JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

В настоящем протоколе описан склеральный подход к имплантации субретинального устройства, что является возможной хирургической техникой для реализации на животных моделях заболеваний сетчатки в исследованиях.

Аннотация

Дегенерация сетчатки, такая как возрастная макулярная дегенерация (ВМД), является основной причиной слепоты во всем мире. Для разработки методов лечения ВМД на основе регенеративной медицины было использовано множество подходов, в том числе на основе стволовых клеток. Грызуны в качестве животных моделей дегенерации сетчатки являются основой для трансляционных исследований из-за широкого спектра штаммов, которые развивают заболевания дегенерации сетчатки на разных стадиях. Тем не менее, имитация терапевтической доставки субретинальных имплантатов у грызунов является сложной задачей из-за анатомических различий, таких как размер хрусталика и объем стекловидного тела. Этот хирургический протокол направлен на обеспечение управляемого метода трансплантации имплантатов в субретинальное пространство у крыс. В него включено удобное для пользователя всестороннее описание важнейших шагов. Этот протокол был разработан в качестве экономически эффективной хирургической процедуры для воспроизводимости в различных доклинических исследованиях на крысах. Перед проведением хирургического эксперимента требуется правильная миниатюризация имплантата человеческого размера, которая включает в себя корректировку размеров имплантата. Вместо интравитреальной процедуры используется внешний подход для доставки имплантата в субретинальное пространство. С помощью небольшой острой иглы выполняется склеральный разрез в височной верхней квадранте с последующим парацентезом для снижения внутриглазного давления, тем самым минимизируя сопротивление во время хирургической имплантации. Далее проводится введение сбалансированного солевого раствора (БСС) через разрез для достижения очаговой отслойки сетчатки (ПД). Наконец, проводится установка и визуализация имплантата в субретинальное пространство. Послеоперационная оценка субретинального размещения имплантата включает визуализацию с помощью оптической когерентной томографии в спектральной области (SD-OCT). Последующие методы визуализации позволяют установить субретинальную стабильность имплантата, прежде чем глаза будут собраны и зафиксированы для гистологического анализа.

Введение

Возрастная макулярная дегенерация (ВМД) является основной причиной слепоты во всем мире. Число людей, пострадавших от ВМД, в 2020 году оценивалось в 196 миллионов, и по прогнозам, к 2040 году это число увеличится примерно до 288миллионов1. За последнее десятилетие было разработано несколько терапевтических средств для смягчения визуальных изменений, связанных с поздними стадиями ВМД, в основном для лечения развития и прогрессирования неоваскуляризации хориоидеи, наблюдаемой при влажной ВМД. И наоборот, лечение сухой ВМД, при которой дисфункция и потеря клеток пигментного эпителия сетчатки (РПЭ) прогрессируют в РПЭ и атрофию сетчатки, по оценкам, составляют от 85% до 90% ВМД, с распространенностью 0,44% во всем мире1,2. ВМД была описана как многофакторное заболевание, при котором возраст, генетические факторы и факторы окружающей среды способствуют возникновению и прогрессированию заболевания; В настоящее время разрабатывается несколько методов лечения различных патофизиологических путей, связанных с этим заболеванием3.

Терапия на основе стволовых клеток была разработана в качестве нового терапевтического варианта для замены неэффективного РПЭ при сухой ВМД4. Хотя использование плюрипотентных стволовых клеток все еще находится на ранних стадиях клинических испытаний, безопасность была продемонстрирована в нескольких клинических испытаниях 5,6,7. На сегодняшний день существует два основных пути развертывания стволовых клеток в субретинальном пространстве: суспензия или вставка монослойного пластыря, засеянного на биосовместимый имплантат 8,9,10,11,12. Новые стратегии с использованием терапии на основе стволовых клеток в доклинических исследованиях требуют животных моделей, в которых терапевтические препараты на основе стволовых клеток могут быть доставлены в тот же целевой участок, что и у людей. Разница в анатомии может потребовать незначительных изменений в процедурах, хирургическом оборудовании и подходе по сравнению с теми, которые используются сконечным продуктом человека. Модификация методов глазной хирургии является одним из необходимых изменений, которое было широко описано как успешный подход для использования на различных моделях животных 15,16,17.

Несмотря на то, что в предыдущих публикациях упоминались хирургические методы установки субретинальных имплантатов у крыс, нет исчерпывающих описаний таких методов для преодоления технических трудностей, с которыми могут столкнуться исследователи. Таким образом, существует необходимость в надлежащем подробном описании хирургических методов, предоставлении передовых методов и извлеченных уроков, чтобы избежать и, при необходимости, решить проблемы на критических этапах на протяжении всей процедуры. Целью данной рукописи является предоставление исчерпывающих рекомендаций по хирургической имплантации имплантата в субретинальное пространство у крыс.

протокол

Все эксперименты были одобрены Институциональным комитетом по уходу за животными и их использованию (IACUC) Университета Южной Калифорнии и проводились в соответствии с Руководством Национальных институтов здравоохранения (NIH) по уходу и использованию лабораторных животных и Заявлением Ассоциации исследований в области зрения и офтальмологии (ARVO) по использованию животных в офтальмологических исследованиях и исследованиях зрения. В общей сложности в настоящем исследовании было использовано 12 крыс-самцов Королевского колледжа хирургов (RCS). Животные были выращены в животноводческом помещении и включены в исследование по достижении ими возраста 28 лет ± 1 дня после рождения. Было проведено полное обследование глаз, чтобы убедиться в отсутствии глазных аномалий. Субретинальные имплантаты, ультратонкие мембраны, изготовленные из парилена С и покрытые витронектином, были разработаны специальной коммерческой организацией (см. Таблицу материалов). Эти мембраны по толщине и проницаемости повторяют мембраны человеческого размера (сетчатый каркас толщиной 6,0 мкм с круговыми порами 20 мкм в ультратонких зонах). Миниатюризация длины и ширины (1,0 мм × 0,4 мм) из мембран человеческого размера была достигнута для размещения субретинальных имплантатов внутри глаз грызунов18.

1. Уход за животными и хирургическая подготовка

  1. Взвесьте животное, чтобы рассчитать дозировку анестезии и обезболить после шага 1.2.
  2. Обезболивают животное путем внутрибрюшинного введения смеси кетамина и ксилазина (35-50 мг/кг и 5-10 мг/кг соответственно; см. Таблицу материалов). Вводите с помощью шприца объемом 1,0 мл и иглы 30 г.
  3. Загрузите еще один шприц объемом 1,0 мл с половиной смеси анестезии (кетамин и ксилазин) для поддержания должного уровня анестезии во время процедуры.
  4. Подтвердите адекватную анестезию отсутствием педального рефлекса (сильное защемление пальца ноги).
  5. Для правильной визуализации полости стекловидного тела и сетчатки необходимо расширить зрачок путем закапывания в пролеченный глаз глазных капель 1% тропикамида и 2,5% фенилэфрина (см. Таблицу материалов).
    1. Нанесите вторую дозу глазных капель для расширения через 5 минут.
  6. Наносите искусственные слезы или глазной гель-смазку на нехирургический глаз каждые 5-10 минут, пока животное находится под наркозом, чтобы увлажнить роговицу.
  7. Накройте грелку стерильной простыней (см. Таблицу материалов). Накройте хирургический лоток стерильной простыней.
  8. Подготовьте стерильную операционную зону, поместив на операционный лоток следующие стерильные инструменты: хирургические перчатки, субретинальный имплантат и хирургические инструменты: москитные щипцы (3), микрохирургические тонкие ножницы (1), иглодержатель (1), тонкие щипцы с зубцами (1), тонкие прямые щипцы без зубов (2), микролитровый шприц (1), тупую иглу 32 G (1), иглу 27 G или 30 G (2), Шелковый шов 4-0 (3), ватные палочки, сбалансированный раствор соли (BSS) и покровный лист (см. Таблицу материалов).
  9. В стерильных условиях и в стерильных перчатках зарядите микролитровый шприц BSS и прикрепите тупую иглу 32 G.
  10. Вставьте ватный ватник в ступицу иглы 27 G или 30 G, чтобы создать ручку для более чувствительных манипуляций с иглой.
  11. Чтобы поддерживать стерильные условия на протяжении всей процедуры, меняйте стерильные перчатки, если вы работаете с нестерильными инструментами или областями, такими как хирургический микроскоп.

2. Склеральный доступ для субретинальной имплантации: хирургическая техника

  1. Обнажите операционную область, выполнив следующие действия.
    1. После того, как животное находится под наркозом и зрачок расширяется (шаг 1.5), поместите животное животом вниз головой к исследователю.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Держите крысу на грелке, накрытой стерильной простыней, в течение всей операции и до полного выздоровления животного.
    2. Нанесите 5% капли повидона (см. Таблицу материалов) на глаз и очистите поверхность глаза и веки ватными тампонами.
    3. Поместите и отрегулируйте хирургический микроскоп (см. Таблицу материалов) над хирургическим глазом.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Рекомендуется использовать хирургический офтальмологический микроскоп на протяжении всей хирургической процедуры, чтобы получить более четкую и большую визуализацию глазных структур.
    4. Обеспечьте надлежащее обнажение операционной области, приподняв верхнее веко и выпячивая глазное яблоко с помощью 4-0 нерассасывающихся швов.
      1. Приподнимите верхнее веко с помощью шелкового шва 4-0. Наложите шов на переднюю сторону век на уровне мейбомиевых желез. Закрепите тракционный шов, прижав москитные щипцы к операционной поверхности.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Если шов наложен выше уровня мейбомиевой железы, вместо поднятия век произойдет выворот века.
      2. Выполните перитомию височного верхнего квадранта с помощью микрохирургических ножниц тонкой очистки.
      3. Наложите два тракционных шва, чтобы обеспечить выпячивание и смещение глазного яблока вперед. Выполните изоляцию верхней прямой мышцы.
        1. С помощью аккуратных манипуляций с глазом с помощью щипцов с тонкими зубьями (щипцы 0,12 мм) в верхней части лимба закатите глаз вниз, чтобы обнажить склеру.
        2. Наложите шелковый шов 4-0 за верхнюю конечность на расстоянии до 1 мм, где находится верхняя экстраокулярная мышца. Зажмите оба хвоста шва с помощью москитных щипцов.
      4. Выполните изоляцию височной прямой мышцы. Наложите второй шов (шелк 4-0) на расстоянии до 1 мм от лимба в височный квадрант (в соответствующей области височной экстраокулярной мышцы). Зажмите оба хвоста шва с помощью москитных щипцов.
      5. После того, как оба шва экстраокулярных мышц будут правильно размещены и зажаты, потяните швы вниз и внутрь, чтобы обнажить височный верхний квадрант склеры.
    5. Протяните перитомию по направлению к задней части глаза микрохирургическими тонкими ножницами.
    6. Контролируйте кровотечение из конъюнктивы с помощью ватных палочек.
  2. Выполните разрез склеры, отслойку сетчатки (ПД) и установку имплантата, следуя приведенным ниже инструкциям.
    1. Выполните скальный разрез с помощью иглы 27 G или 30 G. Убедитесь, что размер разреза составляет ~1,2 мм и находится на 1,5 мм позади лимба.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Разработка туннельной конфигурации склерального разреза рекомендуется для стабилизации внутриглазных структур при манипуляциях с глазом и введении имплантата. Такая форма разреза предотвратит резкие колебания внутриглазного давления.
    2. Иногда правильная настройка требует практики. Поэтому, если правильная конфигурация не достигнута, снимите некоторое напряжение с тракционных швов экстраокулярных мышц, чтобы облегчить удержание глазных структур внутри полости стекловидного тела.
    3. Используя ту же иглу, которая использовалась для склерального разреза (27 G или 30 G), выполните парацентез в периферической роговице в том же квадранте.
    4. Введите тупую иглу 32 G, установленную на микролитровом шприце, через склеральный разрез.
    5. Введите 100 мкл BSS для создания фокального ПД.
    6. Снимите тракционные швы экстраокулярных мышц, чтобы вернуть глаз в исходное положение.
    7. Для прямой визуализации ПД упритесь и прижмите защитное стекло, загруженное офтальмологическим лубрикантным гелем, к роговице.
    8. Отрегулируйте объектив микроскопа так, чтобы он сфокусировался на сетчатке.
    9. Если РД не наблюдается или слишком мал (меньше размера одного квадранта), выполните вторую инъекцию BSS для достижения желаемого размера ПД, закатывая глаз вниз и внутрь и повторяя шаги с 2.2.4 по 2.2.8.
    10. После завершения RD проверьте длину склеры (как указано в шаге 2.2.1) с помощью штангенциркуля (см. Таблицу материалов).
    11. Разрежьте ткань хориоидеи в обоих направлениях тонкими микрохирургическими ножницами.
    12. Проведите тупой иглой в сторону вдоль склерального разреза, чтобы убедиться, что все склеральные и сосудистые структуры были рассечены.
    13. Вставьте имплантат в субретинальное пространство.
    14. С помощью двух тонких хирургических щипцов, таких как связывающие щипцы (см. Таблицу материалов), захватите имплантат сзади, чтобы не повредить активную часть имплантата.
    15. Поместите имплантат параллельно плоскости разреза и осторожно вставьте имплантат.
    16. После того, как имплантат будет полностью введен в субретинальное пространство, освободите его, и протолкните имплантат дальше, введя в разрез челюсти одного из щипцов на 1-1,5 мм.
    17. Снимите тракционные швы экстраокулярных мышц и проверьте размещение имплантата с помощью микроскопа и покровного стекла, как описано выше (шаги 2.2.7 и 2.2.8).
  3. Отпустите и снимите все швы.
    ПРИМЕЧАНИЕ: После завершения хирургической процедуры проводится SD-ОКТ (шаг 3) для подтверждения клинических результатов. Сеанс SD-ОКТ-визуализации проводится сразу после операции. Если не удалось правильно визуализировать расположение имплантата, то через 7-10 дней после операции снова проведите SD-ОКТ.

3. SD-ОКТ-визуализация

  1. Нажмите на значок Heidelberg Eye Explorer (программное обеспечение для управления изображениями; см. Таблицу материалов) на экране рабочего стола.
  2. Нажмите на значок «Новый пациент » в верхней части экрана.
    1. Заполните всю информацию, запрашиваемую для создания идентификатора животного, и нажмите «Принять».
    2. Выберите систему визуализации ОКТ (HRA + OCT; см. Таблицу материалов) для типа устройства.
    3. Выберите оператора и нажмите OK.
    4. Для правильного параметра искривления роговицы нажмите кнопку OK , чтобы принять данные глаза по умолчанию.
  3. Убедитесь, что окно сбора данных SD-OCT запущено и готово к SD-OCT.
  4. Включите камеру SD-OCT, нажав желтую кнопку «Пуск », расположенную на сенсорном дисплее рядом с камерой.
  5. Поместите животное на предметную стойку для животных SD-OCT, которая была адаптирована поверх подголовника SD-OCT.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Адаптация сцены для животных включает в себя кусок пенополистирола (см. Таблицу материалов) для установки в головную сцену SD-OCT, достаточно большую для размещения животного, включая грелку.
  6. Отрегулируйте высоту стола и положение животного, чтобы выровнять зрачок по центру линзы SD-OCT.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Как только глаз будет выровнен, на экране появится инфракрасное (ИК) изображение в реальном времени.
  7. Нажмите кнопку IR + OCT на сенсорном экране или кнопку OCT в правом нижнем углу монитора, чтобы начать получение изображения.
  8. После ввода в эксплуатацию SD-OCT выберите режим одиночного сканирования с наибольшим количеством (100) кадров ART. Режим сканирования 100 ART является режимом по умолчанию.
  9. С помощью джойстика камеры центрируйте зрительный нерв на ИК-изображении.
  10. Двигайте камеру вперед до тех пор, пока ИК-изображение не будет равномерно заполнено изображением сетчатки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Темные углы указывают на то, что фотокамера находится слишком далеко или близко к глазу.
  11. Перемещайте камеру в сторону, пока имплантат не будет визуализирован во временном аспекте сетчатки. Используйте ИК-изображение для управления движениями.
  12. Чтобы визуализировать имплантат с помощью B-скана, нажмите CTRL + ALT + SHIFT + O одновременно, чтобы отобразить окно корректировки SD-OCT B-скана.
  13. Отрегулируйте «Референсное плечо» (в нижней части окна) до тех пор, пока сетчатка/имплантат не будут визуализированы на изображении SD-OCT.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Изображение SD-OCT должно отображаться в синих опорных углах.
  14. Закройте окно.
  15. С помощью джойстика и рукоятки камеры перемещайте и поворачивайте камеру во всех направлениях, пока не будет получено изображение, более качественное качество SD-OCT.
  16. Перетащите синюю стрелку на ИК-изображении, пока она не будет размещена вдоль имплантата.
  17. После того, как насыщенность и расположение B-скана будут оптимальными, активируйте «Автоматическое отслеживание в реальном времени (ART)», нажав черную кнопку регулировки усиления под сенсорным экраном.
  18. Когда ART достигнет 100 кадров, нажмите «Получить » на сенсорном экране.
  19. Когда все изображения будут получены, нажмите « Сохранить изображения » в верхней части окна, а затем нажмите « Выйти».
  20. Поддерживайте роговицу влажной в течение всего сеанса визуализации, часто нанося глазные капли-лубриканты (каждые 5 минут).

4. Восстановление животных

  1. В конце сеанса визуализации нанесите мазь с антибиотиком на роговицу, чтобы предотвратить глазную инфекцию и увлажнить роговицу.
  2. Держите животное лежа на животе на грелке до полного восстановления (~20-30 минут) и передвижения.
  3. Дайте системные анальгетики (1,0-1,2 мг/кг бупренорфина SR однократно подкожно; см. Таблицу материалов) в конце хирургической процедуры.
  4. Не оставляйте животное без присмотра до тех пор, пока оно не придет в себя в достаточном сознании.
  5. Не возвращайте животное в компанию других животных до полного выздоровления.
  6. После полного выздоровления поместите животное обратно в жилую зону с доступом к еде и воде в свободном доступе.

Результаты

Имплантация субретинального имплантата крысам с РКС (N = 12) продемонстрировала целесообразность и воспроизводимость хирургической техники субретинального родоразрешения у крыс. В этом исследовании правый глаз был обработанным глазом (N = 12) с имплантатом. В клиническ?...

Обсуждение

Несмотря на то, что процедура была описана ранее с небольшими вариациями, цель данной рукописи – дать всестороннее описание хирургической процедуры по установке субретинальных имплантатов у крыс, которой следует следовать при изучении техники, а также преодолеть хи...

Раскрытие информации

M.S.H., D.R.H. и J.L. являются соучредителями и консультантами компании Regenerative Patch Technologies (RPT). Другие авторы удостоверяют, что они не имеют никакой связи или участия в какой-либо организации или организации, имеющей какой-либо финансовый или нефинансовый интерес к предмету или материалам, обсуждаемым в данной рукописи.

Благодарности

Это исследование было поддержано CIRM DT3 (MSH) и Исследованиями по предотвращению слепоты (Глазной институт Роски Университета Южной Калифорнии). Мы хотим поблагодарить Фернандо Гальярдо и доктора Ин Лю за их техническую помощь.

Спонсор не играл никакой роли в разработке или проведении этого исследования.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
1 cc syringeVWRBD309659
27 G needle 1/2''VWRBD305109
30 G needle 1/2''VWRBD305106
32 G Blunt needle - Small hub RNHamilton7803-04
4-0 Perma Hand silk black 1X18" PC-5Ethicon1984G
6'' sterile cotton tipsVWR10805-154
Betadine 5% sterile ophthalmic prep solutionAlcon8007-1
BSS irrigating solution 15 mLAccutomeAx17362
Buprenorphine ERZooPharmN/A
Castroviejo CaliperStorzE2405
Castroviejo suturing forceps 0.12 mmStorzE1796
Clayman-Vannas scissors straightStorzE3383S
Cover glass, squareWVR48366-227
EPS Polystyrene blockSilverlake LLCCFB8x12x2
Gonak 15 mLAccutomeAx10968Eye lubricant
Halstead straight hemostatic mosquito forceps non-magneticStorzE6772
Hamilton syringe 700 series 100 µL Hamilton7638-01
HEYEX SoftwareHeidelberg N/Aan image management software
Kelman-McPherson tying forceps angledStorzE1815 AKUS
Ketamine (100 mg/mL)MWI501072
Needle holder 9mm curved fine lockingStorz3-302
Neomycin/Polymyxin B sulfactes/Bacitracin zinc ointment 3.5 gAccutomeAx0720
Ophthalmic surgical microscopeZeissSN: 233922
Phenylephrine 2.5% 15 mLAccutomeAx0310
Spectralis SD-OCTHeidelberg SPEC-CAM-011210s3600
Sterile DrapeVWR100229-300
Sterile surgical glovesVWR89233-804
T-Pump heating systemGaymarTP650
Tropicamide 1% 15 mLAccutomeAx0330
Ultrathin membranes made from Parylene C and coated with vitronectinMini Pumps LLC, CAspecifically designed for this studyused as subretinal implants 
Xylazine (100 mg/mL)MWI510650

Ссылки

  1. Wong, W. L., et al. Global prevalence of age-related macular degeneration and disease burden projection for 2020 and 2040: a systematic review and meta-analysis. Lancet Global Health. 2 (2), 106-116 (2014).
  2. Schultz, N. M., Bhardwaj, S., Barclay, C., Gaspar, L., Schwartz, J. Global burden of dry age-related macular degeneration: a targeted literature review. Clinical Therapeutics. 43 (10), 1792-1818 (2021).
  3. Deng, Y., et al. Age-related macular degeneration: Epidemiology, genetics, pathophysiology, diagnosis, and targeted therapy. Genes & Diseases. 9 (1), 62-79 (2021).
  4. Nazari, H., et al. Stem cell-based therapies for age-related macular degeneration: The promises and the challenges. Progress in Retinal and Eye Research. 48, 1-39 (2015).
  5. Kashani, A. H., et al. A bioengineered retinal pigment epithelial monolayer for advanced, dry age-related macular degeneration. Science Translational Medicine. 10 (435), (2018).
  6. Kashani, A. H., et al. Survival of an HLA-mismatched, bioengineered RPE implant in dry age-related macular degeneration. Stem Cell Reports. 17 (3), 448-458 (2022).
  7. da Cruz, L., et al. Phase 1 clinical study of an embryonic stem cell-derived retinal pigment epithelium patch in age-related macular degeneration. Nature Biotechnology. 36 (4), 328-337 (2018).
  8. Da Cruz, L., Chen, F. K., Ahmado, A., Greenwood, J., Coffey, P. RPE transplantation and its role in retinal disease. Progress in Retinal and Eye Research. 26 (6), 598-635 (2017).
  9. Hu, Y., et al. A novel approach for subretinal implantation of ultrathin substrates containing stem cell-derived retinal pigment epithelium monolayer. Ophthalmic Research. 48 (4), 186-191 (2012).
  10. Diniz, B., et al. Subretinal implantation of retinal pigment epithelial cells derived from human embryonic stem cells: improved survival when implanted as a monolayer. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 54 (7), 5087-5096 (2013).
  11. Antognazza, M. R., et al. Characterization of a polymer-based, fully organic prosthesis for implantation into the subretinal space of the rat. Advanced Healthcare Materials. 5 (17), 2271-2282 (2016).
  12. Pennington, B. O., et al. Xeno-free cryopreservation of adherent retinal pigmented epithelium yields viable and functional cells in vitro and in vivo. Scientific Reports. 11 (1), 6286 (2021).
  13. Thomas, B. B., et al. A new immunodeficient retinal dystrophic rat model for transplantation studies using human-derived cells. Graefe's Archive for Clinical and Experimental Ophthalmology. 256 (11), 2113-2125 (2018).
  14. Koss, M. J., et al. Subretinal implantation of a monolayer of human embryonic stem cell-derived retinal pigment epithelium: a feasibility and safety study in Yucatán minipigs. Graefe's Archive for Clinical and Experimental Ophthalmology. 254 (8), 1553-1565 (2016).
  15. Yu, W., et al. Biocompatibility of subretinal parylene-based Ti/Pt microelectrode array in rabbit for further artificial vision studies. Journal of Ocular Biology, Diseases, and Informatics. 2 (1), 33-36 (2009).
  16. Thomas, B. B., et al. Survival and functionality of hESC-derived retinal pigment epithelium cells cultured as a monolayer on polymer substrates transplanted in RCS rats. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 57 (6), 2877-2887 (2016).
  17. Adekunle, A. N., et al. Integration of perforated subretinal prostheses with retinal tissue. Translational Vision Science & Technology. 4 (4), 5 (2015).
  18. Lu, B., et al. Semipermeable parylene membrane as an artificial Bruch's membrane. 2011 16th International Solid-State Sensors, Actuators and Microsystems Conference. IEEE. , 950-953 (2011).
  19. Hu, Y., et al. Subretinal implantation of gelatin films with stem cells derived RPE in rats. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 54 (15), 1763 (2013).
  20. Aramant, R. B., Seiler, M. J. Retinal transplantation-advantages of intact fetal sheets. Progress in Retinal and Eye Research. 21 (1), 57-73 (2002).
  21. Peng, Q., et al. Structure and function of embryonic rat retinal sheet transplants. Current Eye Research. 32 (9), 781-789 (2007).
  22. Pardue, M. T., et al. Neuroprotective effect of subretinal implants in the RCS rat. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 46 (2), 674-682 (2005).
  23. Ho, E., et al. Characteristics of prosthetic vision in rats with subretinal flat and pillar electrode arrays. Journal of Neural Engineering. 16 (6), 066027 (2019).
  24. Thomas, B. B., et al. Co-grafts of human embryonic stem cell derived retina organoids and retinal pigment epithelium for retinal reconstruction in immunodeficient retinal degenerate Royal College of Surgeons rats. Frontiers in Neuroscience. 15, 752958 (2021).
  25. Seiler, M. J., et al. Vision recovery and connectivity by fetal retinal sheet transplantation in an immunodeficient retinal degenerate rat model. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 58 (1), 614-630 (2017).
  26. McLelland, B. T., et al. Transplanted hESC-derived retina organoid sheets differentiate, integrate, and improve visual function in retinal degenerate rats. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 59 (6), 2586-2603 (2018).
  27. Lin, B., McLelland, B. T., Mathur, A., Aramant, R. B., Seiler, M. J. Sheets of human retinal progenitor transplants improve vision in rats with severe retinal degeneration. Experimental Eye Research. 174, 13-28 (2018).
  28. Matsuo, T., Hosoya, O., Tsutsui, K. M., Uchida, T. Behavior tests and immunohistochemical retinal response analyses in RCS rats with subretinal implantation of Okayama-University-type retinal prosthesis. Journal of Artificial Organs. 16 (3), 343-351 (2013).
  29. Seiler, M. J., et al. A new immunodeficient pigmented retinal degenerate rat strain to study transplantation of human cells without immunosuppression. Graefe's Archive for Clinical and Experimental Ophthalmology. 252 (7), 1079-1092 (2014).
  30. Stanzel, B. V. Subretinal delivery of ultrathin rigid-elastic cell carriers using a metallic shooter instrument and biodegradable hydrogel encapsulation. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 53 (1), 490-500 (2012).
  31. Fabian, R. J., Bond, J. M., Drobeck, H. P. Induced corneal opacities in the rat. The British Journal of Ophthalmology. 51 (2), 124-129 (1976).
  32. Calderone, L., Grimes, P., Shalev, M. Acute reversible cataract induced by xylazine and by ketamine-xylazine anesthesia in rats and mice. Experimental Eye Research. 42 (4), 331-337 (1986).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены