Массивное понтиновское кровоизлияние путем двойной инъекции аутологичной крови

Резюме

Мы представляем протокол для установления модели массивного понтийного кровоизлияния у крысы с помощью двойной инъекции аутологичной крови.

Аннотация

Мы предоставляем протокол для установления модели массивного понтийного кровоизлияния у крысы. Крысы весом около 250 граммов были использованы в этом исследовании. Сто микролитров аутологичной крови брали из хвостовой вены и стереотаксически вводили в понс. Процесс инъекции разделили на 2 этапа: сначала 10 мкл крови вводили в определенное место, переднезадневое положение (АП) -9,0 мм; боковой (Лат) 0 мм; вертикальная (Верт) -9,2 мм, с последующим вторым введением остаточной крови, расположенной при АП -9,0 мм; Лат 0 мм; Верт -9,0 мм с 20-минутным интервалом. Для оценки неврологической функции использовались тест на балансир, тест на размещение конечностей и модифицированный нейрооценка Voestch. Магнитно-резонансная томография (МРТ) использовалась для оценки объема кровоизлияния in vivo. Симптомы этой модели соответствовали пациентам с массивным понтийным кровоизлиянием.

Введение

Внутримозговое кровоизлияние составляет пятую часть пациентов с инсультом. Прогноз внутримозгового кровоизлияния зависит от скорости, объема и локализации кровотечения^1,2. По сравнению с кровоизлиянием в передний мозг, кровоизлияние в ствол мозга имеет более высокую смертность и заболеваемость^3. Около 40% кровоизлияний в ствол мозга происходит в понс^4. Этиология и патофизиология понтинного кровоизлияния совершенно различны и менее изучены, чем кровоизлияние в передний мозг^5.

Существует два вида понтийных кровоизлияния на животных моделях. Одной из них является модель спонтанного кровоизлияния, индуцированная инфузией бактериальной коллагеназы в понс^6,7,8. Самым большим преимуществом этой модели является то, что кровотечение является спонтанным. Однако коллагеназа может вызвать только небольшой объем понтинового кровоизлияния. Кроме того, коллагеназа может вызвать другие травмы головного мозга. Другая модель индуцируется стереотаксической инъекцией аутологичной крови в понс^9. Преимущество этой модели в том, что ее легко освоить с высоким показателем успешности. Теоретически, исследователи могли бы вводить любой объем крови в любое место понсов. Однако из-за обратной утечки через игольчатый путь объем инъекций ограничен. В последнее время был предложен метод двойной инъекции для уменьшения обратной утечки^9. Этот метод вводит аутологистную кровь дважды с 20-минутным интервалом между инъекциями. Метод двойной инъекции применяется для индуцирования легкого (30 мкл) и умеренного (60 мкл) понтинового кровоизлияния, но не массивного понтинового кровоизлияния. В клинике большинство пациентов с понтийным кровоизлиянием с плохим прогнозом имеют массивное кровоизлияние (более 10 мл).

В предыдущем исследовании мы предоставили протокол для установления модели ишемического инсульта понтина у крыс^10. В этом исследовании мы модифицируем существующий метод двойной инъекции и предоставляем подробный протокол, чтобы вызвать массивное понтийное кровоизлияние у крысы путем двойной инъекции 100 мкл аутологичной крови в двух разных местах в понс.

протокол

Протокол был рассмотрен и одобрен Институциональным комитетом по уходу за животными и их использованию Второй аффилированной больницы Медицинского университета Гуанчжоу. Крысы были предоставлены Центром животных Южного медицинского университета. Экспериментальная конструкция показана на рисунке 1.

1. Животные и инструменты

1. Используйте 8-недельного самца крыс Sprague-Dawley весом 250 ± 10 г.
2. Размещайте крыс в течение не менее 7 дней до операции в контролируемых условиях окружающей среды с температурой окружающей среды 25 ° C, относительной влажностью 65% и циклом 12/12 ч свет-темнота.
3. Обеспечьте еду и воду без ограничений.
4. Подготовьте приборы(рисунок 2А-Е).

2. Ввести кровь в понс

1. Взвесьте крыс еще раз за 3 дня до операции, чтобы выбрать крыс с подходящей массой тела для экспериментов.
2. В течение 3 дней перед моделированием научите крыс ходить на бревне 3 раза в день, чтобы нормальные крысы могли пройти балансир без паузы.
3. Разогреть грелку до 37 °C перед анестезией.
4. Прикрепите микродрень к держателю на стереотаксической рамке.
5. Вводят крысам 50 мг/кг кетамина и 5 мг/кг ксилазина внутрибрюшинно. Подождите, пока не будет ответа на защемление.
6. Транспортировать крысу в стереотаксическую рамку в положении лежа. Поставьте ушные вкладыши над ушным каналом, чтобы закрепить голову. Зафиксируйте череп в горизонтальном положении, чтобы избежать перекоса инъекции(рисунок 2F).
7. Поддерживайте анестезию изофлураном (97,5% кислорода и 2,5% изофлурана) через стереотаксический носовой конус с входным и выходным портом.
8. Используйте глазную мазь, чтобы сохранить роговицу влажной.
9. Сбрить волосы над черепом микробритвой.
10. Нарисуйте среднюю линию 3 см маркером в черепе от линии двустороннего бокового кантуса до 0,5 см позади заднего родничка, как показано на рисунке 2F.
11. Наносите энтойодный хирургический скраб циркулярным способом, начиная с середины отмеченной средней линии и вращаясь наружу.
12. Поместите хирургическую драпировку.
13. Сделайте разрез скальпелем по обозначенной средней линии.
14. Используйте ватный тампон, чтобы удалить любую потенциальную кровь.
15. Поместите кусок щипцов на каждую сторону лоскута головы, чтобы обнажить череп(рисунок 2G).
16. Окуните ватный тампон в 0,9% физиологического раствора и аккуратно удалите соединительные ткани из кости черепа, чтобы избежать попадания соединительных тканей в микродрил.
17. Отметьте центральную точку брегмы как точку отправления маркером.
18. Выполните тре черепно-тиэктомию (диаметром 1 мм) с помощью микродрила при AP-9,0 мм, Lat 0 мм(рисунок 1B и таблица 1). Действуйте осторожно, потому что эта точка находится очень близко к венозному синусу(рисунок 2G).
19. Удалите микродрень из стереотаксической рамки.
20. Поместите шприц Гамильтона 100 мкл в стереотаксический держатель(рисунок 2K). Включите переключатель инжекционного насоса, нажмите кнопку Быстрой ингаляции, раствор аспирата гепарина (12500 ЕД, разбавленный в 100 мл физиологического раствора) до 100 мкл, а затем полностью слить его, чтобы предотвратить слишком быстрое свертывание крови.
21. Нанесите хлоргексидин и 75% спиртовой хирургический скраб на весь хвост от корня до кончика не менее 3 раз, чтобы продезинфицировать кожу, смягчить роговость и расширить хвостовую вену, чтобы увеличить частоту успеха инъекции.
22. Прикрепите иглоукалывание кожи головы к шприцу 1 мл.
23. Вставьте иглоукалывание кожи головы в боковую хвостовую вену на 3 см от кончика хвоста и возьмите 150 мкл крови(рисунок 2Н).
24. Снимите иглоукалывание кожи головы со шприца 1 мл.
25. Перенесите кровь в пробирку(рисунок 2I).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Быстро переносите, чтобы предотвратить свертывание крови.
26. Смените хирургические перчатки.
27. Выберите режим вывода, установите громкость на 100 мкл, установите скорость на уровне 200 мкл/мин, нажмите кнопку RUN, аспирировать 100 мкл крови в шприц Гамильтона(рисунок 2J).
28. Выберите режим Infuse, установите скорость на уровне 1 мкл/мин.
29. Выдвигайте шприц до тех пор, пока наконечник не достигнет 9,2 мм ниже поверхности мозга(рисунок 1С и рисунок 2L).
30. Нажмите кнопку Run, вводят первые 10 мкл крови со скоростью 1 мкл/мин(таблица 1).
31. Остановите инъекцию и оставьте шприц в положении на 20 минут, чтобы предотвратить поступление крови в субарахноидальное пространство.
32. Втягивайте шприц до тех пор, пока наконечник не прибудет на 9,0 мм ниже поверхности мозга.
33. Возобновляйте инъекцию с той же скоростью 1 мкл/мин до тех пор, пока остаточная кровь не будет введена полностью.
34. Оставьте шприц в положении на 10 минут, чтобы избежать обратного потока крови.
35. Медленно извлеките шприц из мозга.
36. Используйте костный цемент, чтобы покрыть отверстие для краниотомии.
37. Когда цемент высохнет, зашивают рану 4-0 полиамидной нитью шва. После пришивания 3 или 4 швов завяжите 2-1-1 стандартных хирургических узла.
38. Для профилактики инфекции крысам вводят пенициллин (0,25 мл, 80 МЕ, разведенных в 4 мл физиологического раствора) внутрибрюшинно.
39. Вводят крысам подкожно тартрат буторфанола (2,5 мг/кг) и повторяют инъекцию каждые 2 часа для облегчения послеоперационной боли до 24 часов после операции.
40. Наблюдайте за крысой каждые 15 минут, пока она полностью не оправится от анестезии. Верните его в исходную клетку, с грелкой под клеткой. Обеспечьте крысе свободный доступ к пище и воде до жертвоприношения.

3. Поведенческие тесты

ПРИМЕЧАНИЕ: Выполните поведенческие тесты на 1-й день, 3-й день, 7-й день и 14-й день после моделирования, включая тест на балансир, тест на размещение конечностей и модифицированный нейрооценку Voetsch.

1. Испытание балансирового пучка¹¹.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Это тест, специально предназначенный для изучения сенсомоторной функции задней конечности.
   1. Подготовлен аппарат для того, чтобы балка (шириной 3 см × длиной 70 см) была на 20 см выше пола.
   2. Поставьте темный ящик на заднем конце балки с узким входом.
   3. Поместите генератор белого шума и яркий источник света, которые используются для мотивации крысы пересечь луч и войти в стойку ворот, на головном конце луча.
   4. Остановите шум и свет, когда животное войдет в стойку ворот. Запишите задержку от головы до стойки ворот (в секундах) и производительность задней конечности во время прохождения луча.
   5. Запишите оценку производительности следующим образом: 0, балансы с устойчивой осанкой; 1, захваты со стороны балки; 2, прижимает балку с 1 задним сгибаем; 3, прижимает балку с 2 конечностями, отваливающимися или вращающимися вокруг балки более 60 с; 4, пытается балансировать на бревне >40 с, но падает; 5, пытается балансировать на луче >20 с, но отваливается; и 6, отваливается, без попытки сбалансировать или балансировать на луче <20 с.
2. Тест на размещение конечностей
   ПРИМЕЧАНИЕ: Тест на размещение конечностей исследует 3 независимых стимула зрения, осязания и проприоцепции с 6 параметрами для оценки сенсомоторной функции крысы. Общий показатель неврологической функции варьировался от 0 до 12. Перед тестом крыса должна привыкнуть к обращению.
   1. Держите крысу за спину и медленно ставить на стол с высоты 10 см. Обычно крыса растягивает передние конечности и ложит их на стол.
   2. Схватите крысу за спину и держите ее лицом к краю стола. Наблюдается реакция передних конечности. Обычная крыса размещала передние конечности на столе.
   3. Пусть крыса схватится за край стола. Обычная крыса будет использовать подбородок, чтобы предотвратить прикосновение волос носа и носа к краю стола.
   4. Положите крысу на стол, мягко надавите на крысу с легким боковым давлением за плечо к краю стола и наблюдайте за расположением передних и задних конечности. Нормальная крыса схватила бы край передними и задними конечноями.
   5. Положите крысу на стол мордочкой к краю и осторожно протолкнуть ее сзади к краю. Нормальная крыса схватила бы край передними конечноями.
   6. Положите крысу на стол спиной к краю и прижмите ее спиной к краю стола. Наблюдают за реакцией задних конечности. Нормальная крыса схватила бы край задними налимками.
   7. Оцените расположение передних или задних конечности к краю стола. Запишите баллы следующим образом: 0, без размещения; 1, незавершенное и/или отложенное размещение; 2, немедленное, полное размещение.
3. Модифицированный нейроскор Voetsch⁸
   ПРИМЕЧАНИЕ: Модифицированная нейрооценка Voetsch представляет собой оценку сенсомоторной способности по вертебробазилярной шкале, содержащую 14 параметров: движение головы, активность, слух, болевой рефлекс, рефлекс роговицы, проприоцепция, ощущение шеи, исследование, кружение, осевое ощущение туловища, движение 4 конечностей, движение передних конечностей, скалолазание и ходьба лучом. Оценка по каждому параметру колеблется от 0 (полный неврологический дефицит) до 3 (отсутствие неврологического дефицита). Общий балл неврологической функции колеблется от 0 до 42.
   1. Положите крысу на стол (50 см длиной × шириной 35 см) и дайте ей пошевелиться в течение пяти минут. Наблюдайте за спонтанным движением его головы: движется во всех измерениях, 3; предпочитает одну сторону, 2; только движение в 1 сторону, 1; согнутый в одностороннюю сторону, 0.
   2. Положите крысу на стол (50 см длиной × шириной 35 см) и дайте ей пошевелиться в течение пяти минут. Деятельность определяется как: полностью отзывчивая, 3; умеренно отзывчивый, 2; минимально отзывчивый, 1; кома, 0.
   3. Наблюдают краниокаудальное кружение: поворачивается двусторонне, 3; предпочитает 1 сторону, 2; только с 1 стороны, 1; упал на 1 сторону, 0.
   4. Оценка движения передних конечности: равное и двустороннее движение, 3; незначительная асимметрия, 2; большая асимметрия, 1; парез, 0.
   5. Оцените движение 4 конечностей: равное и двустороннее движение, 3; незначительная асимметрия, 2; большая асимметрия, 1; парез, 0.
   6. Когда крыса неподвижна, выполните ущемление уха, чтобы стимулировать ушные раковины и проверить болевой рефлекс: быстро и симметрично удаляется от стимула, 3; медленно или асимметрично удаляется от стимула, 2; показывает некоторое движение в ответ на боль, 1; без реакции, 0.
   7. Когда крыса неподвижна, издавайте шум по обе стороны тела крысы, чтобы проверить слух: растирание пальцев, 3; щелчки пальцев, 2; громкие хлопки, 1 и не поразительно, 0.
   8. Чтобы проверить проприоцепцию, коснитесь вибрисс крысы с обеих сторон соответственно тупой палочкой и наблюдайте за ее реакцией на раздражитель: реагируйте на прикосновение, 3; снижение реакции с одной стороны, 2; уменьшено с обеих сторон, 1; отсутствует, 0.
   9. Чтобы оценить осевое ощущение туловища, поместите тупую палочку по обе стороны тела крысы и наблюдайте за ее реакцией на раздражитель: резкая и симметричная реакция на раздражители, 3; слегка уменьшенная или асимметричная реакция, 2; значительно уменьшенная и асимметричная реакция, 1 и отсутствие реакции, 0.
   10. Чтобы проверить рефлекс роговицы, удерживайте крысу и быстро коснитесь роговицы с обеих сторон ватным тампоном: оба глаза быстро закрываются, 3; снижение рефлекса с одной стороны, 2; уменьшено с обеих сторон, 1; отсутствует, 0.
   11. Чтобы проверить ощущение шеи, удерживайте крысу и используйте тупую палку, чтобы коснуться шеи: активно реагирует на прикосновение, 3; замедленная реакция на прикосновение, 2; значительно сниженная реакция, 1; без реакции, 0.
   12. Чтобы наблюдать за исследованием, используйте светлый темный ящик.
       ПРИМЕЧАНИЕ: Две трети коробки должны быть открыты и освещены, в то время как остальная часть покрыта и темна. Дверь размером 7 см соединяет два отсека.
   13. Поместите крысу в светлый отсек на 5 минут, а затем в темный отсек еще на 5 минут, дайте ей передвигаться и запишите действия крысы. Когда в одной комнате будут размещены 4 конечности, запишите ее как вход. Запись баллов выглядит следующим образом: достигает светлых и темных отсеков активно, 3; достигает 1 отсека, 2; движется медленно только после стимула, 1; и без движения, 0.
   14. Чтобы проверить способность к набору высоты, поместите крысу на дно плоскости шириной 20 см, длиной 70 см с углом 30 градусов к горизонтальной земле. Рекорд баллов следующий: способен подняться на вершину, 3; нарушение скалолазания, 2; стационарный захват, 1; и падает сразу, 0.
   15. Чтобы осмотреть балку ходьбы, положите крысу на один конец балки шириной 3 см, длиной 70 см, которая находится на 20 см над землей, запишите оценки следующим образом: исследует весь луч, 3; исследует часть балки, 2; некоторое движение и падения, 1; без движения, 0.
   16. Рассчитайте баллы.

4. Подтверждение кровоизлияния с помощью МРТ

1. Выполните МРТ-сканирование через 24 ч после операции.
2. Обезболить крыс изофлураном (5% для индукции, 1%-1,5% для поддержания).
3. Закрепите голову крысы в катушке мозгового массива крысы в сочетании с объемной катушкой только для передачи.
4. Поместите катушку вместе с крысой в МРТ-сканер. Закрепите крысу в колыбели с помощью зубных и ушных стержней.
5. Используйте замкнутую термообложку для поддержания температуры тела крысы на уровне 37 ± 0,5 °C во время МРТ-сканирования.
6. Выполните пилотную последовательность, чтобы обеспечить правильную геометрию.
7. Примените быстровращаемую эхо-последовательность для сбора сканирования, взвешенного по T2. Задайте следующие параметры: время эхо (TE), 132 мс; время повторения (TR), 2 500 мс; матрица приобретения, 148 × 148; поле зрения, 100 мм × 100 мм; 12 ломтиков; Толщина 1,5 мм.
8. Верните крысу в клетку.

5. Подтверждение кровоизлияния грубой анатомией

ПРИМЕЧАНИЕ: Жертвоприношение крыс в назначенную точку времени, через 24 ч и 14 d после операции(рисунок 1D).

1. Обезболивают крысу 5% изофлураном до потери сознания. Затем усыпить его углекислым газом_(СО2)(20-30% от объема клетки в минуту).
2. Подтвердите смерть, используя следующие признаки: отсутствие подъема и опускания грудной клетки, отсутствие пальпируемого сердцебиения, отсутствие реакции на защемление пальцев ног, плохой цвет слизистой оболочки, изменение цвета или непрозрачность в глазах.
3. Выполняют вывих шейки матки.
4. Закрепите крысу, заклеив лапы на стерильной платформе. Создайте разрез средней линии от шейки матки, чтобы обнажить гипогастрий грудной клетке и печени. Сделайте боковой разрез от верхнего стернального края вдоль ключицы в крайнем левом углу и еще один боковой разрез от кистого вдоль диафрагмы в крайнем левом углу, чтобы обнажить сердце. Поднимите засоску грудной клетки и закрепите ее на платформе штифтом.
5. Подключите конец иглы (27 г) к перфузионного насоса, содержащему физиологический раствор 4 °C. Продвините кончик иглы в сердце вдоль левого края левого желудочка, чтобы избежать попадания в предсердие. Включите перфузионный насос, чтобы убедиться, что наконечник находится в левом желудочке, затем сделайте разрез в правом предсердии.
6. Выключите перфузионный насос, когда жидкость, вытекаемая из правого предсердия, становится бесцветной, а печень белеет. Для этой процедуры требуется примерно 100 мл физиологического раствора 4 °C.
7. Обезглавить крысу и собрать весь мозг с помощью ножниц и щипцов. Удалите влагу с поверхности мозга с помощью промокательной бумаги.
8. Держите весь мозг при -80 °C в течение 1 мин.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Этот шаг может быть пропущен, если мозг можно разрезать без замораживания.
9. Положите мозг в корональную матрицу мозга крысы дорсальной стороной вверх.
10. Вставьте лезвие из нержавеющей стали толщиной 0,21 мм в центр кровоизлияния в соответствии с отверстием на поверхности мозга.
11. Вставляют другие лезвия в мозг с интервалом 2 мм.
12. Погружают участки мозга в 10 мл 4% раствора параформальдегида (ПФА) в течение 24 ч при 4 °C. Промыть их 0,01 ммоль/л фосфатного буферного физиологического раствора (PBS).
13. Организуйте участки от рострального до каудального и изобразите их.

6. Парафиновое сечение и окрашивание гематоксилином и эозином (HE)

1. Зафиксируйте мозг 4% раствором PFA в течение не менее 24 ч при комнатной температуре. Объем ПФА должен быть в 5-10 раз больше объема мозга.
2. Разрезайте мозг из центра кровоизлияния на две части с помощью лезвия и корональной матрицы мозга крысы.
3. Сделайте парафиновые тканевые блоки.
4. Секция парафинового тканевого блока коронально толщиной 40 мкм скользит по микротому, последовательно разрезает 4 участка, начиная с центра кровоизлияния, и плавает на водяной бане с 40 °C.
5. Установите секции размером 40 мкм (всего 8 слайдов на один мозг) на чистые стеклянные слайды и высушите воздухом ночью при комнатной температуре.
6. Выпекайте горки при 56 °C в течение 1 ч.
7. Промыть 3 мин в ксилоле, 3 раза.
8. Окуните секции в 30 раз в 100% этанол, еще в 30 раз в 100% этанол, в 30 раз в 95% этанол и еще в 30 раз в 95% этанол.
9. Смойте в водопроводной воде до чистого прозрачи.
10. Погружайте срезы в гематоксилин примерно на 10 мин.
11. Промойте в водопроводной воде до чистого прозрачи.
12. Погружайте срезы в эозиновую пятно на 30 с.
13. Обезвоживание слайдов с 3-4 погружениями 95% этанола, 3-4 погружения в 100% этанол, 100% этанола в течение 1 минуты и 10 погружений в 100% этанол + ксилол (1:1).
14. Очищают срезы ксилолом в течение 1 мин, 2 раза.
15. Монтаж с использованием невозгодного монтажного носителя и крышки.
16. Высушите участки на воздухе на ночь при комнатной температуре, затем высушите их.

7. Статистика

1. Используйте GraphPad Prism 6.0 для расчета t-теста Студента или теста Манна Уитни U.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Все данные должны быть выражены как среднее ± SE. Различия между двумя группами определяются с помощью t-теста двуххвостого студента или теста Манна Уитни U. P<0.05 определяется как статистическая значимость.

Результаты

В общей сложности было использовано 25 животных, 3 для контроля, 6 для 30 мкл, 6 для 60 мкл и 10 для инъекций в кровь по 100 мкл. Одна крыса, получившего инъекцию 100 мкл аутологиозной крови (1/10), умерла в течение 24 часов после операции.

Поведенчески?...

Обсуждение

В настоящем исследовании мы предоставили протокол для создания модели крыс с массивным понтийным кровоизлиянием. Данная модель может быть использована для исследования патофизиологического механизма и прогноза массивного понтинового кровоизлияния.

На протяжении все...

Материалы

Name	Company	Catalog Number	Comments
100ml Saline solution	Guangdong yixiang	191222201 C1	Preparing heparin diluent
100μl Microinjector	Shanghai Gaoge		Injection of autologous blood
1ml Syringe	Jiangsu Zhiyu	20191014	Withdraw autologous blood from the tail vein
75% Alcohol	Shandong Lierkang		Disinfection of rat tail
Adhesive tape	Shanghai Jinzhong		Surgicl instruments
Animal anesthesia system	RWD	R510-31S-6	Inducing and maintaining anesthesia
Balance beam	Jiangsu Saiangsi		For neurological deficit scores
Blades	Shanghai Feiying	74-C	For gross anatomy
Bone cement	Shanghai Xinshiji	20180306	Surgicl instruments
Brain tank	Shenzhen LEIYEA		For gross anatomy
Butorphanol tartrate	Jiangsu Hengrui		For pain management
Electric cranial drill	Nanjing  Darwin biotechnology	20180090018	Making a burr hole on the skull
EP tube	Nantong Surui		Transfer autologous blood
Erythromycin eye cream	Yunnan pharmacy		Eyes protection
HE dye liquor	Solarbio	G1120	For HE staining
Heating pad	Dangerous Jungle	JR01	Keeping warm
Heparin sodium injection	Chengdu Haitong Pharmacal Company	190701	Preparing heparin diluent
IndoPhors	Guoyao of China		Sterilization
Isoflurane	RWD	20080701	Inducing and maintaining anesthesia
Light dark box	Jiangsu Saiangsi		For neurological deficit scores
Micro-injection pump	Baoding Leifu	TFD03-01-C	Injection of autologous blood
MRI system	Philips		Confirmation of infarction in vivo
Needle holder	Shanghai Jinzhong	J32020	Surgicl instruments
Penicilin	Guoyao of China		Infection Prevention
Q-tips	Jiangxi Songhe		Surgicl instruments
Scalp heedle	Jiangxi Hongda	20200313	Withdraw autologous blood from the tail vein
Scalpel	Shanghai Kaiyuan	170902	Surgicl instruments
Shearing scissors	Shanghai Jinzhong	Y00040	Surgicl instruments
Stereotaxic apparatus	RWD	900-00001-00	for surgical positioning
Surgical towel	Xinxiang Huakangweicai	20070601	Surgicl instruments
Suture needle	Shanghai Jinzhong		Surgicl instruments
Suture scissors	Shanghai Jinzhong	J25041	Surgicl instruments
Tissue holding forcepts	Shanghai Jinzhong	J31080	Surgicl instruments