Un modello di infezione da Candida albicans correlato al catetere nel topo

Riepilogo

Stabiliamo un modello murino di infezione correlata al catetere (CRI) associata a C.albicans, in cui si forma un biofilm sul catetere e l'interazione tra C.albicans e l'ospite è ben correlata con l'IRC clinico. Questo modello aiuta a selezionare le terapie per l'IRC associato al biofilm di C.albicans , gettando le basi per la trasformazione clinica.

Abstract

L'infezione correlata al catetere (CRI) è un'infezione nosocomiale comune causata dalla candida albicans durante l'impianto del catetere. In genere, i biofilm si formano sulla superficie esterna del catetere e portano a infezioni disseminate, che sono fatali per i pazienti. Non ci sono un'efficace gestione della prevenzione e del trattamento nelle cliniche. Pertanto, è urgente stabilire un modello animale di CRI per lo screening preclinico di nuove strategie per la sua prevenzione e trattamento. In questo studio, un catetere in polietilene, un catetere medico ampiamente utilizzato, è stato inserito nella parte posteriore dei topi BALB/c dopo la depilazione. Candida albicans ATCC MYA-2876 (SC5314), che esprime una proteina fluorescente verde potenziata, è stata successivamente inoculata sulla superficie della pelle lungo il catetere. Un'intensa fluorescenza è stata osservata sulla superficie del catetere al microscopio fluorescente 3 giorni dopo. Biofilm maturi e spessi sono stati trovati sulla superficie del catetere tramite microscopia elettronica a scansione. Questi risultati hanno indicato l'adesione, la colonizzazione e la formazione di biofilm di candida albicans sulla superficie del catetere. L'iperplasia dell'epidermide e l'infiltrazione di cellule infiammatorie nei campioni di pelle indicavano i cambiamenti istopatologici della pelle associata al CRI. Per riassumere, è stato stabilito con successo un modello CRI del topo. Ci si aspetta che questo modello sia utile nella ricerca e nello sviluppo della gestione terapeutica per l'IRC associato alla candida albicans .

Introduzione

Negli ultimi anni, con lo sviluppo e l'applicazione di materiali biomedici, le infezioni correlate agli impianti stanno emergendo come problemi clinici difficili ^1,2. Con l'ampia applicazione dei cateteri medici nelle cliniche, il numero di infezioni e decessi correlati è enorme ogni anno ^3,4. Le vie di infezione comuni di un'infezione correlata al catetere (CRI) includono: (1) agenti patogeni sulla superficie della pelle si infiltrano nel corpo e aderiscono alla superficie esterna del catetere ^5,6,7; (2) agenti patogeni derivati da operazioni asettiche improprie invadono, aderiscono e colonizzano il catetere; (3) gli agenti patogeni nella circolazione sanguigna aderiscono e colonizzano il catetere; (4) farmaci contaminati da microrganismi patogeni.

La candida è la terza causa più comune di CRI ^8,9. È molto probabile che causi infezioni del flusso sanguigno e altre candidosi invasive pericolose per la vita dopo che si sono formati biofilm sulla superficie dell'impianto. La prognosi è infausta e il tasso di mortalità è alto². È stato riportato che i biofilm si formano sulla superficie del catetere entro 2 settimane dall'inserimento venoso centrale e nel lume del catetere poche settimane dopo^10,11.

I biofilm di Candida albicans (C. albicans) formati sui cateteri medici mostrano una rete a doppio strato composta da lievito, stroma e micelio^12,13. La formazione di biofilm di C. albicans non è solo una chiave per la resistenza ai farmaci e l'evasione immunitaria¹³, ma anche vitale per produrre spore disseminate, che portano a ulteriori infezioni ematogene ^2,12 e si traducono in conseguenze più gravi e persino pericolose per la vita. L'IRC associata a C. albicans è una delle principali cause di infezioni cliniche fungine del flusso sanguigno ^7,14 e oltre il 40% dei pazienti con infezione da C. albicans nel catetere venoso centrale svilupperà in batteriemia¹⁵.

Secondo la Infectious Disease Society of America, il trattamento raccomandato della Candida CRI include (1) la rimozione del catetere infetto; (2) sottoporre i pazienti a una terapia antimicotica sistemica di 14 giorni⁸; (3) Reimpianto di un nuovo catetere⁴. Tuttavia, nelle applicazioni cliniche, a volte i cateteri non possono essere rimossi completamente. Alcuni pazienti possono essere trattati solo con antibiotici sistemici e terapia antimicrobica lock, accompagnati da forti effetti collaterali^16,17.

I modelli animali esistenti di C. albicans, come il modello di candidosi orofaringea, il modello di candidosi vaginale e il modello di infezione sistemica invasiva causata da candidosi^18,19 non possono correlare bene con l'IRC clinico. Pertanto, in questo studio, è stato stabilito un modello di CRI associato a C. albicans nei topi. I cateteri in polietilene di uso clinico comunemente usati sono stati utilizzati come impianti sottocutanei^20,21 e C. albicans sono stati inoculati sulla superficie cutanea per simulare l'adesione di C. albicans ai cateteri medici e la formazione di biofilm.

Questo modello è stato utilizzato con successo nel nostro laboratorio per lo screening dell'effetto anti-biofilm di diverse terapie²². Inoltre, a causa del ritardo nel rilevamento di C. albicans dopo l'infezione da catetere, è stato costruito e inoculato nei topi un ceppo di C. albicans contenente una proteina fluorescente verde potenziata (EGFP) per facilitare l'osservazione intuitiva delle colonie e dei biofilm di C. albicans sul catetere impiantato.

Protocollo

Gli animali da esperimento, topi maschi BALB/c (12-16 g), sono stati acquistati dal Laboratory Animal Center, Xi'an Jiaotong University Health Science Center. Tutte le procedure sono state approvate dall'Institutional Animal Ethical Committee della Xi'an Jiaotong University con il numero di licenza SCXK (Shaanxi) 2021-103.

1. Preparazione del tampone e dell'attrezzatura

1. Ceppi di C. albicans con un plasmide ad alta espressione pCaExp.
   1. Acquista C. albicans (SC5314) da ATCC. Ottenere il ceppo fluorescente ad alta espressione^{EGFP 22} trasfettando C. albicans con un plasmide ad alta espressione pCaExp contenente il frame di lettura aperto completo del gene EGFP (la mappa plasmidica è mostrata nella Figura 1) e utilizzarlo per esperimenti successivi.
2. Coltura dei ceppi trasfettati di C. albicans .
   1. Selezionare colonie monoclonali del ceppo fluorescente di C. albicans dalla piastra di terreno peptone destrosio (YPD) dell'estratto di lievito e coltura durante la notte (30 °C e 220 rpm) in 5 mL di terreno liquido YPD (YPD + 50 μg/mL di carbenicillina).
   2. Risospendere il C. albicans in soluzione fisiologica normale dopo centrifugazione a 400 x g per 5 minuti a RT.
   3. Regolare la concentrazione della sospensione di C. albicans a 1 x 10⁸ cellule/mL confrontando la torbidità con lo standard McFarland di 0,5.
3. Preparare gli strumenti chirurgici.
   1. Assicurarsi di sterilizzare in autoclave tutti gli strumenti chirurgici (forbici, pinze, pinze emostatiche, portaaghi, aghi da sutura) a 121°C per 30 min. Vengono utilizzati cateteri sterili in polietilene (diametro interno: 0,28 mm; diametro esterno: 0,63 mm).
      NOTA: I cateteri utilizzati in questo studio sono stati sterilizzati con gas ossido di etilene e la confezione è stata aperta in un tavolo ultra-pulito esposto ai raggi UV per più di 30 minuti. Prima dell'impianto nei topi, i cateteri sono stati immersi in etanolo al 75% per prevenire la contaminazione.

2. Creazione di un modello CRI murino

NOTA: La procedura chirurgica è mostrata nella Figura 2.

1. Acclimatare 30 topi BALB/c (12-16 g, maschi) in condizioni di assenza di patogeni specifici (SPF) con libero accesso ad acqua e cibo e ciclo alternato di luce e buio di 12 ore-12 ore.
2. Dividere in modo casuale 30 topi BALB/c in tre gruppi (n = 10 topi/gruppo): (A) gruppo di controllo normale; (B) gruppo catetere (cateteri impiantati senza C. albicans); (C) Gruppo modello (cateteri impiantati con C. albicans).
3. Anestetizzare i topi con isoflurano all'1-4% e posizionare i topi su un tavolo operatorio in posizione prona. La perdita del riflesso di raddrizzamento e l'assenza di risposta alla stimolazione delle dita dei piedi confermano il successo dell'anestesia. Rimuovere i peli e sterilizzare il sito chirurgico con tre cicli alternati di scrub iodofori o clorexidina e alcol.
4. Lasciare i topi nel normale gruppo di controllo senza alcun trattamento e fornire libero accesso a cibo e acqua.
5. Per i topi nei gruppi catetere e modello, mantenere l'anestesia al 3% di isoflurano. Confermare l'adeguata profondità dell'anestetico in assenza di una risposta al pizzicamento del dito del piede e regolare la concentrazione di isoflurano secondo necessità.
6. Per i topi nel gruppo catetere, inserire per via intradermica un ago da siringa sterile da 1 mL nell'area depilata per creare un foro. Inserire un catetere (lungo circa 1 cm) nel foro dopo aver rimosso l'ago della siringa.
7. Per i topi del gruppo modello, pipettare 20 μL di sospensione di C. albicans sull'area di depilazione posteriore per simulare la presenza commensale di C. albicans sulla pelle.
8. Dopo che la soluzione è stata assorbita dalla pelle, inserire un catetere nell'area depilata con le stesse procedure descritte al punto 2.5.
9. Pipettare altri 20 μL di sospensione di C. albicans lungo il catetere al tessuto per simulare C. albicans nell'ambiente esterno.
10. Fissare i cateteri con nastro adesivo e garza e riportare i topi nelle gabbie per l'alimentazione. Al termine del trattamento, iniettare per via sottocutanea ai topi meloxicam (4 mg/kg) come analgesia per tre giorni consecutivi.
    NOTA: Dopo l'intervento chirurgico, i topi sono stati nutriti con cura con acqua e cibo. I topi sono stati monitorati due volte al giorno. I topi sono stati soppressi con un metodo approvato dalla IACUC se hanno avuto difficoltà di alimentazione, significativa perdita di peso (10-20%) e ipotermia.

3. Valutazione del modello CRI

1. Dopo 3 giorni, anestetizzare i topi con isoflurano al 3% e sacrificarli per lussazione cervicale. Raccogliere i cateteri e i campioni di tessuto cutaneo dalla parte posteriore dei topi.
2. Osservare C. albicans e i biofilm sul catetere mediante microscopia elettronica a scansione.
   1. Immergere i cateteri in una soluzione di glutaraldeide al 2,5% a 4 °C per 48 ore. Sciacquare i cateteri con PBS sterile tre volte.
   2. Fissare i cateteri con acido osmico all'1% per 3 ore e risciacquarli tre volte con PBS sterile.
   3. Disidratare le cellule sui cateteri in soluzione di etanolo in gradiente con concentrazioni crescenti (50%, 70%, 80%, 90% e 100%, 15 min/gradiente).
   4. Immergere i cateteri in alcol terz-butilico tre volte (30 minuti ogni volta).
   5. Congelare rapidamente i cateteri in azoto liquido e liofilizzare il campione in un liofilizzatore secondo le istruzioni del produttore.
   6. Rivestire i campioni del catetere con un oro a 10 nm mediante deposizione di fascio ionico.
   7. Osservare la presenza di C. albicans e del suo biofilm sulla superficie del catetere di ciascun gruppo al microscopio elettronico a scansione (in condizioni di alto vuoto, 1,5 kV) e registrare le immagini in ciascun gruppo.
3. Osservare C. albicans sul catetere mediante microscopia a fluorescenza.
   1. Immergere i cateteri in una soluzione di paraformaldeide al 4% per il fissaggio a 4 °C per 48 ore.
   2. Osservare la presenza di C. albicans e del suo biofilm sulla superficie del catetere di ciascun gruppo con un microscopio a fluorescenza con eccitazione di 484 nm e registrare le immagini in ciascun gruppo.
      NOTA: L'ingrandimento è 400x. La fluorescenza di Candida albicans può essere osservata con eccitazione a 490 nm ed emissione a 510 nm.
4. Osservate C. albicans che risiede nella pelle del topo.
   1. Immergere i tessuti cutanei dorsali dei topi in una soluzione di paraformaldeide al 4% per il fissaggio a 4 °C per 48 ore.
   2. Disidratare i tessuti cutanei dorsali in una soluzione di etanolo a gradiente con concentrazioni crescenti (50%, 70%, 80%, 90% e 100%, 15 min/gradiente).
   3. Incorporare i tessuti cutanei dorsali disidratati in paraffina a 55-60 °C. Prestare attenzione alla temperatura per evitare tessuti fragili. Per rimuovere il maggior numero possibile di impurità, ripetere questo passaggio tre volte (30 minuti ciascuna).
   4. Sezionare i tessuti cutanei dorsali (spessore = 5 μm) con un microtomo.
   5. Decerare le sezioni di paraffina immergendo i vetrini in xilene due volte per 20 min.
   6. Reidratare le sezioni tramite eluizione con etanolo a gradiente (etanolo assoluto, etanolo al 90%, etanolo al 75%, acqua) per 5 minuti ogni volta.
   7. Colorare le sezioni con acido periodico immergendo la sezione nella soluzione acida periodica per 15 minuti prima di lavare con acqua corrente una volta e acqua distillata due volte.
   8. Colorare le sezioni con una soluzione colorante chevron (secondo le istruzioni del produttore) per 30 minuti al buio e sciacquare le sezioni sotto l'acqua corrente per 5 minuti.
   9. Immergere le sezioni in una soluzione di ematossilina per 3-5 minuti prima del lavaggio rispettivamente con acqua corrente (2-3 minuti), soluzione differenziata (5-10 minuti) e acqua corrente.
   10. Immergere le sezioni in etanolo tre volte (5 minuti ciascuna) e xilene due volte (5 minuti ciascuna) prima di sigillare la sezione con gomma neutra.
   11. Osservare le immagini dell'esemplare con un microscopio e analizzare i residui di C. albicans nella pelle di topo.
       NOTA: L'ingrandimento è 10x per l'oculare e 4x o 10x per l'obiettivo.
5. Osservare i cambiamenti istopatologici nei tessuti cutanei dorsali.
   1. Immergere i tessuti cutanei dorsali in una soluzione di paraformaldeide al 4% per il fissaggio a 4 °C per 48 ore. Disidratare i tessuti cutanei dorsali in una soluzione di etanolo a gradiente con concentrazioni crescenti (50%, 70%, 80%, 90% e 100%, 15 min/gradiente).
   2. Incorporare i tessuti cutanei dorsali disidratati nella paraffina come descritto al punto 3.4.3.
   3. Sezionare i tessuti cutanei dorsali (spessore = 5 mm) con un microtomo.
   4. Decerare le sezioni di paraffina immergendo i vetrini in xilene due volte per 20 min.
   5. Reidratare le sezioni tramite eluizione con etanolo a gradiente (etanolo assoluto, etanolo al 90%, etanolo al 75%, acqua) per 5 minuti ogni volta.
   6. Colorare le sezioni con ematossilina per 4 minuti prima di risciacquare con acqua di rubinetto per rimuovere il colore del galleggiante.
   7. Differenziare il campione con una soluzione di acido cloridrico ed etanolo all'1% prima di risciacquare i vetrini con acqua corrente.
   8. Immergere il campione in etanolo all'85% e al 95% per 5 minuti e colorarlo con una soluzione di eosina per 3 minuti.
   9. Disidratare il campione immergendolo in etanolo a gradiente (70%, 90%, 95% e 100%) e xilene per 2 minuti ciascuno.
   10. Sigillare il campione con resina neutra.
   11. Osservare le immagini del campione con un microscopio e analizzare i cambiamenti patologici.

Risultati

Il SEM ha potuto osservare i C. albicans e i biofilm sui cateteri. Come mostrato nella Figura 3²², la superficie dei cateteri in polietilene nel gruppo catetere era liscia e non è stato osservato alcun microrganismo patogeno aderente. Tuttavia, i biofilm maturi e densi di C. albicans erano visibili sulla superficie dei cateteri in polietilene nel gruppo modello, indicando che C. albicans poteva colonizzare e formare con successo biofilm sul...

Discussione

L'IRC è una delle infezioni nosocomiali più comuni nella pratica clinica²³. Gli agenti patogeni negli annessi cutanei, come l'epidermide, le ghiandole sebacee e i follicoli piliferi, sono tutte possibili cause di CRI^23,24. La Candida è il terzo più grande agente patogeno che causa l'IRC, in cui la Candida albicans era il tipo più comune di infezione da biofilm^25,26...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.5 Mactutrius turbidibris	Shanghai Lujing Technology Co., Ltd	5106063
2.5% glutaraldehyde fixative solution	Xingzhi Biotechnology Co., Ltd	DF015
4 °C refrigerator	Electrolux (China) Electric Co., Ltd	ESE6539TA
Agar	Beijing Aoboxing Bio-tech Co., Ltd	01-023
Analytical balances	Shimadzu	ATX124
Autoclaves Sterilizer	SANYO	MLS-3750
Butanol	Tianjin Chemio Reagent Co., Ltd	200-889-7
Carbenicillin	Amresco	C0885
Eclipse Ci Nikon upright optical microscope	Nikon	Eclipse Ts2-FL
Glucose	Macklin	D823520
Inoculation ring	Thermo Scientific	251586
Isoflurane	RWD	20210103
Paraformaldehyde	Beyotime Biotechnology	P0099
PAS dye kit	Servicebio	G1285
Peptone	Beijing Aoboxing Bio-tech Co., Ltd	01-001
Polyethylene catheter	Shining Plastic Mall	PE100
RWD R550 multi-channel small animal anesthesia machine	RWD	R550
SEM	Hitachi	TM-1000
Temperature incubator	Shanghai Zhichu Instrument Co., Ltd	ZQTY-50N
Ultrapure water water generator	Heal Force	NW20VF
Ultrasound machine	Do-Chrom	DS10260D
Xylene	Sinopharm  Chemical Reagent Co., Ltd	10023428
Yeast extract	Thermo Scientific Oxoid	LP0021B