JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

В данном исследовании представлена неинвазивная и портативная технология транскраниальной фотобиомодуляции под электроэнцефалографическим контролем для стимуляции лимфатического удаления токсинов (например, растворимого бета-амилоида) из мозга старых и не подвергавшихся анестезии самцов мышей BALB/c во время естественного глубокого сна.

Аннотация

Менингеальные лимфатические сосуды (MLV) играют важную роль в выведении токсинов из головного мозга. Разработка инновационных технологий стимуляции функций МЖВ является перспективным направлением в прогрессе лечения различных заболеваний головного мозга, связанных с аномалиями МЖВ, включая болезни Альцгеймера и Паркинсона, опухоли головного мозга, черепно-мозговые травмы, внутричерепные кровоизлияния. Сон – это естественное состояние, при котором процессы дренажа мозга наиболее активны. Поэтому стимуляция дренажа мозга и MLV во время сна может иметь наиболее выраженный терапевтический эффект. Однако таких коммерческих технологий в настоящее время не существует.

В данном исследовании представлена новая портативная технология транскраниальной фотобиомодуляции (tPBM) под электроэнцефалографическим (ЭЭГ) контролем сна, предназначенная для фотостимуляции выведения токсинов (например, растворимого бета-амилоида (Aβ)) из головного мозга стареющих мышей BALB/c с возможностью сравнения терапевтической эффективности различных оптических ресурсов. Технологию можно использовать в естественном состоянии домашней клетки без анестезии, сохраняя двигательную активность мышей. Эти данные открывают новые перспективы для разработки неинвазивных и клинически перспективных фототехнологий для коррекции возрастных изменений функций МЖВ и процессов дренирования мозга, а также для эффективного очищения тканей мозга от метаболитов и токсинов. Эта технология предназначена как для доклинических исследований функций спящего мозга, так и для разработки клинически значимых методов лечения заболеваний мозга, связанных со сном.

Введение

Менингеальные лимфатические сосуды (МЖВ) играют важную роль в выведении токсинов и метаболитов из тканей головного мозга 1,2,3. Поражение МЖВ при различных заболеваниях головного мозга, включая опухоли, черепно-мозговые травмы, кровоизлияния, нейродегенеративные процессы, сопровождается снижением функций МЖВ, приводящим к прогрессированию этих патологий 1,2,3,4,5,6 . Таким образом, разработка методов стимуляции МЖВ открывает новые горизонты в появлении эффективных технологий лечения заболеваний головного мозга. Недавно была предложена неинвазивная технология эффективной транскраниальной фотобиомодуляции (tPBM) для стимуляции MLV и удаления токсинов, таких как кровь и Aβ из мозга 5,7,8,9,10,11,12. Интересно отметить, что глубокий сон является естественным фактором для активации лимфодренажных процессов в головном мозге13,14. Исходя из этого факта, логично предположить, что tPBM MLV во время сна может оказывать более эффективные терапевтические эффекты, чем во время бодрствования 9,11,12,15. Тем не менее, в настоящее время не существует коммерческих технологий для tPBM во время сна16. Кроме того, эксперименты на животных для изучения терапевтических эффектов tPBM проводятся под наркозом, который необходим для точной доставки света в мозг. Однако анестезия существенно влияет на дренаж мозга, что снижает качество результатов исследований17.

Aβ является продуктом метаболизма нормальной нервной активности18. Как установлено в культивируемых корковых нейронах крыс, Aβ высвобождается из них с высокой скоростью во внеклеточное пространство (2-4 молекулы/нейрон/с для Aβ)19. Имеются данные о том, что растворенная форма Aβ, расположенная во внеклеточном и периваскулярном пространствах, наиболее токсична для нейронов и синапсов20. Растворимый Aβ быстро выводится из головного мозга человека в течение 1-2,5 ч21. MLV представляют собой туннели для удаления растворимого Aβ из мозга 1,7, который уменьшается с возрастом, что приводит к накоплению Aβ в старом мозге 1,22. Существуют доказательства того, что внеклеточные аномалии уровня Aβ в мозге коррелируют с когнитивными способностями при старении и связаны с развитием болезни Альцгеймера (БА)23,24. Поэтому старыми и старыми грызунами считаются альтернативы трансгенным моделям для изучения амилоидоза, в том числе AD25,26.

В данном исследовании представлена оригинальная и портативная технология tPBM под электроэнцефалографическим (ЭЭГ) контролем глубокого или небыстрого сна (NREM) у мышей BALB/c без анестезии для стимуляции лимфатического клиренса Aβ из головного мозга в периферическую лимфатическую систему (глубокие шейные лимфатические узлы, dcLNs).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

протокол

Все процедуры проводились в соответствии с «Руководством по уходу за лабораторными животными и их использованию», Директивой 2010/63/ЕС о защите животных, используемых в научных целях, и методическими указаниями Министерства науки и высшего образования Российской Федерации (No 742 от 13.11.1984 г.), утвержденными Комиссией по биоэтике Саратовского государственного университета (протокол No 7, 22.09.2022).

1. Сборка метизов

  1. Отрежьте кусок фольги текстолита толщиной 1,5 мм до размеров 1,5 мм х 2 мм. Эта деталь будет называться печатной платой (ПХД) на светодиодах (СИД) (рис. 1C).
  2. Припаяйте светодиод к печатной плате, как показано на рисунке 1.
  3. Припаяйте два многожильных медных провода к контактам светодиода, а затем накройте их гильзой.
  4. Распечатать 3D модель рамы (Рисунок 1А); поместите светодиод (Рисунок 1B) и магниты (Рисунок 1D) на раму; Поместите шайбу (рисунок 1E) на голову мыши.
  5. Чтобы собрать схему (рисунок 2), выполните следующие действия.
    1. Сначала подключите резистор (Рисунок 2; R1) между светодиодным анодом и портом 5 В на Arduino.
    2. Затем подключите светодиодный катод к металл-оксид-полупроводниковому полевому транзистору (МОП-транзистору) (рис. 2; Q1) слив. Затем подключите источник MOSFET к земле.
    3. Подключите понижающий резистор (Рисунок 2; R2) между затвором MOSFET и землей. Наконец, подключите затвор MOSFET к контакту 3 на Arduino.
  6. Подключите к Arduino экран клавиатуры с жидкокристаллическим дисплеем (ЖК-дисплеем).
  7. Распечатайте 3D-модели корпуса, крышки и кнопок. Вставьте плату Arduino с экраном ЖК-клавиатуры, MOSFET и разъемом для светодиодов в корпус, как показано на рисунке 3.

2. Руководство по программному обеспечению (Рисунок 4)

  1. Загрузите скетч Arduino (файл .ino) и откройте его через интегрированную среду разработки Arduino (IDE) (Supplementary Coding File 1).
  2. Выберите правильный коммуникационный порт (COM) и прошейте прошивку.
  3. Интерфейс включает в себя две колонки. Используйте кнопки «Влево » и «Вправо » для навигации между этими столбцами. Индикатор выбора расположен слева от столбца.
  4. В левом столбце на экране отображается поле выбора коэффициента заполнения для широтно-импульсной модуляции (ШИМ). С помощью кнопок «Вверх » и «Вниз » отрегулируйте рабочий цикл. Добейтесь 10/20/30 Dj/см2 дозы PBM с соответствующим рабочим циклом 2%/4%/6% ШИМ за 17-минутный сеанс.
  5. Правый столбец на экране — это поле RUN/Off. Чтобы выбрать этот столбец, нажмите правую кнопку на клавиатуре, а затем нажмите кнопку Выбрать. Когда процесс запущен, индикатор активности будет мигать, а текст на кнопке RUN изменится на OFF.
    ЗАМЕТКА. Мышей готовят к экспериментам в течение 10 дней, включая имплантацию электродов ЭЭГ, имплантацию хронического катетера в правый боковой желудочек для инъекции флуоресцентного Aβ и установку пластины для ПБМ.

3. Имплантация системы регистрации ЭЭГ (Рисунок 5)

  1. Взвесьте мышь и обезболите ее смесью Золетила 100 и Ксиланита (100 мг/кг; 10 мг/кг соответственно) путем внутримышечного введения в бедро.
  2. Когда рефлексы отвода задней ноги и реакция на щипки хвоста прекратятся, поместите мышь в стереотаксическую рамку над грелкой (рис. 5A).
  3. Нанесите офтальмологическую мазь на веки, чтобы предотвратить пересыхание глазных яблок во время операции. Повторяйте эту процедуру при необходимости.
  4. Выбрейте голову в области от носовых костей до затылочных костей с помощью бритвенного станка и сначала простерилизуйте открытые участки кожи спиртом.
  5. С помощью прямых препарирующих ножниц срежьте кожу головы, проведите ее микрощипцами, очистите череп от фасции, высушите ватными палочками. При необходимости используйте кровоостанавливающие средства.
  6. С помощью дрели диаметром 1,3 мм сделайте по 2 отверстия в височных костях с каждой стороны по координатам: AP = -1 мм для первой пары винтов и AP = -3 мм для второй пары винтов.
  7. Поместите винты ЭЭГ с проводами в спирт на 5 минут. После этого поместите винты ЭЭГ в солевой раствор.
  8. Поместите четыре посеребренных винта с электродами в отверстия на глубину 1 мм (рисунок 5Б).
  9. Зафиксируйте винты на поверхности черепа с помощью стоматологического акрила так, чтобы выходящие из них электроды располагались по направлению к носу животного (рисунок 5С). Дайте стоматологическому акрилу застыть в течение 15 минут.
  10. Прикрепите к носу животного датчик записи ЭЭГ с помощью стоматологического акрила. Дайте стоматологическому акрилу застыть в течение 30 минут (Рисунок 5D).
  11. Поместите электроды ЭМГ на заднюю часть круговой мышцы глаза с помощью изогнутого пинцета и зафиксируйте их стоматологическим акрилом. Дайте стоматологическому акрилу застыть в течение 15 минут (Рисунок 5E).
  12. Подключите электроды ЭЭГ к посеребренной выемке датчика и припаяйте их с помощью паяльной станции. После этого зафиксируйте электроды ЭЭГ с помощью стоматологического акрила (Рисунок 5F).
  13. После операции поместите мышь на грелку, чтобы поддерживать температуру тела до тех пор, пока животное полностью не оправится от анестезии.
  14. После этого поместите мышь в индивидуальную домашнюю клетку со свободным доступом к пище и воде с ибупрофеном (40 мг/кг в 200 мл воды) для обезболивания после операции на 10 дней.

4. Имплантация пластины для ПБМ

  1. Взвесьте мышь и обезболите ее смесью Золетил 100 и Ксиланита (100 мг/кг; 10 мг/кг соответственно) путем внутримышечной инъекции в бедро через 7 дней после имплантации системы регистрации ЭЭГ.
  2. Когда рефлексы отвода задней лапы и реакция на щипывание хвоста прекращаются, зафиксируйте мышь в стереотаксической системе.
  3. Нанесите офтальмологическую мазь на веки, чтобы предотвратить пересыхание глазных яблок во время операции. Повторяйте эту процедуру при необходимости.
  4. Закрепить металлическую пластину диаметром 5 мм на затылочной кости черепа с помощью стоматологического акрила и щипцов Дюмона. Дайте стоматологическому акрилу застыть в течение 15 минут (Рисунок 6).

5. Подготовка хронического катетера

  1. Отметьте на игле инсулина отрезок в 2 см от скошенного конца.
  2. Зафиксируйте иглу инсулина в иглодержателе со стороны скошенного кончика к отмеченному сегменту.
  3. Поместите полиэтиленовый катетер PE-10 диаметром 2 см по всей оставшейся длине иглы.
  4. Заполните катетер физиологическим раствором и накройте его пластиковым колпачком, чтобы закрыть его.

6. Имплантация хронического катетера в правый боковой желудочек

  1. После имплантации пластины для ПБМ с помощью дрели сделайте трепанационное отверстие с координатами AP = -0,5 мм и ML = 1,2 мм, диаметром 1,5 мм.
  2. Поместите полиэтиленовый катетер PE-10 в стереотаксический держатель и вставьте его в череп мыши (DV = 2 мм). После этого зафиксируйте его с помощью стоматологического акрила. Дайте стоматологическому акрилу застыть в течение 15 минут (Рисунок 7).
  3. После операции поместите мышь на грелку, чтобы поддерживать температуру тела до тех пор, пока животное полностью не оправится от анестезии.
  4. После этого поместите мышь в индивидуальную домашнюю клетку со свободным доступом к пище и воде с ибупрофеном (40 мг/кг в 200 мл воды) для обезболивания после операции на 10 дней.

7. tPBM под контролем ЭЭГ NREM сна

  1. Подключите любую коммерческую систему регистрации ЭЭГ к разъему на головке мыши и установите требуемое значение рабочего цикла ШИМ.
  2. Следите за сигналом ЭЭГ и дождитесь активности дельта-ритма. Если наблюдается быстрый сон, запустите процесс PBM и остановите его, если NREM-сон переходит в быстрый сон или бодрствование. Доза увеличивается с каждым взаимодействием, пока не достигнет необходимого значения.
  3. Когда необходимая доза PBM получена, сеанс заканчивается.

8. Конфокальная визуализация лимфатического удаления Aβ из мозга мыши

  1. Подсоедините катетер длиной 10 см к инсулиновой игле.
  2. С помощью шприца Гамильтона с иглой 29 G приготовьте инфузию флуоресцентного бета-амилоида (FAβ) в объеме 5 мкл в катетер. Оставьте катетер на шприце Гамильтона.
  3. Зафиксируйте руку мыши и подсоедините катетер через иглу к имплантированному хроническому катетеру.
  4. Подсоедините катетер к микроинъектору. После этого поместите мышь в отдельную коробку;
  5. Выберите в меню микроинъектора скорость впрыска 0,1 μл/мин и нажмите кнопку «Пуск».
  6. Сделайте инъекцию FAβ в правый боковой желудочек.
  7. После введения FAβ необходимо провести ПБМ с помощью светодиода в течение 61 мин по алгоритму: 17 мин - свет и 5 мин - пауза в течение 61 мин.
  8. После ПБМ внутривенно вводите любой индикатор для маркировки сосудов головного мозга через хвост.
  9. После инъекции усыпить мышей с помощью камеры эвтаназии CO2 .
  10. С помощью острых прямых ножниц сделайте небольшой поперечный разрез на коже вдоль трахеи, придерживая кожу прямым неострым пинцетом.
  11. Сделайте продольный разрез по всей длине шеи с помощью прямых ножниц.
  12. С помощью изогнутого пинцета возьмите на себя слюнные железы и аккуратно отделите их от соединительной ткани. Поместите раневой ретрактор на открытый участок разреза и зафиксируйте его таким образом, чтобы отодвинуть окружающие ткани.
  13. Осмотрите область между трахеей и клейдомосцевидной мышцей с помощью двух изогнутых пинцетов с обеих сторон шеи.
  14. Когда с каждой стороны обнаружен глубокий шейный лимфатический узел (dcLN), снимите dcLN с помощью прямого пинцета с тупыми концами и вырежьте его из соединительной ткани.
  15. Поместите dcLN в чашку Петри с солевым раствором и накройте их горизонтально ориентированным покровным стеклом (25 мм × 50 мм × 0,17 мм).
  16. Используйте любой коммерческий конфокальный микроскоп для получения изображений целых dcLN.

9. Анализ Aβ в лизатах тканей головного мозга

  1. Подготовьте образцы для проведения анализа.
    1. Усыпляйте мышей с помощью камеры эвтаназии CO2 .
    2. Обезглавите мышь, снимите кожу с ее головы и удалите мышцы с черепа.
    3. Острыми прямыми ножницами сделайте два разреза от большого затылочного отверстия к слуховому проходу.
    4. С помощью прямого пинцета отделите вентральную часть черепа, затылочную кость и кости, образующие полости среднего уха.
    5. С помощью пинцета отделите мозг от теменной и лобной костей.
    6. С помощью прямых ножниц удалите верхнюю челюсть и срежьте обонятельные луковицы.
    7. Поместите мозг в физиологический раствор.
    8. Промойте мозг в холодном фосфатно-солевом буфере, чтобы тщательно удалить лишнюю кровь и взвесьте перед гомогенизацией.
    9. Приготовьте лизирующий буфер pH 7,2, содержащий 1,5 мм KH2PO4, 8 мм Na2HPO4, 3 мм KCl, 137 мм NaCl и 0,1% Tween20, 10 mM EDTA со свежеприготовленной смесью ингибиторов протеазы.
    10. Гомогенизируйте мозг в свежем буфере для лизиса (1 мл буфера для лизиса на образец ткани 200-500 мг) с помощью стеклянного гомогенизатора на льду.
    11. Полученную суспензию ультразвуком произведите с помощью ультразвукового дизраптора ячеек до тех пор, пока раствор не станет осветленным.
    12. Центрифугируйте гомогенаты при 10 000 × г в течение 5 минут.
    13. Соберите надосадочную жидкость с помощью одноканальной механической пипетки (100-1000 μл) и немедленно проанализируйте или аликвоту и храните при температуре ≤-20 °C.
  2. Подготовьте следующие материалы: микропланшетный ридер с 450 нм ± фильтром 10 нм; микроцентрифужные пробирки; одноканальные или многоканальные пипетки с высокой точностью и одноразовыми наконечниками; абсорбирующая бумага для промокательной бумаги микропланшета; емкость для моющего раствора; 0,01 моль/л (или 1x) фосфатного буферного раствора (PBS); и деионизированная или дистиллированная вода.
  3. Подготовьте реагенты.
    1. Перед использованием доведите компоненты набора и образцы до комнатной температуры (RT; 18-25 °C).
    2. Восстановите стандарт с помощью 1,0 мл стандартного разбавителя, подержите 10 минут при температурной терапии и осторожно встряхните (не до образования пены). Стандартный исходный раствор составляет 300 пг/мл. Приготовьте 5 пробирок, содержащих объем 0,6 мл стандартного разбавителя и сделайте тройной ряд разведения.
    3. Установите 5 точек (300 пг/мл, 100 пг/мл, 33,33 пг/мл, 11,11 пг/мл и 3,70 пг/мл) разбавленного стандарта, а последние пробирки с заготовкой, содержащей только стандартный разбавитель (0 пг/мл).
    4. Перед использованием быстро раскрутите исходные растворы реагента Detect A и реагента Detect B. Разбавьте их в 100 раз разбавлением разбавителя А и В для приготовления рабочей концентрации.
    5. Разбавьте 20 мл концентрированного раствора для промывки (30x) с 580 мл деионизированной или дистиллированной воды, чтобы получить 600 мл раствора для промывки (1x).
    6. Отсадите необходимую дозировку раствора с помощью стерилизованных наконечников, и не выливайте остатки раствора в флакон снова.
  4. Проведите анализ.
    1. Определите лунки для разбавленного стандарта, бланка и пробы.
    2. Подготовьте 5 лунок для стандартных точек и одну лунку для заготовки.
      1. Добавьте по 50 мкл стандартного, бланкового и пробного разведений в соответствующие лунки соответственно. Затем сразу же добавьте 50 мкл реагента A в каждую лунку.
      2. Осторожно встряхните тарелку (рекомендуется использовать шейкер для микропланшетов) и накройте ее запечатывателем для тарелок. Инкубируйте планшет при температуре 37 °C в течение 1 часа. Реагент обнаружения А может выглядеть мутным. Подогрейте раствор до температуры и аккуратно перемешайте до однородности.
    3. Отсадите раствор и промойте каждую лунку 350 μл 1x моющего раствора с помощью пульверизатора, многоканальной пипетки, дозатора коллектора или автоматической мойки. Оставьте тарелку в покое на 1-2 минуты. Прикрепите пластину к абсорбирующей бумаге, чтобы полностью удалить остатки жидкости из всех лунок. Повторите эту процедуру 3 раза.
    4. После последней промывки отоберите или сцедите остатки буфера для стирки. Обеспечьте полное удаление моющего раствора, перевернув пластину и промокнув ее на впитывающей бумаге.
    5. Добавьте в каждую лунку по 100 мкл рабочего раствора реагента Б и инкубируйте планшет в течение 30 минут при температуре 37 °C, предварительно накрыв его герметиком для планшетов.
    6. Повторяйте этапы аспирации/промывки в общей сложности 5 минут.
    7. Добавьте 90 мкл раствора субстрата в каждую лунку и накройте пластину новым герметиком для планшетов. Инкубировать в течение 10-20 минут при температуре 37 °C (не более 30 минут) в защищенном от света месте. После добавления раствора субстрата жидкость станет синей.
    8. Добавьте по 50 мкл стоп-раствора в каждую лунку, чтобы завершить реакцию. Добавление стоп-раствора сделает жидкость желтой. Постучите по тарелке на бок, чтобы перемешать жидкость. Если изменение цвета происходит неравномерно, осторожно постучите по пластине, чтобы обеспечить тщательное перемешивание.
    9. Обеспечьте полное удаление воды и отпечатков пальцев с нижней части пластины и отсутствие образования пузырьков на поверхности жидкости. Затем немедленно считайте показания пластины в считывателе микропланшетов на длине волны 450 нм.
  5. Подсчитайте результаты.
    1. Определите среднее значение повторяющихся показаний для каждого стандарта, контроля и образца. Постройте стандартную кривую с логарифмической концентрацией Aβ 1-42 по оси y и поглощением по оси x.
    2. Нарисуйте кривую наилучшего вписывания через точки, которые можно определить с помощью регрессионного анализа.
    3. Если использовались разбавленные пробы, концентрацию, полученную по стандартной кривой, умножьте на коэффициент разбавления.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Для проведения ИФА в данном исследовании использовался набор для определения Aβ 1-42.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Результаты

На первом этапе исследование было сосредоточено на установлении эффективной световой дозы (светодиод с длиной волны 1050 нм) для стимуляции лимфатического удаления флуоресцентного Aβ из мозга к dcLNs у бодрствующих взрослых (2-3 месяца, 26-29 г) самцов мышей BALB/c. Световые дозы были выбраны случ?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Обсуждение

MLV являются важной мишенью для разработки инновационных технологий модуляции дренажа мозга и удаления клеточного мусора и отходов жизнедеятельности из мозга, особенно у пожилых людей, у которых функция MLV снижается 1,22. В гомеостатическом состоянии глуб?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Исследование выполнено при поддержке гранта Российского научного фонда (No 23-75-30001).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
0.1% Tween20Helicon,  RussiaSB-G2009-100ML
CatheterScientific Commodities Inc., USAPE-10, 0.28 mm ID × 0.61 mm OD
CO2 chamberBinder, GermanyCB-S 170
Confocal microscopNikon, JapanA1R MP
Dental acrylicZermack, Poland-RussiaVillacryl S, V130V4Z05
DrillForedom, RussiaSR W-0016
Dumont forcepsStoelting, USA52100-07
Evans Blue dyeSigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA206334
HamiltonHamilton Bonaduz AG, Switzerland29 G needle
IbuprofenSintez OJSC, RussiaN/A Analgesic drug
Insulin needleINSUPEN, Italy31 G, 0.25 mm x 6 mm
Levomekol antibacterial ointmentNizhpharmD06C For external use at a dose of 40 mg/g, 1 time per day
Micro forcepsStoelting, USA52102-02P
MicrocentrifugeGyrozen, South KoreaGZ-1312
MicroinjectorStoelting, USA53311
Non-sharp tweezerStoelting, USA52108-83P
PINNACLE systemPinnacle Technology, USA8400-K3-SLSystem for recording EEG (2 channels) and EMG (1 channel) of mice
Shaving machineBraunSeries 3310s
Single and multi-channel pipettesEppendorf, AustriaEpp 3120 000.020, Epp 3122 000.019
Sodium chlorideKraspharma, RussiaN/A
Soldering stationAOYUE, ChinaN/A
Stereotaxic frameStoelting, USA51500
Straight dissecting scissorsStoelting, USA52132-10P
TetracyclineJSC Tatkhimfarmpreparaty, RussiaN/AEye ointment
TweezerStoelting, USA52100-03
Ultrasonic cell disrupterBiobase, ChinaUSD-500
Wound retractorStoelting, USA52125
XylanitNita-Farm, RussiaN/AMuscle relaxant
Zoletil 100Virbac Sante Animale, FranceN/AGeneral anesthesia

Ссылки

  1. Da Mesquita, S., et al. Functional aspects of meningeal lymphatics in ageing and Alzheimer's disease. Nature. 560 (7717), 185-191 (2018).
  2. Chen, J., et al. Meningeal lymphatics clear erythrocytes that arise from subarachnoid hemorrhage. Nat Commun. 11, 3159(2020).
  3. Zou, W., et al. Blocking meningeal lymphatic drainage aggravates Parkinson's disease-like pathology in mice overexpressing mutated α-synuclein. Transl Neurodegener. 8, 7(2019).
  4. Hu, X., et al. Meningeal lymphatic vessels regulate brain tumor drainage and immunity. Cell Res. 30 (3), 229-243 (2020).
  5. Dong-Yu, L., et al. Photostimulation of brain lymphatics in male newborn and adult rodents for therapy of intraventricular hemorrhage. Nat Comm. 14 (1), 6104(2023).
  6. Bolte, A., et al. Meningeal lymphatic dysfunction exacerbates traumatic brain injury pathogenesis. Nat Commun. 11 (1), 4524(2020).
  7. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Mechanisms of phototherapy of Alzheimer's disease during sleep and wakefulness: the role of the meningeal lymphatics. Front Optoelectron. 16, 22(2023).
  8. Dongyu, L., et al. Photostimulation of lymphatic clearance of β- amyloid from mouse brain: new strategy for the therapy of Alzheimer's disease. Front Optoelectron. 16, 45(2023).
  9. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Mechanisms of phototherapy of Alzheimer's disease during sleep and wakefulness: the role of the meningeal lymphatics. Front Optoelectron. 16, 22(2023).
  10. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Intranasal delivery of liposomes to glioblastoma by photostimulation of the lymphatic system. Pharmaceutics. 15 (1), 36(2023).
  11. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Night photostimulation of clearance of beta-amyloid from mouse brain: New strategies in preventing Alzheimer's disease. Cells. 10 (12), 3289(2021).
  12. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Technology of the photobiostimulation of the brain's drainage system during sleep for improvement of learning and memory in male mice. Biomed Opt Express. 15 (1), 44-58 (2024).
  13. Fultz, N., et al. Coupled electrophysiological, hemodynamic, and cerebrospinal fluid oscillations in human sleep. Science. 366 (6465), 628-631 (2019).
  14. Xie, L., et al. Sleep drives metabolite clearance from the adult brain. Science. 342 (6156), 373-377 (2013).
  15. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Phototherapy of Alzheimer's disease: Photostimulation of brain lymphatics during sleep: A systematic review. Int J Mol Sci. 24 (13), 10946(2023).
  16. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Brain waste removal system and sleep: Photobiomodulation as an innovative strategy for night therapy of brain diseases. Int J Mol Sci. 24 (4), 3221(2023).
  17. Hablitz, L. M., et al. Increased glymphatic influx is correlated with high EEG delta power and low heart rate in mice under anesthesia. Sci Adv. 5 (2), 5447(2019).
  18. Fukumoto, H., et al. Primary cultures of neuronal and non-neuronal rat brain cells secrete similar proportions of amyloid beta peptides ending at A beta40 and A beta42. Neuroreport. 10 (14), 2965-2969 (1999).
  19. Moghekar, A., et al. Large quantities of Abeta peptide are constitutively released during amyloid precursor protein metabolism in vivo and in vitro. J Biol Chem. 286 (16), 15989-15997 (2011).
  20. Wells, C., Brennan, S., Keon, M., Ooi, L. The role of amyloid oligomers in neurodegenerative pathologies. Int J Biol Macromol. 181, 582-604 (2021).
  21. Savage, M., et al. Turnover of amyloid beta-protein in mouse brain and acute reduction of its level by phorbol ester. J Neurosci. 18 (5), 1743-1752 (1998).
  22. Ahn, J., et al. Meningeal lymphatic vessels at the skull base drain cerebrospinal fluid. Nature. 572 (7767), 62-66 (2019).
  23. Stevens, D., et al. Regional amyloid correlates of cognitive performance in ageing and mild cognitive impairment. Brain Commun. 4 (1), 016(2022).
  24. Ma, C., Hong, F., Yang, S. Amyloidosis in Alzheimer's disease: Pathogeny, etiology, and related therapeutic directions. Molecules. 27 (4), 1210(2022).
  25. Kobro-Flatmoen, A., Hormann, T., Gouras, G. Intracellular amyloid-β in the normal rat brain and human subjects and its relevance for Alzheimer's disease. J Alzheimers Dis. 95 (2), 719-733 (2023).
  26. Ahlemeyer, B., Halupczok, S., Rodenberg-Frank, E., Valerius, K., Baumgart-Vogt, E. Endogenous murine amyloid-β peptide assembles into aggregates in the aged C57BL/6J mouse suggesting these animals as a model to study pathogenesis of amyloid-β plaque formation. J Alzheimers Dis. 61 (4), 1425-1450 (2018).
  27. Zhinchenko, E., et al. Pilot study of transcranial photobiomodulation of lymphatic clearance of beta-amyloid from the mouse brain: Breakthrough strategies for nonpharmacologic therapy of Alzheimer's disease. Biomed Opt Express. 10 (8), 4003-4017 (2019).
  28. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Transcranial photobiomodulation of clearance of beta-amyloid from the mouse brain: Effects on the meningeal lymphatic drainage and blood oxygen saturation of the brain. Adv Exp Med Biol. 1269, 57-61 (2021).
  29. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Photobiomodulation of lymphatic drainage and clearance: Perspective strategy for augmentation of meningeal lymphatic functions. Biomed Opt Express. 11 (2), 725-734 (2020).
  30. Zhinchenko, E., et al. Photostimulation of extravasation of beta-amyloid through the model of blood-brain barrier. Electronics. 9 (6), 1056(2020).
  31. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Photostimulation of cerebral and peripheral lymphatic functions. Transl Biophotonics. 2 (1-2), e201900036(2020).
  32. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Photomodulation of lymphatic delivery of liposomes to the brain bypassing the blood-brain barrier: New perspectives for glioma therapy. Nanophotonics. 10 (12), 3215-3227 (2021).
  33. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Photomodulation of lymphatic delivery of Bevacizumab to the brain: The role of singlet oxygen. Adv Exp Med Biol. 1395, 53-57 (2022).
  34. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Transcranial photosensitizer-free laser treatment of glioblastoma in rat brain. Int J Mol Sci. 24 (18), 13696(2023).
  35. Blázquez-Castro, A. Direct 1O2 optical excitation: A tool for redox biology. Redox Biol. 13, 39-59 (2017).
  36. Spitler, R., Berns, M. Comparison of laser and diode sources for acceleration of in vitro wound healing by low-level light therapy. J Biomed Opt. 19 (3), 038001(2014).
  37. Sato, K., Watanabe, R., Hanaoka, H., Nakajima, T., Choyke, P., Kobayashi, H. Comparative effectiveness of light emitting diodes (LEDs) and Lasers in near infrared photoimmunotherapy. Oncotarget. 7 (12), 14324-14335 (2016).
  38. Keshri, G., Gupta, A., Yadav, A., Sharma, S., Singh, S. Photobiomodulation with pulsed and continuous wave near-infrared laser (810 nm, Al-Ga-As) augments dermal wound healing in immunosuppressed rats. PLoS One. 11 (11), e0166705(2016).
  39. Kim, H., et al. Pulse frequency dependency of photobiomodulation on the bioenergetic functions of human dental pulp stem cells. Sci Rep. 7 (1), 15927(2017).
  40. Chen, Z., et al. The pulse light mode enhances the effect of photobiomodulation on B16F10 melanoma cells through autophagy pathway. Lasers Med Sci. 38 (1), 71(2023).
  41. Mezey, E., et al. An immunohistochemical study of lymphatic elements in the human brain. Proc Natl Acad Sci U S A. 118 (3), e2002574118(2021).
  42. Chang, J., et al. Characteristic features of deep brain lymphatic vessels and their regulation by chronic stress. Research. 6, 0120(2023).
  43. Prineas, L. W. Multiple sclerosis: Presence of lymphatic capillaries and lymphoid tissue in the brain and spinal cord. Science. 203 (4385), 1123-1125 (1979).
  44. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Pilot identification of the Live-1/Prox-1 expressing lymphatic vessels and lymphatic elements in the unaffected and affected human brain. bioRxiv. , 458990(2021).
  45. Semyachkina-Glushkovskaya, O., Postnov, D., Kurths, J. Blood-brainbarrier, lymphatic clearance, and recovery: Ariadne's thread in labyrinths of hypotheses. Int J Mol Sci. 19 (12), 3818(2018).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

208BALB c

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены