АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Мы представляем протокол для измерения лекарственного и радиационного ответа в режиме реального времени метастатических клеток рака молочной железы в органотипической модели среза мозга. Методы обеспечивают количественный анализ для изучения терапевтического воздействия различных методов лечения на метастазы в мозг от рака молочной железы ex vivo в интерфейсе микроокружения мозга.

Аннотация

Метастазы в мозг являются серьезным последствием рака молочной железы для женщин, поскольку эти опухоли трудно поддаются лечению и связаны с плохими клиническими результатами. Доклинические мышиные модели метастатического роста рака молочной железы (BCBM) полезны, но стоят дорого, и трудно отслеживать живые клетки и инвазию опухолевых клеток в паренхиме мозга. Здесь представлен протокол для культур срезов мозга ex vivo от ксенотрансплантированных мышей, содержащих внутрикраниально введенные клональные сублинии рака молочной железы. Клетки, помеченные люциферазой MDA-MB-231BR , вводились интракраниально в мозг самок мышей Nu/Nu, и после образования опухоли мозги были выделены, разрезаны и культивированы ex vivo. Срезы опухоли были сфотографированы для идентификации опухолевых клеток, экспрессирующих люциферазу, и мониторинга их пролиферации и инвазии в паренхиме головного мозга в течение 10 дней. Кроме того, протокол описывает использование покадровой микроскопии для изображения роста и инвазивного поведения опухолевых клеток после лечения ионизирующим излучением или химиотерапией. Реакция опухолевых клеток на лечение может быть визуализирована с помощью микроскопии с живой визуализацией, измерения интенсивности биолюминесценции и выполнения гистологии на срезе мозга, содержащем клетки BCBM. Таким образом, эта модель среза ex vivo может быть полезной платформой для быстрого тестирования новых терапевтических агентов отдельно или в сочетании с радиацией для идентификации лекарств, персонализированных для нацеливания на метастатический рост рака молочной железы отдельного пациента в микросреде мозга.

Введение

Метастазы рака молочной железы в мозг (BCBM) развиваются, когда клетки распространяются от первичной опухоли молочной железы к мозгу. Рак молочной железы является второй наиболее частой причиной метастазирования в мозг после рака легких, причем метастазы встречаются у 10-16% пациентов1. К сожалению, метастазы в мозг остаются неизлечимыми, так как >80% пациентов умирают в течение года после постановки диагноза метастазирования в мозг, а качество их жизни ухудшается из-за неврологических дисфункций2. Существует острая необходимость в определении более эффективных вариантов лечения. Однослойные двухмерные или трехмерные модели культур являются наиболее часто используемыми методами тестирования терапевтических агентов в лаборатории. Тем не менее, они не имитируют сложную микросреду BCBM, основной фактор фенотипа и роста опухоли. Хотя эти модели полезны, они не охватывают сложные опухолево-стромальные взаимодействия, уникальные метаболические требования и гетерогенность опухолей3. Чтобы более точно повторить опухолево-стромальные взаимодействия и гетерогенность микроокружения, наша группа и другие начали генерировать органотипические культуры метастазов в мозг с опухолевыми клетками, полученными от пациента (первичными или метастатическими) или раковыми клеточными линиями 4,5,6. По сравнению с классическими системами in vitro, эта краткосрочная модель ex vivo может обеспечить более подходящие условия для скрининга новых терапевтических средств до доклинической оценки в больших когортах животных.

Модели ex vivo были построены и успешно используются в первую очередь для выявления успешных методов лечения различных видов рака. Они требуют нескольких дней оценки и, кроме того, могут быть адаптированы к скринингу лекарств для конкретного пациента. Например, ткани мочевого пузыря и предстательной железы ex vivo показали дозозависимый противоопухолевый ответ доцетаксела и гемцитабина7. Подобные ткани колоректальной карциномы ex vivo были разработаны для скрининга химиотерапевтических препаратов Оксалиплатина, Цетуксимаба и Пембролизумаба8. Это применение широко используется при раке поджелудочной железы, учитывая существенное взаимодействие между стромальной средой и генотипическими и фенотипическими характеристиками аденокарциномы протоков поджелудочной железы 9,10. Кроме того, такие органотипические модели были разработаны для аналогичных скринингов опухолей головы, шеи, желудка и молочной железы11,12.

Здесь генерируется модель среза мозга ex vivo ксенотрансплантированных метастатических опухолевых клеток рака молочной железы в их микросреде. Мышам интракраниально вводили метастатические трофическиеклетки мозга MDA-MB-231BR рака молочной железы - общий участок метастазирования TNBC14,15 и позволяли развивать опухоли. Срезы мозга были получены из этих ксенотрансплантированных животных и поддерживались ex vivo как оловоорганические культуры, как описано16,17. Эта новая модель ex vivo позволяет анализировать рост клеток BCBM в паренхиме мозга и может быть использована для тестирования терапевтических агентов и радиационного воздействия на опухолевые клетки в микроокружении мозга.

протокол

Этот протокол был одобрен и следует руководящим принципам ухода за животными Комитетом по институциональному уходу и использованию животных Медицинского колледжа Университета Дрекселя (IACUC). В этом исследовании использовались nu/Nu атимические самки мышей (6-8 недель).

1. Внутричерепная инъекция опухолевых клеток

  1. Стерилизуйте все оборудование (пинцет, ножницы, шовные ножницы, ручную дрель) под сухим циклом автоклава до 45 мин в стерилизационных пакетах, включая индикатор стерилизации. При проведении операций на нескольких животных стерилизуйте инструменты между животными с помощью нагретого стерилизатора бусин (до 3x).
  2. Обезболивать мышей в соответствии с протоколом ухода за животными пользователей (например, изофлуран (4% для индукции, 1-2% поддержания) и вводить анальгезию (подкожную, 0,1 мл 0,1 мг / кг бупренорфина SR-LAB) до начала операции. Обеспечьте оптимальную глубину анестезии с помощью защемления пальца ноги.
  3. Поместите мышей в стереотаксическую рамку и обездвижите голову с помощью стандартных ушных вкладышей (рисунок 1А). Нанесите офтальмологическую мазь на глаза.
  4. Стерилизуют поверхность головки путем повторного, попеременного нанесения (3x) йодных тампонов и 70% этанола перед разрезом.
  5. Используйте хирургический скальпель, чтобы сделать разрез средней линии 1 см через кожу под небольшим диагональным углом к воображаемой линии, которая делит мозг мышей на две симметричные половины, чтобы обнажить череп. Протрите кровь ватным тампоном.
  6. Отклонить кожу вбок, чтобы обнажить место инъекции: 2 мм справа, 1 мм вперед по отношению к брегме (+2 медиолатеральной (+2 мл), +1 ростральной/каудальной (+1RC).
  7. Используйте долото (0,73 мм) для проникновения в череп +2ML, +1RC к брегме и просверлите отверстие, используя легкое давление и скручивающее движение.
  8. Используйте шприц для инъекций в мозг для инъекции 5 мкл 100 000 MDA-MB-231BR (стабильно экспрессирующих GFP-Люциферазу) клеток / мкл раствора в стерильных 1x PBS, первоначально вставляя шприц глубиной 3,5 мм в мозг.
  9. Дайте шприцу отстояться в течение 2 мин. Подтяните его вверх примерно на 1 мм, а через 2 мин медленно введите первую половину объема.
  10. Подождите еще 2 минуты, прежде чем вводить остальные, а затем медленно потяните шприц через 3 минуты после последней инъекции.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Медленная инъекция является эмпирической, позволяя объему хорошо поглощаться тканью мозга и не создавать утечку после вытягивания шприца, что может привести к росту раковых клеток за пределами предполагаемого места.
  11. Нанесите костный воск на место инъекции на черепе, а затем используйте полипропиленовые швы для зашивания ткани. Мыши выздоравливают в течение 5 минут после снятия анестезии.
  12. Следите за их поведением сразу после операции в течение примерно 10 мин, 3 ч позже и на следующий день, чтобы определить, необходимо ли специальное лечение, включая инъекции физиологического раствора, мягкую пищу и т. Д., Чтобы помочь быстрому выздоровлению.
  13. Мониторинг роста опухоли с помощью биолюминесцентной визуализации на системе визуализации.
    1. Для этого, во-первых, включите кислород и изофлуран на системе визуализации. Разрешите распространить их в отдельную камеру за пределами коробки для обработки изображений.
    2. Затем включите программное обеспечение, инициализируйте инструмент и выберите подходящую опцию для визуализации и захвата всего тела мыши.
  14. Поместите мышей в отдельную камеру с изофлураном и обеспечьте оптимальную глубину анестезии с помощью защемления пальца ноги. Вводят мышам внутрибрюшинно с 200 мкл 30 мг/мл люциферина.
  15. Перенесите желудок мышей вниз к носу камеры визуализации, снабженному кислородом и изофлураном. Заблокируйте камеру и выберите 2 мин времени экспозиции, чтобы начать визуализацию.
  16. Используйте инструмент ROI (область интереса) программного обеспечения для количественной оценки биолюминесцентного сигнала опухоли.
  17. Чтобы проанализировать размер опухоли, выберите инструмент формы круга, подогнать его вокруг формы и размера опухоли. Измерьте рентабельность инвестиций и сообщите об общих показаниях.
  18. Допускайте солидный рост опухоли в течение 12-14 дней (или до тех пор, пока люцифераза не достигнет примерно 7,0 х 106 единиц) (рисунок 1B) до генерации срезов мозга.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Увеличение количества вводимых клеток приведет к более быстрому росту опухоли; поэтому генерация срезов мозга может произойти раньше, чем через 12 дней. С другой стороны, большая опухоль приведет к большему количеству срезов GFP +, если им позволить расти в течение 14 дней. Через 14 дней здоровье мышей начинает стремительно ухудшаться; следовательно, мониторинг здоровья животных должен быть увеличен до одного раза в день после 10-дневного периода времени, и любые мыши, проявляющие признаки боли и / или дискомфорта, должны использоваться для генерации срезов.

2. Генерация срезов мозга

ПРИМЕЧАНИЕ: Выполните шаги после изоляции мозга в стерильном ламинарной вытяжке. Обычно можно генерировать 35-40 отдельных срезов, содержащих опухолевые клетки (сигнал люциферазы), от одной мыши, введенной клетками MDA-MB-231BR (рисунок 1C).

  1. Стерилизуйте все хирургические инструменты в автоклаве. Поместите слайсер ткани в стерильный ламинарный вытяжной шкаф и очистите все инструменты и инструменты 70% этанолом.
  2. Через 12-14 дней после внутричерепной инъекции клеток MDA-MB-231BR обезболивают мышей в соответствии с протоколом ухода за животными пользователей, как описано в 1.2. Обеспечьте оптимальную глубину анестезии с помощью защемления пальца ноги.
  3. Быстро удалить и поместить их мозг (в течение 45 с) в ледяную (4 °C) сахарозу-ACSF, состоящую из следующих веществ: 280 мМ сахарозы, 5 мМ KCl, 2 мМ MgCl2, 1 мМ CaCl2, 20 мМ глюкозы, 10 мМ HEPES, 5 мМ Na+-аскорбата, 3 мМ тимочевины, 2 мМ Na+, 29 мМ пирувата; pH=7,3.
  4. Используя острый, стерильный скальпель или лезвие бритвы, отрежьте лишние участки мозга, которые не содержат никакой опухоли со всех сторон, включая нижнюю часть мозга.
  5. Доведите форму мозга до неидеального куба, чтобы он сидел ровно на смачиваемой фильтровальной бумаге ACSF на крышке тарелки диаметром 60 мм, чтобы облегчить нарезку.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Дополнительная ткань мозга, в которой опухоль вряд ли выросла, удаляется перед нарезкой, чтобы позволить генерировать в основном срезы GFP + и создавать форму мозга, которая стабильна на поверхности инструмента и не будет нарушена вибрациями, вызванными нарезкой.
  6. Поместите несколько листов предварительно намоченных (с ACSF) кругов фильтровальной бумаги на режущую платформу и поместите заблокированную ткань поверх нее.
  7. Установите размер разреза на инструменте в 2 или 2,5 единицы на предусмотренной линейке, чтобы разрезать ткань на 200-250 мкм срезов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Ломтики размером до 350 мкм или толщиной до 100 мкм являются жизнеспособными. Для срезов <200 мкм используйте вибратом или компрессом.
  8. Используйте кисть (соболь) для переноса ломтиков мозга в блюдо, содержащее сахарозу ACSF, и отделяйте ломтики под световым микроскопом с помощью игл 27 G.
  9. Определите GFP-положительные срезы под флуоресцентным микроскопом и перенесите их в новую 60-миллиметровую посуду, содержащую 2-3 мл взрослой срезовой среды (нейробазальная среда A, 2% добавка B12, 1% добавка N2, 1% глутамина, 0,5% глюкозы, 10 ЕД / мл пенициллина и 100 мкг / мл стрептомицина), используя стерильную 1 мл отколовшуюся пипетку (широкое отверстие).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Срезы мозга, которые содержат опухолевые клетки, растущие над поверхностью мозга (возможно, из-за утечки инъекционных клеток и т. Д.), Исключаются.
  10. Переложите по 3-5 ломтиков на каждые 30 мм, размером 0,4 мкм размером с поры культуры культуры вставляют в 6-луночные пластины на расстоянии, не позволяющем врастать друг в друга.
  11. Удалите лишнюю среду с поверхности вставки с помощью пипетки P1000, добавьте 1 мл взрослой мышиной среды под каждую вставку и уравновесьте носитель в инкубаторе перед нарезкой.
  12. Инкубируют ткани при 37 °C, 5% CO2 и 95% влажности в течение 24 ч перед визуализацией.

3. IVIS визуализация срезов

ПРИМЕЧАНИЕ: Выполните этапы добавления люциферазы и ингибитора в стерильной ламинарной вытяжке.

  1. Пипетка 5 мкл раствора люциферина 30 мг/мл в среду под вставками путем подъема вставки щипцами и помещения их обратно в лунку после добавления люциферина в среду в лунке.
  2. Поместите 6-луночную пластину с крышкой внутрь камеры визуализации инструмента под стационарной камерой и закройте дверцу камеры.
  3. Откройте программное обеспечение и инициализируйте инструмент.
  4. Выберите параметры камеры, которые позволяют визуализировать и захватывать только одну скважину на изображение. Переместите сцену вверх (FOV 5 см) и поместите колодец, который должен быть изображен, непосредственно под камерой.
  5. Установите время визуализации на наиболее подходящее в зависимости от интенсивности люциферазы, которую будет выделять опухоль, которая может варьироваться от 10 с до 5 мин. Начните с установки его на 10 с, а затем увеличьте, если сигнал низкий, но сохраняйте его последовательным для всех временных точек и условий до конца эксперимента (рисунок 1D).
  6. Используйте инструмент ROI (инструмент формы круга), поместите его вокруг формы и размера опухоли, измерьте ROI и сообщите общие показания для количественной оценки биолюминесцентного сигнала каждой опухоли на срезе.
  7. Поднесите пластину обратно к стерильному ламинарной вытяжке, используйте щипцы, чтобы слегка приподнять вставку из колодца.
  8. Аспирируйте среду, замените ее 1 мл свежей среды и поместите вставку обратно в лунку.
  9. Для экспериментов, где срезы обрабатывают различными соединениями, такими как ингибиторы, метаболиты и т. Д., Готовят соответствующую концентрацию реагента в 1,2 мл среды мозгового среза в трубке объемом 1,5 мл, а затем переносят 1 мл в скважину, содержащую срез.
  10. Повторяйте этот процесс каждые 48 ч в течение всего исследования.

4. Живая визуализация роста опухоли в срезах мозга ex vivo

ПРИМЕЧАНИЕ: Поставьте вставки с достаточным количеством среды (1,5 мл) для продолжительности эксперимента, так как невозможно добавить дополнительную среду во время визуализации в реальном времени.

  1. Поместите 6-луночную пластину на автоматический держатель пластин микроскопа внутри инкубатора (37 °C, 5% CO2 и 95% влажности).
  2. Откройте программное обеспечение, включите brightfield в первом квадранте, чтобы настроить экспозицию, необходимую для просмотра фрагментов. Чтобы найти положение (координаты «xy») среза, перемещайтесь с помощью «xy» по второму квадранту для управления координатами «xyz» микроскопа.
  3. Выберите 6-луночную пластину в качестве лабораторной посуды, используемой для этого эксперимента. Выберите редактор карт ROI и зарегистрируйте эту позицию, выбрав новую рентабельность инвестиций, добавьте и сохраните эту рентабельность инвестиций.
  4. Повторите те же шаги для всех других областей, представляющих интерес в других скважинах. После добавления всех ROI сохраните все ROI.
  5. В разделе Протокол выберите Очистить существующий и выберите Time-Lapse в разделе Приобретение, а затем выберите интересующие каналы (в данном случае GFP).
  6. Отключите автофокусировку в программе настройки фокусировки и вручную настройте соответствующий фокус для всех фрагментов. Наконец, отрегулируйте интенсивность Brightfield и время возбуждения флуоресцентного канала до соответствующего уровня.
  7. Установите протокол для получения изображений каждые 15 минут в течение 48 часов.
  8. Сохраните и запустите протокол. В конце эксперимента сохраненный файл будет содержать изображения brightfield и GFP, полученные для каждого ROI.
  9. Чтобы объединить изображения в видео, переименуйте все интересующие изображения с тем же именем, за которым следует двоичное число, чтобы упорядочить их в том порядке, в котором они были захвачены (например, ROI1 (1), RO1 (2) ...)
  10. Откройте ImageJ и импортируйте изображения, щелкнув Файл > Импорт > Последовательность изображений. Выберите имена файлов, которые отображаются в списке, и запишите содержимое имен файлов в поле Имя файла Содержит, которое будет отображаться для идентификации файлов, выбранных для видео.
  11. Сохраните объединенные изображения в разделе Файл > Сохранить как > AVI.

5. МТС анализ и иммуногистохимия тканей головного мозга ex vivo

  1. МТС Пробирж
    1. Иссечение срезов путем разрезания мембраны культуры ткани под каждым срезом вдоль краев ткани и переноса ткани, все еще прикрепленной к мембране, в 96-луночную пластину.
    2. Добавляют реагент МТС, смешанный в соотношении 1:5 с культуральной средой и 0,01% тритоном (1x), чтобы обеспечить проникновение раствора в ткань, в общем объеме 120 мкл в каждой лунке.
    3. Используйте 4% параформальдегида (PFA) в качестве агента, чтобы сделать срезы мозга нежизнеспособными и, таким образом, положительный контроль для этого эксперимента. Погрузите интересующий срез мозга в 4% PFA в течение 1 ч при RT (комнатная температура) или на ночь при 4 °C, прежде чем приступить к анализу MTS.
    4. Дайте реагенту МТС вступить в реакцию на срезы в течение 4 ч, извлеките срезы из лунок и измерьте поглощение при 490 нм для всех условий, включая пустой колодец без среза в качестве эталона.
    5. Отчет о показаниях в зависимости от области среза ткани, измеренной с помощью цифровой линейки суппорта.
  2. Иммуногистохимический препарат
    1. Погружайте срезы мозга, прикрепленные к мембранной вставке поверхности, в 10% формалин на ночь при 4 °C.
    2. Выполняйте встраивание, обработку, блокировку и генерируйте незапятнанные слайды ткани. Используйте стандартный протокол окрашивания иммуногистохимии для окрашивания H&E, Ki-67, gamma-H2AX, CC3, GFAP, GFP, DAPI

6. Облучение опухоли в срезах головного мозга ex vivo

  1. Облучают опухоль 6 Гр (рентген 310 кВп).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Единицы, введенные для получения общей дозы 6 Гр, составляют 3522 единицы после рассмотрения единиц R (измеренных с помощью электрометра Victoreen) и поправок на наперсток, плотность воздуха и cGy/R, как описано ранее18. Время экспозиции составляет 130,9 с.
  2. Используйте 0,25 мм Cu +1 мм Al с добавлением фильтрации, 50 см SSD, 125 cGy в минуту.
  3. Выполняйте дозиметрию с помощью пучковой ионизационной камеры, откалиброванной по первичному стандарту.
  4. Ежедневно вносите поправки на влажность, температуру и барометрическое давление.

Результаты

Клетки MDA-MB-231BR-GFP-Люциферазы вводили интракраниально в правое полушарие 4-6-недельных мышей Nu/Nu, как описано выше (рисунок 1A), и позволяли расти в течение 12-14 дней, в течение которых рост опухоли контролировался с помощью биолюминесцентной визуализации (рисунок 1...

Обсуждение

Это исследование устанавливает новый метод культивирования мозга ex vivo для эксплантированных опухолей головного мозга ксенотрансплантата. Мы показываем, что клетки BCBM MDA-MB-231BR, интракрационно вводимые в мозг мышей, могут выживать и расти в срезах мозга ex vivo . Исследование также...

Раскрытие информации

У авторов нет финансовых конфликтов, которые можно было бы декларировать.

Благодарности

Мы хотим поблагодарить Джулию Фарнан, Кайлу Грин и Тициану ДеАнджелис за их техническую помощь. Эта работа была частично поддержана Пенсильванской универсальной программой грантов на улучшение исследований (MJR, JGJ), UO1CA244303 (MJR), R01CA227479 (NLS), R00CA207855 (EJH) и благотворительными фондами W.W. Smith (EjH).

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
1 mL syringe, slip tipBD309659
30 G1/2 NeedlesBD305106
6-well platesGenessee25-105
Automated microscope and LUMAVIEW softwareEtalumaLS720
B27 (GEM21)Gemini Bio-Products400-160
Beaker 50 mLFisher10-210-685
Blunt sable paintbrush, Size #5/0Electron Microscopy Sciences66100-50
Bone WaxModoMedDYNJBW25
Brain injection SyringeHamilton Company80430
CaCl2Fisher ScientificBP510-250
Cleaved caspase 3 AntibodyCell Signaling14220S
DAPIInvitrogenP36935
D-Luciferin Potassium SaltPerkin Elmer122799
Double edge razor bladeVWR55411-060(95-0043)
Filter Paper (#1), quantitative circles, 4.25 cmFisher09-805a (1001-042)
Fine sable paintbrush #2/0Electron Microscopy Sciences66100-20
ForcepsFine Science Tools11251-20
Gamma-H2AX antibodyMillipore05-636
GFAP antibodyThermo Fisher13-0300
GFP antibodySanta CruzSC-9996
GlucoseSigma AldrichG8270
Glutamine (200 mM)Corning cellgrow25-005-Cl
H&E and KI-67Jefferson Core Facility Pathology staining
Hand Drill Set with Micro Mini Twist Drill BitsAmazonYCQ2851920086082DJ
HEPES, free acidFisher ScientificBP299-1
Just for mice Stereotaxic FrameHarvard Apparatus (Holliston, MA, USA).72-6049, 72-6044
KClFisher ScientificS271-10
Large surgical scissorsFine Science Tools14001-18
MDA-MB-231BR cellsKindly provided by Dr. Patricia SteegRef 14
MgCl2·6H2OFisher ScientificM33-500
Mice imaging devicePerkin ElmerIVIS 200 system
Mice imaging softwareCaliper Life Sciences (Waltham, MA, USA).Living Image Software
Microplate ReaderTecan Spark
Mounting solutionInvitrogenP36935
MTS reagentPromega CellTiter 96 Aqueous One Solution(Cat:G3582)
N2 supplementLife Technologies17502-048
Neurobasal mediumLife Technologies21103049
Nu/Nu athymic miceCharles Rivers Labs (Wilmington, MA, USA)
ParaformaldehydeAffymetrix19943
Pen/StrepLife Technologies145140-122
Polypropylene SutureMedex supplyETH-8556H
Povidone Iodine Swab sticksDME Supply USACat: 689286X
Scalpel blade #11 (pk of 100)Fine Science Tools10011-00
Scalpel handle #3Fine Science Tools10003-12
Sodium PyruvateSigma AldrichS8636
Spatula/probeFine Science Tools10090-13
SS Double edge uncoated razor blades (American safety razor co (95-0043))VWR55411-060
SucroseAmresco57-50-1
Surgical ScalpelExelint InternationalD29702
Tissue ChopperBrinkman(McIlwain type)
Tissue culture insertsMilliporePICMORG50 or PICM03050
X-ray machinePrecision 250 kVp

Ссылки

  1. Watase, C., et al. Breast cancer brain metastasis-overview of disease state, treatment options and future perspectives. Cancers. 13 (5), (2021).
  2. Niikura, N., et al. Treatment outcomes and prognostic factors for patients with brain metastases from breast cancer of each subtype: a multicenter retrospective analysis. Breast Cancer Research and Treatment. 147 (1), 103-112 (2014).
  3. Fong, E. L., et al. Heralding a new paradigm in 3D tumor modeling. Biomaterials. 108, 197-213 (2016).
  4. Parker, J. J., et al. A human glioblastoma organotypic slice culture model for study of tumor cell migration and patient-specific effects of anti-invasive drugs. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (125), e53557 (2017).
  5. Chuang, H. N., et al. Coculture system with an organotypic brain slice and 3D spheroid of carcinoma cells. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (80), e50881 (2013).
  6. Hohensee, I., et al. PTEN mediates the cross talk between breast and glial cells in brain metastases leading to rapid disease progression. Oncotarget. 8 (4), 6155-6168 (2017).
  7. van de Merbel, A. F., et al. An ex vivo Tissue culture model for the assessment of individualized drug responses in prostate and bladder cancer. Frontiers in Oncology. 8, 400 (2018).
  8. Martin, S. Z., et al. Ex vivo tissue slice culture system to measure drug-response rates of hepatic metastatic colorectal cancer. BMC Cancer. 19 (1), 1030 (2019).
  9. Orimo, A., Weinberg, R. A. Stromal fibroblasts in cancer: a novel tumor-promoting cell type. Cell Cycle. 5 (15), 1597-1601 (2006).
  10. Lim, C. Y., et al. Organotypic slice cultures of pancreatic ductal adenocarcinoma preserve the tumor microenvironment and provide a platform for drug response. Pancreatology. 18 (8), 913-927 (2018).
  11. Gerlach, M. M., et al. Slice cultures from head and neck squamous cell carcinoma: a novel test system for drug susceptibility and mechanisms of resistance. British Journal of Cancer. 110 (2), 479-488 (2014).
  12. Koerfer, J., et al. Organotypic slice cultures of human gastric and esophagogastric junction cancer. Cancer Medicine. 5 (7), 1444-1453 (2016).
  13. Palmieri, D., et al. Her-2 overexpression increases the metastatic outgrowth of breast cancer cells in the brain. Cancer Research. 67 (9), 4190-4198 (2007).
  14. Kyeong, S., et al. Subtypes of breast cancer show different spatial distributions of brain metastases. PLoS One. 12 (11), 0188542 (2017).
  15. Hengel, K., et al. Attributes of brain metastases from breast and lung cancer. International Journal of Clinical Oncology. 18 (3), 396-401 (2013).
  16. Jackson, J. G., et al. Neuronal activity and glutamate uptake decrease mitochondrial mobility in astrocytes and position mitochondria near glutamate transporters. Journal of Neuroscience. 34 (5), 1613-1624 (2014).
  17. Farnan, J. K., Green, K. K., Jackson, J. G. Ex vivo imaging of mitochondrial dynamics and trafficking in astrocytes. Current Protocols in Neuroscience. 92 (1), 94 (2020).
  18. Simone, N. L., et al. Ionizing radiation-induced oxidative stress alters miRNA expression. PLoS One. 4 (7), 6377 (2009).
  19. Couturier, C. P., et al. Single-cell RNA-seq reveals that glioblastoma recapitulates a normal neurodevelopmental hierarchy. Nature Communications. 11 (1), 3406 (2020).
  20. Candolfi, M., et al. Intracranial glioblastoma models in preclinical neuro-oncology: neuropathological characterization and tumor progression. Journal of Neuro-Oncology. 85 (2), 133-148 (2007).
  21. Fitzgerald, D. P., et al. Reactive glia are recruited by highly proliferative brain metastases of breast cancer and promote tumor cell colonization. Clinical & Experimental Metastasis. 25 (7), 799-810 (2008).
  22. Kondru, N., et al. An Ex Vivo Brain Slice Culture Model of Chronic Wasting Disease: Implications for Disease Pathogenesis and Therapeutic Development. Scientific Reports. 10 (1), (2020).
  23. Abu Samaan, T. M., et al. Paclitaxel's mechanistic and clinical effects on breast cancer. Biomolecules. 9 (12), (2019).
  24. Mewes, A., Franke, H., Singer, D. Organotypic brain slice cultures of adult transgenic P301S mice--a model for tauopathy studies. PLoS One. 7 (9), 45017 (2012).
  25. Valiente, M., et al. Brain metastasis cell lines panel: A public resource of organotropic cell lines. Cancer Research. 80 (20), 4314-4323 (2020).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

175ex vivo

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены