АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Модели на крысах in vivo являются незаменимыми инструментами для исследования патологических механизмов и терапевтических мишеней для лечения ишемического инсульта. В этой работе будет описано выполнение иммунофлуоресцентного окрашивания в инфарктированных срезах мозга после окклюзии средней мозговой артерии (MCAO) у крыс.

Аннотация

Инсульт является одной из основных причин смерти и инвалидности во всем мире. В большинстве случаев инсульт является ишемическим и возникает в результате окклюзии средней мозговой артерии (МКА). Современные фармакологические подходы к лечению ишемического инсульта ограничены; В связи с этим срочно необходимы новые методы лечения, обеспечивающие эффективную нейрозащиту от ишемического повреждения после инсульта. В тканях головного мозга после ишемического инсульта область ишемической полутени может быть восстановлена, но подвержена риску прогрессирования до необратимого повреждения. Полутеневая область, окружающая инфарктное ядро, является концептуальной мишенью для нейропротекции. Поскольку кровоток частично поддерживается в полутеневой области, нейрональные и ненейрональные клетки в этой области временно выживают после инсульта, и те клетки, которые еще жизнеспособны, могут быть спасены с помощью соответствующих медицинских вмешательств. Понимание патофизиологии полутени важно для разработки нейропротекторной терапии, поскольку пути гибели клеток, активированные в ишемической полутени, могут указывать на терапевтические мишени, такие как RUNX1 и катепсины. Эти белковые мишени, функционирующие как медиаторы запрограммированной клеточной смерти, могут быть в дальнейшем использованы в трансляционных исследованиях. Обладая умеренными размерами и сходством с человеческим мозгом, модель окклюзии MCA (MCAO) in vivo имитирует ишемический инсульт человека и предлагает применимый инструмент для исследования полутеневой патологии, изучения передачи сигналов о клеточной смерти и оценки эффектов потенциальных мишеней в контексте MCAO. В этой статье мы описываем, как индуцировать MCAO у крыс и как проводить иммунофлуоресцентное окрашивание для обнаружения сигналов о клеточной смерти в мозге крысы после MCAO.

Введение

Церебральный инсульт является одной из основных причин смертности и инвалидности во всем мире1. Высокая смертность и заболеваемость от инсульта приводят к огромной нагрузке на общественное здравоохранение и серьезным социально-экономическим последствиям. Несмотря на то, что уровень заболеваемости и смертности от инсульта остается стабильным, число пациентов с инсультом и смертей, связанных с инсультом, растет на протяжении десятилетий 2,3. Инсульты можно классифицировать как ишемические или геморрагические. Большинство случаев инсульта – это ишемические инсульты, вызванные окклюзией главной мозговой артерии4. На сегодняшний день тканевой активатор плазминогена (ТАП) является единственным одобренным FDA препаратом для лечения ишемического инсульта, но его применение сильно ограничено узким терапевтическим окном, осложнениями и противопоказаниями 5,6,7. Таким образом, необходимо срочно разработать новые варианты лечения с более широким терапевтическим окном для смягчения последствий инсульта.

Экспериментальные животные модели являются полезными инструментами для изучения патофизиологии ишемического инсульта. У большинства пациентов ишемический инсульт вызван закупоркой средней мозговой артерии (МКА)8. Поэтому были разработаны модели окклюзии средней мозговой артерии (MCAO) у грызунов, напоминающие инфаркт головного мозга человека. Несмотря на то, что существует несколько подходов MCAO, которые используются в исследованиях на мелких животных, наиболее широко используемым методом является модель внутрипросветного шва, которая включает в себя введение нейлоновой нити в среднюю мозговую артерию из наружной или внутренней сонной артерии, что приводит к временной или постоянной окклюзии кровотока 4,9. Эта модель приводит к большому объему инфаркта головного мозга и позволяет исследовать сигнализацию гибели клеток в инфарктированной ткани мозга с помощью иммунофлуоресцентных методов.

Область, окружающая инфарктное ядро, называемая полутенью, является мишенью для потенциальной терапии инсульта10,11. Поскольку кровоток в полутени частично поддерживается, поврежденные нейроны и ненейрональные клетки в этой области могут быть спасены путем ингибирования активации передачи сигналов о гибели клеток. Нацеливание на пути гибели клеток может быть многообещающей стратегией нейропротекции после инсульта12. Таким образом, оценка сигналов клеточной смерти имеет решающее значение для экспериментальных исследований инсульта. Недавно было показано, что катепсин-В, лизосомальная протеаза, играет роль в опосредовании запрограммированной гибели клеток после инсульта, и он привлек значительное внимание в неврологическойобласти. Катепсин-В представляет собой потенциальную мишень для нейропротекции, которая заслуживает дальнейшего изучения.

В этой статье показано, как индуцировать MCAO с помощью внутрипросветного шовного подхода у крыс. Мы также показываем, как проводить окрашивание 2,3,5-трифенилтетразалия хлорида (TTC) для определения размера инфаркта и обнаружения апоптотических клеток с помощью окрашивания терминальной дезоксинуклеотидилтрансферазой dUTP nick-end labeling (TUNEL).

протокол

Этот протокол и описанные здесь эксперименты были одобрены Комитетом по медицинской этике Сычуаньского университета. Уход за животными и их использование соответствовали местным и международным этическим критериям.

Примечание: В данном исследовании использовались взрослые самцы крыс породы Спрэг-Доули весом 250-280 г. Крыс содержали в стандартных условиях окружающей среды (температура 20-22 °C, цикл 12 часов света/темноты), кормили стандартной диетой для крыс и водой высокой чистоты. Хирургическое вмешательство проводилось в стерильных условиях.

1. Крысиная модель MCAO

  1. Вызвать начальную анестезию с помощью 4% изофлурана с кислородом в дозе 1 л/мин. Контролируйте глубину анестезии, зажимая ногу. Пока анестезия достигнута, введите глазную мазь, чтобы предотвратить сухость. Подкожно вводите крысам 1 мл физиологического раствора для восполнения объема, а также 5 мг/кг карпрофена и 0,1 мг/кг бупренорфина для предоперационной анальгезии. Уменьшите изофлуран до 3,5% изначально, а затем постепенно до 2% на протяжении всей операции.
  2. Поместите крысу в положение лежа на спине и поддерживайте температуру тела на уровне 36,5 ± 0,1 °C на регулируемом тепловом коврике с помощью зонда для ректального термомонитора. Побрейте и продезинфицируйте кожу в области шеи дезинфицирующим раствором йодофора.
  3. Сделайте разрез по средней линии на шее и оттяните мягкие ткани, чтобы обнажить сонные сосуды. С помощью щипцов изолируйте правую общую сонную артерию (ОСА), наружную сонную артерию (ЭКА) и внутреннюю сонную артерию (ВСА).
  4. Используйте швы для перевязки проксимального правого ОСА и зажмите правые ВСА и ЭКА микрозажимом в их начале.
  5. Вставьте нейлоновую мононить, покрытую круглым силиконовым наконечником, в просвет ОСА через небольшой разрез и завяжите узел в ОСА, чтобы предотвратить кровотечение и смещение нейлоновой мононити.
  6. Откройте правый микрозажим ICA и введите нейлоновую мононить в правую среднюю мозговую артерию (MCA) через культю ICA до тех пор, пока силиконовый наконечник не закроет начало MCA (~18-20 мм).
  7. Отрежьте обнаженную часть капроновой мононити и закройте на шее разрез по средней линии.
  8. После 2 ч окклюзии МКА откройте разрез на шее и развяжите узел в ОСА. Затем извлеките нейлоновую мононить для реперфузификации MCA. Перевязайте дистальный отдел правой ОСА и закройте разрез на шее непрерывными или прерывистыми швами.
  9. После операции бупренорфин вводят подкожно каждые 8 ч в дозе 0,03 мг/кг. Наблюдайте за крысами на протяжении всего восстановления после анестезии в отапливаемой клетке с нагревательным ковриком с регулируемой температурой. Чтобы стимулировать прием пищи, поставьте в клетку чашку Петри с пюре из чау. После операции содержится по одной крысе в клетке.
  10. Подвергните фиктивных крыс той же процедуре без введения мононити.
    Примечание: В общей сложности 9 животных в каждой группе используются для измерения размера инфаркта (n = 3), иммунофлуоресцентного анализа (n = 3) и обнаружения апоптоза (n = 3).
  11. Оцените неврологические функции через 2 ч после MCAO и через 22 ч после реперфузии с использованием поведенческой шкалы Zea-Longa с 0-5 балльной шкалой14. Исключите ставки с оценкой 0 или 4.

2. Измерение размеров инфаркта (Рисунок 1)

  1. Принесите крыс в жертву под глубокую анестезию (4% изофлуран) методом гильотины и тщательно изолируйте весь мозг от черепа.
  2. Заморозьте мозг при температуре -20 °C на 20 минут и разрежьте замороженный мозг на шесть корональных срезов с расстоянием между срезами 2 мм. Окрашивайте срезы мозга 2% TTC в течение 15 минут при температуре 37 °C в темноте.
  3. Зафиксируйте срезы мозга 4% параформальдегидом в течение 24 часов при комнатной температуре (RT). Фотографируйте испачканные срезы с помощью цифровой камеры с автоматической настройкой режима для крупных планов.
  4. Перенесите снимки на компьютер и измерьте размер инфаркта с помощью ImageJ. Представьте размер инфаркта как отношение суммы площади инфаркта в 6 срезах к сумме всей области мозга в тех же срезах. Экспрессируйте данные как среднее ± стандартную погрешность среднего (SEM).

3. Иммунофлуоресцентный анализ на криосекции мозга (Рисунок 2)

  1. Вызвать анестезию 4% изофлураном и 1 л/мин кислорода. Надрежьте кожу и подкожную клетчатку, чтобы обнажить сердце.
  2. Удалите перикард и сделайте небольшой разрез в правом предсердии. Перфузируйте 200 мл физиологического раствора через левый желудочек, а затем 200 мл 4% параформальдегида.
  3. Вскрыть череп и удалить неповрежденный мозг.
  4. Зафиксируйте мозг в 4% параформальдегиде при РТ более чем на 24 часа. Затем обезвожьте его в серии градиентов раствора сахарозы в концентрациях 10%, 15% и 30% до тех пор, пока ткань не опустится, примерно 6-8 часов для каждой концентрации.
  5. Поместите мозг в состав с оптимальной температурой резки (OCT) и удалите пузырьки воздуха, если они есть. Затем заморозьте мозг в жидком азоте и храните его в морозильной камере при температуре -80 °C.
  6. Разрез мозга с помощью криостата толщиной 5 мкм. Во время секционирования следите за тем, чтобы температура в шкафу оставалась в диапазоне от -18 °C до -20 °C. Пометьте место секционирования в зависимости от места модели и условий эксперимента. Храните секции в морозильной камере.
  7. Дайте замороженным срезам уравновеситься при ОТ в течение ~30 минут для проведения иммунофлуоресцентного окрашивания. Затем замочите секции стерильным PBS 3x на 5 минут каждая.
  8. Наметьте ткань с помощью иммуногистохимического пера. Инкубировать с 20 мкг/мл протеиназы К (без РНКазы) и 0,3% Triton X-100 в режиме ЛТ в течение 10 мин.
  9. Замочите секции стерильным PBS 3x на 5 минут каждая. Нанесите 3% BSA на намеченную ткань и инкубируйте при RT в течение 1 ч для блокирования.
  10. После блокировки удалите раствор, добавьте соответствующее первичное антитело (рекомбинантное моноклональное антитело к катепсину-В кролика, 1:200) и инкубируйте срезы в течение ночи в темноте при 4 °С.
  11. Удалите первичное антитело и промойте срезы стерильным PBS, содержащим 0,1% Tween-20 3 раза в течение 5 мин каждый.
  12. Добавьте соответствующее вторичное антитело (Goat Anti-Rat IgG [H+L] [FITC conjugated], 1:200) с необходимым флуорофором и инкубируйте срезы во увлажненной камере при ЛТ в течение 1 ч, защищая их от света.
  13. После инкубации вторичных антител срезы промыть стерильным PBS, содержащим 0,1% Tween-20, 3 раза в течение 5 мин каждый. Покрасьте секции монтажным материалом, содержащим DAPI, и накройте их покровным стеклом.
  14. Получение изображений с помощью флуоресцентного микроскопа со следующими настройками: длина волны возбуждения 488 нм, длина волны излучения 520 нм и время экспозиции 500 мс. Храните срезы в темноте при температуре 4 °C для длительной сохранности.

4. Выявление апоптоза с помощью окрашивания TUNEL (Рисунок 3)

ПРИМЕЧАНИЕ: Коммерческий набор для анализа TUNEL используется для окрашивания TUNEL. Этот набор TUNEL включает в себя рабочий раствор буфера DNазы I, буфер для уравновешивания дезоксинуклеотидилтрансферазы (TdT), рабочий раствор для мечения и рабочий раствор DAPI.

  1. Перфузируйте и изолируйте мозг с помощью той же процедуры, что и выше (шаги 3.2-3.3). Погрузите мозг в 4% параформальдегид на 3-4 ч для фиксации.
  2. Разрежьте мозг на корональные срезы толщиной примерно 2 мм, начиная от рострального конца до каудального конца, и погрузите в 4% параформальдегид еще на 12 часов. После фиксации промойте срезы мозга в проточной воде в течение 1 ч.
  3. Погрузите срезы мозга в растворы этанола концентрации 50%, 70%, 80%, 90%, 95% и 100% последовательно на 35-50 мин каждый для обезвоживания.
  4. Обрабатывайте срезы мозга прозрачным биологическим агентом I типа ТО в течение 35-50 мин, а затем очищающим агентом II в течение 35-50 мин, пока ткань не станет полностью прозрачной.
  5. Последовательно погружайте срезы мозга в среду для встраивания I на 60 мин, среду для встраивания II на 60 мин, среду для встраивания III на 60 мин и среду для встраивания IV на 60 мин.
  6. Поместите срезы мозга в закладную кассету. Запечатайте кассету, нанесите на нее четкую маркировку и поместите в холодильное помещение для застывания.
  7. Установите микротом на начальную толщину 10 мкм, чтобы обрезать тканевый блок. Затем отрегулируйте толщину до 5 мкм для нарезки.
  8. Нагрейте водяную баню до 45 °C, всплывите срезы тканей на поверхности воды и поднимите их на горки. Примерно через 30 секунд снимите предметные стекла, высушите их при температуре RT и храните в сушильном боксе.
  9. Депарафинизируйте сохраненные участки мозга, погрузив их в очищающий агент на 2 цикла по 10 минут каждый.
  10. Чтобы увлажнить секции, замочите их в безводном этаноле на 5 минут, повторив 3 раза. Переведите срезы на 90% этанол на 3 мин. Далее замочите срезы в 80% этаноле на 3 минуты. Наконец, погрузите срезы в 70% этанол на 3 минуты.
  11. Промойте образцы в PBS 3x в течение 5 минут каждый. Аккуратно удалите лишнюю влагу с помощью фильтровальной бумаги.
  12. Ввести 100 мкл 1х рабочего раствора протеиназы К в каждый образец и инкубировать при 37 °С в течение 20 мин. После пермеабилизации промойте образцы в PBS 3x в течение 5 минут каждый.
  13. Подготовьте образцы для положительного контроля.
    1. Добавьте 100 мкл 1x рабочего раствора DNase I Buffer (набор для анализа TUNEL) в пермеабилизированный образец и дайте ему уравновеситься при RT в течение 5 минут. Осторожно удалите лишнюю жидкость из образца с помощью впитывающей бумаги.
    2. Добавьте в образец 100 мкл разбавленного рабочего раствора ДНКазы I (200 Ед/мл) и инкубируйте при 37 °С в течение 10-30 мин. Промойте образцы в PBS 3x в течение 5 минут каждый.
  14. Подготовьте образцы для отрицательного контроля.
    1. Нанесите 100 мкл рабочего раствора 1x DNase I Buffer на пропитанный образец и уравновесьте при RT в течение 5 минут. Инкубируйте отрицательный контрольный образец с буфером ДНКазы I при температуре 37 °C в течение 10-30 минут, следя за тем, чтобы в него не был добавлен фермент ДНКаза I. Промойте образцы в PBS 3x в течение 5 минут каждый.
  15. Нанесите 100 мкл концевого уравновешивающего буфера дезоксинуклеотидилтрансферазы (TdT) (набор для анализа TUNEL) на каждый образец и инкубируйте во увлажненной камере при 37 °C в течение 10-30 минут. Затем снимите уравновешивающий буфер TdT с помощью абсорбирующей бумаги.
  16. Добавьте 50 μл рабочего раствора для маркировки (набор для анализа TUNEL) в каждый образец, затем инкубируйте их при температуре 37 °C во влажной темной камере в течение 60 минут. Если интенсивность сигнала низкая, рассмотрите возможность увеличения времени реакции мечения ДНК. Затем промойте образцы в PBS 3x по 5 минут каждый.
  17. После промокания лишней влаги нанести рабочий раствор DAPI (набор для анализа TUNEL) и инкубировать при РТ в темноте в течение 5 мин для окрашивания ядер. Затем промойте образцы в PBS 4 раза в течение 5 минут каждый. Удалите лишнюю жидкость с помощью впитывающей бумаги и запечатайте слайды с помощью монтажного материала, препятствующего выцветанию.
  18. Отсканируйте окрашенные предметные стекла с помощью мультиспектральной системы визуализации Vectra Polaris и проанализируйте данные с помощью системного программного обеспечения.

5. Статистический анализ

  1. Представьте результаты эксперимента в виде средств ± SEM и проанализируйте данные с помощью t-критерия Стьюдента для двух групповых сравнений с помощью программного обеспечения GraphPad Prism 10 (GraphPad Software, Сан-Диего, Калифорния).
  2. Установите p-значение меньше 0,05 в качестве статистической разницы.

Результаты

Крысам подвергают 120-минутной ишемии во время MCAO с последующей реперфузией через 22 часа. Смертность была минимальной во время операции MCAO и составляла около 25% в период реперфузии. Значительное повреждение головного мозга наблюдалось в группе MCAO, в то время как в голов...

Обсуждение

Окклюзия мозговой артерии приводит к лишению кислорода и питательных веществ с последующей активацией активных форм кислорода, внутриклеточной перегрузкой кальцием, высвобождением глутамата и индукцией воспалительных реакций15. Эта серия событий прив?...

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Симяо Ву был поддержан Департаментом науки и технологий провинции Сычуань (2024YFHZ0330) и Западно-китайской больницей Сычуаньского университета. Вэйхун Хэ был поддержан Департаментом науки и технологий провинции Сычуань (2023YFS0297) и Сычуаньским университетом. Мы благодарим И Чжана и Юэ Ли из Исследовательского центра Западно-Китайского госпиталя Сычуаньского университета за их техническую поддержку в области визуализации и анализа TUNEL.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Akoya Vectra PolarisAkoya BiosciencesN/AVectra Polaris multispectral imaging system 
Anhydrous ethanolChengdu Jinshan Chemical Reagent Co.N/A
BuprenorphineWest China HospitalN/A
CarprofenWest China HospitalN/A
Cathepsin-B antibodyAbcamAb214428
CryostatLEICA LEICA CM 1950
Digital cameraOLYMPUSTG-7
Goat Anti-Rat IgG (H+L) (FITC conjugated)Elabscience E-AB-1021
Goat serumSolarbioSL038
GraphPad Prism 10 softwareN/Ahttps://www.graphpad-prism.cn/?c=i&a=prismdownload_cn
ImageJN/Ahttps://imagej.net/ij/
Immunohistochemistry penBiosharphttp://www.biosharp.cn/index/product/details/language/en/product_id/2828.html
InForm softwareAkoya BiosciencesVersion 2.6.0system software for the multispectral imaging system 
Iodophor disinfecting solutionHuatian Technology Industry Co.N/A
IsofluraneRWD Life Science Co.https://www.rwdstco.com/inhalation-anesthesia-solutions/
Mounting medium containing DAPISolarbioS2110
Nylon monofilamentRWD Life Science Co.https://www.rwdstco.com/
Optimal cutting temperature (OCT) compoundEprediaN/A
ParaformaldehydeBiosharpN/A
Phosphate buffer solution (PBS)SolarbioN/A
PrismGraphPad Version 10
Proteinase KTiangenRT403-02
SalineKelun Co.N/A
Sprague-Dawley ratsHuafukang Co.N/A
SucroseBioFroxx1245GR500
Surgical instrumentsRWD Life Science Co.N/A
TO-type transparent biological agent  Beijing Solarbio Science & Tecnology Co., Ltd.http://www.solarbio.net/
Triphenyltetrazolium chloride (TTC) solutionSolarbioG3005
Triton X-100BioFroxx1139ML100
TUNEL kitElabscience E-CK-A321

Ссылки

  1. Tsao, C. W., et al. Heart Disease and Stroke Statistics-2023 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 147 (8), e93-e621 (2023).
  2. Lozano, R., et al. Global and regional mortality from 235 causes of death for 20 age groups in 1990 and 2010: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2010. Lancet. 380 (9859), 2095-2128 (2012).
  3. Hankey, G. J. Stroke. Lancet. 389 (10069), 641-654 (2017).
  4. Sommer, C. J. Ischemic stroke: experimental models and reality. Acta Neuropathol. 133 (2), 245-261 (2017).
  5. Barthels, D., Das, H. Current advances in ischemic stroke research and therapies. Biochim Biophys Acta Mol Basis Dis. 1866 (4), 165260 (2020).
  6. Frank, D., Zlotnik, A., Boyko, M., Gruenbaum, B. F. The development of novel drug treatments for stroke patients: A review. Int J Mol Sci. 23 (10), 5796 (2022).
  7. Wang, S. -. N., et al. Humanized cerebral organoids-based ischemic stroke model for discovering of potential anti-stroke agents. Acta Pharmacologica Sinica. 44 (3), 513-523 (2023).
  8. Durukan, A., Tatlisumak, T. Acute ischemic stroke: overview of major experimental rodent models, pathophysiology, and therapy of focal cerebral ischemia. Pharmacol Biochem Behav. 87 (1), 179-197 (2007).
  9. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
  10. Donnan, G. A., Baron, J. C., Ma, H., Davis, S. M. Penumbral selection of patients for trials of acute stroke therapy. Lancet Neurol. 8 (3), 261-269 (2009).
  11. Lo, E. H. A new penumbra: transitioning from injury into repair after stroke. Nat Med. 14 (5), 497-500 (2008).
  12. Datta, A., et al. Cell death pathways in ischemic stroke and targeted pharmacotherapy. Transl Stroke Res. 11 (6), 1185-1202 (2020).
  13. Gaire, B. P., Subedi, L., Teramoto, H., Hu, B. . Cerebral Ischemia. , (2021).
  14. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
  15. Fluri, F., Schuhmann, M. K., Kleinschnitz, C. Animal models of ischemic stroke and their application in clinical research. Drug Des Devel Ther. 9, 3445-3454 (2015).
  16. Fisher, M. The ischemic penumbra: identification, evolution and treatment concepts. Cerebrovasc Dis. 17 Suppl 1, 1-6 (2004).
  17. Adams, H. P., et al. Guidelines for the early management of adults with ischemic stroke: A guideline from the American Heart Association/American Stroke Association Stroke Council, Clinical Cardiology Council, Cardiovascular Radiology and Intervention Council, and the Atherosclerotic Peripheral Vascular Disease and Quality of Care Outcomes in Research Interdisciplinary Working Groups: The American Academy of Neurology affirms the value of this guideline as an educational tool for neurologists. Circulation. 115 (20), e478-e534 (2007).
  18. Fonarow, G. C., et al. Timeliness of tissue-type plasminogen activator therapy in acute ischemic stroke: patient characteristics, hospital factors, and outcomes associated with door-to-needle times within 60 minutes. Circulation. 123 (7), 750-758 (2011).
  19. Yamori, Y., Horie, R., Handa, H., Sato, M., Fukase, M. Pathogenetic similarity of strokes in stroke-prone spontaneously hypertensive rats and humans. Stroke. 7 (1), 46-53 (1976).
  20. Bogousslavsky, J., Van Melle, G., Regli, F. The Lausanne stroke registry: analysis of 1,000 consecutive patients with first stroke. Stroke. 19 (9), 1083-1092 (1988).
  21. Tamura, A., Graham, D. I., McCulloch, J., Teasdale, G. M. Focal cerebral ischaemia in the rat: 1. Description of technique and early neuropathological consequences following middle cerebral artery occlusion. J Cereb Blood Flow Metab. 1 (1), 53-60 (1981).
  22. Garcia, J. H., Liu, K. F., Ho, K. L. Neuronal necrosis after middle cerebral artery occlusion in Wistar rats progresses at different time intervals in the caudoputamen and the cortex. Stroke. 26 (4), 636-642 (1995).
  23. Türeyen, K., Vemuganti, R., Sailor, K. A., Dempsey, R. J. Ideal suture diameter is critical for consistent middle cerebral artery occlusion in mice. Neurosurgery. 56 (1 Suppl), 196-200 (2005).
  24. Spratt, N. J., et al. Modification of the method of thread manufacture improves stroke induction rate and reduces mortality after thread-occlusion of the middle cerebral artery in young or aged rats. J Neurosci Methods. 155 (2), 285-290 (2006).
  25. Naqvi, S. A. R., et al. . Biochemistry of Drug Metabolizing Enzymes. , (2022).
  26. Yadati, T., Houben, T., Bitorina, A., Shiri-Sverdlov, R. The ins and outs of cathepsins: Physiological function and role in disease management. Cells. 9 (7), 1679 (2020).
  27. Liu, C. L., et al. Cysteine protease cathepsins in cardiovascular disease: from basic research to clinical trials. Nat Rev Cardiol. 15 (6), 351-370 (2018).
  28. O'Toole, D., et al. Signalling pathways linking cysteine cathepsins to adverse cardiac remodelling. Cell Signal. 76, 109770 (2020).
  29. Luke, C. J., et al. Lysoptosis is an evolutionarily conserved cell death pathway moderated by intracellular serpins. Commun Biol. 5 (1), 47 (2022).
  30. Xie, Z., et al. Cathepsin B in programmed cell death machinery: mechanisms of execution and regulatory pathways. Cell Death Dis. 14 (4), 255 (2023).
  31. Nagakannan, P., Islam, M. I., Conrad, M., Eftekharpour, E. Cathepsin B is an executioner of ferroptosis. Biochim Biophys Acta Mol Cell Res. 1868 (3), 118928 (2021).
  32. Conus, S., Simon, H. U. Cathepsins: key modulators of cell death and inflammatory responses. Biochem Pharmacol. 76 (11), 1374-1382 (2008).
  33. Bhoopathi, P., et al. Cathepsin B facilitates autophagy-mediated apoptosis in SPARC overexpressed primitive neuroectodermal tumor cells. Cell Death Differ. 17 (10), 1529-1539 (2010).
  34. Ding, X., Zhang, C., Chen, H., Ren, M., Liu, X. Cathepsins trigger cell death and regulate radioresistance in glioblastoma. Cells. 11 (24), 4108 (2022).
  35. He, W., et al. Inhibition of myocardial cathepsin-L release during reperfusion following myocardial infarction improves cardiac function and reduces infarct size. Cardiovasc Res. 118 (6), 1535-1547 (2022).
  36. McCarroll, C. S., et al. Runx1 deficiency protects against adverse cardiac remodeling after myocardial infarction. Circulation. 137 (1), 57-70 (2018).
  37. Song, J., et al. Age-related promoter-switch regulates Runx1 expression in adult rat hearts. BMC Cardiovasc Disord. 23 (1), 541 (2023).
  38. Riddell, A., et al. RUNX1: an emerging therapeutic target for cardiovascular disease. Cardiovasc Res. 116 (8), 1410-1423 (2020).
  39. Chen, H., et al. Pharmacological inhibition of RUNX1 reduces infarct size after acute myocardial infarction in rats and underlying mechanism revealed by proteomics implicates repressed cathepsin levels. Funct Integr Genomics. 24 (3), 113 (2024).
  40. Petanceska, S., Burke, S., Watson, S. J., Devi, L. Differential distribution of messenger RNAs for cathepsins B, L and S in adult rat brain: an in situ hybridization study. Neuroscience. 59 (3), 729-738 (1994).
  41. Chaitanya, G. V., Babu, P. P. Activation of calpain, cathepsin-b and caspase-3 during transient focal cerebral ischemia in rat model. Neurochem Res. 33 (11), 2178-2186 (2008).
  42. Yuan, D., Liu, C., Wu, J., Hu, B. Inactivation of NSF ATPase leads to cathepsin b release after transient cerebral ischemia. Transl Stroke Res. 9 (3), 201-213 (2018).
  43. Hill, I. E., Preston, E., Monette, R., MacManus, J. P. A comparison of cathepsin B processing and distribution during neuronal death in rats following global ischemia or decapitation necrosis. Brain Res. 751 (2), 206-216 (1997).
  44. Kilinc, M., et al. Lysosomal rupture, necroapoptotic interactions and potential crosstalk between cysteine proteases in neurons shortly after focal ischemia. Neurobiol Dis. 40 (1), 293-302 (2010).
  45. Seyfried, D., et al. Cathepsin B and middle cerebral artery occlusion in the rat. J Neurosurg. 87 (5), 716-723 (1997).
  46. Saido, T. C., Yokota, M. Neurodegenerative diseases as proteolytic disorders: brain ischemia and Alzheimer's disease. Tanpakushitsu Kakusan Koso. 42 (14 Suppl), 2408-2417 (1997).
  47. Zuo, X., et al. Inhibition of cathepsins b induces neuroprotection against secondary degeneration in ipsilateral substantia nigra after focal cortical infarction in adult male rats. Front Aging Neurosci. 10, 125 (2018).
  48. Zuo, X., et al. Inhibition of cathepsin b alleviates secondary degeneration in ipsilateral thalamus after focal cerebral infarction in adult rats. J Neuropathol Exp Neurol. 75 (9), 816-826 (2016).
  49. Pluta, R., Salínska, E., Puka, M., Stafiej, A., Lazarewicz, J. W. Early changes in extracellular amino acids and calcium concentrations in rabbit hippocampus following complete 15-min cerebral ischemia. Resuscitation. 16 (3), 193-210 (1988).
  50. Hatsuta, H., et al. Tau and TDP-43 accumulation of the basal nucleus of Meynert in individuals with cerebral lobar infarcts or hemorrhage. Acta Neuropathol Commun. 7 (1), 49 (2019).
  51. van Groen, T., Puurunen, K., Mäki, H. M., Sivenius, J., Jolkkonen, J. Transformation of diffuse beta-amyloid precursor protein and beta-amyloid deposits to plaques in the thalamus after transient occlusion of the middle cerebral artery in rats. Stroke. 36 (7), 1551-1556 (2005).
  52. Gómez-Sintes, R., Ledesma, M. D., Boya, P. Lysosomal cell death mechanisms in aging. Ageing Res Rev. 32, 150-168 (2016).
  53. Heimer, S., Knoll, G., Schulze-Osthoff, K., Ehrenschwender, M. Raptinal bypasses BAX, BAK, and BOK for mitochondrial outer membrane permeabilization and intrinsic apoptosis. Cell Death Dis. 10 (8), 556 (2019).
  54. Elena-Real, C. A., et al. Cytochrome c speeds up caspase cascade activation by blocking 14-3-3ε-dependent Apaf-1 inhibition. Cell Death Dis. 9 (3), 365 (2018).
  55. Linfante, I., et al. Clinical and vascular outcome in internal carotid artery versus middle cerebral artery occlusions after intravenous tissue plasminogen activator. Stroke. 33 (8), 2066-2071 (2002).
  56. Farges, M. C., et al. Increased muscle proteolysis after local trauma mainly reflects macrophage-associated lysosomal proteolysis. Am J Physiol Endocrinol Metab. 282 (2), E326-E335 (2002).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

RUNX1MCA

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены