Un pacchetto di strumenti analitici consolidati per studiare l'alterazione allo stato solido degli eccipienti a base lipidica

Riepilogo

Questa pubblicazione mostra l'applicazione della diffrazione a raggi X e della calorimetria differenziale a scansione come gold standard per lo studio dello stato solido degli eccipienti a base lipidica (LBE). Comprendere l'alterazione allo stato solido negli LBE e il suo effetto sulle prestazioni dei prodotti farmaceutici è il fattore chiave per la produzione di forme di dosaggio robuste a base lipidica.

Abstract

Gli eccipienti a base lipidica (LBE) sono a bassa tossicità, biocompatibili e a base naturale e la loro applicazione supporta la sostenibilità della produzione farmaceutica. Tuttavia, la sfida principale è il loro stato solido instabile, che influisce sulla stabilità del prodotto farmaceutico. Le proprietà fisiche critiche dei lipidi per la loro lavorazione - come la temperatura e la viscosità della fusione, la reologia, ecc. - sono legate alla loro struttura molecolare e alla loro cristallinità. Gli additivi, così come le sollecitazioni termiche e meccaniche coinvolte nel processo di fabbricazione, influenzano lo stato solido dei lipidi e quindi le prestazioni dei loro prodotti farmaceutici. Pertanto, comprendere l'alterazione nello stato solido è cruciale. In questo lavoro, la combinazione di diffrazione a raggi X in polvere e calorimetria differenziale a scansione (DSC) viene introdotta come gold standard per la caratterizzazione dello stato solido dei lipidi. La diffrazione a raggi X è il metodo più efficiente per schermare il polimorfismo e la crescita dei cristalli. La disposizione polimorfica e la lunghezza della lamella sono caratterizzate rispettivamente nelle regioni grandangolari e piccole della diffrazione dei raggi X. La regione di diffusione dei raggi X ad angolo piccolo (SAXS) può essere ulteriormente utilizzata per studiare la crescita dei cristalli. La transizione di fase e la separazione possono essere indicate. Il DSC viene utilizzato per esaminare il comportamento termico dei lipidi, stimare la miscibilità degli additivi e/o dei principi attivi farmaceutici (API) nella matrice lipidica e fornire diagrammi di fase. Vengono presentati quattro casi di studio in cui gli LBE sono utilizzati come materiale di rivestimento o come matrice di incapsulamento per fornire rispettivamente sistemi multiparticolati rivestiti di lipidi e nanosospensioni lipidiche. Lo stato solido lipidico e la sua potenziale alterazione durante lo stoccaggio sono studiati e correlati all'alterazione nel rilascio di API. I metodi microscopici qualitativi come la microscopia a luce polarizzata e la microscopia elettronica a scansione sono strumenti complementari per studiare la cristallizzazione a microlivello. Ulteriori metodi analitici dovrebbero essere aggiunti in base al processo di produzione selezionato. La relazione struttura-funzione-processabilità dovrebbe essere compresa attentamente per progettare prodotti farmaceutici a base lipidica robusti e stabili.

Introduzione

I lipidi sono una classe di materiali che contengono idrocarburi alifatici a catena lunga e loro derivati. Coprono una vasta gamma di strutture chimiche, tra cui acidi grassi, acilgliceroli, steroli ed esteri sterolici, cere, fosfolipidi e sfingolipidi¹. L'uso dei lipidi come eccipienti farmaceutici è iniziato nel 1960 per incorporare farmaci in una matrice di cera per fornire formulazioni a rilascio prolungato². Da allora, gli eccipienti a base lipidica (LBE) hanno guadagnato ampia attenzione per diverse applicazioni, come il rilascio modificato del farmaco, il mascheramento del gusto, l'incapsulamento dei farmaci e una maggiore biodisponibilità dei farmaci. Gli LBE possono essere applicati in una vasta gamma di forme farmaceutiche attraverso processi di produzione versatili, vale a dire, rivestimento hot-melt, spray-drying, estrusione di lipidi solidi, stampa 3D, compresse e omogeneizzazione ad alta pressione, tra gli altri. Forme di dosaggio come compresse, film disintegranti per via orale, sistemi multiparticolati, nano e microparticelle, pellet e forme stampate in 3D sono il risultato ^2,3,4.

Gli LBE possiedono lo stato "General Recognized as Safe", bassa tossicità, buona biocompatibilità e una migliore tolleranza del paziente. La loro origine naturale e l'ampia disponibilità consentono loro di potenziare la produzione farmaceutica verde e sostenibile. Tuttavia, l'uso di LBE è stato associato a forme di dosaggio instabili. Le alterazioni delle proprietà dei prodotti a base lipidica dopo lo stoccaggio sono state ampiamente segnalate. Lo stato solido delle LBE e l'esistenza di polimorfismo lipidico sono considerati le ragioni principali dell'instabilità delle forme di dosaggio a base lipidica 5,6,7,8.

Le proprietà meccaniche e fisiche dei lipidi sono strettamente correlate alle loro proprietà di cristallizzazione e alla struttura della loro rete cristallina, che mostra distinte gerarchie di organizzazione strutturale. Quando i lipidi vengono utilizzati nella produzione di prodotti farmaceutici, la struttura cristallina è influenzata dai parametri di processo applicati, come temperatura, solventi organici, taglio e forze meccaniche, che a loro volta influenzano le prestazioni del prodotto farmaceutico 5,7,9,10,11,12 . Per comprendere questa relazione struttura-funzione, è importante conoscere i fondamenti della cristallizzazione lipidica e della struttura cristallina e i metodi analitici per esaminarli.

A livello molecolare, la più piccola unità di un cristallo lipidico è definita "cellula unitaria". Una regolare ripetizione tridimensionale di cellule unitarie costruisce i reticoli cristallini, con interazioni molecolari più forti lungo le loro direzioni laterali rispetto a quelle longitudinali, spiegando la costruzione stratificata dei cristalli lipidici. L'impacchettamento ripetuto della sezione trasversale delle catene idrocarburiche è noto come sottocella 1,12,13 (Figura 1). Le lamelle sono l'impacchettamento laterale delle molecole lipidiche. Nel pacchetto cristallino, le interfacce tra le diverse lamelle sono costituite da gruppi terminali metilici, mentre i gruppi glicerolo polare sono posizionati nelle parti interne della lamella¹⁴. Per differenziare ogni catena di acidi grassi nella lamella, viene impiegato il termine foglietto, che rappresenta un sottostrato composto da singole catene di acidi grassi. Gli acilgliceroli possono essere disposti in doppie (2L) o triple (3L) lunghezze di catena di foglietti¹⁴. L'energia superficiale delle lamelle le spinge a impilarsi epitassialmente l'una con l'altra, per fornire nanocristalliti. Diversi fattori di lavorazione come la temperatura e la velocità di raffreddamento influenzano il numero di lamelle impilate e, quindi, lo spessore della cristallite (~ 10-100 nm). L'aggregazione dei cristalliti porta alla formazione di sferuliti su micro-scala, e l'aggregazione delle sferuliti fornisce alla rete cristallina di LBE un comportamento macroscopico definito¹³.

Le transizioni allo stato solido iniziano a livello molecolare. La transizione geometrica da una sottocella all'altra è chiamata polimorfismo. Tre polimorfi principali della forma α, β' e β si trovano solitamente negli acilgliceroli, ordinati in base alla maggiore stabilità. L'inclinazione della lamella rispetto ai gruppi terminali avviene durante le transizioni polimorfiche ^1,13. Le transizioni polimorfiche mediate da stoccaggio e fusione sono sperimentate dagli LBE. Le transizioni di immagazzinamento si verificano quando la forma metastabile è immagazzinata al di sotto della sua temperatura di fusione, mentre le transizioni mediate dalla fusione si verificano quando la temperatura sale al di sopra del punto di fusione di una forma metastabile provocando fusione e successiva cristallizzazione della forma più stabile.

Inoltre, possono verificarsi anche la separazione di fase e la crescita dei cristalli. La separazione di fase è guidata dalla cristallizzazione multifasica iniziale e dalla crescita di una fase o più. Le interazioni particella-particella, tra cui la sinterizzazione, le interazioni molecolari, le caratteristiche microstrutturali e i componenti estranei, possono anche innescare la crescita dei cristalli ^1,5.

Il monitoraggio delle transizioni allo stato solido degli LBE e del loro impatto sulle prestazioni delle forme di dosaggio è di notevole importanza. Tra gli altri, la calorimetria differenziale a scansione (DSC) e la diffrazione dei raggi X, in particolare lo scattering simultaneo di raggi X a piccolo e grandangolo (SWAXS), sono due standard di riferimento per la valutazione dello stato solido lipidico.

Il DSC è comunemente usato per misurare le variazioni entalpiche del materiale di interesse associate al flusso di calore in funzione del tempo e della temperatura. Il metodo è ampiamente utilizzato per lo screening del comportamento termico dei lipidi, come le possibili vie di fusione e cristallizzazione, la corrispondente temperatura ed entalpia di diverse forme polimorfiche, nonché frazioni minori e principali di composizioni lipidiche. Questi dati possono essere utilizzati per rappresentare l'eterogeneità, le fasi multiple e il polimorfismo lipidico ^5,7,13.

Le tecniche di diffrazione dei raggi X sono i metodi più potenti per la determinazione della struttura allo stato solido. Possedendo una nanostruttura ordinata con lamelle ripetute, la riflessione del fascio di raggi X dai cristalli lipidici può essere studiata usando la legge di Bragg:

d = λ/2sinθ (equazione 1)

dove λ è la lunghezza d'onda dei raggi X di 1,542 Å, θ è l'angolo di diffrazione del fascio diffuso e d è la spaziatura interplanare degli strati ripetuti, definita come lunghezza della lamella nei lipidi. La regione a piccolo angolo della radiografia può essere perfettamente utilizzata per rilevare il modello di spaziatura lunga e calcolare la lunghezza della lamella (d). Maggiore è la distanza ripetuta d, minore è l'angolo di scattering (1-15°, regione ad angolo piccolo) poiché d è inversamente proporzionale al peccato θ. La disposizione subcellulare dei lipidi può essere caratterizzata come il modello di spaziatura corta nella regione grandangolare della diffrazione dei raggi X. Entrambi i modelli di spaziatura lunga e corta dei lipidi (lunghezza della lamella e disposizione delle sottocellule) possono essere utilizzati per indicare la trasformazione polimorfica monotropica. Ad esempio, la forma a α (esagonale) può essere modificata in β (triclino) a causa di un cambiamento nell'angolo di inclinazione delle catene, con alterazioni nella lunghezza della lamella (schema di spaziatura lunga, nella regione ad angolo piccolo, 1-15°) e nella modalità di impacchettamento della sezione trasversale (modello di spaziatura corta, nella regione grandangolare, 16-25°) (Figura 2).

Le informazioni ottenute dalla regione SAXS possono essere ulteriormente utilizzate per studiare la crescita dei cristalli misurando il suo spessore (D) tramite l'equazione di Scherrer¹⁵:

D = Kλ/FWHMcosθ (equazione 2)

Dove, FWHM è la larghezza in radianti del massimo di diffrazione misurata a metà strada tra lo sfondo e il picco, generalmente noto come larghezza intera a metà massimo (FWHM); θ è l'angolo di diffrazione; λ è la lunghezza d'onda dei raggi X (1,542 Å) e K (costante di Scherrer) è un numero adimensionale che fornisce informazioni sulla forma del cristallo (in caso di assenza di informazioni dettagliate sulla forma K = 0,9 è una buona approssimazione). Si noti che l'equazione di Scherrer può essere utilizzata per stimare le dimensioni medie dei cristalli fino a circa 100 nm poiché l'allargamento del picco è inversamente proporzionale alla dimensione del cristallite. Pertanto, la sua applicazione è utile per determinare lo spessore delle nanopiastrine e, indirettamente, il numero di lamelle aggregate. Esempi di utilizzo di questo approccio ben noto per lo screening delle proprietà cristalline dei lipidi nello sviluppo della formulazione farmaceutica e la corrispondente instabilità nelle prestazioni del prodotto possono essere trovati in 5,12,16,17,18.

Il monitoraggio dello stato solido degli LBE all'interno di ogni fase di sviluppo attraverso tecniche analitiche consolidate fornisce una strategia efficace per la progettazione di processi di produzione ad alte prestazioni e prodotti farmaceutici stabili a base lipidica.

Questa pubblicazione presenta l'applicazione critica di un'analisi completa dello stato solido degli LBE per il monitoraggio dei cambiamenti nello stato solido e la sua correlazione con l'alterazione del profilo di rilascio del principio attivo farmaceutico (API) dalla forma di dosaggio farmaceutica. I sistemi multiparticolati basati su cristalli API rivestiti di lipidi tramite rivestimento hot-melt e le sospensioni nanolipidiche prodotte tramite omogeneizzazione ad alta pressione sono presi come casi di studio. Il focus di questa pubblicazione è l'applicazione della diffrazione dei raggi X delle polveri e della DSC come strumenti analitici. I primi due esempi mostrano l'effetto della trasformazione polimorfica e della crescita dei cristalli, rispettivamente, sull'alterazione del rilascio di API da campioni rivestiti. L'ultimo esempio rivela la correlazione tra lo stato solido stabile dei lipidi e le prestazioni stabili del prodotto farmaceutico nei sistemi multiparticolati rivestiti di lipidi e nelle sospensioni nanolipidiche.

Protocollo

1. Calorimetria differenziale a scansione (DSC)

1. Preparazione dello strumento
   1. Utilizzare un calorimetro differenziale a scansione dotato di un intracooler, un autocampionatore e il software per il controllo dello strumento e l'analisi dei dati.
   2. Accendere l'alimentazione del gas azoto e impostare la pressione tra 0,2 e 0,5 bar e accendere lo strumento DSC e lo scambiatore automatico di campioni.
   3. Aprire il software e attivare la modalità standby facendo clic sul pulsante Sì . Consentire l'equilibrio del dispositivo per almeno un'ora
   4. Spurgare il forno con azoto, fare clic sull'icona Nuovo metodo e andare su Definizione metodo. Attivare l'opzione Modulazione temperatura nella finestra panoramica.  Vai alla scheda dell'intestazione e seleziona il metodo facendo clic su "campione".
   5. Andare alla scheda Programma di temperatura, selezionare Spurgo 2 MFC e su MFC protettivo, entrambi a 50 mL/min.
   6. Inserire il seguente metodo di misurazione: standby a 20 °C, ciclo di riscaldamento a 5 K/min da 20 °C a oltre la temperatura di fusione dei lipidi, mantenimento isotermico a questa temperatura per 5 minuti, ciclo di raffreddamento a 0 °C a 5 K/min a -20 °C, temperatura finale di ripristino di emergenza a una temperatura superiore di 10 gradi °C alla temperatura più alta del programma, e temperatura finale in standby a 20 °C.
   7. Vai alla scheda di calibrazione e seleziona il file di temperatura e sensibilità appropriato. Salvare il metodo
2. Preparazione e misurazione dei campioni
   1. Pesare 3-4 mg di ciascun campione in crogioli di alluminio. Registrare il peso esatto caricato in ciascun crogiolo e sigillare il crogiolo di alluminio con un coperchio forato.
   2. Posizionare i crogioli nel vassoio dell'autocampionatore e attivare la modalità autocampionatore nel software e caricare il metodo correlato per ciascun campione.
   3. Compilare la posizione del campione, il nome e il peso di ciascun campione e la posizione del crogiolo di riferimento nella finestra Vista vassoio campioni e avviare le misurazioni.
3. Analisi dei dati
   1. Aprire i dati grezzi utilizzando il software per l'analisi dei dati e tracciare la temperatura rispetto al flusso di calore, facendo clic sul pulsante "X-time / X-temperature"
   2. Nella finestra visualizzata, fai clic su "Nascondi segmenti isotermici". Sul lato sinistro dello schermo, selezionare solo le curve che devono essere analizzate (ad es. deselezionare i dati "Aggiuntivi").
   3. Verificare il comportamento termico dei lipidi come eventi endotermici ed esotermici di energia assorbita o rilasciata sotto forma di calore, rispettivamente, in funzione della temperatura.
   4. Clicca sulla curva, seguita da Valutazione e Area, per calcolare l'entalpia di fusione come l'area sotto la curva degli endotermi.
   5. Selezionare i limiti di integrazione spostando le linee verticali di circa 2-3 gradi Celsius prima e dopo l'inizio e il punto finale del picco.
   6. Selezionare una linea di base lineare per l'integrazione dei picchi. L'area tra la curva e la linea di base è proporzionale alla variazione di entalpia. Clicca su Applica per completare il calcolo. Allo stesso modo, calcolare l'entalpia di cristallizzazione come l'area sotto la curva degli esotermi
   7. Determinare l'inizio della temperatura di fusione (A) cliccando sulla curva da analizzare e poi su Valutazione e Inizio.
   8. Selezionare i limiti di quantificazione spostando le linee verticali nella sezione più diritta della curva. Questo di solito è intorno ai 5-10 ° C prima e dopo il picco. Quindi, determinare la temperatura di fusione facendo clic sulla curva da analizzare, seguita da Valutazione e Picco. Il valore ottenuto è il picco massimo.

2. Diffusione dei raggi X di piccole e grandi dimensioni (SWAXS)

1. Preparazione dello strumento
   1. Utilizzare un sistema di diffusione a raggi X, componendo una telecamera a fuoco puntuale fissata a un generatore di raggi X a tubo sigillato e dotata di un'unità di controllo e del relativo software.
   2. Utilizzare cooper (λ = 1,54 Å) a 50 kV e 1 mA come sorgente di raggi X e due rivelatori sensibili posizionati linearmente per coprire regioni di diffusione dei raggi X sia piccole che grandangolari.
   3. Garantire i requisiti di sicurezza per la protezione dall'esposizione ai raggi X.
   4. Accendere il sistema dell'acqua di raffreddamento sull'unità di controllo, la pompa del vuoto, le valvole del gas e il sistema di controllo dell'alimentazione e della sicurezza.
   5. Accendere il controllo della tensione e le valvole di spurgo per i rivelatori con un flusso di gas compreso tra 10 e 20 ml/min.
   6. Accendere il tubo radiogeno e l'opzione standby e attendere circa 10 minuti. Spegnere la modalità standby e accendere il tubo radiogeno alla massima potenza (>50 kV) e attendere almeno 30 minuti.
   7. Avviare il software di controllo e cliccare su RESET TPF. Scegliere il filtro Tugsten e impostare la posizione. Vai a Posizione per correggere la posizione del filtro Tungsten
2. Preparazione e misurazione dei campioni
   1. Assicurarsi che i campioni siano disponibili come polvere fine. Se necessario, macinare delicatamente i campioni a basse temperature per ottenere una polvere fine.
   2. Riempire i campioni in speciali capillari di vetro con un diametro esterno di circa 2 mm, evitando qualsiasi intrappolamento d'aria nei capillari. Sigillare il capillare di vetro con cera e posizionarlo con cura nel supporto capillare.
   3. Accendere il motore per la rotazione del campione e chiudere la valvola del vuoto fino a quando la pressione è inferiore a 5 mbar.
   4. Nel software, correggere l'impostazione delle misure selezionando una risoluzione di posizione di 1024. Fissare il tempo di esposizione a 1200 s.
   5. Imposta i limiti energetici facendo clic sul rubinetto Strumenti, quindi fai clic su energia e risoluzione e fai clic su Riavvia. Impostare i limiti di energia in un intervallo adeguato tra 400-900.
   6. Aprire la serranda di sicurezza e avviare le misurazioni. Assicurarsi che la finestra di misurazione mostri un massimo di 80 conteggi al secondo. Se questo non viene fornito, adattare la posizione del filtro.
3. Analisi dei dati
   1. Esportare i dati come file p00. I dati sono costituiti dall'intensità di trasmissione e assorbimento rispetto al numero di canale e all'angolo di diffrazione.
   2. Trasferire i dati per la valutazione a un software statistico e correggere i dati normalizzando le intensità utilizzando la massa di dispersione misurata con il filtro Tungsteno.
   3. Create un grafico di intensità normalizzata rispetto a due volte l'angolo di diffrazione [(2Θ) 2xtheta].
   4. Utilizzare la funzione di "screen reader" per trovare picchi di diffrazione nelle regioni SAXS e WAXS.
   5. Applicare l'equazione di Bragg per calcolare i picchi di diffrazione con la massima intensità in spaziatura d breve e lunga rispettivamente per le regioni WAXS e SAXS.
   6. Calcola i rapporti della posizione di picco della regione SAXS per scoprire la simmetria cristallina dei lipidi (ad esempio, lamellare, esagonale, cubico).
   7. Utilizzare il picco di diffrazione principale della regione SAXS per quantificare lo spessore della cristallite (D). Inserire il picco in una funzione gaussiana tramite i minimi quadrati classici e ottenere il FWHM facendo clic su Analisi, Picchi e linee di base, Analizzatore di picchi, finestra di dialogo Apri.
   8. Nella finestra visualizzata, seleziona l'opzione "Fit Peaks Pro". Selezionare una linea di base costante con y = 0, selezionare il picco di diffrazione principale della regione SAXS e fare clic su "Fit control" per selezionare i parametri di peak fit.
   9. Scegliere la funzione GaussAmp. Impostare i parametri y_0, xc_1 e A_1 come fissi e ottenere il FWHM dall'adattamento. Utilizzare l'equazione di Scherrer per calcolare lo spessore della cristallite.

3. Test di dissoluzione

1. Rilascio API da sistemi multiparticolato rivestiti
   1. Utilizzare l'apparecchio USP 2 (paddle) per gli studi di dissoluzione.
   2. Riempire i recipienti di prova di dissoluzione con tampone fosfato pH 6,8 e portare a 37 °C.
   3. Pesare triplicazioni di campioni di particelle rivestite equivalenti a una singola dose di API e collocare i campioni in recipienti di prova di dissoluzione.
   4. Avviare la pagaia ad una velocità di 100 giri / min.
   5. Impostare l'autocampionatore per prelevare campioni di 1 mL nei seguenti punti di campionamento: 30 min, 60 min, 90 min, 2 h, 4 h, 6 h, 8 h, 10 h, 12 h, 18 h e 24 h.
   6. Analizzare i campioni tramite un metodo HPLC adatto 5,7,17.
   7. Analizzare i dati tracciando il rilascio cumulativo dell'API rispetto al tempo.
   8. Effettuare gli esperimenti per campioni conservati a lungo termine (25 °C, 60% di umidità relativa) e accelerati (40 °C e 70% di umidità relativa).
2. Rilascio di API da nanoparticelle lipidiche solide (SLN)
   1. Preparare il fluido polmonare simulato (SLF) miscelando lo 0,02% (p/p) di dipalmitoilfosfatidilcolina nella soluzione salina tampone fosfato di Dulbecco (D-PBS), con la seguente composizione: KCl (2,683 mM), KH 2PO 4 (1,47 mM), NaCl (136,893 mM), Na₂HPO_4· 2H2 O (8,058 mM), CaCl_2· 2H2 O (0,884 mM) e MgCl_2· 6H₂O (0,492 mM). Preriscaldarlo a 37 °C.
   2. Utilizzare cassette di dialisi con una sacca di membrana di cellulosa di un cut-off controllato di 7.000 Da in triplice copia per ogni campione.
   3. Assegnare una cassetta di dialisi per ogni tempo di campionamento: 0,5 h, 1,5 h, 3 h, 5 h, 7 h e 24 h. Idratare le cassette di dialisi per 2 minuti immergendole in SLF. Quindi, asciugare accuratamente la superficie con morbidi asciugamani di carta.
   4. Iniettare 3 mL del campione (lipid-nanosospensione), equivalenti a 600 μg di desametasone, in ciascuna cassetta.
   5. Immergere ogni cassetta in 200 mL di SLF a 37 °C (condizioni di lavello) e agitare il sistema a 125 giri/min.
   6. Prelevare campioni da 200 mg dall'interno della cassetta utilizzando una siringa ad ogni tempo di campionamento determinato.
   7. Determinare il contenuto dell'API utilizzando il metodo HPLC-MS sviluppato¹⁸.
   8. Calcolare l'API rilasciata da SLN per bilancio di massa, secondo¹⁸, brevemente come differenza tra la quantità totale di API in SLN e la quantità rimanente di API dopo il campionamento.
   9. Ripetere il processo per i campioni memorizzati.

Risultati

Correlazione tra transizione polimorfica dei lipidi e rilascio di API in cristalli di API rivestiti di lipidi:
I cristalli di API rivestiti con glicerolo monostearato vengono misurati tramite DSC e raggi X direttamente dopo il rivestimento e dopo 3 mesi di conservazione in condizioni accelerate (40 °C, 75% di umidità relativa)⁷. Il gliceril monostearato è un sistema multifasico contenente il 40% -55% di monogliceridi, il 30% -45% di digliceridi e il 5% -15% di glice...

Discussione

La diffrazione dei raggi X in polvere e il DSC sono stati descritti in questo manoscritto come gold standard per l'analisi allo stato solido degli LBE. La diffrazione a raggi X in polvere ha l'eccezionale vantaggio di elaborare le misure in situ, con una minima manipolazione allo stato solido dei campioni durante le misurazioni. Inoltre, i capillari riempiti possono essere conservati in condizioni diverse dopo le misurazioni iniziali per studiare l'alterazione dello stato solido durante lo stoccaggio. In questo ...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
CaCl2·2H2O	Sigma-Aldrich	223506
Cassettes with a cellulose membrane bag with a cut-off of 7000 Da, Thermo Scientific Slide-A-Lyzer 7K	Fisher Scientific Inco, USA
Control software of x-ray system	HECUS dedicated house equipment
Control unit of x-ray system	HECUS dedicated house equipment
Differential scanning calorimeter (DSC) aluminum crucibles and lids	Netzsch, Germany
Differential scanning calorimeter DSC 204 F1 Phoenix (NETZSCH, Germany).	Netzsch, Germany
Dipalmitoylphosphatidylcholine (DPPC)	Sigma-Aldrich	850355P
Dissolution paddle apparatus II, Erweka DT 828 LH	Erweka GmbH, Langen, Germany
Dynasan 116	IOI OLEO		Tripalmitin
Geleol	Gattefosse		Glyceryl monosterarate
KCl	Sigma-Aldrich	529552
KH2PO4	Sigma-Aldrich	P0662
Kolliphor P 188	BASF Chem Trade		Poloxamer 188
MgCl2·6H2O	Sigma-Aldrich	M2670
Na2HPO4·2H2O	Sigma-Aldrich	S9763
NaCl	Sigma-Aldrich	S9888
Netzsch DSC 204F1 Software Version 8.0.1	Netzsch, Germany	6.239.2-64.51.00
Origin Pro (OriginLab, Northampton, MA) (statistical software	OriginLab, Northampton, MA
Proteous Analysis Software	Netzsch, Germany
Tween 65			Polysorbate 65
Witepsol PMF 1683	IOI OLEO		Triglycerol ester of stearatic/palmitic acid (partially esterified)
Witepsol PMF 282	IOI OLEO		Diglycerol ester of stearic acid
X-ray HECUS system composed of a point-focusing camera and two linearly positioned sensitive detectors	HECUS dedicated house equipment