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Neste Artigo

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  • Reimpressões e Permissões

Resumo

Aqui, apresentamos um protocolo para coletar amostras de sangue de rato veia subclávia.

Resumo

Coleta de sangue com o volume de sangue suficiente é essencial em experiências com animais. Coleta de sangue da veia da cauda de ratos é popular e menos estressante, comparado a outros métodos mais agressivos, tais como retro-orbital plexo coleta da amostra. No entanto, este método de coleta de sangue às vezes é limitado por uma taxa de sucesso insatisfatório. Aqui, apresentamos um método para coleta de sangue através de punção da veia subclávia. A veia subclávia está localizada logo abaixo da clavícula e esta veia é grande o suficiente para cumprir os requisitos de volume de coleta de sangue. Nossos resultados mostram que este método é seguro e aplicável para amostragem de coleta de sangue com o volume de sangue necessário. Coleta de sangue através de punção da veia subclávia poderia servir como um método de coleta de sangue alternativos em caso de colheita de sangue de veia de cauda falhou em ratos.

Introdução

Coleta de sangue é essencial em pesquisas com animais. As veias de destino para coleta de sangue incluem o plexo retrô-orbital, a veia jugular, a veia safena, os vasos sanguíneos de cauda e a artéria carótida1,2,3,4. Às vezes, sangue, poderia ser obtido da aorta abdominal, veia cava ou até mesmo o coração5,6,7. Em tais ocasiões, os animais devem ser sacrificados e não podem ser usados para observação posterior; assim, esses métodos são usados menos no trabalho diário experimental. Coleta de sangue da veia da cauda de ratos é popular e menos estressante em comparação com o acima mencionado métodos8.

No entanto, coleta de sangue da veia da cauda é às vezes limitada por uma taxa de sucesso insatisfatório. Ocasionalmente, também é difícil de obter suficiente volume de sangue por esse método. Como a veia subclávia é grande o suficiente e está localizada logo abaixo do osso da clavícula, punção de veia subclávia pode ser um método alternativo para amostragem de sangue se métodos de coleta de sangue de rotina são mal sucedidos. Aqui, apresentamos um método de coleta de sangue por meio de punção da veia subclávia em ratos.

Protocolo

Este estudo foi aprovado pelo Comitê de ética de Universidade de South Central para a pesquisa Animal do segundo Xiangya Hospital (Changsha, China). O manuscrito foi preparado de acordo com a chegada (pesquisa Animal: relatórios no Vivo experimentos) orientações9.

1. material e Animal preparação

  1. Preparar os materiais necessários: fita adesiva, agente de depilação, 75% de etanol, tubo de coleta de sangue, seringa de 2,5 mL, conectado com agulha (24 G, 0,6 x 25 mm), máquina de cabelo, balança eletrônica e calibre (ver Tabela de materiais).
  2. Use 20 ratos Sprague-Dawley (SD), envelhecidas 8-10 semanas e pesando 153-200 g (ver Tabela de materiais). Manter ratos de acordo com o guia para o cuidado e uso de animais de laboratório,10.
  3. Ratos de casa sob condições normais, com livre acesso à comida e água potável. Mantê-los em gaiolas de2 cm 530 com camas de madeira de barbear (2 ratos por gaiola). Manter os animais em uma temperatura temperatura controlada em torno de 25 ° C.
  4. Induzir a anestesia geral (pentobarbital de sódio 40 mg/kg) em todos os animais através de injeção intraperitoneal antes da punção da veia subclávia.
  5. Coloque o rato em uma posição supina. Membros posteriores em uma posição confortável e sujeite o membro superior paralela ao eixo do corpo ao lado do tronco.
    Nota: Não há ventilação mecânica é necessária para este procedimento (Figura 1).
  6. Limpe ambos os lados do espaço infraclavicular para remover a pele (com a máquina de barbear cabelo e agente de depilação, consulte Tabela de materiais) e qualquer sujidade visível. Limpe o pescoço e torácica pele com 75% de etanol. Mantenha a área de punção com gaze seca e limpa.

2. procedimento de coleta de sangue

Nota: Ambos os lados da veia subclávia são adequados para punção, e aqui nós escolhemos o lado direito para punção. A localização e a direção da clavícula direita são identificados pelo polegar esquerdo do operador (Figura 2). O suprasternal fossae é tocadas suavemente com o dedo indicador como o suprasternal fossae é na direção da agulha (Figura 2).

  1. Enxague com uma seringa estéril 2,5 mL com solução de heparina (10 UI/mL).
  2. Localize o local de punção caudal à região de 1/3 externo da clavícula direita (Figura 3) 0,5 mm. Movimente suavemente a seringa na pele do local da punção. Uma vez que a agulha entra na pele de infraclavicular, aplique pressão negativa com a direita do operador (Figura 4).
    Nota: O volume de sangue média e máxima são 1,0 mL e 1,4 mL, respectivamente. A direção da agulha é posicionada em direção a fossae suprasternal e deve estar quase paralela à clavícula só posterior a ele. Normalmente, a veia subclávia pode ser alcançada, inserindo a agulha aproximadamente 2mm nesta direção. Uma vez que a agulha entra na veia, o sangue vai entrar a seringa sob pressão negativa.
    1. Manter a pressão negativa até volume suficiente de sangue é desenhado (Figura 5).
  3. Se a coleta de sangue da veia subclávia não for bem-sucedida, retirar a agulha na área subcutânea e ajustar a direção da agulha ligeiramente interior ao esterno.
    1. Se três tentativas falharem, evitar a veia subclávia do mesmo lado e use o lado contralateral para amostragem de sangue.
  4. Após a coleta de sangue, retirar a agulha de punção e aplicar pressão ao local de punção para 1-2 minutos parar o sangramento.
    Nota: A pressão deve ser muito suave para evitar asfixia.

3. processamento da amostra sangue

  1. Transferi a amostra de sangue para um anticoagulante-revestido de tubo de vácuo (com EDTA) e centrifugar durante 10 minutos a 1600 x g para coleta de plasma.
  2. Aspire o sobrenadante para um tubo limpo e loja a-80 ° C (Figura 6).

Resultados

Um total de 20 ratos SD (masculino n = 10, feminino n = 10) foram utilizados aqui. Collectionwas de sangue realizadas por operadores qualificados, que tenham realizado a mais de 20 amostras de sangue da veia subclávia em ratos e dos operadores de iniciante, que tenham não punção da veia subclávia experiência em ratos ou outros animais. Antes de operações, iniciantes assistiram pelo menos 3 procedimentos feitos por operadores qualificados.

Discussão

Aqui, apresentamos um método alternativo para a extração de sangue da veia subclávia e mostramos que esse método é viável, seguro e aplicável para amostragem de sangue em ratos. Este método é derivado a punção da veia subclávia em implante de marcapasso chumbo para pacientes11. Veia subclávia situa-se apenas caudal à clavícula e posterior e é uma continuação da veia axilar. Corre da borda externa da primeira costela à borda medial do músculo escaleno anterior...

Divulgações

Este trabalho foi financiado pela subvenção da Fundação de ciência Natural nacional da China n. º 81670269, n. º 81500355 e n. º 81500226.

Agradecimentos

Nenhum declarado.

Materiais

NameCompanyCatalog NumberComments
ratsHunan SJA Laboratory Animal Co., Ltd (Changsha, Hunan Province, China) 
stastical softwareSPSS Statistics 17
epilating agentFrance Yi Sha Cosmetics Co.,Ltd(Guangzhou, Guangdong Province ,China)
2.5 mL syringeShandong Weigao Group Medical Polymer Co.,Ltd(Weihai,Shandong Province ,China)
hair shaverShanghai FLYCO Electric Co., Ltd(Shanghai,China)
adhesive tape3M Deutschland GmbH(EdisonstraBe 6,59157 Kamen, Germany)
Pentobarbital sodiumMerck
75% ethanolDepartment of Pharmacy,The Second Xiangya Hospital of Central South Univesity
blood collection tubeHubei Jinxing Technology&Development Co.,Ltd (Wuhan Hubei Province,China) (2ml)
electronic scaleDongguan Shengheng Electronics Co.,Ltd (Dongguan,Guangdng Province,China)
canvas glovesfor anethesia
hepainNanjing Xinbai Pharmaceutical  Co.,Limited (Nanjing, Jiangsu Province, China) (2mL, 12500 IU)
physical salineHunan Kelun Pharmaceutical Co., Ltd(Yueyang ,Hunan Province,China) (100ml)

Referências

  1. Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. Blood sample collection in small laboratory animals. Journal of Pharmacology, Pharmacotherapeutics. 1 (2), 87-93 (2010).
  2. Korfmacher, W., et al. Utility of capillary microsampling for rat pharmacokinetic studies: Comparison of tail-vein bleed to jugular vein cannula sampling. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 76, 7-14 (2015).
  3. Feng, J., et al. Catheterization of the carotid artery and jugular vein to perform hemodynamic measures, infusions and blood sampling in a conscious rat model. Journal of Visualized Experiments. (95), (2015).
  4. Wickremsinhe, E. R., Renninger, M., Paulman, A., Pritt, M., Schultze, A. E. Impact of Repeated Tail Clip and Saphenous Vein Phlebotomy on Rats Used in Toxicology Studies. Toxicologic Pathology. 44 (7), 1013-1020 (2016).
  5. Takahashi, M., Makino, S., Kikkawa, T., Osumi, N. Preparation of rat serum suitable for mammalian whole embryo culture. Journal of Visualized Experiments. (90), e51969 (2014).
  6. Cochran, B. J., et al. Determining Glucose Metabolism Kinetics Using 18F-FDG Micro-PET/CT. Journal of Visualized Experiments. (123), (2017).
  7. Beeton, C., Garcia, A., Chandy, K. G. Drawing blood from rats through the saphenous vein and by cardiac puncture. Journal of Visualized Experiments. (7), 266 (2007).
  8. Zou, W., et al. Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System. Journal of Visualized Experiments. (130), (2017).
  9. Kilkenny, C., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: ARRIVE-ing at a solution. Lab Animal. 44 (4), 377-378 (2010).
  10. National Institute of Health. . Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , (2011).
  11. Antonelli, D., Feldman, A., Freedberg, N. A., Turgeman, Y. Axillary vein puncture without contrast venography for pacemaker and defibrillator leads implantation. Pacing and Clinical Electrophysiology. 36 (9), 1107-1110 (2013).
  12. Luis, A. L., et al. Microscopic magnetic resonance imaging of the thoracic venous system in rats with congenital diaphragmatic hernia. Pediatric Surgery International. 27 (2), 175-180 (2011).
  13. Tsukamoto, A., Serizawa, K., Sato, R., Yamazaki, J., Inomata, T. Vital signs monitoring during injectable and inhalant anesthesia in mice. Experimental Animals. 64 (1), 57-64 (2015).

Reimpressões e Permissões

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