JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Мы создали мышиную модель катетер-ассоциированной инфекции (CRI), связанной с C.albicans, при которой на катетере образуется биопленка, а взаимодействие между C.albicans и хозяином хорошо коррелирует с клиническим CRI. Эта модель помогает проводить скрининг терапии для биопленкоассоциированных CRI, связанных с C.albicans , закладывая основу для клинической трансформации.

Аннотация

Катетер-ассоциированная инфекция (CRI) является распространенной внутрибольничной инфекцией, вызываемой Candida albicans во время имплантации катетера. Как правило, биопленки образуются на внешней поверхности катетера и приводят к диссеминированным инфекциям, которые приводят к летальному исходу для пациентов. В клиниках отсутствует эффективная профилактика и ведение лечения. Поэтому необходимо срочно создать животную модель КРИ для доклинического скрининга новых стратегий его профилактики и лечения. В этом исследовании полиэтиленовый катетер, широко используемый медицинский катетер, был введен в заднюю часть мышей BALB/c после удаления волос. Кандида белая (Candida albicans) ATCC MYA-2876 (SC5314), экспрессирующий усиленный зеленый флуоресцентный белок, впоследствии инокулировали на поверхность кожи вдоль катетера. Интенсивная флуоресценция наблюдалась на поверхности катетера под флуоресцентным микроскопом через 3 суток. Зрелые и толстые биопленки были обнаружены на поверхности катетера с помощью сканирующей электронной микроскопии. Эти результаты указывали на адгезию, колонизацию и образование биопленки Candida albicans на поверхности катетера. Гиперплазия эпидермиса и инфильтрация воспалительных клеток в образцах кожи указывали на гистопатологические изменения CRI-ассоциированной кожи. Подводя итог, можно сказать, что модель CRI мыши была успешно создана. Ожидается, что эта модель будет полезна в исследованиях и разработке терапевтического менеджмента при CRI, ассоциированном с Candida albicans .

Введение

В последние годы, с развитием и применением биомедицинских материалов, инфекции, связанные с имплантатами, становятся сложными клиническими проблемами 1,2. При широком применении медицинских катетеров в клиниках количество сопутствующих инфекций и смертей ежегодно огромно 3,4. Распространенные пути инфицирования катетер-ассоциированной инфекции (CRI) включают: (1) патогенные микроорганизмы на поверхности кожи проникают в организм и прикрепляются к внешней поверхности катетера 5,6,7; (2) патогенные микроорганизмы, полученные в результате неправильной асептической операции, проникают, прилипают и колонизируются на катетере; (3) болезнетворные микроорганизмы в кровотоке прикрепляются и колонизируются на катетере; (4) лекарственные средства, контаминированные патогенными микроорганизмами.

Кандидоз является третьей по частоте причиной CRI 8,9. Очень вероятно, что он вызовет инфекцию кровотока и другие опасные для жизни инвазивные кандидозы после того, как на поверхности имплантата образуются биопленки. Прогноз неблагоприятный, а летальность высокая2. Сообщается, что биопленки образуются на поверхности катетера в течение 2 недель после введения центральной вены и в просвете катетера через несколько недель10,11.

Биопленки Candida albicans (C. albicans), образующиеся на медицинских катетерах, представляют собой двухслойную сеть, состоящую из дрожжей, стромы и мицелия12,13. Образование биопленок C. albicans является не только ключом к лекарственной устойчивости и уклонению от иммунного ответа13, но и жизненно важным для образования диссеминированных спор, что приводит к дальнейшей гематогенной инфекции 2,12 и приводит к более серьезным и даже опасным для жизни последствиям. C. albicans-ассоциированный CRI является основной причиной клинических грибковых инфекций кровотока 7,14, и более чем у 40% пациентов с инфекцией C. albicans в центральном венозном катетере развивается бактериемия15.

По данным Американского общества инфекционных заболеваний, рекомендуемое лечение Candida CRI включает: (1) удаление инфицированного катетера; (2) 14-дневная системная противогрибковая терапия8; (3) реимплантация нового катетера4. Однако в клинической практике катетеры иногда не могут быть полностью удалены. Некоторые пациенты могут лечиться только системными антибиотиками и антимикробной замочной терапией, сопровождающейся сильными побочными эффектами16,17.

Существующие животные модели C. albicans, такие как модель кандидоза ротоглотки, модель вагинального кандидоза и модель инвазивной системной инфекции, вызванной кандидозом18,19, не могут хорошо коррелировать с клиническим CRI. Таким образом, в данном исследовании была установлена модель CRI, ассоциированная с C. albicans, у мышей. В качестве подкожных имплантатов использовали клинически широко используемые полиэтиленовые катетеры20,21, а C. albicans инокулировали на поверхность кожи для имитации адгезии C. albicans к медицинским катетерам и образования биопленок.

Эта модель была успешно использована в нашей лаборатории для скрининга антибиопленочного эффекта различных терапевтических средств22. Кроме того, из-за задержки обнаружения C. albicans после катетерной инфекции был сконструирован штамм C. albicans , содержащий усиленный зеленый флуоресцентный белок (EGFP), и инокулирован мышам, чтобы облегчить интуитивное наблюдение колоний и биопленок C. albicans на имплантированном катетере.

протокол

Экспериментальные животные, самцы мышей BALB/c (12-16 г), были приобретены в Центре лабораторных животных Научного центра здоровья Сианьского университета Цзяотун. Все процедуры были одобрены Институциональным комитетом по этике животных Сианьского университета Цзяотун с номером лицензии SCXK (Шэньси) 2021-103.

1. Подготовка буфера и оборудования

  1. Трансфект штаммов C. albicans плазмидой pCaExp с высокой экспрессией.
    1. Приобретите C. albicans (SC5314) в ATCC. Флуоресцентный штамм22 с высокой экспрессией EGFP получают путем трансфекции C. albicans плазмидой pCaExp с высокой экспрессией, содержащей полную открытую рамку считывания гена EGFP (плазмидная карта показана на рисунке 1), и используют ее для последующих экспериментов.
  2. Культивирование трансфицированных штаммов C. albicans .
    1. Выберите моноклональные колонии флуоресцентного штамма C. albicans из чашки пептона декстрозы экстракта дрожжей (YPD) и культивирования в течение ночи (30 °C и 220 об/мин) в 5 мл жидкой среды YPD (YPD + 50 мкг/мл карбенициллина).
    2. Ресуспендант C. albicans в физиологическом растворе после центрифугирования при 400 x g в течение 5 мин при RT.
    3. Отрегулируйте концентрацию суспензии C. albicans до 1 x 108 клеток/мл, сравнив мутность со стандартом 0,5 по Мак-Фарланду.
  3. Подготовьте хирургические инструменты.
    1. Убедитесь, что все хирургические инструменты (ножницы, щипцы, гемостатические щипцы, иглодержатели, шовные иглы) автоклавированы при температуре 121°C в течение 30 минут. Используются стерильные полиэтиленовые катетеры (внутренний диаметр: 0,28 мм; наружный диаметр: 0,63 мм).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Катетеры, использованные в этом исследовании, были стерилизованы газообразным окисью этилена, а упаковка была открыта в сверхчистом столе, подверженном воздействию ультрафиолета в течение более 30 минут. Перед имплантацией мышам катетеры погружали в 75% этанол для предотвращения загрязнения.

2. Создание модели CRI мыши

ПРИМЕЧАНИЕ: Хирургическая процедура показана на рисунке 2.

  1. Акклиматизируйте 30 мышей BALB/c (12-16 г, самец) в условиях, свободных от специфических патогенов (SPF) со свободным доступом к воде и пище и чередованием светового и темного цикла в течение 12-12 часов.
  2. Случайным образом разделите 30 мышей BALB/c на три группы (n = 10 мышей/группа): (A) нормальная контрольная группа; (В) катетерная группа (катетеры, имплантированные без C. albicans); (C) Модельная группа (катетеры, имплантированные C. albicans).
  3. Обезболивайте мышей 1-4% изофлураном и положите мышей на операционный стол в положении лежа. Потеря рефлекса выпрямления и отсутствие реакции на стимуляцию пальцев ног подтверждает успешную анестезию. Удалите волосы и простерилизуйте место операции тремя чередующимися циклами йодофора или хлоргексидина и спиртовыми скрабами.
  4. Оставьте мышей в нормальной контрольной группе без какого-либо лечения и обеспечьте свободный доступ к еде и воде.
  5. Для мышей в катетерной и модельной группах поддерживайте анестезию на уровне 3% изофлурана. Подтвердите достаточную глубину анестезии отсутствием реакции на защемление пальца ноги и при необходимости отрегулируйте концентрацию изофлурана.
  6. Для мышей в катетерной группе внутрикожно введите стерильную иглу шприца объемом 1 мл в область обратной депиляции, чтобы сделать отверстие. Вставьте катетер (около 1 см в длину) в отверстие после извлечения иглы шприца.
  7. Для мышей в модельной группе пипетка 20 мкл суспензии C. albicans на область депиляции спины, чтобы имитировать комменсал C. albicans на коже.
  8. После того, как раствор впитается кожей, введите катетер в область обратной депиляции, выполнив те же процедуры, что описаны в шаге 2.5.
  9. Пипеткой еще 20 мкл суспензии C. albicans вдоль катетера в ткани для имитации C. albicans во внешней среде.
  10. Зафиксируйте катетеры скотчем и марлей и верните мышей в клетки для кормления. В конце лечения мышам подкожно вводят мелоксикам (4 мг/кг) в качестве обезболивающего средства в течение трех дней подряд.
    ПРИМЕЧАНИЕ: После операции мышей осторожно кормили водой и пищей. За мышами наблюдали два раза в день. Мышей усыпляли методом, одобренным IACUC, если они испытывали трудности с кормлением, значительную потерю веса (10-20%) и гипотермию.

3. Оценка модели CRI

  1. Через 3 дня обезболивайте мышей 3% изофлураном и приносите их в жертву вывихом шейки матки. Соберите катетеры и образцы кожных тканей со спины мышей.
  2. Наблюдение за C. albicans и биопленками на катетере с помощью сканирующей электронной микроскопии.
    1. Погружают катетеры в 2,5% раствор глутарового альдегида при 4 °C на 48 ч. Промыть катетеры стерильным ПБС три раза.
    2. Зафиксируйте катетеры 1% осминовой кислотой на 3 ч и трижды промойте стерильным ПБС.
    3. Обезвоживают клетки на катетерах в градиентном растворе этанола с возрастающими концентрациями (50%, 70%, 80%, 90% и 100%, 15 мин/градиент).
    4. Погрузить катетеры в трет-бутиловый спирт три раза (каждый раз по 30 мин).
    5. Быстро заморозьте катетеры в жидком азоте и высушите образец в сублимационной сушилке в соответствии с инструкциями производителя.
    6. Напылите на образцы катетера золото с длиной волны 10 нм методом осаждения ионным пучком.
    7. Наблюдение за присутствием C. albicans и его биопленки на поверхности катетера каждой группы под сканирующим электронным микроскопом (в условиях высокого вакуума, 1,5 кВ) и запись изображений в каждой группе.
  3. Наблюдают C. albicans на катетере с помощью флуоресцентной микроскопии.
    1. Погружают катетеры в 4% раствор параформальдегида для фиксации при 4 °С на 48 ч.
    2. Наблюдают присутствие C. albicans и его биопленки на поверхности катетера каждой группы с помощью флуоресцентного микроскопа при возбуждении 484 нм и записывают изображения в каждой группе.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Увеличение составляет 400x. Флуоресценцию Candida albicans можно наблюдать при возбуждении на длине волны 490 нм и испускании на длине волны 510 нм.
  4. Понаблюдайте за C. albicans, живущим в коже мышей.
    1. Погружают дорсальные ткани кожи мышей в 4% раствор параформальдегида для фиксации при 4 °С на 48 ч.
    2. Обезвоживают ткани тыльной поверхности кожи в градиентном растворе этанола с возрастающими концентрациями (50%, 70%, 80%, 90% и 100%, 15 мин/градиент).
    3. Обезвоженные ткани спинной кожи закапывают в парафин при температуре 55-60 °С. Обращайте внимание на температуру, чтобы избежать ломкости тканей. Чтобы удалить как можно больше загрязнений, повторите этот шаг три раза (по 30 мин).
    4. Разрез дорсальных тканей кожи (толщина = 5 мкм) с помощью микротома.
    5. Очистите парафиновые срезы от парафина, дважды погрузив предметные стекла в ксилол на 20 минут.
    6. Регидратируйте срезы с помощью элюирования градиентным этанолом (абсолютный этанол, 90% этанол, 75% этанол, вода) каждый раз в течение 5 минут.
    7. Окрасьте срезы периодической кислотой, погрузив срез в периодический раствор кислоты на 15 мин, перед промывкой проточной водой один раз и дистиллированной водой дважды.
    8. Прокрасьте срезы раствором для окрашивания шеврона (в соответствии с инструкциями производителя) в течение 30 минут в темноте и промойте срезы под проточной водой в течение 5 минут.
    9. Срезы погружают в раствор гематоксилина на 3-5 мин перед промыванием проточной водой (2-3 мин), дифференцированным раствором (5-10 мин) и проточной водой соответственно.
    10. Погрузите срезы в этанол три раза (по 5 минут каждый) и ксилол два раза (по 5 минут каждый), прежде чем заклеить срез нейтральной смолой.
    11. Посмотрите на изображения образца с помощью микроскопа и проанализируйте остатки C. albicans в коже мыши.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Увеличение составляет 10x для окуляра и 4x или 10x для объектива.
  5. Наблюдают за гистопатологическими изменениями в дорсальных тканях кожи.
    1. Погрузить ткани тыльной кожи в 4% раствор параформальдегида для фиксации при 4 °С на 48 ч. Обезвоживают дорсальные ткани кожи в градиентном растворе этанола с возрастающими концентрациями (50%, 70%, 80%, 90% и 100%, 15 мин/градиент).
    2. Поместите обезвоженные ткани дорсальной кожи в парафин, как описано в шаге 3.4.3.
    3. Разрез дорсальных тканей кожи (толщина = 5 мм) микротомом.
    4. Очистите парафиновые срезы от парафина, дважды погрузив предметные стекла в ксилол на 20 минут.
    5. Регидратируйте срезы с помощью элюирования градиентным этанолом (абсолютный этанол, 90% этанол, 75% этанол, вода) каждый раз в течение 5 минут.
    6. Окрасьте срезы гематоксилином в течение 4 минут, а затем промойте водопроводной водой, чтобы удалить цвет поплавка.
    7. Дифференцируйте образец 1%-ным раствором соляной кислоты и этанола перед промывкой предметных стекол проточной водой.
    8. Погрузите образец в 85% и 95% этанол на 5 минут и окрасьте их раствором эозина на 3 минуты.
    9. Обезвоживайте образцы, погружая их в градиентный этанол (70%, 90%, 95% и 100%) и ксилол на 2 минуты каждый.
    10. Запечатайте образец нейтральной смолой.
    11. Наблюдайте за изображениями образца с помощью микроскопа и анализируйте патологические изменения.

Результаты

C. albicans и биопленки на катетерах могут быть обнаружены с помощью SEM. Как показано на рисунке 322, поверхность полиэтиленовых катетеров в катетерной группе была гладкой, и прилипших патогенных микроорганизмов не наблюдалось. Однако на поверхности полиэти?...

Обсуждение

ХРИ является одной из наиболее распространенных внутрибольничных инфекций в клинической практике23. Патогенные микроорганизмы в придатках кожи, таких как эпидермис, сальные железы и волосяные фолликулы, являются возможными причинами CRI 23,24....

Раскрытие информации

Авторы заявляют, что у них нет известных конкурирующих финансовых интересов или личных отношений, которые могли бы повлиять на работу, представленную в этой статье.

Благодарности

Мы благодарны за финансовую поддержку Фонду естественных наук провинции Шэньси (номер гранта 2021SF-118) и Национальному фонду естественных наук Китая (грант No 81973409, 82204631).

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
0.5 Mactutrius turbidibrisShanghai Lujing Technology Co., Ltd5106063
2.5% glutaraldehyde fixative solutionXingzhi Biotechnology Co., LtdDF015
4 °C refrigeratorElectrolux (China) Electric Co., LtdESE6539TA
AgarBeijing Aoboxing Bio-tech Co., Ltd01-023
Analytical balancesShimadzuATX124
Autoclaves SterilizerSANYOMLS-3750
ButanolTianjin Chemio Reagent Co., Ltd200-889-7
CarbenicillinAmrescoC0885
Eclipse Ci Nikon upright optical microscope NikonEclipse Ts2-FL
GlucoseMacklin D823520
Inoculation ringThermo Scientific251586
IsofluraneRWD20210103
ParaformaldehydeBeyotime BiotechnologyP0099
PAS dye kitServicebioG1285
PeptoneBeijing Aoboxing Bio-tech Co., Ltd01-001
Polyethylene catheterShining Plastic MallPE100
RWD R550 multi-channel small animal anesthesia machine RWDR550
SEMHitachiTM-1000
Temperature incubatorShanghai Zhichu Instrument Co., LtdZQTY-50N
Ultrapure water water generatorHeal ForceNW20VF
Ultrasound machineDo-ChromDS10260D
XyleneSinopharm  Chemical Reagent Co., Ltd10023428
Yeast extractThermo Scientific OxoidLP0021B

Ссылки

  1. Kojic, E. M., Darouiche, R. O. Candida infections of medical devices. microbiology reviews. 17 (2), 255-267 (2004).
  2. Giri, S., Kindo, A. J. A review of Candida species causing blood stream infection. Indian Journal of Medical Microbiology. 30 (3), 270-278 (2012).
  3. Weinstein, R. A., Darouiche, R. O. Device-associated infections: A macroproblem that starts with microadherence. Clinical Infectious Diseases. 33 (9), 1567-1572 (2001).
  4. Mermel, L. A., et al. Guidelines for the management of intravascular catheter-related infections. Clinical Infectious Diseases. 32 (9), 1249-1272 (2001).
  5. Seidler, M., Salvenmoser, S., Müller, F. -. M. C. In vitro effects of micafungin against Candida biofilms on polystyrene and central venous catheter sections. International Journal of Antimicrobial Agents. 28 (6), 568-573 (2006).
  6. Chaves, F., et al. Diagnosis and treatment of catheter-related bloodstream infection: Clinical guidelines of the Spanish Society of Infectious Diseases and Clinical Microbiology and (SEIMC) and the Spanish Society of Spanish Society of Intensive and Critical Care Medicine and Coronary Units (SEMICYUC). Medicina Intensiva. 42 (1), 5-36 (2018).
  7. Raad, I. I., Bodey, G. P. Infectious complications of indwelling vascular catheters. Clinical Infectious Diseases. 15 (2), 197-208 (1992).
  8. Paul DiMondi, V., Townsend, M. L., Johnson, M., Durkin, M. Antifungal catheter lock therapy for the management of a persistent Candida albicans bloodstream infection in an adult receiving hemodialysis. Pharmacotherapy. 34 (7), e120-e127 (2014).
  9. Bouza, E., Guinea, J., Guembe, M. The role of antifungals against candida biofilm in catheter-related candidemia. Antibiotics (Basel). 4 (1), 1-17 (2014).
  10. Raad, I., et al. Ultrastructural analysis of indwelling vascular catheters: a quantitative relationship between luminal colonization and duration of placement. The Journal of Infectious Diseases. 168 (2), 400-407 (1993).
  11. Yousif, A., Jamal, M. A., Raad, I. Biofilm-based central line-associated bloodstream infections. Advances in Experimental Medicine and Biology. 830, 157-179 (2015).
  12. Douglas, L. J. Candida biofilms and their role in infection. Trends in Microbiology. 11 (1), 30-36 (2003).
  13. Mack, D., et al. Biofilm formation in medical device-related infection. International Journal of Artificial Organs. 29 (4), 343-359 (2006).
  14. Schinabeck, M. K., et al. Rabbit model of Candida albicans biofilm infection: liposomal amphotericin B antifungal lock therapy. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 48 (5), 1727-1732 (2004).
  15. Anaissie, E. J., Rex, J. H., Uzun, O., Vartivarian, S. Predictors of adverse outcome in cancer patients with candidemia. The American Journal of Medicine. 104 (3), 238-245 (1998).
  16. Fujimoto, K., Takemoto, K. Efficacy of liposomal amphotericin B against four species of Candida biofilms in an experimental mouse model of intravascular catheter infection. Journal of Infection and Chemotherapy. 24 (12), 958-964 (2018).
  17. Shuford, J. A., Rouse, M. S., Piper, K. E., Steckelberg, J. M., Patel, R. Evaluation of caspofungin and amphotericin B deoxycholate against Candida albicans biofilms in an experimental intravascular catheter infection model. The Journal of Infectious Diseases. 194 (5), 710-713 (2006).
  18. Koh, A. Y., Köhler, J. R., Coggshall, K. T., Van Rooijen, N., Pier, G. B. Mucosal damage and neutropenia are required for Candida albicans dissemination. PLoS Pathogens. 4 (2), e35 (2008).
  19. Tucey, T. M., et al. Glucose homeostasis is important for immune cell viability during candida challenge and host survival of systemic fungal infection. Cell Metabolism. 27 (5), 988-1006 (2018).
  20. Lawrence, E. L., Turner, I. G. Materials for urinary catheters: a review of their history and development in the UK. Medical Engineering & Physics. 27 (6), 443-453 (2005).
  21. Schumm, K., Lam, T. B. Types of urethral catheters for management of short-term voiding problems in hospitalized adults: a short version Cochrane review. Neurourology and Urodynamics. 27 (8), 738-746 (2008).
  22. Mo, F., et al. Development and evaluation of a film forming system containing myricetin and miconazole nitrate for preventing candida albicans catheter-related infection. Microbial Drug Resistance. 28 (4), 468-483 (2022).
  23. Balikci, E., Yilmaz, B., Tahmasebifar, A., Baran, E. T., Kara, E. Surface modification strategies for hemodialysis catheters to prevent catheter-related infections: A review. Journal of Biomedical Materials Research. Part B, Applied Biomaterials. 109 (3), 314-327 (2021).
  24. María, L. T., Alejandro, G. S., María Jesús, P. G. Central venous catheter insertion: Review of recent evidence. Best Practice & Research. Clinical Anaesthesiology. 35 (1), 135-140 (2021).
  25. Kojic, E. M., Darouiche, R. O. Candida infections of medical devices. Clinical Microbiology Reviews. 17 (2), 255-267 (2004).
  26. He, Y., et al. Retrospective analysis of microbial colonization patterns in central venous catheters, 2013-2017. Journal of Healthcare Engineering. 2019, 8632701 (2019).
  27. Mo, F., et al. In vitro and in vivo effects of the combination of myricetin and miconazole nitrate incorporated to thermosensitive hydrogels on C. albicans biofilms. Phytomedicine. 71, 153223 (2020).
  28. Cantón-Bulnes, M. L., Garnacho-Montero, J. Practical approach to the management of catheter-related bloodstream infection. Revista Espanola de Quimioterapia. 32 Suppl 2 (Suppl 2), 38-41 (2019).
  29. Böhlke, M., Uliano, G., Barcellos, F. C. Hemodialysis catheter-related infection: prophylaxis, diagnosis and treatment. The Journal of Vascular Access. 16 (5), 347-355 (2015).
  30. Fang, X., et al. Effects of different tissue specimen pretreatment methods on microbial culture results in the diagnosis of periprosthetic joint infection. Bone & Joint Research. 10 (2), 96-104 (2021).
  31. Naumenko, Z. S., Silanteva, T. A., Ermakov, A. M., Godovykh, N. V., Klushin, N. M. Challenging diagnostics of biofilm associated periprosthetic infection in immunocompromised patient: A clinical case. Open Access Macedonian Journal of Medical Sciences. 7 (5), 786-790 (2019).
  32. Cai, Y., et al. Metagenomic next generation sequencing improves diagnosis of prosthetic joint infection by detecting the presence of bacteria in periprosthetic tissues. International Journal of Infectious Diseases. 96, 573-578 (2020).
  33. Samanipour, A., Dashti-Khavidaki, S., Abbasi, M. R., Abdollahi, A. Antibiotic resistance patterns of microorganisms isolated from nephrology and kidney transplant wards of a referral academic hospital. Journal of Research in Pharmacy Practice. 5 (1), 43-51 (2016).
  34. Huang, G., Huang, Q., Wei, Y., Wang, Y., Du, H. Multiple roles and diverse regulation of the Ras/cAMP/protein kinase A pathway in Candida albicans. Molecular Microbiology. 111 (1), 6-16 (2019).
  35. Garlito-Díaz, H., et al. A new antifungal-loaded sol-gel can prevent candida albicans prosthetic joint infection. Antibiotics (Basel). 10 (6), 711 (2021).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

205

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены