JoVE Logo
Yazarlar
Bize Ulaşın

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Burada hemojenik endotel hücrelerinin insan pluripotent kök hücrelerinden yaklaşık 1 hafta içinde yönlendirilmiş farklılaşması için basit bir protokol sunulmaktadır.

Özet

Kan damarları vücudun tüm dokularında her yerde dağılır ve çeşitli işlevleri yerine getirir. Bu nedenle, kan damarı lümenlerini hizalayan olgun vasküler endotel hücrelerinin insan pluripotent kök hücrelerinden türetilmesi, çok sayıda doku mühendisliği ve rejenerasyon uygulaması için çok önemlidir. İn vivo, primordiyal endotel hücreleri mezodermal soydan türetilir ve arteriyel, venöz, kılcal, hemojenik ve lenfatik dahil olmak üzere spesifik alt tiplere doğru belirtilir. Hemojenik endotel hücreleri özellikle ilgi çekicidir, çünkü gelişim sırasında, hematopoetik kök ve progenitör hücrelere yol açarlar ve bu da yaşam boyunca tüm kan soylarını üretir. Bu nedenle, in vitro hemojenik endotel hücreleri üretmek için bir sistem oluşturmak, endotelyal-hematopoetik geçişi incelemek için bir fırsat sağlayacaktır ve insan kan ürünlerinin ex vivo üretimine ve insan donörlerine olan bağımlılığın azalmasına neden olabilir. Progenitör ve primordiyal endotel hücrelerinin türetilmesi için çeşitli protokoller mevcut olsa da, insan kök hücrelerinden iyi karakterize edilmiş hemojenik endotel hücrelerinin üretimi tanımlanmamıştır. Burada, hemojenik endotel hücrelerinin insan embriyonik kök hücrelerinden yaklaşık 1 hafta içinde türetilmesi için bir yöntem sunulmaktadır: GSK3β inhibitörüne (CHIR99021) yanıt olarak oluşan ilkel çizgi hücrelerle bir farklılaşma protokolü, daha sonra bFGF'nin aracılık ettiği mezoderm soy indüksiyonu, ardından BMP4 ve VEGF-A tarafından teşvik edilen ilkel endotel hücre gelişimi ve son olarak retinoik asit tarafından indüklenen hemojenik endotel hücre spesifikasyonu. Bu protokol, moleküler regülasyonlarını ve endotelyal-hematopoetik geçişlerini daha iyi anlamak için kullanılabilecek iyi tanımlanmış bir hemojenik endotel hücresi popülasyonu verir ve bu da aşağı akış terapötik uygulamalarına uygulanma potansiyeline sahiptir.

Giriş

Endotel hücreleri (ECs), insan vücudunda ve mühendislik dokularında birden fazla işlevi yerine getiren heterojen bir hücre popülasyonudur. Diğer hücre tiplerini (yani, kardiyomiyositler1, osteoblastik hücreler2) desteklemeye ve düzenlemeye ek olarak, bu işlevler kan ve dokular arasında seçici bir bariyer oluşturmayı ve doku oluşumuna yardımcı olmayı içerir3. Normal gelişim sırasında olgun EC'lerin farklılaşması, çeşitli sinyal yolları gerektirir. Primordial EC'ler mezoderm progenitörlerinden türetilir ve daha sonra olgun arteriyel, venöz, kılcal ve lenfatik fenotiplere doğru belirtilir4. Ek olarak, ekstraembriyonik yumurta sarısı kesesi ve embriyonik Aort-Gonad-Mesonephros (AGM) bölgesindeki EC'lerin küçük bir alt kümesinin, fetal karaciğere ve fetal kemik iliğine göç eden, doğum sonrası kaldıkları ve yaşam boyunca tüm kan hücresi tiplerini ürettikleri hematopoetik kök ve progenitör hücrelere (HSPC'ler) yol açan hemojenik EC'ler haline geldiği belirtilmektedir4. EC fenotiplerinin çeşitliliği tüm doku gelişimi ve bakımı için gereklidir.

Bu nedenle, EC'ler ve türevleri, insan gelişimi ve / veya hastalığının mekanizmalarının modellenmesi ve aydınlatılmasının yanı sıra rejeneratif tıp ve doku mühendisliği uygulamalarının modellenmesi ve aydınlatılmasını amaçlayan çalışmaların kritik bileşenleridir 5,6,7,8. Bununla birlikte, bu tür çalışmalar için ana sınırlama, birincil insan EC'lerinin gerekli miktarda bulunmamasıdır. Terapötik uygulamaların çoğunluğu için en az 3 x 108 EC'nin gerekli olacağı tahmin edilmektedir6. Bu sorunu çözmek için, insan embriyonik kök hücrelerinin (hESC'ler) ve insan kaynaklı pluripotent kök hücrelerin (hiPSC'ler) kullanımı, çeşitli soy potansiyelleri ve çok sayıda soy üretme yetenekleri nedeniyle önerilmiştir 6,9.

Gerçekten de, hESC'lerden veya hiPSC'lerden türetilen hücrelerin yararlılığı, hastalık modellemesi ve ilaç taramasına odaklanan birçok çalışmada gösterilmiştir10,11,12. Organ-on-a-Chip (OOC) teknolojisi, hücreleri ve dokuları üç boyutlu iskelelere entegre ederek insan vücudunun fizyolojisini daha sadık bir şekilde özetlemek için kullanılmıştır. Ayrıca, birden fazla bireysel OOC'nin (vücut veya çip üzerinde insan, BOC / HOC olarak adlandırılan) bağlantısı,13,14,15 ilgili organlar arasında çapraz konuşmaya izin vermek için mikroakışkanlar aracılığıyla gerçekleştirilebilir. Vaskülatür gibi destekleyici dokular, OOC'lerin ve BOC / HOC'lerin kritik bileşenleridir; vaskülatür dahil etmek, besinlerin, oksijenin ve parakrin faktörlerin dokular boyunca taşınmasına izin verir, böylece gerekli dokuya özgü mikro ortamı teşvik eder 3,12. Bu nedenle, arteriyel, venöz, lenfatik ve hemojenik EC'ler gibi olgun insan EC'lerini türetme yöntemleri, bu doku mühendisliği yaklaşımlarını ilerletmek için çok önemlidir.

İnsan ilkel veya progenitör EC'lerinin hESC'lerden veya hiPSC'lerden türetilmesi için adımları detaylandıran birden fazla protokol yayınlanmıştır5,16,17,18,19,20,21,22,23,24,25,26 . Bu protokollerin çoğu, embriyoid cisim (EB) oluşumuna veya stromal hücrelerin murin besleyici tabakası ile ESC'lerin / iPSC'lerin ortak kültürüne dayanır. Bu stratejiler, düşük EC verimi ve / veya insan EC'lerinin murin hücreleri ile kontaminasyonu ile zor ve zaman alıcı olma eğilimindedir. Stromal hücrelerin kullanımı olmadan kesinlikle 2D kültüre dayanan protokoller genellikle uzun indüksiyonlar gerektirir, indüksiyon için büyüme faktörlerinin ve / veya inhibitörlerin karmaşık kombinasyonlarını kullanır, hücre ayrılmasını takiben genleşme sürelerini uzatır veya bu faktörlerin bir kombinasyonuna sahiptir. Sinyal yolları ve olgun EC tiplerinin in vivo türetilmesinde rol oynayan faktörler hakkında bilgi edinmek, basit ve sağlam bir in vitro farklılaşma protokolü için zemin hazırlar.

Daha önce, geliştirme sırasında sırasıyla murin arteriyel ve hemojenik ECs'nin spesifikasyonunda Çentik ve Retinoik Asit (RA) sinyal yolakları için anahtar roller tanımlanmıştır. Çentik sinyal yolu, arteriyel EC fenotipinin spesifikasyonunda ve korunmasında birçok rol oynar. Murin retinal vaskülarizasyon modelini kullanarak yapılan çalışmalar, sıvı kesme stresinin bir Çentik-Cx37-p27 sinyal eksenini indüklediği ve arteriyel EC spesifikasyonunu sağlayan G1 hücre döngüsü durmasını teşvik eden bir yol tanımladı27. Hücre döngüsü durumlarının, hücrelerin gen ekspresyonunu ve fenotipik değişiklikleri indükleyebilecek belirli sinyallere alıcı olduğu farklı fırsat pencereleri sağlayarak hücre kaderi kararlarında rol oynadığı varsayılmıştır28. Bu Çentik aracılı G1 tutuklaması, ephrinB2, Cx40, DLL4, Notch1 ve Notch 4 (29,30'da gözden geçirildi) dahil olmak üzere arteriyel EC'lerde zenginleştirilmiş genlerin ekspresyonunu sağladı. Ayrıca, hemojenik EC spesifikasyonunun RA sinyali31,32 aracılığıyla in vivo olarak desteklendiği gösterilmiştir. Ek çalışmalar, RA sinyallemesinin aşağı akışında, c-Kit ve Notch ekspresyonunun, murin yumurta sarısı kesesinde ve AGM33'te hemojenik spesifikasyonu sağlayan p27'yi yukarı regüle ettiğini tespit etmiştir. Murin hemojenik ECs, hem endotel (yani CD31, KDR) hem de hematopoetik (yani, c-Kit, CD34) belirteçlerin ekspresyonu ile minimal olarak tanımlanabilir4. Son olarak, hemojenik EC'ler, HSPC'leri oluşturmak için endotelyal-hematopoetik geçişe (EHT) uğrar ve bu da tüm kan hücresi tiplerine yol açabilir 4,34,35.

Son çalışmalar, aynı sinyal hiyerarşisinin insan hemojenik EC spesifikasyonunu destekleyip destekleyemeyeceğini test etti. Bunu yapmak için, hESC'lerden hemojenik ECs türetmek için serum ve besleyicisiz bir 2D kültür protokolü geliştirildi ve bu hemojenik EC'ler tek hücre seviyesinde CD31 + KDR + c-Kit + CD34 + VE-Kadherin-CD45- olarak karakterize edildi. Bu çalışma ayrıca, FUCCI muhabir yapısını (H9-FUCCI-hESC) ifade eden H9-hESC'leri kullanarak, farklı hücre döngüsü durumlarını tanımlayan Floresan Ubikitinasyon Hücre Döngüsü Göstergesi (FUCCI) raporlayıcısından da yararlanmıştır. Bu hücrelerle yapılan çalışmalarda, RA'nın ECs'de erken G1 hücre döngüsü tutuklamasını teşvik ettiği ve erken G1 durumunun in vitro37'de hemojenik spesifikasyonu sağladığı gösterilmiştir. Burada, bu insan hemojenik endotel hücrelerinin farklılaşması için ayrıntılı bir protokol ve kimliklerini doğrulayan tahliller sunulmaktadır. Bu basit yöntem, insan kan hücresi gelişimi mekanizmalarının gelecekteki çalışmaları için ECS'nin bu özel alt kümesini oluşturmak için yararlı bir araç sağlar.

Protokol

1. Reaktifler ve reaktif hazırlama

NOT: Reaktiflerin bir listesi Malzeme Tablosunda verilmiştir.

  1. İnsan pluripotent kök hücre hatlarını elde edin: H1-hESC, H9-Fucci-hESC.
    NOT: Hemojenik EC'lerin üretimi H1 hücre hattında daha verimli olabilir.
  2. Matriks protein stoklarını hazırlayın: Matris proteinini önceden soğutulmuş 1.5 mL tüplere (buz üzerinde) Aliquot, böylece her tüp 1 mg matris proteini içerir. 1 mg matris proteini, iki adet 6 delikli plakanın (toplam 12 kuyu) tüm kuyularını kaplamak için yeterlidir. Alikotları kullanana kadar -20 ° C'de saklayın.
    NOT: Matriks proteini içeren tüm adımları buz üzerinde veya 4 ° C'de gerçekleştirin. Dondurulmuş matriks proteini şişesini gece boyunca 4 ° C'de buz üzerinde çözün. Çözüldükten sonra, içeriğin karıştırıldığından emin olmak için şişeyi döndürün. 1,5 mL mikrosantrifüj tüplerini -20 °C'de en az 1 saat önceden soğutun ve alikotasyondan hemen önce buza aktarın.
  3. Matriks protein kaplı plakalar hazırlayın: 4 ° C'de buz üzerinde matris protein alikotlarını çözün. Buz üzerinde önceden soğutulmuş konik bir tüpe 12,5 mL buz gibi soğuk DMEM:F12 ekleyin. Önceden soğutulmuş pipet uçlarını kullanarak, bir alikot (1 mg) matris proteinini konik tüpe aktarın ve yukarı ve aşağı pipetleyerek iyice karıştırın. Aliquot 1 mL seyreltilmiş matris proteini, önceden soğutulmuş serolojik pipet kullanılarak önceden soğutulmuş 6 delikli plakaların (buz üzerinde) her bir kuyucuğuna. Plakaları döndürün ve sallayın, böylece tüm kuyu eşit şekilde kaplanır. Matriks proteininin katılaşmasını sağlamak için plakaları oda sıcaklığında en az 30 dakika boyunca inkübe edin. Plakaları parafilm ile sarın ve kullanana kadar 4 ° C'de saklayın. Matriks protein kaplı plakaları hazırlandıktan sonraki 2 hafta içinde kullanın.
    NOT: Hücrelerin rutin geçişi ve ilkel ve hemojenik endotel hücrelerine farklılaşması için matris protein kaplı 6 delikli plakaları kullanın. Tüm adımları buz üzerinde gerçekleştirin. 6 delikli plakaları, pipet uçlarını, serolojik pipetleri ve konik tüpleri kullanmadan önce -20 °C'de en az 1 saat önceden soğutun. Kullanıma hazır olduğunda bu eşyaları buza aktarın.
  4. 100 mL pluripotent kök hücre farklılaşma ortamına 5 mL PFHM ekleyerek baz farklılaşma ortamını hazırlayın. 4 °C'de saklayın.
  5. 0,1 g BSA'yı 100 mL PBS'de çözerek %0,1 BSA-PBS hazırlayın. Filtre, 0,22 μm'lik bir filtreden geçerek BSA-PBS'yi sterilize eder ve 4 °C'de saklar.
  6. Stok HCl (12 M) 1:2.400'ü suyla seyrelterek 5 mM HCl hazırlayın. NaOH kullanarak pH'ı 3,0'a ayarlayın. Filtre, 0,22 μm'lik bir filtreden geçerek çözeltiyi sterilize edin ve 4 ° C'de saklayın.
  7. bFGF, BMP4, VEGF-A, Retinoik Asit (RA) ve DLL4 stoklarını hazırlayın.
    1. bFGF: Liyofilize pudrayı %0.1 BSA-PBS'de 100 μg/mL'ye yeniden oluşturur. Aliquot ve -20 ° C'de saklayın. bFGF stoklarını hazırlıktan sonraki 3 ay içinde kullanın. Kullanmadan hemen önce alikotları çözün.
    2. BMP4: Liyofilize tozu 5mM HCl, pH 3.0'da 1 mg / mL'ye yeniden oluşturun. %0,1 BSA-PBS'de 50 μg/mL'ye kadar seyreltin. Aliquot ve -20 ° C'de saklayın. BMP4 stoklarını hazırlıktan sonraki 3 ay içinde kullanın. Kullanmadan hemen önce alikotları çözün.
    3. VEGF-A: Liyofilize tozu dH2O'da 1 mg / mL'ye yeniden oluşturur. %0,1 BSA-PBS'de 100 μg/mL'ye kadar seyreltin. Aliquot ve -20 ° C'de saklayın. VEGF-A stoklarını hazırlıktan sonraki 3 ay içinde kullanın. Kullanmadan hemen önce alikotları çözün.
    4. RA: DMSO'da liyofilize tozu 100 mM'ye kadar yeniden oluşturur. Aliquot ve -80 ° C'de saklayın. RA stoklarını hazırlıktan sonraki 1 ay içinde kullanın. Kullanmadan hemen önce alikotları çözün.
      NOT: RA stoklarını ışıktan koruyun.
    5. DLL4: Liyofilize tozu PBS'de 1 mg / mL'ye yeniden oluşturur. Aliquot ve -20 ° C'de saklayın. DLL4 stoklarını hazırlandıktan sonraki 12 ay içinde kullanın. Kullanmadan hemen önce alikotları çözün.
  8. VEGF-A ve BMP4'ü baz farklılaşma ortamında (adım 1.4) seyrelterek kullanımdan hemen önce endotel hücre farklılaşma ortamını hazırlayın, böylece nihai konsantrasyonlar sırasıyla 25 ng / mL ve 50 ng / mL olur.
  9. DMSO'daki 100 mM stok 1:1.000'i 100 μM'ye seyrelterek kullanımdan hemen önce çalışan RA'yı hazırlayın.
    NOT: Çalışan RA'yı ışıktan koruyun.
  10. Kullanımdan hemen önce VEGF-A, BMP4 ve çalışan RA'yı baz farklılaşma ortamında (adım 1.4) seyrelterek hemojenik endotel hücre farklılaşma ortamını hazırlayın, böylece nihai konsantrasyonlar sırasıyla 25 ng / mL, 50 ng / mL ve 0.5 μM olur.
  11. % 10 FBS içeren HBSS yaparak antikor boyama tamponunu hazırlayın ve 1:500 seyreltilmiş antimikrobiyal reaktif ile takviye edin. Arabelleği steril olarak filtreleyin ve hemen kullanın.
  12. % 1 FBS içeren HBSS yaparak hücre sıralama tamponunu hazırlayın ve 1:500 seyreltilmiş antimikrobiyal reaktif ile takviye edin. Arabelleği steril olarak filtreleyin ve hemen kullanın.
  13. 5 mg liyofilize fibronektine 5 mL steril su ekleyerek 1 mg / mL fibronektin stokları hazırlayın. Aliquot ve -20 ° C'de saklayın. Liyofilize ürün etiketinde son kullanma tarihinden önce fibronektin stoklarını kullanın. Kullanmadan hemen önce alikotları çözün.
  14. Fibronektin kaplı 35 mm'lik tabakları hazırlayın. Fibronektin stoklarını (1 mg / mL) steril suda 4 μg / mL'ye seyreltin. Her yemeğe bu fibronektin kaplama çözeltisinden 1 mL ekleyin ve 37 ° C'de 30 dakika ila 1 saat arasında inkübe edin. Kaplamanın hemen ardından bulaşıkları kullanın.
  15. Üreticinin talimatlarını izleyerek metilselüloz bazlı ortamın 3 veya 4 mL alikotlarını hazırlayın. Alikotları kullanana kadar -20 ° C'de saklayın. Metilselüloz bazlı orta boy alikotları, stok ürün etiketinde belirtilen son kullanma tarihinden önce kullanın. Kullanmadan hemen önce alikotları çözün.
  16. Rekombinant insan DLL4 stoğunu PBS'de 10 μg/mL'lik son konsantrasyona kadar seyrelterek DLL4 kaplama çözeltisini hazırlayın.
  17. Endotel hücre büyüme ortamını üreticinin talimatlarına göre hazırlayın ve saklayın.
  18. %0.1 BSA içeren PBS yaparak akış sitometri analiz tamponunu hazırlayın. Arabelleği steril olarak filtreleyin ve kullanana kadar 4 °C'de saklayın.

2. Hücre kültürü ve hESC'lerin geçişi

  1. Matriks protein kaplı plakaların, kök hücre büyüme ortamının ve DMEM: F12'nin oda sıcaklığına ısınmasına izin verin.
  2. Kök hücre büyüme ortamındaki (2 mL / kuyu) hESC hücre hatlarını, matris protein kaplı 6 delikli plakalar üzerinde,% 5 CO2 inkübatöründe büyütün.
  3. Hücreleri günlük olarak kontrol edin ve farklılaşmış hücreleri bir p200 pipet ucu kullanarak plakadan yavaşça kazıyarak gerektiği gibi çıkarın.
    NOT: Diferansiye hücreler kolonilerin çevresinde görünecektir. Kültürdeki farklılaşmış hücrelerin örnekleri için kök hücre büyüme ortamı ürün el kitabına bakın.
  4. Hücreleri% 70 -% 80 akıcılığa ulaştıklarında geçirin. Hücreleri geçmek için aşağıdaki adımları gerçekleştirin.
    NOT: Hücreler, farklılaşmanın artması durumunda% 70-80 akıcılığa ulaşmadan önce bölünmelidir.
    1. Hücrelerin üzerindeki ortamı çıkarın ve kuyucuk başına 1 mL DMEM: F12 ile nazikçe yıkayın.
    2. Kuyu başına 1 mL DMEM:F12 ekleyin.
    3. Kuyu başına 160 μL / mL Dispase ekleyin ve hücreleri 37 ° C'de% 5 CO2 inkübatöründe 45 dakika boyunca inkübe edin.
    4. Dispase inkübasyonunu takiben, hücreleri kaldırmak için kuyucuk başına ilave 1 mL DMEM: F12 ve hafifçe pipet ekleyin.
      NOT: Hücreleri tek hücreli bir süspansiyonda ayırmaktan kaçının. Hücreleri küçük kümeler halinde geçirin.
    5. Hücreleri 12 mL DMEM: F12 içeren konik bir tüpe aktarın ve hücrelerin yerçekimi ile yerleşmesine izin verin (~ 5-10 dakika).
    6. Süpernatantı çıkarın ve küçük hücre kümeleri elde etmek için peleti kaldırılan hücrelerin kuyusu başına 0.5 mL kök hücre büyüme ortamında yavaşça yeniden askıya alın.
      NOT: Hücreleri tek hücreli bir süspansiyonda ayırmaktan kaçının. Hücreleri küçük kümeler halinde geçirin.
    7. Matriks protein kaplama çözeltisini, hazırlanan matris protein kaplı plakanın kuyucuklarından aspire edin ve kuyucuk başına 1.5 mL kök hücre büyüme ortamı ekleyin.
    8. Hazırlanan matris protein kaplı plakanın her bir kuyucuğuna istenen miktarda yeniden askıya alınmış hücre (adım 2.4.6) ekleyin.
    9. Plakayı 37 °C,% 5 CO2 inkübatörde inkübe edin. Ortamı her 24 saatte bir taze kök hücre büyüme ortamına değiştirin.

3. hESC'lerin ilkel endotel hücrelerine farklılaşması

  1. Gün -1: Yukarıda bölüm 2'de açıklandığı gibi hücrelerin kültürü ve geçişi. Hücreleri (adım 2.4.6) santimetre kare başına yaklaşık 2 küme yoğunluğunda küçük kümeler halinde (~ 50 μm)tohumlayın 38.
    NOT: Tohum yoğunluğunu değerlendirin ve gerekirse ampirik olarak rafine edin.
  2. 0. Gün: Hücreleri tohumladıktan 24 saat sonra, ortamı her bir kuyucuktan aspire edin ve hücreleri kuyucuk başına 1 mL DMEM: F12 ile nazikçe yıkayın. Her bir kuyucuğa 5 μM GSK3i (CHIR99021, taze eklenmiş) içeren baz farklılaşma ortamından 1 mL ekleyin ve 24 saat (37 °C, %5 CO2) kuluçkaya yatırın.
    NOT: Tüm yıkama adımları için, belirtilen yıkama ortamını plakanın duvarına iyice pipetleyerek yavaşça plakaya ekleyin. Plakayı yavaşça döndürün, böylece kuyunun tüm yüzeyi yıkama ortamı ile kaplanır. Yıkama ortamı saat altı konumunda birikecek şekilde plakayı hafifçe eğin ve yıkama ortamını dikkatlice aspire edin.
  3. 1. Gün: Ortamı her bir kuyucuktan aspire edin ve hücreleri kuyucuk başına 1 mL DMEM: F12 ile nazikçe yıkayın. Her bir kuyucuğa 50 ng/mL bFGF (taze, dondurulmuş stoktan 1:2.000 ilave edilir) içeren baz farklılaştırma ortamından 1 mL ekleyin ve 24 saat (37 °C, %5 CO2) inkübe edin.
  4. 2. Gün: Ortamı her bir kuyucuktan aspire edin ve hücreleri kuyucuk başına 1 mL DMEM: F12 ile nazikçe yıkayın. Her bir oyuğa 1 mL endotel hücre farklılaşma ortamı ekleyin ve 24 saat (37 °C,% 5 CO2) inkübe edin.
  5. 3. Gün: Hücrelerin üzerindeki ortamı, kuyucuk başına 1 mL taze hazırlanmış endotel hücre farklılaşma ortamı ile değiştirin ve 24 saat (37 ° C,% 5 CO2) inkübe edin.
  6. 4. Gün: Hücrelerin üzerindeki ortamı, kuyucuk başına 1 mL taze hazırlanmış endotel hücre farklılaşma ortamı ile değiştirin ve 24 saat (37 ° C,% 5 CO2) inkübe edin.
  7. 5. Gün: FACS, EC fenotipini değerlendirmek (bölüm 4-5) veya kültürde kalmak ve hemojenik endotel hücrelerine (bölüm 6) doğru farklılaşmak için hücreleri saflaştırır.

4. İlkel endotel hücrelerinin FACS saflaştırılması

  1. Hücrelerin üzerindeki ortamı aspire edin ve kuyucuk başına 1 mL DMEM: F12 ile bir kez nazikçe yıkayın.
  2. Kuyucuk başına 1 mL hücre ayrılma çözeltisi ekleyin ve hücreleri 37 ° C,% 5 CO 2 inkübatöründe veya hücreler ayrışana kadar12 dakika boyunca inkübe edin.
  3. Ayrışmış hücreleri 12 mL DMEM:F12 ve pelet içeren konik bir tüpe 5 dakika, 1.000 x g santrifüjleme ile aktarın.
  4. Süpernatantı çıkarın ve yıkamak için peleti 12 mL DMEM: F12 içinde yeniden askıya alın.
  5. Hücreleri 5 dakika, 1.000 x g santrifüjleme ile toplayın.
  6. Süpernatantı çıkarın ve hücre peletini buz gibi soğuk antikor boyama tamponunda yeniden askıya alın ve hücreleri sayın. Buz gibi soğuk antikor boyama tamponu kullanarak konsantrasyonu 1 x 105 hücre/mL'ye ayarlayın.
  7. Antikor boyama için hücreleri, her biri 1 x 105 hücre / mL'de en az 600 μL hücre içeren buz üzerindeki mikrosantrifüj tüplerine eşit olarak bölün.
    NOT: İlkel EC'lerin boyanması için dört tüp hücre gereklidir: boyanmamış kontrol, CD31 tek antikor kontrolü, CD45 tek antikor kontrolü ve hem CD31 hem de CD45 antikorlarını içeren numune. Antikorlar hakkında bilgi Malzeme Tablosunda verilmiştir.
  8. Hücreleri içeren tüplere uygun şekilde antikorlar ekleyin ve buz üzerinde kuluçkaya yatırın ve 30 dakika boyunca ışıktan koruyun.
    1. Lekesiz kontrol: Herhangi bir antikor eklemeyin.
    2. CD31 tek antikor kontrolü: Sadece CD31 antikoru ekleyin.
    3. CD45 tek antikor kontrolü: Sadece CD45 antikoru ekleyin.
    4. Örnek: Hem CD31 hem de CD45 antikorlarını ekleyin.
      NOT: Numunedeki nihai antikor konsantrasyonu ve floresan konjugatlar, kullanılan spesifik antikorlara ve hücre sıralayıcısına göre optimize edilmelidir.
  9. 4 °C'lik bir masa üstü mikrosantrifüjde santrifüjleme yoluyla hücreleri 1.000 x g'da 5 dakika boyunca pelet edin.
  10. Süpernatantı çıkarın ve hücre peletlerini 600 μL buz gibi soğuk ayıklama tamponunda yeniden askıya alın.
  11. Numuneleri 5 mL FACS tüplerinin ağ filtre kapaklarından süzün ve hücreleri anında FACS için ışıktan korunan buz üzerinde saklayın.
  12. Aşağıdaki adımları uygulayarak ilkel endotel hücrelerini (CD31 + CD45-) elde edin.
    1. CD45-negatif hücre popülasyonunu ve kapısını (CD45-) tanımlayın.
    2. (CD45-), CD31-pozitif (CD31+) hücre popülasyonunu tanımlayın ve hücreleri 6 mL buz gibi soğuk hücre sıralama tamponuna ayırın. Bu hücreleri aşağı akış uygulamaları için kullanın (bkz. bölüm 5).

5. İlkel endotel hücre fenotipini doğrulamak için tahlil

  1. 6 delikli bir plakanın üç kuyusunu 37 °C, %5 CO2 inkübatörde 30 dakika boyunca 1 mL/kuyu DLL4 kaplama çözeltisi ile kaplayın. Kontrol olarak, plakanın diğer üç kuyusunu 1 mL/kuyu PBS ile alay edin.
  2. DLL4 kaplama çözeltisini ve PBS'yi aspire edin ve kuyu başına 2 mL endotel hücresi büyüme ortamında 25.000 sıralanmış ilkel endotel hücresini (bkz. adım 4.12) plakalayın.
  3. Hücreleri 37 °C,% 5 CO 2 inkübatörde24 saat boyunca inkübe edin.
  4. Hücrelerin üzerindeki ortamı aspire edin ve 2 mL / kuyucuk PBS ile bir kez yıkayın. Hücreleri qPCR veya akış sitometrisi ile analiz edin (FUCCI yapısını ifade eden hücreler için).
    1. Hücreleri qPCR ile çözümlemek için aşağıdaki adımları gerçekleştirin.
      1. Hücrelerin üzerindeki sıvıyı aspire edin ve üreticinin protokolüne göre bir RNA ekstraksiyon kiti kullanarak hücrelerdeki RNA'yı izole edin.
      2. Üreticinin protokolüne göre ters transkripsiyon ana karışımı ile ters transkripsiyon reaksiyonları gerçekleştirin.
      3. Üreticinin protokolüne göre bir SYBR Green ana karışımı ile qPCR reaksiyonları gerçekleştirin.
        NOT: Kullanılan astarlar (EFNB2, GJA5, GJA4, NR2F2, EPHB4, HEY2) Tablo 1'de listelenmiştir.
    2. FUCCI yapısını akış sitometrisi ile ifade eden hücreleri analiz etmek için aşağıdaki adımları uygulayın.
      1. Sıvıyı hücrelerin üzerine aspire edin ve 500 μL / kuyu% 0.25 tripsin-EDTA ekleyin.
      2. Hücreleri 37 ° C'de% 5 CO2 inkübatöründe ~ 5 dakika kaldırılana kadar inkübe edin.
      3. Hücreleri bir mikrosantrifüj tüpüne aktarın ve hücreleri 4 ° C'lik bir mikrosantrifüjde 1.000 x g'da 5 dakika boyunca pelet edin.
      4. Süpernatantı aspire edin ve peleti 500 μL buz gibi soğuk akış sitometri analiz tamponunda yeniden askıya alın.
      5. Numuneleri 5 mL'lik bir FACS tüpünün ağ filtre kapağından süzün ve anında akış sitometrisi analizi için hücreleri ışıktan korunan buz üzerinde saklayın.
      6. Erken G1 (renksiz), geç G1 (mCherry+/mVenüs-), G1/S (mCherry+/mVenüs+) ve S/G2/M (mCherry-/mVenüs+) değerlerinde DLL4 ve PBS kontrolüne karşı kaplanan hücrelerin yüzdesini analiz edin.

6. hESC'lerin hemojenik endotel hücrelerine farklılaşması

NOT: Hücreleri, yukarıda bölüm 3.1-3.6'da açıklandığı gibi 4. gün ilkel EC'lerine göre ayırt edin.

  1. 5. Gün: Hücrelerin üzerindeki ortamı aspire edin ve hücreleri kuyucuk başına 1 mL DMEM: F12 ile nazikçe yıkayın. Kuyu başına 1 mL taze hazırlanmış hemojenik endotel hücre farklılaşma ortamı ekleyin ve 24 saat (37 °C,% 5 CO2) inkübe edin.
  2. 6. Gün: Hücrelerin üzerindeki ortamı, kuyucuk başına 1 mL taze hazırlanmış hemojenik endotel hücre farklılaşma ortamı ile değiştirin ve 24 saat (37 ° C,% 5 CO2) inkübe edin.
  3. 7. Gün: Hücrelerin üzerindeki ortamı, kuyucuk başına 1 mL taze hazırlanmış hemojenik endotel hücre farklılaşma ortamı ile değiştirin ve 24 saat (37 ° C,% 5 CO2) inkübe edin.
  4. 8. Gün: FACS, hemojenik endotel hücrelerini izole eder (bkz. bölüm 7).

7. FACS-hemojenik endotel hücrelerinin izolasyonu

  1. Hücreleri yukarıda bölüm 4.1-4.6'da açıklandığı gibi kaldırın ve yıkayın.
  2. Antikor boyama için hücreleri, her biri 1 x 105 hücre / mL'de en az 600 μL hücre içeren buz üzerindeki mikrosantrifüj tüplerine eşit olarak bölün.
    NOT: Hemojenik EC'lerin antikor boyaması için sekiz tüp hücre gereklidir: lekesiz kontrol, CD31 tek antikor kontrolü, CD45 tek antikor kontrolü, KDR tek antikor kontrolü, c-Kit tek antikor kontrolü, CD34 tek antikor kontrolü, VE-kadherin tek antikor kontrolü ve altı antikorun tümünü içeren örnek.
    NOT: Antikor bilgileri Malzeme Tablosunda verilmiştir.
  3. Hücreleri içeren tüplere uygun şekilde antikorlar ekleyin ve buz üzerinde kuluçkaya yatırın ve 30 dakika boyunca ışıktan koruyun.
    1. Lekesiz kontrol: Antikor eklemeyin.
    2. CD31 tek antikor kontrolü: Sadece CD31 antikoru ekleyin.
    3. CD45 tek antikor kontrolü: Sadece CD45 antikoru ekleyin.
    4. KDR tek antikor kontrolü: Sadece KDR antikoru ekleyin.
    5. c-Kit tek antikor kontrolü: Sadece c-Kit antikoru ekleyin.
    6. CD34 tek antikor kontrolü: Sadece CD34 antikoru ekleyin.
    7. VE-kadherin tek antikor kontrolü: Sadece VE-kadherin antikoru ekleyin.
    8. Örnek: CD31, CD45, KDR, c-Kit, CD34 ve VE-kadherin antikorları ekleyin.
      NOT: Numunedeki nihai antikor konsantrasyonu ve floresan konjugatlar, kullanılan spesifik antikorlara ve hücre sıralayıcısına göre optimize edilmelidir.
  4. Hücreleri 4 °C'lik bir mikrosantrifüjde santrifüjleme ile 1.000 x g'da 5 dakika boyunca pelet edin.
  5. Süpernatantı çıkarın ve peletleri 600 μL buz gibi soğuk ayırma tamponunda yeniden askıya alın.
  6. Numuneleri 5 mL FACS tüplerinin ağ filtre kapağından süzün ve anında FACS için hücreleri ışıktan korunan buz üzerinde saklayın.
  7. Hemojenik endotel hücrelerini (CD31+ KDR+ c-Kit+ CD34+ VE-Kadherin- CD45-) elde etmek için aşağıdaki adımları uygulayın.
    1. CD45 hücre popülasyonunu ve kapısını (CD45-) tanımlayın.
    2. İçinde (CD45-), CD31 + hücre popülasyonunu ve kapısını (CD31 +) tanımlayın.
    3. İçinde (CD31+), VE-Kadherin hücre popülasyonunu ve kapısını (CDH5-) tanımlayın.
    4. (CDH5-) içinde, c-Kit+ hücre popülasyonunu ve kapısını (KIT+) tanımlayın.
    5. (KIT +) içinde, CD34 + hücre popülasyonunu ve kapısını (CD34 +) tanımlayın.
    6. (CD34+) içinde, KDR+ hücrelerini tanımlayın ve 6 mL buz gibi soğuk hücre sıralama arabelleğine ayırın. Bu hücreleri aşağı akış uygulamalarında kullanın (bkz. bölüm 8).

8. Koloni oluşturan birim tahlili

  1. Metilselüloz bazlı ortamın alikotlarını üreticinin talimatlarını izleyerek çözün.
    NOT: İki numune için bir adet 3 mL aliquot ve üç numune için bir adet 4 mL aliquot yeterlidir.
  2. Adım 7.7'de elde edilen sıralanmış hemojenik endotel hücrelerini sayın.
  3. Üreticinin talimatlarını takiben, her bir metilselüloz bazlı ortam alikotuna eklenecek sıralanmış hücrelerin hacmini hesaplayın, böylece her örnek en az 1.000 hemojenik endotel hücresi içerecektir.
    NOT: Hücre sayısı gerektiği gibi ayarlanabilir.
  4. Hesaplanan hücre hacmini metilselüloz bazlı ortam aliquot ve vortekse iyice ekleyin. Metilselüloz bazlı orta kültürlerin oda sıcaklığında 10 dakika veya kabarcıklar dağılana kadar oturmasına izin verin.
  5. Fibronektin kaplama çözeltisini hazırlanan 35 mm'lik tabaklardan aspire edin. Üreticinin talimatlarını takiben, 35 mm'lik çanak başına 1 mL metilselüloz bazlı orta kültür dağıtın. Kültürü eşit olarak dağıtmak için çanağı yavaşça döndürün.
  6. Bu 35 mm'lik tabakları ve steril suyla doldurulmuş iki adet 35 mm'lik tabağı 15 cm'lik bir doku kültürü kabına yerleştirin.
  7. Kültürleri 37 ° C,% 5 CO2 inkübatöründe inkübe edin ve kültürleri 8. ve 14. günlerde gözlemleyin.
    1. 8. günde, CFU-E ve BFU-E kolonilerini sayın.
    2. 14. günde, CFU-GM ve CFU-GEMM kolonilerini sayın.
      NOT: Koloni tiplerinin morfolojik olarak tanımlanması için metilselüloz bazlı ortam el kitabına bakınız.

Sonuçlar

hESC'lerden ilkel EC'lerin ve hemojenik EC'lerin özelliklerini özetleyen bir şematik ve kaplamadan 24 saat sonra hücrelerin temsili bir görüntüsü Şekil 1'de gösterilmiştir. Spesifikasyona uygun olarak, ilkel EC'ler ve hemojenik EC'ler sırasıyla 5. ve 8. günlerde saflaştırılır. İlkel EC'ler CD31+ CD45- ve hemojenik EC'ler CD31+ KDR+ c-Kit+ CD34+ VE-Cadherin- CD45- olarak tanımlanır. İ...

Tartışmalar

Burada, murin besleyici ve serumsuz 2D kültür sistemi kullanılarak yaklaşık 1 hafta içinde insan embriyonik kök hücrelerinden hemojenik endotel hücrelerinin üretilmesi için adımlar özetlenmiştir (Şekil 1). Bu protokol, ilkel ECs38'i elde etmek için Sriram et al. (2015) tarafından açıklanan bir yöntem üzerinde genişlemektedir. CD31 + CD45- ECs'nin ilkel doğası ve spesifikasyon potansiyeli, bu hücrelerin DLL4 kaplı plakala...

Açıklamalar

Yazarın açıklayacak hiçbir şeyi yoktur.

Teşekkürler

Bu çalışma kısmen NIH hibeleri HL128064 ve U2EB017103 tarafından desteklenmiştir. CT Innovations 15-RMB-YALE-04 hibesi ile daha fazla destek sağlanmıştır.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
15 cm dishesCorning430599tissue culture treated
35 mm dishesCorning430165tissue culture treated
6-well platesCorning3516tissue culture treated
Antimicrobial reagent
Brand Name: Normocin		Invitrogenant-nr-1
bFGFR&D systems233-FB-025use at 50 ng/mL
BMP4BioLegend595202use at 25 ng/mL
Bovine Serum Albumin (BSA)Fisher ScientificBP1600-1
Cell Detatchment Solution
Brand Name: Accutase		Stemcell Technologies7920
Dimethyl Sulfoxide (DMSO)Sigma AldrichD2650-100mL
DispaseStemcell Technologies7913
DLL4R&D systems1506-D4/CFrecombinant human; use at 10 μg/mL
DMEM:F12Gibco11320-033
Dulbecco's Phosphate Buffered Saline (PBS)Gibco14190144
Endothelial cell growth medium
Brand Name: EGM-2 Endothelial Cell Growth Medium-2 BulletKit (EGM-2)		LonzaCC-3162
FACS tubesCorning352235polystyrene round bottom with filter cap
Fetal Bovine Serum (FBS)Gemini Bio100-106
FibronectinThermoFisher Scientific33016015use at 4 μg/cm2
GSK3i/CHIR99021Stemgent04-0004-0210 mM stock; use at 5 μM
Hanks Balanced Salt Solution (HBSS)Gibco14175-095
Hydrochloric Acid (HCl)Fisher ScientificA144S-500
Matrix protein 
Brand Name: Matrigel		Corning356230Growth factor reduced. Refer to the Certificate of Analysis for the lot to determine the protein (Matrigel) concentration. This concentration is required to calculate the volume of Matrigel that contains 1 mg of protein.
Methylcellulose-based medium
Brand Name: MethoCult H4435 Enriched		Stemcell Technologies4435
Pluripotent stem cell differentiation medium
Brand Name: STEMdiff APEL 2		Stemcell Technologies5270
Pluripotent stem cells: H1, H9, H9-FUCCIWiCellWA09 (H9), WA01 (H1)human; H9-FUCCI were obtained from Dr. Ludovic Vallier's lab at Cambridge Stem Cell Institute
Protein-Free Hybridoma Medium (PFMH)Gibco12040077
Retinoic AcidSigma AldrichR2625-50mguse at 0.5 μM
Reverse transcription master mix
Brand Name: iScript Reverse Transcription Supermix		BioRad1708840
RNA extraction kit
Brand Name: RNeasy Mini Kit		Qiagen74104
Sodium Hydroxide (NaOH)Fisher ScientificSS255-1
Stem cell growth medium
Brand Name: mTeSR1		Stemcell Technologies85850
SYBR Green master mix
Brand Name: iTaq Universal SYBR Green Master Mix		BioRad1725121
Trypsin-EDTAGibco252999560.25%
VEGF165 (VEGF-A)PeproTech100-20use at 50 ng/mL
α-CD31-FITCBioLegend3031042 μg/mL*
α-CD34-Pacific BlueBioLegend3435122 μg/mL*
α-CD45-APC/Cy7BioLegend3040142 μg/mL*
α-c-Kit-APCBioLegend3132062 μg/mL*
α-Flk-1-PE/Cy7BioLegend3599112 μg/mL*
α-VE-Cadherin-PEBioLegend3485062 μg/mL*
* Antibody fluorescent conjugates should be optimized based on the cell sorter used. Presented here are the final concentrations utilized in this study.

Referanslar

  1. Giacomelli, E., et al. Three-dimensional cardiac microtissues composed of cardiomyocytes and endothelial cells co-differentiated from human pluripotent stem cells. Development. 144 (6), 1008-1017 (2017).
  2. Wu, J., Wu, Z., Xue, Z., Li, H., Liu, J. PHBV/bioglass composite scaffolds with co-cultures of endothelial cells and bone marrow stromal cells improve vascularization and osteogenesis for bone tissue engineering. RSC Advances. 7 (36), 22197-22207 (2017).
  3. Lee, H., Chung, M., Jeon, N. L. Microvasculature: An essential component for organ-on-chip systems. MRS Bulletin. 39 (1), 51-59 (2014).
  4. Gritz, E., Hirschi, K. K. Specification and function of hemogenic endothelium during embryogenesis. Cellular and Molecular Life Sciences. 73 (8), 1547-1567 (2016).
  5. Williams, I. M., Wu, J. C. Generation of endothelial cells from human pluripotent stem cells: Methods, considerations, and applications. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 39 (7), 1317-1329 (2019).
  6. Olmer, R., et al. Differentiation of human pluripotent stem cells into functional endothelial cells in scalable suspension culture. Stem Cell Reports. 10 (5), 1657-1672 (2018).
  7. Cossu, G., et al. Lancet Commission: Stem cells and regenerative medicine. The Lancet. 391 (10123), 883-910 (2018).
  8. Fox, I. J., et al. Use of differentiated pluripotent stem cells in replacement therapy for treating disease. Science. 345 (6199), 1247391 (2014).
  9. Mahla, R. S. Stem cells applications in regenerative medicine and disease therapeutics. International Journal of Cell Biology. 2016, 1-24 (2016).
  10. Ebert, A. D., Liang, P., Wu, J. C. Induced pluripotent stem cells as a disease modeling and drug screening platform. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 60 (4), 408-416 (2012).
  11. Rowe, R. G., Daley, G. Q. Induced pluripotent stem cells in disease modelling and drug discovery. Nature Reviews Genetics. 20 (7), 377-388 (2019).
  12. Liu, C., Oikonomopoulos, A., Sayed, N., Wu, J. C. Modeling human diseases with induced pluripotent stem cells: from 2D to 3D and beyond. Development. 145 (5), (2018).
  13. Wnorowski, A., Yang, H., Wu, J. C. Progress, obstacles, and limitations in the use of stem cells in organ-on-a-chip models. Advanced Drug Delivery Reviews. 140, 3-11 (2019).
  14. Ramme, A. P., et al. Autologous induced pluripotent stem cell-derived four-organ-chip. Future Science OA. 5 (8), 1-12 (2019).
  15. Ronaldson-Bouchard, K., Vunjak-Novakovic, G. Organs-on-a-Chip: A fast track for engineered human tissues in drug development. Cell Stem Cell. 22 (3), 310-324 (2018).
  16. Kane, N. M., et al. Derivation of endothelial cells from human embryonic stem cells by directed differentiation: analysis of microrna and angiogenesis in vitro and in vivo. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 30 (7), 1389-1397 (2010).
  17. Costa, M., et al. Derivation of endothelial cells from human embryonic stem cells in fully defined medium enables identification of lysophosphatidic acid and platelet activating factor as regulators of eNOS localization. Stem Cell Research. 10 (1), 103-117 (2013).
  18. Nguyen, M. T. X., et al. Differentiation of human embryonic stem cells to endothelial progenitor cells on laminins in defined and xeno-free systems. Stem Cell Reports. 7 (4), 802-816 (2016).
  19. Ikuno, T., et al. Efficient and robust differentiation of endothelial cells from human induced pluripotent stem cells via lineage control with VEGF and cyclic AMP. PLOS One. 12 (3), 0173271 (2017).
  20. Aoki, H., et al. Efficient differentiation and purification of human induced pluripotent stem cell-derived endothelial progenitor cells and expansion with the use of inhibitors of ROCK, TGF-B, and GSK3B. Heliyon. 6 (3), 03493 (2020).
  21. Lian, X., et al. Efficient differentiation of human pluripotent stem cells to endothelial progenitors via small-molecule activation of Wnt signaling. Stem Cell Reports. 3 (5), 804-816 (2014).
  22. Orlova, V. V., et al. Generation, expansion and functional analysis of endothelial cells and pericytes derived from human pluripotent stem cells. Nature Protocols. 9 (6), 1514-1531 (2014).
  23. Kusuma, S., Gerecht, S., Turksen, K. Derivation of endothelial cells and pericytes from human pluripotent stem cells. Human Embryonic Stem Cell Protocols. , 213-222 (2014).
  24. Bao, X., Lian, X., Palecek, S. P. Directed endothelial progenitor differentiation from human pluripotent stem cells via wnt activation under defined conditions. Methods in Molecular Biology. 1481, 183-196 (2016).
  25. Xu, M., He, J., Zhang, C., Xu, J., Wang, Y. Strategies for derivation of endothelial lineages from human stem cells. Stem Cell Research & Therapy. 10 (1), 200 (2019).
  26. Arora, S., Yim, E. K. F., Toh, Y. -. C. Environmental specification of pluripotent stem cell derived endothelial cells toward arterial and venous subtypes. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 7, 143 (2019).
  27. Fang, J. S., et al. Shear-induced Notch-Cx37-p27 axis arrests endothelial cell cycle to enable arterial specification. Nature Communications. 8 (1), 2149 (2017).
  28. Dalton, S. Linking the cell cycle to cell fate decisions. Trends in Cell Biology. 25 (10), 592-600 (2015).
  29. Wolf, K., Hu, H., Isaji, T., Dardik, A. Molecular identity of arteries, veins, and lymphatics. Journal of Vascular Surgery. 69 (1), 253-262 (2019).
  30. Rocha, S. F., Adams, R. H. Molecular differentiation and specialization of vascular beds. Angiogenesis. 12 (2), 139-147 (2009).
  31. Goldie, L. C., Lucitti, J. L., Dickinson, M. E., Hirschi, K. K. Cell signaling directing the formation and function of hemogenic endothelium during murine embryogenesis. Blood. 112 (8), 3194-3204 (2008).
  32. Chanda, B., Ditadi, A., Iscove, N. N., Keller, G. Retinoic acid signaling is essential for embryonic hematopoietic stem cell development. Cell. 155 (1), 215-227 (2013).
  33. Marcelo, K. L., et al. Hemogenic endothelial cell specification requires c-kit, notch signaling, and p27-mediated cell-cycle control. Developmental Cell. 27 (5), 504-515 (2013).
  34. Dejana, E., Hirschi, K. K., Simons, M. The molecular basis of endothelial cell plasticity. Nature Communications. 8 (1), 14361 (2017).
  35. Ottersbach, K. Endothelial-to-haematopoietic transition: an update on the process of making blood. Biochemical Society Transactions. 47 (2), 591-601 (2019).
  36. Pauklin, S., Vallier, L. The cell-cycle state of stem cells determines cell fate propensity. Cell. 155 (1), 135-147 (2013).
  37. Qiu, J., Nordling, S., Vasavada, H. H., Butcher, E. C., Hirschi, K. K. Retinoic acid promotes endothelial cell cycle early g1 state to enable human hemogenic endothelial cell specification. Cell Reports. 33 (9), 108465 (2020).
  38. Sriram, G., Tan, J. Y., Islam, I., Rufaihah, A. J., Cao, T. Efficient differentiation of human embryonic stem cells to arterial and venous endothelial cells under feeder- and serum-free conditions. Stem Cell Research & Therapy. 6 (1), 261 (2015).
  39. Ohta, R., Sugimura, R., Niwa, A., Saito, M. K. Hemogenic endothelium differentiation from human pluripotent stem cells in a feeder- and xeno-free defined condition. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (148), e59823 (2019).
  40. Galat, Y., et al. Cytokine-free directed differentiation of human pluripotent stem cells efficiently produces hemogenic endothelium with lymphoid potential. Stem Cell Research & Therapy. 8 (1), 67 (2017).
  41. Sidney, L. E., Branch, M. J., Dunphy, S. E., Dua, H. S., Hopkinson, A. Concise review: Evidence for CD34 as a common marker for diverse progenitors. Stem Cells. 32 (6), 1380-1389 (2014).

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

Geli im BiyolojisiSay 169pluripotent insan k k h creleriinsan endotel h crelerihemojenik endotel h creleriarteriyel endotel h crelerih cre k lt r protokoly nlendirilmi farkl la ma

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır