Etablierung und Evaluierung eines Porcine Vent Graft Disease Modells

Zusammenfassung

In diesem Protokoll wurde eine neuartige Schweinevenen-Bypass-Transplantation durch einen kleinen Schnitt in der linken Brustwand ohne kardiopulmonalen Bypass durchgeführt. Es wurde eine postoperative pathologische Studie durchgeführt, die eine Verdickung der Intima zeigte.

Zusammenfassung

Die venöse Transplantaterkrankung (VGD) ist die Hauptursache für das Versagen des Koronararterien-Bypass-Transplantats (CABG). Großtiermodelle von CABG-VGD werden für die Untersuchung von Krankheitsmechanismen und die Entwicklung therapeutischer Strategien benötigt.

Um die Operation durchzuführen, betreten wir die Herzkammer durch den dritten Interkostalraum und präparieren sorgfältig die innere Brustvene und tauchen sie in normale Kochsalzlösung. Die rechte Hauptkoronararterie wird dann wegen Ischämie behandelt. Das Zielgefäß wird eingeschnitten, ein Shunt-Plug platziert und das distale Ende der Transplantatvene anastomosiert. Die aufsteigende Aorta ist teilweise blockiert und das proximale Ende der Transplantatvene wird nach der Perforation anastomosiert. Die Transplantatvene wird auf Durchgängigkeit geprüft und die proximale rechte Koronararterie wird ligiert.

Die CABG-Operation wird bei Minischweinen durchgeführt, um die linke innere Brustvene für ihre Verwendung als Gefäßtransplantat zu entnehmen. Biochemische Serumtests werden verwendet, um den physiologischen Status der Tiere nach der Operation zu bewerten. Die Ultraschalluntersuchung zeigt, dass das proximale, mittlere und distale Ende des Transplantatgefäßes frei sind. Im chirurgischen Modell wird bei der histologischen Untersuchung nach der CABG-Operation ein turbulenter Blutfluss im Transplantat beobachtet, und im Transplantat wird eine venöse Transplantatstenose in Verbindung mit einer Intimahyperplasie beobachtet. Die vorliegende Studie liefert detaillierte chirurgische Verfahren zur Etablierung eines wiederholbaren CABG-induzierten VGD-Modells.

Einleitung

Obwohl die Sterblichkeit durch koronare Herzkrankheiten in den letzten Jahren deutlich zurückgegangen ist, entwickelt die Hälfte der Erwachsenen mittleren Alters in den Vereinigten Staaten jedes Jahr ischämische Herzsymptome, und ein Drittel der älteren Erwachsenen stirbt an koronarer Herzkrankheit¹. Die Koronararterien-Bypass-Transplantation (CABG) ist eine wirksame chirurgische Modalität zur Verbesserung der Myokardischämie und, was noch wichtiger ist, eine unersetzliche chirurgische Modalität für die Behandlung der koronaren Herzkrankheit mit mehreren Gefäßen². Im Laufe der Zeit entwickeln Gefäßtransplantate jedoch Entzündungen, Intimahyperplasie und fortschreitende Atherosklerose, von denen bekannt ist, dass sie zu einem Versagen des Venentransplantats oder einer Venentransplantaterkrankung (VGD⁾ führen3. Bei Patienten nach CABG kann bei einer Restenose in einigen Fällen nur das erkrankte Blutgefäß ersetzt werden². Ältere Patienten und zusätzliche Komorbiditäten machen die Wiederherstellung der Koronararterien-Bypass-Transplantation zu einer ziemlichen Herausforderung. Die Verzögerung oder Kontrolle der pathologischen Probleme, die mit transplantierten Blutgefäßen verbunden sind, ist ein dringendes Problem, das gelöst werden muss. Großtiermodelle von CABG-VGD werden für die Untersuchung von Krankheitsmechanismen und die Entwicklung therapeutischer Strategien benötigt. Forscher haben erfolgreich Tier-VGD-Modelle bei kleinen und großen Tieren wie Mäusen⁴, Ratten⁵, Kaninchen⁶ und Schweinen⁷ etabliert. Im Vergleich zu Kleintieren haben große Tiere wie Schweine ähnliche anatomische Strukturen und physiologische Eigenschaften wie Menschen und haben eine längere Lebensdauer ^8,9. Daher eignen sich große Tiere besser für die Erforschung langfristiger pathologischer Veränderungen bei venösen Transplantaterkrankungen und für die präklinische Prüfung von Medikamenten oder Geräten. Wir und unser kooperierendes Team haben erfolgreich chirurgische Techniken angewendet, um ein Modell der Schweineherzinsuffizienz zu etablieren und die kardialen pathologischen Veränderungen in diesem Modell^{zu beschreiben 10}.

Die CABG-Chirurgie wurde in der klinischen Praxis standardisiert, aber wenn sie auf die Etablierung von VGD-Tiermodellen angewendet wird, sind die Unterschiede zwischen den Arten, die Anschaffung von Tiergeräten und -einrichtungen, tierchirurgische Eingriffe sowie Tierfütterung und -pflege große Herausforderungen für die Forscher. Wie in der klinischen Praxis umfassen die Ansätze für die CABG-Chirurgie, die zur Etablierung von VGD-Tiermodellen verwendet werden, die Mittellinien-Sternotomie¹¹ und die linke laterale Thorakotomie¹². Die Mittellinien-Sternotomie wird häufiger angewendet^13,14. Dieser Ansatz birgt jedoch hohe Risiken für Mensch und Tier. In der von Thankam et al. berichteten Studie starben zwei der sechs Schweine, die für die Modellierung verwendet wurden, während der Operation¹⁵. Eine hohe Modellmortalität erhöht die Studienkosten und beeinträchtigt die Genauigkeit der Ergebnisse. Eine Studie hatte zuvor gezeigt, dass ein Schnitt in der linken Brustwand möglich war, um eine CABG-induzierte VGD bei Schweinen zu etablieren¹¹. Ziel dieser Studie ist es, ein Schritt-für-Schritt-Protokoll zu beschreiben, um eine reproduzierbare Operation für ein CABG-induziertes VGD-Modell bei Minischweinen zu etablieren und den Phänotyp dieses Modells zu bewerten. Das experimentelle Protokoll wurde gemeinsam von den Herzchirurgie- und Anästhesieteams entwickelt. Der chirurgische Zugang für den linken dritten Interkostalraum wurde gemäß den Leichen anderer Minischweine im Labor vor der Operation bestimmt, und die Anästhesiemethode wurde gemäß der im Zentrum¹⁶ verwendeten Methode durchgeführt. Biochemische Bluttests, Ultraschalluntersuchungen und histologische Untersuchungen wurden durchgeführt, um Tiermodelle zu bewerten.

Protokoll

Die Verfahren für die Pflege und Verwendung von Labortieren wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee des Guangdong Laboratory Animals Monitoring Institute genehmigt. Alle Experimente wurden in Übereinstimmung mit dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Versuchstieren (8. Aufl., 2011, National Research Council, USA) durchgeführt. Der chirurgische Ablauf ist in Abbildung 1 dargestellt.

1. Präoperative Vorbereitung der Tiere

1. Teilen Sie 10 3 Monate alte männliche Minischweine mit einem Gewicht von 30-35 kg nach dem Zufallsprinzip in die Scheingruppe (n = 5) und die VGD-Gruppe (n = 5) ein.
2. Bewerten Sie den präoperativen und postoperativen Gesundheitszustand der Schweine anhand des Body-Mass-Index (BMI). Berechnen Sie den BMI wie folgt:
   BMI = Körpergewicht (kg)/(Körperlänge [cm] × Körperlänge [cm])
   HINWEIS: Die Körperlänge wird von der Nase des Schweins bis zum Schwanzansatz gemessen.
3. Fasten Sie die Tiere vor der Operation 12 Stunden lang, um eine Aspiration nach der Narkose zu vermeiden. Bereiten Sie Anästhesiegeräte und chirurgische Instrumente vor, darunter ein Anästhesiegerät, Gas, Anästhesiemedikamente, eine Anästhesieleitung, ein spezielles Laryngoskop und chirurgische Instrumente, einen Rippenhalter, Nähte, einen Schilddrüsenretraktor, eine chirurgische Pinzette usw. Sterilisieren Sie alle Instrumente, die in der Praxis verwendet werden sollen.

2. Vorbereitung der Tiere auf die Operation

1. Wiegen Sie die Tiere und berechnen Sie die Narkosedosis. Die Anästhesiemischung aus 2 mg/kg 1:1 Tiletamin und Zolazepam, 0,2 mg/kg Diazepam und 0,02 mg/kg Atropin¹⁷ wird intramuskulär verabreicht. Verwenden Sie Fentanyl (50 mg/kg) zur intraoperativen Schmerzlinderung³⁰.
2. Stellen Sie sicher, dass eine geeignete Anästhesieebene erreicht wird, und führen Sie einen Venenverweilkatheter (20 G) in die marginale Ohrvene ein, um den Zugang zum Ohr herzustellen. Übertragen Sie das Schwein auf den Operationstisch und legen Sie es in Rückenlage. Immobilisieren Sie die Gliedmaßen mit Bandagen und heben Sie den Kopf mit einem sterilen Tuch an.
   HINWEIS: Der Zustand der Anästhesie wurde durch zentrale Fixierung des Augapfels, Miosis, Verlust des Pupillenreflexes und Verlust des Schmerzreflexes überwacht.  Die Herzfrequenz und der Blutdruck wurden auf einem niedrigeren Niveau als der Ausgangswert gehalten. Der Chirurg sollte HR, BP und andere Parameter während der Lähmung überwachen und die Anästhesiedosis erhöhen, wenn die HR > 20% über dem Ausgangswert ansteigt.
3. Belichten Sie die Epiglottis und Glottis mit einem Veterinärlaryngoskop. Führen Sie eine Trachealintubation mit einem 7,0-7,5Fr-Schlauch durch und schließen Sie ihn an den Anästhesie-Beatmungskreislauf an.
   HINWEIS: Das Beatmungsgerät wird für die kontinuierliche Überdruckbeatmung mit einem Atemzugvolumen von 280 ml, einem inspiratorischen/exspiratorischen Verhältnis von 1:2, einer Atemfrequenz von 20 Mal/min und einem positiven endexspiratorischen Druck (5 cm H₂O) verwendet.
4. Injizieren Sie Vecuroniumbromid (0,1 mg/kg) intravenös, um die Muskeln während der chirurgischen Eingriffe zu entspannen, und verwenden Sie 2% Isofluran, um die Anästhesie bei einer Atemfrequenz von 16-20 Schlägen pro Minute und einem Atemzugvolumen von 10 ml/kg aufrechtzuerhalten.
   HINWEIS: Vecuronium wird verabreicht, um eine ausreichende Anästhesietiefe bei gelähmten Tieren zu gewährleisten, zumal die Dosis des Induktionsarzneimittels und Isofluran am unteren Ende der empfohlenen Dosis liegt.
5. Verwenden Sie Tierarztsalbe auf den Augen des Schweins, um Trockenheit unter Narkose zu vermeiden. Verwenden Sie Heizdecken, um die Körpertemperatur des Schweins bei 38 °C ± 5 °C zu halten.
6. Verwenden Sie ein Elektrokardiogramm, um die Herzfrequenz, den Blutsauerstoffgehalt und die Körpertemperatur zu überwachen.

3. Chirurgische Eingriffe

1. Rasieren Sie die linke Brustwand und tragen Sie drei abwechselnde Runden von 0,7% Jod und 75% Alkohol auf, um den Operationsbereich aseptisch bis zum linken Unterkieferwinkel, bis zur Nabelschnur, links bis zur hinteren Achsellinie und rechts bis zur Achselfront vorzubereiten. Legen Sie ein steriles OP-Tuch um den Operationsbereich.
2. Machen Sie einen 7-10 cm langen Querschnitt mit einem elektrischen Messer im dritten linken Interkostalraum und trennen Sie das Unterhautgewebe Schicht für Schicht (Abbildung 2A). Entfernen Sie ein 5-6 cm langes Segment der dritten Rippe mit einer Knochenschere und legen Sie die innere Brustvene mit einem Retraktor frei, nachdem Sie das dritte Rippen-Sternum-Gelenk freigelegt haben (Abbildung 2B).
3. Lokalisieren Sie die innere Brustvene zusammen mit der linken inneren Brustarterie auf der linken Seite des Brustbeins. Führen Sie eine stumpfe Dissektion der inneren Brustvene mit einer Gefäßzange durch.
4. Führen Sie die Hämostase durch Elektrokoagulation der Äste der linken inneren Brustvene mit einem elektrischen Messer durch. Wenn die Hämostase unvollständig ist, verwenden Sie zur Hämostase eine Baumwollfadenligatur. Ligat und Markierung der beiden Enden der Ader während der Ernte (Abbildung 2C).
5. Bereiten Sie Heparin-Normalkochsalzlösung vor, indem Sie 2 ml Heparin-Natriumlösung und 98 ml normale Kochsalzlösung hinzufügen. Injizieren Sie nach dem Entfernen der Vene normale Heparin-Kochsalzlösung zur Vorbehandlung in die Vene (Abbildung 2D). Legen Sie dann die Vene in normale Kochsalzlösung und bewahren Sie sie zur Sicherung auf.
6. Machen Sie einen ähnlichen Schnitt wie oben beschrieben und entfernen Sie die innere Brustvene in der Scheingruppe. Öffnen Sie das Perikard und schließen Sie dann die Brustwand in der Scheingruppe. Verwenden Sie die innere Brustvene der Scheingruppe zur pathologischen Kontrolle ohne Koronararterien-Bypass-Transplantation.
7. Machen Sie einen ~7 cm langen Schnitt mit einem elektrischen Messer am Perikard, um den rechten Koronararterienstamm freizulegen. Hängen Sie das Perikard auf und nähen Sie die Haut auf der ipsilateralen Seite mit den 1-0 chirurgischen Nähten auf (Abbildung 2E). Trennen Sie den rechten Koronararterienstamm vom umgebenden Gewebe (Abbildung 2E).
8. Umgehen Sie das Blockierungsband unter dem proximalen Ende der isolierten rechten Koronararterie in der Nähe der Aorta mit einem Drahthaken und behandeln Sie das Myokard mit drei Zyklen von 2 Minuten Ischämie und 5 Minuten Reperfusion, indem Sie das Blockierungsband straffen und entspannen (Abbildung 2F). Überwachen Sie die elektrische Aktivität des Herzens mit dem Elektrokardiogramm-Monitor während der Ischämie-/Reperfusions-Vorkonditionierung (Abbildung 2G).
   HINWEIS: Wenn die rechte Koronararterie blockiert ist, zeigt das Elektrokardiogramm eine erhöhte Herzfrequenz und eine erhöhte Erhöhung des ST-Segments.
9. Ziehen Sie das Band fest, um den rechten koronaren Blutfluss zu blockieren. Schneiden Sie das Epikard, das die Blutgefäße bedeckt. Legen Sie die Koronararterienwand frei und schneiden Sie in Längsrichtung mit der Spitze einer chirurgischen Klinge gegen die Mitte der Vorderwand der Blutgefäße.
10. Vergrößern Sie nach dem Schneiden des Lumens den Einschnitt mit einer Schere und platzieren Sie einen Koronarshunt. Führen Sie ein Ende des Shunts mit einer Spule durch den Riss in die distale Koronararterie ein. Leiten Sie das Blut in den Koronararterien in den hohlen Koronarshunt, um ein klares Operationsfeld zu gewährleisten (Abbildung 2H).
11. Führen Sie eine durchgehende End-to-Side-Naht zwischen der inneren Brustvene und dem rechten Koronarstamm mit der 7-0-Polypropylennaht durch (Abbildung 2I). Verschließen Sie in der Mitte der aufsteigenden Aorta die linke anterolaterale Wand der aufsteigenden Aorta mit einer Semi-Okklusionsklemme.
12. Verwenden Sie eine chirurgische Klinge, um einen kleinen Schnitt in die Aortenwand zu machen, wo die Adventitia geschnitten wurde, führen Sie das Kopfende des Gleitschafts am Kopfende des Stempels durch diesen Einschnitt in die Aortenhöhle ein, ziehen Sie den Gleitschaft nach außen zusammen und das Kreismesser darüber schneidet ein Stück der Arterienwand ab. Der durch den Stempel ausgeschnittene Gewebeblock hat einen Durchmesser von ca. 3 mm (Abbildung 2J).
13. Ziehen Sie den Shunt heraus. Führen Sie eine durchgehende Naht zwischen der inneren Brustvene und der Aortenwand mit der 6-0-Polypropylennaht durch (Abbildung 2K). Öffnen Sie die Semi-Okklusionsklemme.
14. Zeichnen Sie den Bypass-Fluss des rechten Koronararterienstamms proximal zur Anastomosenstelle mittels Ultraschall auf. Überwachen Sie die elektrische Aktivität des Herzens mithilfe des Elektrokardiogramms (Abbildung 2L).
15. Verweilen Sie einen provisorischen Drainageschlauch (Fr: 16) in der Brusthöhle, damit das Blut und die Flüssigkeiten abfließen können. Nähen Sie den Perikardschnitt mit einem 1-0-Baumwollfaden und schließen Sie die Brust Schicht für Schicht (von innen nach außen: Pleuraschicht, Muskelschicht, Unterhautgewebeschicht, Hautschicht), während Sie Penicillinpulver (ca. 0,5 g) auf jede Schicht geben. Entfernen Sie den Drainageschlauch, nachdem Sie den Hautschnitt mit einem 1-0-Baumwollfaden genäht haben.

4. Nachsorge

1. Entfernen Sie den Endotrachealtubus, nachdem die Tiere zur Spontanatmung zurückgekehrt sind. Der Anästhesist sollte die Vitalwerte des Tieres (z. B. Atemfrequenz, Herzfrequenz, Sauerstoffsättigung usw.) beurteilen und das EKG entfernen, nachdem die Tiere aufgewacht sind und zur spontanen Aktivität zurückkehren. Schicken Sie die Tiere zurück in den Futterraum und setzen Sie die Scheintiere in einen anderen Stall im Zuchtraum. Halten Sie die Tiere mit einer Heizdecke warm. Beobachten Sie die Tiere stündlich nach der Operation (mindestens 4 Mal).
2. Füttern Sie das Tier am Tag nach der Operation. Fügen Sie Aspirin (200 mg) 2x täglich für 7 Tage dem Tierfutter hinzu, um postoperativen Thrombosen vorzubeugen und Wundschmerzen zu lindern.
   HINWEIS: Vermeiden Sie es, Tiere am Tag der Operation zu füttern, um eine Aspiration zu verhindern.
3. Verabreichen Sie dem Tier 1x täglich an 7 aufeinanderfolgenden Tagen eine intramuskuläre Injektion von Penicillin, um eine postoperative Infektion zu verhindern (14.000 Einheiten pro kg).

5. Ultraschalluntersuchung

1. Verwenden Sie nach der CABG-Operation eine sterile Ultraschallsondenhülse, um die Hochfrequenz-Linear-Array-Sonde zu umwickeln. Platzieren Sie die Sonde auf der Oberfläche des venösen Transplantats.
2. Zeigen Sie den Umriss des Transplantats im zweidimensionalen Ultraschallmodus an und wechseln Sie dann in den Farbdopplermodus, um den Blutfluss im Transplantat zu erkennen.

6. Venöse Transplantatgewebeentnahme

1. Sammeln Sie 10 ml Blutprobe aus dem venösen Kreislauf der Ohrvene für biochemische Tests. (Tabelle 1). Zentrifugieren Sie die Blutprobe bei 1.000 x g für 5 min und führen Sie biochemische Tests mit einem automatischen biochemischen Analysator durch.
2. Betäuben Sie das Tier wie zuvor beschrieben. Nach Bestätigung der Anästhesietiefe injizieren Sie 10% Kaliumchlorid 0,5 ml / kg Körpergewicht aus der Ohrrandvene oder der Vene der Vorderbeine. Machen Sie dann mit einem elektrischen Messer einen 10 cm langen mittleren Brustbeinschnitt, um das Venentransplantat 30 Tage nach der Operation zu entnehmen. Fixieren Sie die Körperposition wie in Schritt 2.2 und machen Sie nach der Sterilisation und dem Platzieren eines Abdecktuchs einen mittleren Brustbeinschnitt, um das Brustbein zu spalten. Vermeiden Sie während der Trennung die Hauptblutgefäße und das Herz und trennen Sie die transplantierten Blutgefäße Schicht für Schicht.
3. Schneiden Sie schnell die großen Blutgefäße ab, die mit dem Herzen verbunden sind, legen Sie das Herz und die aufsteigende Aorta auf Eissplitter und entfernen Sie die Transplantat-Gefäßbrücke, die verbundene Aorta und die rechte Koronararterie. Spülen Sie alle Proben mit normaler Kochsalzlösung bei 4 °C.
4. Nehmen Sie das gesamte Transplantatgefäß mit einer Größe von ca. 3-4 cm, teilen Sie es in 4-5 gleiche Teile und geben Sie es in Kryokonservierungsröhrchen. Legen Sie die Röhrchen schnell in flüssigen Stickstoff, um sie zu schockgefrieren, und stellen Sie sie zur Lagerung in einen Ultratiefkühlschrank mit einer Temperatur von -80 °C.
5. Spülen Sie das Transplantat zur Analyse mit eiskalter 0,9% iger Kochsalzlösung ab und fixieren Sie es in 4% iger Paraformaldehydlösung. Halten Sie ein Verhältnis von Gewebeblockgröße zu Fixierlösung von 1:10 ein und fixieren Sie das Gewebe länger als 12 h.
6. Färben Sie die Schnitte 3 Minuten lang in 50 ml wässriger Hämatoxylinlösung. Trennen Sie die Abschnitte durch Waschen mit 50 ml 0,5% Salzsäureethanol und 50 ml 0,2% Ammoniakwasser für jeweils 10 s.
7. 1 h mit fließendem Wasser abspülen und dann in destilliertem Wasser reinigen, indem es 3 Minuten einweicht. In 70% und 90% Ethanol für jeweils 10 min dehydrieren. In 50 ml 0,5%iger Alkohol-Eosin-Färbelösung für 2-3 min geben.
8. Dehydrieren Sie die gefärbten Abschnitte 10 Minuten lang mit reinem Ethanol und weichen Sie sie dann 10 Minuten lang in reinem Xylol ein, um die Proben transparent zu machen. Träufeln Sie die transparenten Abschnitte mit neutralem Kleber ab und bedecken Sie sie mit einem Deckglas. Beobachten Sie pathologische Schnitte unter einem Lichtmikroskop bei 40-facher Vergrößerung.

Ergebnisse

BMI und biochemische Serumindizes
Der BMI zwischen der Schein- und der VGD-Gruppe unterschied sich nicht signifikant (Schein- vs. VGD, 22,05 kg/cm2 ± 0,46 kg/cm2^vs. 21,14 kg/cm2^± 0,39 kg^/cm2, p =^0,46). Die biochemischen Ergebnisse des Serums sind in Tabelle 1 aufgeführt. Statistisch signifikante Veränderungen zwischen den Gruppen wurden in vier biochemischen Indizes gefunden, darunter Aspartat-Aminotransferase (AST, Schein-VGD, ...

Diskussion

In dieser Studie haben wir das Protokoll für die Tierauswahl, die Instrumentenvorbereitung, die chirurgischen Eingriffe und die postoperative Bewertung bei der Entwicklung eines CABG-induzierten VGD-Modells detailliert beschrieben. Wir führten eine Ultraschalluntersuchung des Venentransplantats vor und nach der CABG-Operation und eine histologische Untersuchung des Transplantats 30 Tage nach der Operation durch. Der Blutfluss in der inneren Brustvene war vor der CABG-Operation normal, während im Transplantat der inner...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
Aortic Punch	Medtronic Inc. , America	3.0mm, 3.5mm, 4.0mm	Used for proximal coronary bridge anastomosis
Automatic biochemical analyzer	IDEXX Laboratories, Inc. America	Catalyst One
Cardiac coronary artery bypass grafting instrument kit	LANDANGER, France
Cardiogram monitor	Shenzhen Mindray Bio-Medical Electronics Co, Ltd	MEC-1000
Coronary Shunt	AXIUS	OF-1500, OF-2500, OF-3000	The product temporarily blocks the coronary artery during arteriotomy to reduce the amount of bleeding in the surgical field and provide blood flow to the distal end during anastomosis.  The Axius shunt plug is not an implant and should be removed prior to completion of the anastomosis.
Defibrillator	MEDIANA	Mediana D500
Diazepam	Nanguo pharmaceutical Co. LTD, Guangdong, China	H37023039	Narcotic inducer
Disposable manual electric knife	Covidien, America	E2516H
Electric negative pressure suction machine	Shanghai Baojia Medical Instrument Co, Ltd	YX932D
Esmolol	Guangzhou Wanzheng Pharmaceutical Co. LTD	H20055990	Emergency drugs
Ice machine	Local suppliers, Guangzhou, China
Lidocaine	Chengdu First Pharmaceutical Co. LTD	H51021662	Emergency drugs
Luxtec headlight system	Luxtec, America	AX-1375-BIF	Used for lighting fine parts during operation
Medical operation magnifier (glasses)	Germany Lista co, LTD	SuperVu Galilean 3.5×	Used for fine site operation during operation
Multi-function high-frequency electrotome	Shanghai Hutong Electronics Co, Ltd	GD350-B
Nitrogen canister	Local suppliers, Guangzhou, China
Nonabsorbable surgical suture (polypropylene suture)	Johnson & Johnson, America	6-0, 7-0	Used to suture blood vessels.
Nonabsorbable suture (cotton thread)	Covidien, America	1-0	Used for skin and muscle tissue tugging
Open heart surgery instrument kit	Shanghai Medical Instrument (Group) Co., LTD
Propofol injection	Xi 'an Libang Pharmaceutical Co. LTD	H19990282	Anesthetic sedative
Refrigerator	Local suppliers, Guangzhou, China
Respiratory anesthesia machine for animal	Shenzhen Reward Life Technology Co, Ltd, China	R620-S1
Semi-occlusion clamp	Xinhua Surgical Instrument Co., Ltd.	ZL1701RB	Temporarily cut off the aortic flow
vecuronium bromide	Richter, Hungary	JX20090127	Muscle relaxant
Veterinary ultrasound system	Royal Philips, Netherlands	CX50
Zoletil	Virbac, France	Zoletil 50	Animal narcotic