АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Здесь мы представляем протокол скрининга биоразнообразия почв для поиска грибковых штаммов, участвующих в деградации непокорных материалов. Сначала выделяют грибковые штаммы, способные расти на гуминовых кислотах или лигноцеллюлозе. Затем их активность проверяется как в ферментативных анализах, так и на загрязняющих веществах, таких как углеводороды и пластмассы.

Аннотация

Загрязнение окружающей среды является растущей проблемой, и выявление грибов, участвующих в процессе биоремедиации, является важной задачей. Почва содержит невероятное разнообразие микробной жизни и может быть хорошим источником этих биоремедиативных грибов. Эта работа направлена на поиск почвенных грибов с потенциалом биоремедиации с использованием различных скрининговых тестов. Минеральные питательные среды, дополненные непокорными веществами в качестве единственного источника углерода, использовались в качестве тестов на рост. Сначала разбавления почвы покрывали на чашках Петри минеральной средой, дополненной гуминовыми кислотами или лигноцеллюлозой. Растущие колонии грибов были выделены и испытаны на различных субстратах, таких как сложные смеси углеводородов (вазелин и отработанное моторное масло) и порошки различных пластиковых полимеров (ПЭТ, ПП, ПС, ПУР, ПВХ). Качественные ферментативные тесты были связаны с тестами роста для исследования производства эстераз, лакказ, пероксидаз и протеаз. Эти ферменты участвуют в основных процессах деградации непокорного материала, и их конститутивная секреция исследуемыми грибковыми штаммами может иметь потенциал для использования для биоремедиации. Было выделено и протестировано более 100 штаммов, обнаружено несколько изолятов с хорошим потенциалом биоремедиации. В заключение, описанные скрининговые тесты являются простым и недорогим методом выявления грибковых штаммов с потенциалом биоремедиации из почвы. Кроме того, можно адаптировать скрининговые тесты для различных загрязняющих веществ в соответствии с требованиями, добавляя другие непокорные вещества в минимальные питательные среды.

Введение

Почва является фундаментальным компонентом жизни на Земле и является основой многих экосистем. Минералы, органические вещества и микроорганизмы в почве можно рассматривать как одну систему, между которой происходят тесные ассоциации и взаимодействия. Взаимодействие этих соединений оказывает важное влияние на наземные процессы, качество окружающей среды и здоровье экосистем1. Загрязнение почв создает серьезные экологические проблемы во всем мире. Неизбирательное, долгосрочное и чрезмерное применение непокорных и токсичных веществ, таких как пестициды, нефтепродукты, пластмассы и другие химические вещества, оказывает серьезное воздействие на экологию почвы и, как следствие, может изменить микробиоту почвы. Микробные сообщества в почвах состоят из широкого спектра организмов в различных физиологических состояниях, большинство из которых являются бактериями и грибами. Многие из загрязняющих веществ в почвах имеют средне- и долгосрочную стабильность, и их стойкость может привести к развитию адаптивных механизмов, позволяющих микроорганизмам использовать непокорные вещества в качестве питательных веществ 2,3. Поэтому эти микроорганизмы могут рассматриваться для методов биоремедиации.

Биоремедиация пытается смягчить последствия загрязнения путем использования микроорганизмов и их ферментов для деградации или превращения отходов в менее токсичные или нетоксичные соединения. Различные виды архей, бактерий, водорослей и грибов обладают этой способностью биоремедиации4. В результате своего особого биодеградативного действия грибы являются особенно перспективными организмами для биоремедиации. Они могут атаковать различные субстраты, используя свою гифальную сеть, что позволяет им проникать в почвенную матрицу более эффективно, чем другие микроорганизмы. Кроме того, они могут достигать недоступных промежутков, где загрязняющие вещества трудно удалить5, и они также могут выдерживать низкий уровень влажности6. Кроме того, грибы синтезируют различные кассеты неспецифических ферментов, как правило, для разложения природных непокорных веществ, таких как целлюлоза, лигнин и гуминовые кислоты. Те, у кого отсутствует целевой субстрат, могут быть вовлечены в деградацию широкого спектра непокорных загрязнителей, таких как углеводороды, пластмассы и пестициды 7,8,9,10. Поэтому, хотя многие виды грибов уже были зарегистрированы в качестве агентов биоремедиации, растет интерес к изучению видов, которые еще не были изучены, для отбора кандидатов на биоремедиацию непокорных загрязняющих веществ. Уже известные виды, обладающие биоремедиационными свойствами, принадлежат к типу Ascomycota 11,12,13, Basidiomycota 14,15 и Mucoromycota. Например, хорошо известно, что роды Penicillium и Aspergillus участвуют в деградации алифатических углеводородов13, различных пластиковых полимеров 16,17,18, тяжелых металлов 19 и красителей20. Аналогичным образом, исследования, проведенные на грибах базидиомицетов, таких как Phanerochaete chrysosporium и Trametes versicolor, выявили их участие в окислении непокорных материалов, таких как ароматические углеводороды13 и пластмассы21. Другим примером грибов, участвующих в процессах биодеградации, являются зигомицеты Rhizopus spp., Mucor spp. и Cunninghamella spp.22,23. В частности, Cunninghamella способна окислять ароматические углеводороды и считается модельным организмом для изучения детоксикации продуктов из широкого спектра ксенобиотиков13.

Существует несколько грибковых ферментов, участвующих в основных деградативных процессах непокорных материалов24,25, таких как эстераза, лакказа, пероксидаза и протеаза. Лакказы представляют собой медьсодержащие оксидазы, вырабатываемые в клетке и впоследствии секретируемые, которые позволяют окислять различные фенольные и ароматические соединения. Они могут разлагать орто- и парадифенолы, аминогруппсодержащие фенолы, лигнин и арильную группу, содержащие диамины26. Пероксидазы используют перекись водорода в качестве медиатора для разложения лигнина и других ароматических соединений. Существует много различных пероксидаз, но те, которые обладают наибольшим потенциалом для разложения токсичных веществ, - это лигнинпероксидаза и пероксидаза марганца27.

Эстеразы и протеазы относятся к группе экстра- или эктоклеточных ферментов, которые действуют вне клеток своего происхождения, но все еще связаны с ними. Эти ферменты могут катализировать гидролиз больших непокорных молекул в более мелкие. Благодаря низкой субстратной специфичности эти ферменты могут играть ключевую роль в биоремедиации различных загрязняющих веществ, таких как текстильные красители, стоки, выделяемые из целлюлозно-бумажной промышленности и кожевенного дубления, нефтепродукты, пластмассы и пестициды 28,29,30.

Уже опубликован ряд методов скрининга для отбора биоремедиативных грибковых штаммов. Например, агаровая среда на основе соломы использовалась для скрининга грибов белой гнили с высоким потенциалом деградации полициклических ароматических углеводородов (ПАУ)31; и небольшие кусочки гниющей древесины были помещены на агар экстракта солода (MEA) для изоляции гниющих грибов32. Однако большинство методов, которые уже были предложены, отбирают очень специфические грибы для их интересующей деятельности. Это исследование предлагает более широкий подход к выбору почвенных грибов с более широким спектром действия. Метод основан на первоначальном нанесении серийных разбавлений образцов почвы на среду, дополненную гуминовыми кислотами или лигноцеллюлозой, смешанной с антибиотиками, для отбора грибов, обладающих способностью разлагать эти природные непокорные вещества. Гуминовые кислоты и лигноцеллюлоза, по сути, являются веществами, которые чрезвычайно устойчивы к биодеградации, так как имеют очень сложные молекулярные структуры, и это позволяет им быть отличными показателями деградативной способности испытуемых грибов33,34. Впоследствии грибы, отобранные в первых тестах, проверяются для выявления грибов, способных разлагать конкретные загрязняющие вещества, такие как вазелин, отработанное моторное масло и пластмассы. Наконец, проводятся качественные ферментативные тесты для выявления грибковых штаммов, способных продуцировать ферменты, участвующие в процессах биодеградации непокорных веществ. С этой целью проводятся протеазные и эстеразные тесты, при этом галловая кислота и гваякол используются в качестве индикаторов выработки лакказы и других лигнинолитических ферментов35,36. Эти субстраты используются, потому что была обнаружена сильная корреляция между способностью грибов окислять их до их коричневой формы и обладанием лигнинолитической способностью 37,38,39.

С помощью этих протоколов можно выделять грибковые штаммы с высоким деградативным потенциалом и широким спектром действия непосредственно из образцов почвы. Выделение этих грибковых штаммов может помочь найти новых кандидатов для целей биоремедиации.

протокол

1. Подбор грибковых штаммов, способных разлагать непокорные материалы из почвы

  1. Приготовление раствора антибиотика.
    1. Поместите пенициллин (50 мг/л), стрептомицин (40 мг/л), хлортетрациклин (40 мг/л), неомицин (100 мг/л) и хлорамфеникол (100 мг/л) в 250 мл деионизированной стерильной воды.
    2. Перед добавлением хлорамфеникола в раствор антибиотика растворите его в 3 мл ≥99% этанола.
    3. Поместите раствор антибиотика на магнитную мешалку (без нагревания) с магнитным перемешивающим стержнем внутри раствора на 10 мин. Храните при температуре 4 °C.
  2. Подготовка питательных сред.
    1. Положить 1 г товарной гуминовой кислоты, 3,26 г бульона Бушнелла-Хааса (BH) и 15 г агара в 1 л деионизированной воды и автоклавировать его в течение 20 мин при 121 °C (гуминовый кислотный агар).
    2. Поместите гуминовый кислотный агар в чашку Петри под ламинарным проточным шкафом.
    3. Поместите 4 г лигноцеллюлозы, 3,26 г BH и 15 г агара в 1 л деионизированной воды и автоклавируйте его в течение 20 мин при 121 °C (лигноцеллюлозный агар).
    4. Разложите лигноцеллюлозный агар в чашки Петри под ламинарным проточным шкафом.
    5. Под ламинарным проточным шкафом после того, как среда затвердеет в чашках Петри, переложите 1 мл раствора антибиотика на подготовленные пластины с помощью стерильного шприца с фильтром 0,2 мкм для его стерилизации.
    6. Равномерно распределите раствор антибиотика по поверхностям пластин с помощью стерильного одноразового L-образного клеточного распределителя и дайте ему высохнуть на воздухе под ламинарным проточным шкафом.
    7. Положить 20 г солодового экстракта бульона и 15 г агара в 1 л деионизированной воды и автоклавировать его в течение 20 мин при 121 °С (солодовый экстракт агар - MEA).
    8. Разложите MEA в чашки Петри под ламинарным шкафом.
  3. Отбор проб почвы и разбавление почвы.
    1. Возьмите пробу интересующей почвы на глубине 10 см, удалив из верхнего слоя любые растения, траву и мертвые листья, и поместите ее в стерильные полиэтиленовые мешки.
    2. Дойдя до лаборатории, просейте почву с помощью сетки 2 мм, удалив любые корни и растительный мусор.
    3. Если нет возможности сразу приступить к анализу ниже по течению, сохраните просеянные образцы почвы при температуре 4 °C.
    4. Работая под ламинарным проточным шкафом, поместите 1 г просеянного грунта в стерильную трубку объемом 15 мл с 10 мл стерильной деионизированной воды (1 х 10-1 разбавление). Встряхните трубку горизонтально в течение 30 мин.
    5. Под ламинарным проточным шкафом, прежде чем суспензия осядет, взять 1 мл 1 х 10-1 разведения стерильной пипеткой и переложить его в 9 мл деионизированной водной заготовки (1 х 10-2 разведения). Вихрь его основательно.
    6. Прежде чем суспензия осядет, возьмите 1 мл из 1 х 10-2 разведения стерильной пипеткой и переложите его в 9 мл деионизированной водной заготовки (1 х 10-3 разведения). Вихрь его основательно.
  4. Разбавление почвы селективными средами.
    1. Работая под ламинарным проточным шкафом, соберите 100 мкл разведения 1 х 10-3 с помощью микропипетки со стерильной точкой и переложите ее на гуминовый агар Петри чашку. Делайте это не менее чем на 4 или 5 чашках Петри.
    2. Равномерно распределите разбавление по поверхности чашки Петри с помощью стерильного одноразового распределителя клеток L-образной формы.
    3. Дайте ему высохнуть на воздухе в течение 10-15 минут под ламинарным проточным шкафом.
    4. Повторите шаги 1.4.1.-1.4.3. с использованием лигноцеллюлозной чашки Петри.
    5. Инкубировать при 25 °C в темноте в течение максимум 15 дней.
  5. Выделение колоний грибов, выращенных из селективных сред в питательные среды.
    1. Начиная с 3 дней после приготовления, ежедневно проверяйте приготовленные селективные среды чашки Петри на наличие роста любой грибковой колонии в течение максимум 15 дней.
    2. Проверьте все присутствующие грибковые колонии на наличие сходства. При необходимости подготовьте слайд для наблюдения под световым микроскопом.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Цель состоит в том, чтобы изолировать наибольшее количество колоний грибов, но необходимо избегать всегдаго выделения одного и того же грибкового штамма из разных пластин, поэтому эта проверка очень важна. Ищите колонии с различной макро- и микроморфологией.
    3. Под ламинарным проточным шкафом или на горелке Бунзена изолируйте каждый выбранный грибковый штамм, осторожно удалив небольшую часть мицелия из колонии стерильной иглой для прививки и переместив ее в новую чашку Петри.
      ПРИМЕЧАНИЕ: На этом этапе очень важно быть деликатным и точным, потому что существует высокий риск загрязнения от других грибковых колоний, присутствующих в оригинальной чашке Петри. Если на инокулированной пластине MEA растет более одного грибкового штамма, повторите шаг 1.5.3.
    4. Инкубировать при 25 °C в темноте в течение 7 дней. Это грибковые штаммы, которые должны быть дополнительно протестированы на конкретных непокорных веществах.

2. Ростовые тесты на непокорные вещества

  1. Тест на рост на вазелине.
    1. Переложить 20 мл жидкости BH (3,26 г/л BH) во флаконы по 50 мл и стерилизовать их автоклавированием при 121 °C в течение 20 мин.
    2. Переложите 7 мл деионизированной воды в стеклянные флаконы по 15 мл и добавьте несколько кусочков разбитых стеклянных крышек в каждый флакон.
    3. Стерилизуйте их автоклавированием при 121 °C в течение 20 мин.
    4. Под ламинарным проточным шкафом добавьте 1 мл вазелина в каждый флакон 50 мл BH с помощью стерильной пипетки. Держите несколько флаконов только с BH в качестве отрицательного контроля.
    5. Под ламинарным проточным шкафом удалите мицелий на поверхности среды из пластин MEA с выбранными грибковыми штаммами (приготовленными на этапе 1.5.3.) с помощью стерильной иглы и переложите его на стеклянные флаконы объемом 15 мл с разбитыми крышками.
    6. Перемешайте каждый флакон на вихревом миксере в течение 2 мин, позволив сломанным покровам разрезать куб грибковой колонии, сделав грибковую суспензию.
    7. Инокулируйте каждый флакон вазелина 200 мкл грибковой суспензии. Сделайте две реплики для каждого грибкового штамма.
    8. Для отрицательного контроля поместите 200 мкл грибковой суспензии во флаконы только с жидким BH. Кроме того, держите пару флаконов с вазелином без какой-либо грибковой прививки, чтобы проверить загрязнение в среде.
    9. Инкубируйте флаконы при 25 °C в темноте и проверяйте их через 15 дней и 30 дней из инокулята.
  2. Тест на рост отработанного моторного масла.
    1. Поместите 3,26 г BH и 15 г агара в 1 л деионизированной воды и автоклавируйте его в течение 20 мин при 121 °C (BHA).
    2. Разложите BHA в чашки Петри под ламинарным шкафом.
    3. Когда он затвердеет, переложите 500 мкл отработанного моторного масла на чашки BHA Petri и равномерно распределите его по поверхностям пластин с помощью стерильного одноразового распределителя L-образных ячеек.
    4. Инокулируйте каждую использованную пластину BHA моторного масла с каждым грибковым штаммом, собирая мицелий из пластин, подготовленных на этапе 1.5.3. Работайте на горелке Бунзена или под ламинарной вытяжкой, чтобы избежать загрязнения. Сделайте две реплики для каждого грибкового штамма.
    5. Для отрицательного контроля прививайте чашки Петри только BHA. Кроме того, держите пару отработанных чашек моторного масла BHA Petri без какой-либо грибковой прививки, чтобы проверить загрязнение в среде.
    6. Высиживайте чашки Петри при 25 °C в темноте и проверяйте их через 15 дней и 30 дней из инокулята.
  3. Тест на рост пластмасс.
    1. Переложите 200 мкл грибковой суспензии (этапы 2.1.5.-2.1.6.) в 96-микролуночную пластину. Сделайте три реплики грибкового штамма-пластической комбинации.
    2. К каждой лунке с грибковой суспензией добавляют по 10 мг различного вида пластикового порошка (полиэтилентерефталат – ПЭТ, поливинилхлорид – ПВХ, полиэтилен высокой плотности – ПНД, полистирол – ПС, полиуретан – ПУР).
    3. Для отрицательного контроля вместо добавления пластикового порошка добавляют 200 мкл стерилизованного раствора BH в лунку с грибковой суспензией. Кроме того, для каждого типа пластикового порошка заполните лунку 200 мкл стерилизованного раствора BH и 10 мг каждой пластиковой пыли, чтобы проверить загрязнение среды.
    4. Инкубируйте пластины микролунки при 25 °C в темноте и проверяйте их через 15 дней и 30 дней из инокулята.

3. Качественные ферментативные тесты

  1. Качественный лигнинолитический колориметрический тест ферментов.
    1. Положить 27 г картофельного дюстрозного бульона (PD) и 15 г агара в 1 л деионизированной воды и автоклавировать его в течение 20 мин при 121 °C (PDA).
    2. Когда среда немного остынет, но все еще будет жидкой, добавьте галловую кислоту (5 г / л) под ламинарную вытяжку и накройте среду в чашки Петри.
    3. Инокулируйте пластины PDA + галловой кислоты с каждым грибковым штаммом, собирая мицелий из пластин, приготовленных на этапе 1.5.3. Работайте на горелке Бунзена или под ламинарной вытяжкой, чтобы избежать загрязнения.
    4. В качестве отрицательного контроля приготовьте чашки Петри только с КПК (без галловой кислоты) и привите их грибковыми штаммами (по одной на каждый грибковый штамм), а также одну чашку Петри с КПК + галловой кислотой и без грибковой прививки.
    5. Высиживайте чашки Петри при 25 °C в темноте и проверяйте их через 7 дней из инокулята.
  2. Качественный колориметрический тест лакказов.
    1. Поместите 27 г PD и 15 г агара в 1 л деионизированной воды и автоклавируйте его в течение 20 мин при 121 °C (PDA).
    2. Когда среда немного остынет, но все еще будет жидкой, добавьте гуайакол (400 мкл / л) под ламинарную вытяжку и разложите ее в чашку Петри.
    3. Инокулируют пластины PDA + guaiacol с каждым грибковым штаммом, собирая мицелий из пластин, приготовленных на этапе 1.5.3. Работайте на горелке Бунзена или под ламинарной вытяжкой, чтобы избежать загрязнения.
    4. В качестве отрицательного контроля приготовьте чашки Петри только с КПК (без гуайаколя) и привите их грибковыми штаммами (по одному на каждый грибной штамм), а также одну чашку Петри с КПК + гуайаколем и без грибковой инокуляции.
    5. Высиживайте чашки Петри при 25 °C в темноте и проверяйте их через 7 дней из инокулята.
  3. Качественный тест на протеазы.
    1. Подготовьте среду YES, добавив K2HPO4 (1 г/л), KH2PO4 (0,5 г/л), MgSO4·7H2O (0,5 г/л), MnCl2·4H2O (0,001 г/л), CuCl2·2H2O (1,4 x 10-5 г/л), ZnCl2 (1,1 x 10-5 г/л), CoCl2·6H2O(2 x 10-5 г/л), Na2MoO4·2H2O (1,3 x 10-5 г/л), FeCl3·6H2O (7,5 x 10-5 г/л) и желатин/пептон (0,02 г/л) в деионизированную воду.
    2. Поместите среду YES на магнитную мешалку (без нагрева) с магнитным перемешивающим стержнем внутри среды на 10 мин.
    3. Когда все соли растворятся в среде, переложите 5 мл раствора в 20 мл стерильных стеклянных флаконов и автоклавируйте их в течение 20 мин при 121 °C.
    4. Для отрицательного контроля приготовьте около 20 мл стерильных стеклянных флаконов с 5 мл раствора BH и автоклавируйте их в течение 20 мин при 121 °C.
    5. Под ламинарным проточным шкафом переложить 200 мкл грибковой суспензии (этапы 2.1.5.-2.1.6.) для каждого штамма в стерилизованные флаконы со средой YES (сделать по меньшей мере 2 реплики на грибковый штамм). Для каждого грибкового штамма добавьте 200 мкл той же грибковой суспензии в стерилизованные флаконы BH, чтобы иметь отрицательный контроль.
    6. Инкубируйте флаконы при 25 °C в темноте в течение 21 дня и проверяйте их каждые 7 дней.
  4. Качественный тест на эстеразы.
    1. Приготовьте среду Tween 80, добавив пептон (10 г/л), NaCl (5 г/л), CaCl2 (0,1 г/л) и 10 мл Tween от 80 до 1 л деионизированной воды.
    2. Поместите среду Tween 80 на магнитную мешалку (без нагрева) с магнитным перемешивающим стержнем внутри среды на 10 мин.
    3. Когда все расплавится внутри среды, переложите 5 мл раствора в 20 мл стерильных стеклянных флаконов и автоклавируйте их в течение 20 мин при 121 °C.
    4. Для отрицательного контроля приготовьте около 20 мл стерильных стеклянных флаконов с 5 мл раствора BH и автоклавируйте их в течение 20 мин при 121 °C.
    5. Под ламинарным проточным шкафом переложите 200 мкл грибковой суспензии (этапы 2.1.5.-2.1.6.) для каждого штамма в средние стерилизованные флаконы Tween 80 (сделайте не менее 2 реплик на грибной штамм). Для каждого грибкового штамма добавьте 200 мкл той же грибковой суспензии в стерилизованные флаконы BH для отрицательного контроля.
    6. Инкубируйте флаконы при 25 °C в темноте в течение 21 дня и проверяйте их каждые 7 дней.

Результаты

Методы селективных сред (раздел 1 протокола) позволили провести скрининг богатого биоразнообразия почвы и отобрать грибы с высоким потенциалом биоремедиации. С гуминовой кислотой и лигноцеллюлозной средой было выделено более 100 грибковых штаммов. Эти грибы продуцируют ферменты, участ...

Обсуждение

Богатое биоразнообразие почвы является обильным источником грибов, которые обладают многочисленными метаболическими способностями, некоторые из которых могут быть потенциальными кандидатами на биоремедиацию. Селективные испытания сред (раздел 1 протокола) являются простыми в выпол...

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Мы выражаем признательность Scuola di Alta Formazione Dottorale (SAFD) из Университета Павии и профессору Сольвейгу Тоси за предоставление возможности для этой работы.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
96 microwell plateGreiner bio-one650185
AgarVWR84609.05
Bushnell-Haas BrothFlukaB5051
CaCl2Sigma-AldrichC5670
ChloroamphenicolEurobioGABCRL006Z
ChlortetracyclineSigma-AldrichY0001451
CoCl2·6H2OSigma-AldrichC8661
CuCl2·2H2OSigma-AldrichC3279
EthanolVWR Chemicals20821.296
FeCl3·6H2OSigma-Aldrich236489
Filter 0.2 µmWhatman10462200
gallic acidSigma-AldrichG7384
Glass cover slipsBiosigmaVBS634
Glass vials 15 mLSciLabwareP35467
guaiacolSigma-AldrichG5502
High-density polyethylene (HDPE)Sigma-Aldrich434272
Humic acidsAldrich Chemistry53680
K2HPO4Sigma-AldrichP8281
KH2PO4Sigma-AldrichP5655
Lignocellulose//Sterilized bioethanol production waste
L-shaped cell spreaderLaboindustria S.p.a21133
magnetic stirrerA.C.E.F8235
Malt Extract BrothSigma-Aldrich70146
MgSO4·7H2OSigma-AldrichM2643
Micropipette 1000 μLGilsonFA10006M
Micropipette 200  μLGilsonFA10005M
MnCl2·4H2OSigma-AldrichM5005
Na2MoO4·2H2OSigma-AldrichM1651
NaClSigma-AldrichS5886
NeomycinSigma-AldrichN0401000
PenicillinSigma-Aldrich1504489
peptoneSigma-Aldrich83059
Polyethylene terephthalate (PET)GoodfellowES306031
Petri dishesLaboindustria S.p.a21050
Petrolatum (Paraffin liquid)A.C.E.F009661
Potato Dextrose BrothSigma-AldrichP6685
Polystyrene (PS)Sigma-Aldrich331651
Polyurethane (PUR)Sigma-AldrichGF20677923
Polyvinyl chloride (PVC)Sigma-Aldrich81388
Sterile falcon tubeGreiner bio-one227 261
Sterile glass vials 20 mLSigma-AldrichSU860051
Sterile point 1000  μLGilsonF172511
Sterile point 200  μLGilsonF172311
Sterile polyethylene bagsWHIRL-PAKB01018
sterile syringeRays5523CM25
StreptomycinSigma-AldrichS-6501
Tween 80Sigma-AldrichP1754
Used engine oil//complex mixture of hydrocarbons, engine additives, and metals, provided by an Italian private company
Vials 50 mLSigma-Aldrich33108-U
ZnCl2Sigma-AldrichZ0152

Ссылки

  1. Mohammadi, K., Heidari, G., Khalesro, S., Sohrabi, Y. Soil management, microorganisms and organic matter interactions: A review. African Journal of Biotechnology. 10 (86), 19840-19849 (2011).
  2. Daccò, C., Girometta, C., Asemoloye, M. D., Carpani, G., Picco, A. M., Tosi, S. Key fungal degradation patterns, enzymes and their applications for the removal of aliphatic hydrocarbons in polluted soils: A review. International Biodeterioration and Biodegradation. 147, (2020).
  3. Asemoloye, M. D., Ahmad, R., Jonathan, S. G. Synergistic action of rhizospheric fungi with Megathyrsus maximus root speeds up hydrocarbon degradation kinetics in oil polluted soil. Chemosphere. 187, 1-10 (2017).
  4. Abatenh, E., Gizaw, B., Tsegaye, Z., Wassie, M. The role of microorganisms in bioremediation - A review. Open Journal of Environmental Biology. 2, 038-046 (2017).
  5. Dix, N. J., Webster, J. . Fungal Ecology. , (1995).
  6. Magan, N., Esser, K., Lemke, P. A. Fungi in extreme environment. Environmental and Microbial Relationships. The Mycota. 4, 99-114 (2007).
  7. Aranda, E. Promising approaches towards biotransformation of polycyclic aromatic hydrocarbons with Ascomycota fungi. Current Opinion in Biotechnology. 38, 1-8 (2016).
  8. Hasan, I. F., AI-Jawhari, V., Kumar, M., Kumar, R., Prasad, Role of Filamentous Fungi to Remove Petroleum Hydrocarbons from the Environment. Microbial Action on Hydrocarbons. , (2018).
  9. Daccò, C., et al. Trichoderma: evaluation of its degrading abilities for the bioremediation of hydrocarbon complex mixtures. Applied Sciences. 10 (9), 3152 (2020).
  10. Alarcón, A., Davies, F. T., Autenrieth, R. L., Zuberer, D. A. Arbuscular mycorrhiza and petroleum-degrading microorganisms enhance phytoremediation of petroleum-contaminated soil. International Journal of Phytoremediation. 10, 251-263 (2008).
  11. Mancera-López, M. E., et al. Bioremediation of an aged hydro-carbon-contaminated soil by a combined system of biostimulation-bioaugmentation with filamentous fungi. International Biodeterioration and Biodegradation. 61, (2008).
  12. Hatami, E., Abbaspour, A., Dorostkar, V. Phytoremediation of a petroleum-polluted soil by native plant species in Lorestan Province, Iran. Environmental Science and Pollution Research. 26, 24323-24330 (2019).
  13. Prenafeta-Boldú, F. X., De Hoog, G. S., Summerbell, R. C. Fungal communities in hydrocarbon degradation. Microbial Communities Utilizing Hydrocarbons and Lipids: Members, Metagenomics and Ecophysiology. Handbook of Hydrocarbon and Lipid Microbiology. , 1-36 (2018).
  14. Gu, J., Ford, T., Mitton, D., Mitchell, R. Microbiological degradation of polymeric materials. Uhlig's Corrosion Handbook. , 421-438 (2011).
  15. Tuomela, M., Hatakka, A. Oxidative fungal enzymes for bioremediation. Comprehensive Biotechnology: Environmental and Related Biotechnologies. 6, 224-239 (2019).
  16. DSouza, G. C., et al. Fungal biodegradation of low-density polyethylene using consortium of Aspergillus species under controlled conditions. Heliyon. 7 (5), 07008 (2021).
  17. El-Sayed, M. T., Rabie, G. H., Hamed, E. A. Biodegradation of low-density polyethylene (LDPE) using the mixed culture of Aspergillus carbonarius and A. fumigates. Environment, Development, and Sustainability. 23 (10), 14556-14584 (2021).
  18. Sepperumal, U., Markandan, M., Palraja, I. Micromorphological and chemical changes during biodegradation of polyethylene terephthalate (PET) by Penicillium sp. Journal of Microbiology and Biotechnology Research. 3 (4), 47-53 (2013).
  19. Leitão, A. L. Potential of Penicillium species in the bioremediation field. International Journal of Environmental Research and Public Health. 6 (4), 1393-1417 (2009).
  20. Chen, S. H., Ting, A. S. Y. Biosorption and biodegradation potential of triphenylmethane dyes by newly discovered Penicillium simplicissimum isolated from indoor wastewater sample. International Biodeterioration & Biodegradation. 103, 1-7 (2015).
  21. Orhan, Y., Buyukgungor, H. Enhancement of biodegradability of disposable polyethylene in controlled biological soil. International Biodeterioration and Biodegradation. 45, 49-55 (2000).
  22. Deshmukh, R., Khardenavis, A. A., Purohit, H. J. Diverse metabolic capacities of fungi for bioremediation. Indian journal of microbiology. 56 (3), 247-264 (2016).
  23. Viswanath, B., Rajesh, B., Janardhan, A., Kumar, A. P., Narasimha, G. Fungal laccases and their applications in bioremediation. Enzyme research. 2014, 163242 (2014).
  24. Ali, M., Husain, Q., Ishqi, H. M. Fungal peroxidases mediated bioremediation of industrial pollutants. Fungal Bioremediation. , (2019).
  25. Nousiainen, P., Kontro, J., Manner, H., Hatakka, A., Sipilä, J. Phenolic mediators enhance the manganese peroxidase catalyzed oxidation of recalcitrant lignin model compounds and synthetic lignin. Fungal Genetics and Biology. 72, 137-149 (2014).
  26. Srivastava, S., Kumar, M. Biodegradation of polycyclic aromatic hydrocarbons (PAHs): A sustainable approach. Sustainable Green Technologies for Environmental Management. , (2019).
  27. Wei, R., Zimmermann, W. Microbial enzymes for the recycling of recalcitrant petroleum-based plastics: how far are we. Microbial Biotechnology. 10 (6), 1308-1322 (2017).
  28. Matsubara, M., Lynch, J. M., De Leij, F. A. A. M. A simple screening procedure for selecting fungi with potential for use in the bioremediation of contaminated land. Enzyme and Microbial Technology. 39 (7), 1365-1372 (2006).
  29. Mann, J., et al. Screening and selection of fungi for bioremediation of olive mill wastewater. World Journal of Microbiology and Biotechnology. 26 (3), 567-571 (2010).
  30. Andlar, M., Rezić, T., Marđetko, N., Kracher, D., Ludwig, R., Šantek, B. Lignocellulose degradation: an overview of fungi and fungal enzymes involved in lignocellulose degradation. Engineering in Life Sciences. 18, 768-778 (2018).
  31. Goméz-Toribio, V., García-Martín, A. B., Martínez, M. J., Martínez, A. T., Guillén, F. Induction of extracellular hydroxyl radical production by white-rot fungi through quinone redox cycling. Applied and Environmental Microbiology. 75, 3944-3953 (2009).
  32. Belcarz, A., Ginalska, G., Kornillowicz-Kowalska, T. Extracellular enzyme activities of Bjerkandera adusta R59 soil strain, capable of daunomycin and humic acids degradation. Applied Microbiology and Biotechnology. 68 (5), 686-694 (2005).
  33. Stevenson, F. J. . Humus Chemistry: Genesis, Composition, Reactions. 2nd ed. , (1995).
  34. Andlar, M., et al. Lignocellulose degradation: An overview of fungi and fungal enzymes involved in lignocellulose degradation. Engineering in Life Sciences. 18 (11), 768-778 (2018).
  35. Lee, H., et al. Biotechnological procedures to select white rot fungi for the degradation of PAHs. Journal of Microbiological Methods. 97 (1), 56-62 (2014).
  36. Batista-García, R. A., et al. Simple screening protocol for identification of potential mycoremediation tools for the elimination of polycyclic aromatic hydrocarbons and phenols from hyperalkalophile industrial effluents. Journal of Environmental Management. 198, 1-11 (2017).
  37. Shleev, S. V., et al. Comparison of physico-chemical characteristics of four laccases from different basidiomycetes. Biochimie. 86 (9-10), (2004).
  38. Kiiskinen, L. L., Rättö, M., Kruus, K. Screening for novel laccase-producing microbes. Journal of Applied Microbiology. 97, (2004).
  39. Kumar, V. V., Rapheal, V. S. Induction and purification by three-phase partitioning of aryl alcohol oxidase (AAO) from Pleurotus ostreatus. Applied Biochemistry and Biotechnology. , 163 (2011).
  40. Loredo-Treviño, A., Gutiérrez-Sánchez, G., Rodríguez-Herrera, R., Aguilar, C. N. Microbial enzymes involved in polyurethane biodegradation: a review. Journal of Polymers and the Environment. 20 (1), 258-265 (2012).
  41. Garriga, M., et al. Technological and sensorial evaluation of Lactobacillus strains as starter cultures in fermented sausages. International Journal of Food Microbiology. 32 (1-2), 173-183 (1996).
  42. Zerdani, I., Faid, M., Malki, A. Feather wastes digestion by new isolated strains Bacillus sp. In microcco. African Journal of Biotechnology. 3 (1), 67-70 (2004).
  43. Nygren, C. M., Edqvist, J., Elfstrand, M., Heller, G., Taylor, A. F. Detection of extracellular protease activity in different species and genera of ectomycorrhizal fungi. Mycorrhiza. 17 (3), 241-248 (2007).
  44. Asemoloye, M. D., et al. Hydrocarbon degradation and enzyme activities of Aspergillus oryzae and Mucor irregularis isolated from Nigerian crude oil-polluted sites. Microorganisms. 8 (12), 1912 (2020).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

183

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены