Количественная оценка селективности зрительных признаков оптокинетического рефлекса у мышей

Резюме

Здесь мы опишем стандартный протокол количественной оценки оптокинетического рефлекса. Он сочетает в себе виртуальную стимуляцию барабана и видеоокулографию, что позволяет точно оценить селективность поведения и его адаптивную пластичность.

Аннотация

Оптокинетический рефлекс (OKR) — это важнейшее врожденное движение глаз, которое запускается глобальным движением зрительной среды и служит для стабилизации изображений сетчатки. Благодаря своей важности и надежности, OKR используется для изучения зрительно-моторного обучения и оценки зрительных функций мышей с разным генетическим фоном, возрастом и лекарственным лечением. Здесь мы представляем процедуру оценки OKR-ответов мышей с фиксированной головой с высокой точностью. Фиксация головы может исключить влияние вестибулярной стимуляции на движения глаз, что позволяет измерять движения глаз, вызванные только зрительным движением. OKR вызывается виртуальной барабанной системой, в которой вертикальная решетка, представленная на трех компьютерных мониторах, дрейфует горизонтально колебательно или в одном направлении с постоянной скоростью. С помощью этой системы виртуальной реальности мы можем систематически изменять визуальные параметры, такие как пространственная частота, временная/колебательная частота, контрастность, яркость и направление решеток, а также количественно оценивать кривые настройки селективности визуальных признаков. Высокоскоростная инфракрасная видеоокулография обеспечивает точное измерение траектории движений глаз. Глаза отдельных мышей откалиброваны, чтобы обеспечить возможность сравнения OKR между животными разного возраста, пола и генетического происхождения. Количественная сила этого метода позволяет обнаруживать изменения в OKR, когда это поведение пластически адаптируется из-за старения, сенсорного опыта или моторного обучения; Таким образом, это делает этот метод ценным дополнением к репертуару инструментов, используемых для исследования пластичности поведения глаз.

Введение

В ответ на визуальные раздражители в окружающей среде наши глаза двигаются, чтобы переместить наш взгляд, стабилизировать изображения на сетчатке, отслеживать движущиеся цели или выровнять ямки двух глаз с мишенями, расположенными на разном расстоянии от наблюдателя, что жизненно важно для правильного зрения ^1,2. Глазодвигательное поведение широко использовалось в качестве привлекательных моделей сенсомоторной интеграции для понимания нейронных цепей в норме и при болезнях, по крайней мере, отчасти из-за простоты глазодвигательной^{системы.} Управляемый тремя парами экстраокулярных мышц, глаз вращается в глазнице преимущественно вокруг трех соответствующих осей: возвышение и впадина вдоль поперечной оси, приведение и отведение вдоль вертикальной оси и инторсия и разгибание вдоль переднезадней оси ^1,2. Такая простая система позволяет исследователям легко и точно оценивать глазодвигательное поведение мышей в лабораторных условиях.

Одним из основных глазодвигательных движений является оптокинетический рефлекс (OKR). Это непроизвольное движение глаз вызывается медленным дрейфом или проскальзыванием изображений на сетчатке и служит для стабилизации изображений сетчатки при движении головы животного или его окружения ^2,4. OKR, как поведенческая парадигма, интересен исследователям по нескольким причинам. Во-первых, его можно надежно стимулировать и точно количественно определить ^5,6. Во-вторых, процедуры количественной оценки этого поведения относительно просты и стандартизированы и могут быть применены для оценки зрительных функций большой когорты^{животных.} В-третьих, это врожденное поведение очень пластично ^5,8,9. Его амплитуда может быть потенцирована, когда повторяющиеся соскальзывания сетчатки происходят в течение длительного времени ^5,8,9, или когда его рабочий партнер вестибулярный глазной рефлекс (VOR), другой механизм стабилизации изображений сетчатки^, запускаемый вестибулярным входом^2, нарушен⁵. Эти экспериментальные парадигмы потенцирования OKR дают исследователям возможность раскрыть схемную основу, лежащую в основе глазодвигательного обучения.

В предыдущих исследованиях для оценки OKR в основном использовались два неинвазивных метода: (1) видеоокулография в сочетании с физическим барабаном 7,10,11,12,13 или (2) произвольное определение поворотов головы в сочетании с виртуальным барабаном^6,14,15,16. Несмотря на то, что их применение привело к плодотворным открытиям в понимании молекулярных и схемных механизмов глазодвигательной пластичности, каждый из этих двух методов имеет некоторые недостатки, которые ограничивают их возможности в количественном исследовании свойств OKR. Во-первых, физические барабаны, с напечатанными узорами из черно-белых полос или точек, не позволяют легко и быстро менять визуальные паттерны, что в значительной степени ограничивает измерение зависимости OKR от некоторых визуальных признаков, таких как пространственная частота, направление и контрастность движущихся решеток ^8,17. Вместо этого тесты селективности OKR к этим визуальным признакам могут быть полезны с помощью компьютеризированной зрительной стимуляции, при которой зрительные признаки могут быть легко изменены от испытания к испытанию. Таким образом, исследователи могут систематически изучать поведение OKR в многомерном пространстве визуальных параметров. Более того, второй метод анализа OKR сообщает только пороговые значения визуальных параметров, которые вызывают различимые OKR, но не амплитуды движений глаз или головы 6,14,15,16. Таким образом, недостаток количественной мощности не позволяет анализировать форму кривых настройки и предпочтительные визуальные признаки, а также обнаруживать тонкие различия между отдельными мышами в нормальных и патологических условиях. Чтобы преодолеть вышеуказанные ограничения, видеоокулография и компьютеризированная виртуальная визуальная стимуляция были объединены для анализа поведения OKR в недавних исследованиях 5,17,18,19,20. Тем не менее, эти ранее опубликованные исследования не предоставили достаточно технических подробностей или пошаговых инструкций, и, следовательно, исследователям по-прежнему сложно установить такой тест OKR для своих собственных исследований.

Здесь мы представляем протокол для точной количественной оценки селективности зрительных признаков поведения OKR в фотопических или скотопических условиях с комбинацией видеоокулографии и компьютеризированной виртуальной визуальной стимуляции. Мышей фиксируют голову, чтобы избежать движения глаз, вызванного вестибулярной стимуляцией. Высокоскоростная камера используется для записи движений глаз мышей, рассматривающих движущиеся решетки с изменяющимися визуальными параметрами. Физический размер глазных яблок отдельных мышей калибруется для обеспечения точности определения угла движения глаз²¹. Этот количественный метод позволяет сравнивать поведение OKR у животных разного возраста или генетического фона, а также отслеживать его изменение, вызванное фармакологическим лечением или зрительно-моторным обучением.

протокол

Все экспериментальные процедуры, выполненные в этом исследовании, были одобрены Местным комитетом по уходу за животными биологических наук в соответствии с руководящими принципами, установленными Комитетом по уходу за животными Университета Торонто и Канадским советом по уходу за животными.

1. Имплантация перекладины на голову на верхней части черепа

ПРИМЕЧАНИЕ: Чтобы избежать влияния поведения VOR на движения глаз, голова мыши обездвиживается во время теста OKR. Поэтому в верхней части черепа хирургическим путем имплантируется перекладина.

1. Обезболить мышь (2-5-месячную самку и самца C57BL/6) смесью 4% изофлурана (v/v) и_O2 в газовой камере. Перенесите мышь на индивидуальную хирургическую платформу и уменьшите концентрацию изофлурана до 1,5%-2%. Контролируйте глубину анестезии, проверяя реакцию на защемление пальца ноги и частоту дыхания на протяжении всей операции.
2. Подложите под тело животного грелку, чтобы поддерживать температуру его тела. Нанесите слой смазывающей глазной мази на оба глаза, чтобы защитить их от пересыхания. Накройте глаза алюминиевой фольгой, чтобы защитить их от легкого освещения.
3. Подкожно вводят карпрофен в дозе 20 мг/кг для уменьшения боли. Намочив мех хлоргексидина глюконатом для чистки кожи, сбрейте шерсть на макушке черепа. Продезинфицируйте открытую кожу головы 70% изопропиловым спиртом и хлоргексидиновым спиртом дважды.
4. Введите бупивакаин (8 мг/кг) подкожно в место разреза, затем удалите ножницами кожу головы (~1^см2), чтобы обнажить дорсальную поверхность черепа, включая заднюю лобную кость, теменную кость и межтеменную кость.
5. Нанесите несколько капель 1% лидокаина и адреналина в соотношении 1:100 000 на открытый череп, чтобы уменьшить местную боль и кровотечение. Соскоблите череп кюреткой Мейхофера, чтобы удалить фасцию, и очистите ее фосфатно-солевым буфером (PBS).
   ПРИМЕЧАНИЕ: Височная мышца отделена от черепа, чтобы увеличить площадь поверхности для крепления перекладины на голове.
6. Высушите череп, осторожно продувая сжатым воздухом поверхность черепа до тех пор, пока влага не исчезнет и кость не станет беловатой. Нанесите тонкий слой суперклея на открытую поверхность черепа, включая край срезанной кожи головы, а затем слой акриловой смолы.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Поверхность черепа должна быть очищена от крови или воды перед нанесением суперклея.
7. Поместите перекладину головы из нержавеющей стали (см. рис. 1A) вдоль средней линии на верхнюю часть черепа. Нанесите больше акриловой смолы, начиная от края оголовка до тех пор, пока основание оголовка не будет полностью погружено в акриловую смолу. Нанесите акриловую смолу два или три раза, чтобы нарастить толщину.
8. Подождите около 15 минут, пока акриловая смола не затвердеет. Подкожно вводят 1 мл лактатного раствора рингера. Затем верните мышь в клетку, помещенную на грелку, пока животное не станет полностью подвижным.
9. Дайте мышке восстановиться в домашней клетке в течение как минимум 5 дней после операции. После того, как животное будет в хорошей форме, зафиксируйте его голову с помощью перекладины на голове в установке OKR на 15-30 минут, чтобы ознакомить его с фиксацией головы и экспериментальной средой. Повторять ознакомление один раз в день в течение не менее 3 дней.

2. Настройка виртуального барабана и видео-окулографии

1. Установите три монитора перпендикулярно друг другу, чтобы сформировать квадратный корпус, который охватывает ~270° азимута и 63° возвышения в визуальном пространстве (рис. 1B слева).
2. С помощью дискретной видеокарты можно объединить три монитора в простой дисплей, чтобы обеспечить синхронизацию между всеми мониторами.
3. Откалибруйте яркость мониторов, как описано ниже.
   1. Включите компьютер, к которому подключены мониторы, и подождите 15 минут. Прогрев необходим для получения стабильной яркости.
   2. Систематически изменяйте настройку яркости на мониторе от 0 до 100 с шагом 25.
   3. Для каждого значения яркости измерьте яркость мониторов при различных значениях пикселей (0-255, шаг 15) с помощью измерителя яркости.
   4. Сопоставьте зависимость между яркостью и яркостью для значения пикселя 255 с помощью линейной регрессии и оцените значение яркости, которое дает 160 кд/^м2.
   5. Для каждого значения пикселя, используемого при измерении яркости (шаг 2.3.3), оцените яркость для значения яркости, полученного на шаге 2.3.4 на основе линейной регрессии. Используйте степенную функцию lum = A * ^{пиксельный}γ для подгонки соотношения между новым набором значений яркости (под значением яркости, полученным в 2.3.4) и соответствующими им значениями пикселей для получения гамма-фактора γ и коэффициента A. Они будут использоваться для создания синусоидальных решеток с желаемыми значениями яркости.
   6. Установите яркость всех трех мониторов на значения, полученные на шаге 2.3.4, чтобы убедиться, что их значения яркости одинаковы для одного и того же значения пикселя.
4. Сгенерируйте виртуальный барабан, который используется для стимуляции поведения OKR, с помощью набора инструментов визуальной стимуляции, как описано ниже.
   1. Представьте вертикальную синусоидальную решетку на мониторах и отрегулируйте период (расстояние между полосами) по азимуту, чтобы проекция решетки на глаз имела постоянную пространственную частоту (барабанная решетка; Рисунок 1B в центре и справа).
   2. Убедитесь, что голова животного закреплена в центре вольера, чтобы оно видело, что решетка имеет постоянную пространственную частоту по всей поверхности виртуального барабана.
   3. Измените параметры движущейся решетки, такие как амплитуда колебаний, пространственная частота, временная/частота колебаний, направление, контраст и т. д., в кодах визуальной стимуляции. Используйте два типа визуального движения: (1) решетка дрейфует по часовой стрелке или против часовой стрелки в колебательной манере, следуя синусоидальной функции:
      
      Здесь Amp – амплитуда траектории барабана, f – частота колебаний, t – время (амплитуда колебаний: 5°; пространственная частота решетки: 0,04-0,45 cpd; частота колебаний: 0,1-0,8 Гц, что соответствует пиковой скорости раздражителя 3,14-25,12 °/с [скорость барабана = Amp x 2π x f x cos (2π x f x t); контрастность: 80%-100%; средняя яркость: 35-45 кд/^м2; (2) решетка дрейфует в одном направлении с постоянной скоростью:
      
      (Пространственная частота: 0,04-0,64 cpd; временная частота: 0,25-1 Гц; скорость барабана = временная частота/пространственная частота.)
5. Настройте видеоокуляцию, как описано ниже.
   1. Чтобы избежать блокировки поля зрения животного, поместите инфракрасное (ИК) зеркало под углом 60° от средней линии, чтобы сформировать изображение правого глаза.
   2. Поместите ИК-камеру с правой стороны позади мыши (рис. 1C слева), чтобы получить изображение правого глаза.
   3. Установите высокоскоростную ИК-камеру на кронштейн камеры, который позволяет поворачивать камеру на ± 10° вокруг изображения правого глаза (рис. 1C справа).
   4. Используйте фотодиод, прикрепленный к одному из мониторов, для подачи электрического сигнала для синхронизации времени видеоокулографии и визуальной стимуляции.
   5. Разместите четыре ИК-светодиода (LED), поддерживаемые рычагами на гибкой стойке, вокруг правого глаза, чтобы обеспечить ИК-подсветку глаза.
   6. Разместите два ИК-светодиода на камере, чтобы обеспечить опорные сигналы отражения роговицы (CR): один закреплен над камерой (X-CR), а другой — с левой стороны камеры (Y-CR; Рисунок 1D).
   7. Измерьте оптическое увеличение видеоокулографической системы с помощью калибровочного предметного стекла.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Эталонные CR используются для компенсации поступательных движений глаз, когда угол глаза рассчитывается на основе вращательных движений глаз.
6. Закрепите голову животного в центре вольера, образованного мониторами, как описано ниже.
   1. Зафиксируйте голову животного головной пластиной к центру оснастки и сделайте так, чтобы она была обращена вперед. Отрегулируйте наклон головы так, чтобы левый и правый глаза были выровнены, а носовые и височные уголки глаз выровнены по горизонтали (рис. 1E).
   2. Перемещайте голову животного по горизонтали с помощью грубой регулировки, обеспечиваемой аппаратом фиксации головы, и точной регулировки, обеспечиваемой 2D-трансляционным столиком, и по вертикали с помощью аппарата фиксации головы и пары стойка/держатель столба, пока правый глаз животного не появится в прямом эфире на видео камеры. Перед калибровкой и измерением движений глаз наложите изображение правого глаза животного, отраженное горячим зеркалом, на точку поворота кронштейна камеры (см. подробности на шаге 3.4 ниже).
7. Постройте индивидуальный корпус вокруг установки OKR для блокировки освещения в помещении (рис. 1F).

3. Калибровка движений глаз

ПРИМЕЧАНИЕ: Вращательные движения глаз рассчитываются на основе движений зрачка и радиуса орбиты движений зрачка (R_p, расстояние от центра зрачка до центра глазного яблока). Для каждой отдельной мыши этот радиус измеряется экспериментально²¹.

1. Закрепите голову животного в центре вольера, образованного тремя мониторами, как описано в шаге 2.6.1.
2. Включите камеру и отрегулируйте четыре светодиода, окружающие правый глаз, чтобы добиться равномерной ИК-подсветки.
3. Под визуальным контролем отрегулируйте положение правого глаза до тех пор, пока он не окажется в центре видео, как описано в шаге 2.6.2.
4. Совместите виртуальное изображение правого глаза с точкой поворота кронштейна камеры, как описано ниже.
   1. Вручную поверните кронштейн камеры влево (-10°). Вручную перемещайте положение правого глаза животного в горизонтальной плоскости, перпендикулярной оптической оси, с точной настройкой 2D-трансляционного этапа (рис. 1C, зеленая стрелка), пока X-CR не окажется в горизонтальном центре изображения.
   2. Вручную поверните кронштейн камеры на другой конец (+10°). Если X-CR убегает от центра изображения, перемещайте правый глаз вдоль оптической оси с точной регулировкой до тех пор, пока X-CR не дойдет до центра (рис. 1C, синяя стрелка).
   3. Повторите шаги 3.4.1-3.4.2 несколько раз, пока X-CR не останется в центре, когда кронштейн камеры поворачивается влево и вправо. Если правый глаз двигается в середине одного повторения, перезапустите процесс регулировки.
5. Измерьте расстояние по вертикали между Y-CR и X-CR после фиксации кронштейна камеры в центральном положении. Включите светодиод Y-CR и запишите его положение на видео, а затем переключитесь на светодиод X-CR и запишите его положение.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Расстояние по вертикали между Y-CR и X-CR будет использоваться для определения положения Y-CR во время измерения движений глаз, при котором включен только светодиод X-CR.
6. Измерьте радиус поворота зрачка R_p, как описано ниже.
   1. Поверните кронштейн камеры влево (-10°) и запишите положения зрачка (P_p1) и X-CR (P_CR1) на видео.
   2. Затем поверните кронштейн камеры вправо (+10°) и запишите положения зрачка (P_p2) и X-CR (P_CR2) на видео. Повторите этот шаг несколько раз.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Правый глаз животного должен оставаться неподвижным во время каждого повторения, чтобы количество движений зрачка в фильме точно отражало степень размаха кронштейна камеры.
   3. Исходя из значений, записанных выше, рассчитайте радиус поворота зрачка_Rp (рисунок 2А) по следующей формуле:
      
      ПРИМЕЧАНИЕ: Расстояние между отражением роговицы и центром зрачка в физическом пространстве вычисляется на основе их расстояния в фильме:
      P_{CR - P p} = количество пикселей в фильме x размер пикселя чипа камеры x увеличение
7. Разработайте соотношение между R_p и диаметром зрачка, как описано ниже. R_p изменяется при расширении или сужении зрачка; приблизительно, его значение обратно пропорционально размеру зрачка (рис. 2Б вверху).
   1. Систематически изменяйте яркость мониторов от 0 до 160 кд/^м2, чтобы отрегулировать размер зрачка.
   2. Для каждого значения яркости повторите шаг 3.6 8-10 раз и запишите диаметр зрачка.
   3. Примените линейную регрессию к соотношению между R_p и диаметром зрачка на основе значений, измеренных выше, чтобы получить наклон и пересечение (рис. 2B внизу).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Выбросы, вызванные случайными движениями глаз, удаляются перед линейной подгонкой. Для повторяющихся измерений в течение нескольких сеансов калибровка должна быть выполнена только один раз для одного животного, если только его глаз не увеличится во время эксперимента.

4. Записывайте движения глаз OKR

1. Закрепите мышь в оснастке, выполнив шаги 3.1-3.4. Пропустите этот шаг, если запись происходит сразу после завершения калибровки. Зафиксируйте кронштейн камеры в центральном положении.
2. Настройте мониторы и животное на скотопический OKR, как описано ниже. Пропустите этот шаг для фототопического OKR.
   1. Покройте экран каждого монитора индивидуальным фильтром, который состоит из пяти слоев пленки нейтральной плотности (ND) 1,2. Убедитесь, что свет не пропускается через зазор между фильтром и монитором.
   2. Выключите свет в комнате. Следующие шаги выполняются с помощью ИК-очков.
   3. Нанесите одну каплю раствора пилокарпина (2% в солевом растворе) на правый глаз и подождите 15 минут. Убедитесь, что капля остается на глазу и не смывается мышью. Если раствор вытирается животным, нанесите еще одну каплю раствора пилокарпина. Это уменьшает зрачок до нужного размера для отслеживания взгляда в условиях скотопии.
      ПРИМЕЧАНИЕ: В скотопическом состоянии зрачок существенно расширяется так, что его край частично скрыт за веком. Это влияет на точность оценки центра зрачка с помощью видеоокулографии. Фармакологическое сужение зрачка правого глаза уменьшает его зрительный вход, и, таким образом, зрительные стимулы передаются левому глазу.
   4. Промыть правый глаз физиологическим раствором, чтобы тщательно смыть раствор пилокарпина. Опустите шторку, чтобы полностью закрыть корпус, что предотвратит попадание рассеянного света в скотопическое зрение.
   5. Дайте животному 5 минут, чтобы оно полностью приспособилось к скотопической среде, прежде чем начинать тест OKR.
3. Запустите программное обеспечение для визуальной стимуляции и программное обеспечение для отслеживания движений глаз. Для фотопического измерения OKR убедитесь, что решетка барабана колеблется горизонтально с синусоидальной траекторией; для скотопического измерения OKR убедитесь, что решетка барабана дрейфует с постоянной скоростью слева направо, что является височно-носовым направлением по отношению к левому глазу.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Когда зрачок правого глаза, но не левого, сужается пилокарпином в условиях скотопии, OKR, вызванный осцилляторной стимуляцией барабана, очень асимметричен. Таким образом, для скотопического измерения OKR стимулируется левый глаз, в то время как движение правого глаза контролируется.
4. Программное обеспечение для отслеживания движения глаз автоматически измеряет размер зрачка, положение CR и положение зрачка для каждого кадра и вычисляет угол положения глаз на основе следующей формулы (рис. 2C):
   
   Здесь P CR — положение_CR , P_p — положение зрачка, а R_p — радиус поворота зрачка. Расстояние между отражением роговицы и центром зрачка в физическом пространстве вычисляется на основе их расстояния в фильме:
   P_{CR - P p} = количество пикселей в фильме x размер пикселя чипа камеры x увеличение
   R_p соответствующего размера зрачка получается на основе модели линейной регрессии на шаге 3.7.3 (рис. 2B внизу).

5. Анализ движений глаз OKR с помощью программного обеспечения для анализа глаз

1. Обработайте следы глаз с помощью медианного фильтра (окно фильтра = 0,05 с) для удаления высокочастотного шума (рис. 3А, середина).
2. Удалите саккады или нистагм, как описано ниже.
   1. Оцените скорость движения глаза, вычислив производную первого порядка от движений глаз (рис. 3А внизу). Определите саккады или нистагм, применив порог скорости 50 °/с (рис. 3А внизу).
   2. Замените саккады или нистагм, экстраполировав положение глаз во время этих быстрых движений глаз из сегмента перед саккадами или нистагмом на основе линейной регрессии (рис. 3B).
3. Вычислите амплитуду движений глаз OKR с помощью быстрого преобразования Фурье (алгоритм Герцеля), если барабанная решетка колеблется (рис. 3C), или вычислите среднюю скорость движений глаз во время зрительной стимуляции, если барабанная решетка движется с постоянной скоростью в одном направлении (рис. 3B, внизу).
   ПРИМЕЧАНИЕ: Амплитуда колебательных движений глаз, полученная из преобразования Фурье, аналогична амплитуде, полученной при подгонке глазной траектории с синусоидальной функцией (рис. 3D).
4. Рассчитайте выигрыш OKR. Для колебательного движения барабана усиление OKR определяется как отношение амплитуды движений глаз к амплитуде движений барабана (рис. 3C справа). Для однонаправленного движения барабана усиление OKR определяется как отношение скорости глазка к скорости решетки барабана (рис. 3B внизу).

Результаты

С помощью процедуры, описанной выше, мы оценили зависимость OKR от нескольких визуальных признаков. Примеры трассировок, показанные здесь, были получены с использованием кодов анализа, приведенных в дополнительном файле кодирования 1, а необработанный файл примеров трассировк?...

Обсуждение

Представленный здесь метод поведенческого анализа OKR дает ряд преимуществ. Во-первых, компьютерная визуальная стимуляция решает проблемы, присущие физическим барабанам. Решая проблему, связанную с тем, что физические барабаны не поддерживают систематическое исследование пространств...

Материалы

Name	Company	Catalog Number	Comments
2D translational stage	Thorlabs	XYT1
Acrylic resin	Lang Dental	B1356	For fixing headplate on skull and protecting skull
Bupivacaine	STERIMAX	ST-BX223	Bupivacaine Injection BP 0.5%. Local anesthesia
Carprofen	RIMADYL	8507-14-1	Analgesia
Compressed air	Dust-Off
Eye ointment	Alcon	Systane	For maintaining moisture of eyes
Graphic card	NVIDIA	Geforce GTX 1650 or Quadro P620.	For generating single screen among three monitors
Heating pad	Kent Scientific	HTP-1500	For maintaining body temperature
High-speed infrared (IR) camera	Teledyne Dalsa	G3-GM12-M0640	For recording eye rotation
IR LED	Digikey	PDI-E803-ND	For CR reference and the illumination of the eye
IR mirror	Edmund optics	64-471	For reflecting image of eye
Isoflurane	FRESENIUS KABI	CP0406V2
Labview	National instruments	version 2014	eye tracking
Lactated ringer	BAXTER	JB2324	Water and energy supply
Lidocaine and epinephrine mix	Dentsply Sirona	82215-1	XYLOCAINE. Local anesthesia
Luminance Meter	Konica Minolta	LS-150	for calibration of monitors
Matlab	MathWorks	version xxx	analysis of eye movements
Meyhoefer Curette	World Precision Instruments	501773	For scraping skull and removing fascia
Microscope calibration slide	Amscope	MR095	to measure the magnification of video-oculography
Monitors	Acer	B247W	Visual stimulation
Neutral density filter	Lee filters	299	to generate scotopic visual stimulation
Nigh vision goggle	Alpha optics	AO-3277	for scotopic OKR
Photodiode	Digikey	TSL254-R-LF-ND	to synchronize visual stimulation and video-oculography
Pilocarpine hydrochloride	Sigma-Aldrich	P6503
Post	Thorlabs	TR1.5
Post holder	Thorlabs	PH1
PsychoPy	open source software	version xxx	visual stimulation toolkit
Scissor	RWD	S12003-09	For skin removal
Superglue	Krazy Glue		Type: All purpose. For adhering headplate on the skull