части судна (ниже разреза), с 4-0 шелк. Галстук ростральной части судна к внешней катетер с свободные концы швов, который был использован для галстук с ростральной яремной вены, на шаге 3.3.
  6. Липкости кожи слабо обратно вместе вокруг катетера с шелком 4-0, чтобы предотвратить потерю тепла тела и сушки тканей.
  7. Подключите катетер к шприцу, содержащий гепаринизированным физраствора (10 ед/мл) и промойте катетер.

4. инъекции

  1. Inject Эванс синий раствор (50 мкл 30 мг/мл раствора в нормальных, unheparinized солевой раствор 0,9%, или примерно 50 мг/кг) в яремной катетер, следуют небольшой объем гепаринизированным солевой раствор для очистки линии.
  2. 2 мин позже, придать вещество P (100 мкл раствора 0,3 мкм в нормальный, unheparinized солевой раствор 0,9%, или 1 нмоль/кг), следуют небольшой объем гепаринизированным солевой раствор для очистки линии. Субстанция Р дополняет кровоподтек белков плазмы через эндотелиального слоя; в этом протоколе он регулярно вызывает увеличение плазмы кровоподтек значения приблизительно в 1,5 раза, делая плазмы кровоподтек значения легче измерить.
  3. После того, как вводили вещества P, подождите 18 мин. В это время Эванс синий краситель макроэкономическую и распространить.
  4. Прекратить эксперимент 18 мин после инъекции вещества P (20 мин после инъекции Эванс синий), жертвуя мыши с шейки матки дислокации. Вполне вероятно, что мышь может быть непосредственно cervically вывих, без предоставления передозировки анестетика, как мышь, вероятно все еще хорошо наркотизированных от операции. Однако если это необходимо, передозировка анестезии кетамином/Ксилазина, изофлюрановая или Пентобарбитал может предоставляться, следуют шейки матки дислокации.

5. изоляция органов

  1. Разрезать грудную полость мыши и тяжести perfuse (с высоты около 51 см или 20»), сердца и кровеносных сосудов с 50 мл, натрия цитрата 50 мм, рН 3,5. рН 3,5 предположительно сохраняет Эванс синий привязки альбумина.
  2. Акцизный соответствующих органов (тканей) 1-5 с рассечения скальпель (например мочевого пузыря, почек, желудка, печени, поджелудочной железы, проксимальных и дистальных Колон, подвздошной кишки, двенадцатиперстной кишки, фланка кожи, уши, хвост, сердца или легких) и удалите любые остаточные содержания, если настоящее время.
  3. Промывайте органы в комнатной температуре (RT) фосфат амортизированное saline (PBS; 1,44 г Na2HPO4, 0,24 г х2PO4, 8,0 г NaCl и 0,20 г KCl в 1 Л, рН 7,4).
  4. Пятно органов с ткани, пополам каждый орган, и весят каждой половины (влажный весов, соль).
  5. Сухие одной половины ткани в сушильном шкафу при 150 ° C, на фольгу, на 48 ч.
  6. Место других тканей, половина в последовательной объем (до 200 мкл) формамид в отцентрифугировать трубки в течение 48 часов (и до 72 ч) для извлечения Эванс синий.

6. Измерение ткани ОД

  1. Удаление 50 мкл Эванс сине проникнуты формамид (после 48-72 ч RT инкубации) из трубки отцентрифугировать и место в одну скважину 96-луночных пенополистирольные плиты. Будьте осторожны, чтобы не передачи куски ткани вместе с формамида.
  2. Место 50 мкл новой, чистой формамид в каждый из двух пустых скважин 96-луночных пластины для заготовок.
  3. Измерьте и запишите ОД620 каждой скважины 96-луночных пластины на читателя пластины поглощения. 620 Нм является поглощение Макс Эванс синего.

7. Расчет плазмы кровоподтек

  1. Вес сухой ткани половина, которая была в духовке в течение 48 ч.
  2. Вычислите коэффициент веса мокрой сухой вес для конкретного органа интерес от каждой индивидуальной мыши, начиная с живого веса этой ткани половина (полученные в шаг 5.4), делится на сухой вес этой же ткани половина (полученные в шаг 7.1).
  3. Рассчитать сухой вес (г) ткани пополам формамид путем деления сырого веса половину, прежде чем он был помещен в формамид (полученные на шаге 5.4) по мокрой ткани: сухой вес коэффициент для конкретного органа интерес (рассчитанная на шаге 7.2).
  4. Вычислить значения исправлены ОД620 . Начиная с ОД620 значение из каждой экспериментальной скважины 96-луночных пластины (содержащие Эванс сине проникнуты формамид от каждой ткани, полученные на шаге 6.3), вычесть пустой хорошо ОД620 (стоимость средняя ОД620 две скважины, содержащих чистые формамид, подготовленную на этапе 6.2, ОД620 значения, полученные на шаге 6.3) от каждого экспериментальные значения.
  5. Вычислить значение плазмы кровоподтек путем деления исправленные ОД620 (исчисляемый шаг 7,4), сухой вес ткани пополам формамид (исчисляемый шаг 7.3). Единиц плазмы кровоподтек будет ОД620/г сухого веса.
  6. Анализировать данные и выразить как среднее ± SEM. статистически сравнивать группы t или односторонний дисперсионный анализ и испытания Scheffé в множественные сравнения (lycofs01.lycoming.edu), в случае необходимости.

Результаты

На рисунке 1показано схема процедуры, который был найден приведет к наиболее надежных и последовательных вещество P индуцированной плазмы кровоподтек значения из органов FVBN мышей. Эта процедура обычно занимает два дня работы, разделенных по крайней ме...

Обсуждение

Как указывалось выше, исследование плазмы кровоподтек в конечном итоге может привести к новые знания о причинах или новые способы препятствовать или лечения плазмы кровоподтек. Успешное использование плазмы кровоподтек протокола (см. выше), с помощью Эванс синий краситель, была продем...

Раскрытие информации

Авторы не имеют ничего сообщать.

Благодарности

Авторы хотели бы поблагодарить Энди Почобут и доктор Йори Лещинский за их ценную помощь и изменения в этой рукописи.  При поддержке грантов, полученных от национальных сердца, легких и крови института (NHLBI RO1 HL078929, PPG HL014985 и RO3 HL095439) и Департамент по делам ветеранов (заслуги обзор).

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
isofluraneVet One200-070inhaled anesthetic
ketamineVet One200-055injectable anesthetic
xylazineLloyd Laboratories139-236injectable anesthetic
syringes (10,3 & 1 cc)Becton Dickinson309604, 309657, 309659
needles (20G1,23G1 & 26G1/2)Becton Dickinson305178, 305193, 305111
isoflurane induction chamberVetEquip9414431 Liter
nosecone breathing circuits VetEquipRC2Rodent Circuit Controller 2
oxygen tankAirgasUN 1072100% medical
heating padCWE Inc.TC-1000temperature controller
rectal temperature probeCWE Inc.10-09012mouse
balance (for rodents)OhausCS 2000
surgical tools-scissorsFine Science tools15000-00Vannas Spring scissors 3mm straight blade (cutting vessels)  
surgical tools-forcepsFine Science tools11151-10Graefe extra fine forceps (isolating mouse vessels)
surgical tools-hemostatsFine Science tools13009-12Halstead-mosquito hemostats (blunt dissect, hold tissue)
surgical tools -suture driversFine Science tools12502-12Olsen-Hegar suture drivers (suturing)
surgical tools-forcepsFine Science tools11627-12Adson-Brown alligator forceps (tissue grasping suturing, rat)
surgical tools-scissorsFine Science tools14110-15Mayo tough cut scissors 15 cm (surgery, dissection, bones, rat)
surgical tools-forcepsFine Science tools18025-10suture tying forceps (used for Millar cath)
surgical tools-scissorsFine Science tools14078-10Lexer Baby scissors straight (surgery, mouse)
surgical tools-forcepsFine Science tools11254-20Dumont #5 fine-tip forceps (rat vessels, dissection)
surgical tools-scissorsFine Science tools14082-09Dissector scissors 12 mm (surgery, rat mouse)
surgical tools-forcepsFine Science tools11051-1010 cm Graefe forceps (tissue grasping, rat mouse)
surgical tools-forcepsFine Science tools11251-35Dumont 5/45 forceps (introducer for vessels)
surgical tools-retractorsFine Science tools17012-11Weitlaner retractors 2/3 tooth (rat surgical)
surgical tools-forcepsFine Science tools11294-00Dumont #4 forceps (vessel isolation rats, mice)
surgical tools-forcepsFine Science tools11297-00Dumont #7 forceps (tissue grasping, dissection)
surgical tools-scissorsFine Science tools14058-11tough cut iris scissors (mouse dissection, bones)
surgical tools-forcepsFine Science tools11009-13serrated, curved Semken forceps (tissue grasping, mouse rat)
surgical tools-hemostatsFine Science tools13003-10Hartman curved hemostats (blunt dissect, hold tissue)
surgical tools-forcepsFine Science tools11006-12Adson serrated forceps (tissue grasping)
clippersOsterA5
tapeFisherbrand159015G
artificial tear ointmentAkorn Inc13985-600-03
lidocaineHospira0409-4277-012% injectable
polyvinyl cathetersTygonPV-1
Evans blueSigma AldrichE2129
Substance PBachem H-1890
heparinSagent Pharmaceuticals25201-400-101000 U/ml
saline solutionHospira0409-7138-090.9% sodium chloride
phenobarbital Vortech0298-9373-68
sodium citrateFisher ScientificBP327-1
PBSSigma AldrichP4417-50TAB 
Kimwipes for blottingFisher Scientific06-666A
formamideSigma Aldrich47670
microbalanceDenver InstrumentAPX-60
microfuge tubesFisher Scientific07-200-534
polystyrene 96 well plateBecton Dickenson351172
absorbance plate readerBioTekSynergy 2
polyacrylamide gelsBio-Rad3450014 
protein molecular weight standardBio-Rad1610374
Protran supported nitrocelluloseAmersham (GE)10600015
gel boxBio-Rad1658005
TrisFisher ScientificBP152-1
Tween20Sigma AldrichP-1379
sodium chlorideFisher ScientificS271-1
primary NEP polyclonal antibody R & D SystemsAF1182
doxycycline chowTeklad (HARLAN)TD.130750 
FVB/NJ wild type miceJackson001800
secondary antibody (goat anti-rabbit)ZyMed81-6120
ECL solution-Western Lightening PlusPerkinElmerNEL104001EA
filmPierce34091

Ссылки

  1. Snijdelaar, D. G., Dirksen, R., Slappendel, R., Crul, B. J. Substance P. Eur J Pain. 4 (2), 121-135 (2000).
  2. Rubinstein, I., Iwamoto, I., Ueki, I. F., Borson, D. B., Nadel, J. A. Recombinant neutral endopeptidase attenuates substance P-induced plasma extravasation in the guinea pig skin. Int Arch Allergy Appl Immunol. 91 (3), 232-238 (1990).
  3. Szabo, A., Menger, M. D., Boros, M. Microvascular and epithelial permeability measurements in laboratory animals. Microsurgery. 26 (1), 50-53 (2006).
  4. Radu, M., Chernoff, J. An in vivo assay to test blood vessel permeability. J Vis Exp. (73), e50062 (2013).
  5. Moitra, J., Sammani, S., Garcia, J. G. Re-evaluation of Evans Blue dye as a marker of albumin clearance in murine models of acute lung injury. Transl Res. 150 (4), 253-265 (2007).
  6. Figini, M., et al. Substance P and bradykinin stimulate plasma extravasation in the mouse gastrointestinal tract and pancreas. Am J Physiol. 272 (4), 785-793 (1997).
  7. Awad, A. S., et al. Selective sphingosine 1-phosphate 1 receptor activation reduces ischemia-reperfusion injury in mouse kidney. Am J Physiol Renal Physiol. 290 (6), 1516-1524 (2006).
  8. Lu, B., et al. The control of microvascular permeability and blood pressure by neutral endopeptidase. Nat Med. 3 (8), 904-907 (1997).
  9. Gendron, G., Simard, B., Gobeil, F., Sirois, P., D'Orleans-Juste, P., Regoli, D. Human urotensin-II enhances plasma extravasation in specific vascular districts in Wistar rats. Can J Physiol Pharmacol. 82 (1), 16-21 (2004).
  10. Xu, Q., Qaum, T., Adamis, A. P. Sensitive blood-retinal barrier breakdown quantitation using Evans blue. Invest Ophthalmol Vis Sci. 42 (3), 789-794 (2001).
  11. Saria, A., Lundberg, J. M. Evans blue fluorescence: quantitative and morphological evaluation of vascular permeability in animal tissues. J Neurosci Methods. 8 (1), 41-49 (1983).
  12. Fricke, I. B., et al. In vivo bioluminescence imaging of neurogenesis - the role of the blood brain barrier in an experimental model of Parkinson's disease. Eur J Neurosci. 45 (7), 975-986 (2017).
  13. Pink, D. B., Schulte, W., Parseghian, M. H., Zijlstra, A., Lewis, J. D. Real-time visualization and quantitation of vascular permeability in vivo: implications for drug delivery. PLoS One. 7 (3), 33760 (2012).
  14. Jain, R. K., Munn, L. L., Fukumura, D. Dissecting tumour pathophysiology using intravital microscopy. Nat Rev Cancer. 2 (4), 266-276 (2002).
  15. Vandoorne, K., Addadi, Y., Neeman, M. Visualizing vascular permeability and lymphatic drainage using labeled serum albumin. Angiogenesis. 13 (2), 75-85 (2010).
  16. Turner, A. J., Nalivaeva, N. N. Proteinase dysbalance in pathology: the neprilysin (NEP) and angiotensin-converting enzyme (ACE) families. Cell Mol Biol (Noisy-le-grand). 52 (4), 40-48 (2006).
  17. Lu, B., Gerard, N. P., Kolakowski, L. F., Finco, O., Carroll, M. C., Gerard, C. Neutral endopeptidase modulates septic shock. Ann N Y Acad Sci. 780, 156-163 (1996).
  18. Dempsey, E. C., et al. Neprilysin null mice develop exaggerated pulmonary vascular remodeling in response to chronic hypoxia. Am J Pathol. 174 (3), 782-796 (2009).
  19. Karoor, V., Oka, M., Walchak, S. J., Hersh, L. B., Miller, Y. E., Dempsey, E. C. Neprilysin regulates pulmonary artery smooth muscle cell phenotype through a platelet-derived growth factor receptor-dependent mechanism. Hypertension. 61 (4), 921-930 (2013).
  20. Chu, P., Arber, D. A. Paraffin-section detection of CD10 in 505 nonhematopoietic neoplasms. Frequent expression in renal cell carcinoma and endometrial stromal sarcoma. Am J Clin Pathol. 113 (3), 374-382 (2000).
  21. Bircan, S., Candir, O., Kapucuoglu, N., Serel, T. A., Ciris, M., Karahan, N. CD10 expression in urothelial bladder carcinomas: a pilot study. Urol Int. 77 (2), 107-113 (2006).
  22. Koiso, K., Akaza, H., Ohtani, M., Miyanaga, N., Aoyagi, K. A new tumor marker for bladder cancer. Int J Urol. 1 (1), 33-36 (1994).
  23. Wick, M. J., et al. Protection against vascular leak in neprilysin transgenic mice with complex overexpression pattern. Transgenic Res. 25 (6), 773-784 (2016).
  24. Natah, S. S., Srinivasan, S., Pittman, Q., Zhao, Z., Dunn, J. F. Effects of acute hypoxia and hyperthermia on the permeability of the blood-brain barrier in adult rats. J Appl Physiol. 107 (4), 1348-1356 (2009).
  25. Scholzen, T. E., et al. Neutral endopeptidase terminates substance P-induced inflammation in allergic contact dermatitis. J Immunol. 166 (2), 1285-1291 (2001).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

139Pneprilysin

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены