YS-T için Almanca-İsrail Bilimsel Araştırma ve Geliştirme Vakfı, Avrupa Araştırma Konseyi (ERC), İsrail Bilim Vakfı (ISF) (250/06), ISF Bikura, İsrail Kanser Araştırma Fonu (ICRF), (GIF tarafından desteklenmektedir ), ABD-İsrail Binational Bilim Vakfı (BSF), Alman-İsrail Projesi İşbirliği (DIP), İsrail Bilim ve Sağlık Bakanlıkları, Bar-Ilan Üniversitesi Yaşam Bilimleri Jane Stern Lebell Aile Üyesi. YB, bir Azrieli dostluk ödül için Azrieli Vakfı minnettardır.

Kullanılan hücre sistemine etiketleme canlı hücrelerde mRNA MS2 tekrar dizileri içeren entegre bir gen inşa içermelidir. Genin 5 &#39;lac operatör içerir (Bu protokolde floresan aşağıdaki gibidir (Şekil 1A), DNA, RNA ve protein düzeyleri 8 harfli bir stably entegre β-aktin gen barındıran U2OS bir insan hücre hattı Laço) tekrarlar bu gen (DNA) etiketlemek için kullanılır ve böylece entegrasyon genomik lokus tespit. Floresan etiketli lak repressör protein (Laci) Laço tekrarlar bağlamak ve DNA etiketi. MRNA&#39;ların MS2 tekrarlar (kök döngüler) bağlamak YFP-MS2 proteinleri ile etiketlenir. Gen ürünü CFP-aktin ve bu nedenle gen indüksiyonu CFP-etiketli aktin hücre iskeletinin görünümünü neden olacaktır. Gen yapısı bir U2OS Tet-istikrarlı bir hücre hattı transfekte ve ifade Tet transkripsiyonel kontrolü altındadır. 1. Hücre kaplama ve transfeksiyon: <ol><li> 48 saat önce ölçümler, tohum ~ 2 * 10 cam dipli doku kültürü yemekleri 5 hücreleri (35 mm, 14 mm cam dipli bir kuyu (0,16-0,19 mm kalınlık ile petri kaplarına; Kedi No P35G-1.5-14- C Mattek, Ashland, MA)). % 50-80 izdiham ulaşmak için, hücrelerin orta 2ml ekleyin. </li><li> 24 saat denemenin önce geçici olarak etiketleme DNA ve mRNA floresan işaretleri ifade yapıları hücreler transfect. FuGENE6 transfeksiyon reaktifi (Roche) kullanın. Kullanılan yapıları: <ol type="a"><li> YFP-MS2-NLS mRNA transkript, MS2 kök döngüler etiketi. Nükleer lokalizasyon dizisi (NLS) nükleer giriş sırası YFP MS2 protein sağlar. </li><li> Opsiyonel - genin 5 &#39;Laço tekrarlar bağlamak ve gen lokusu etiket CFP-Laci veya RFP-Laci. Etiketleme gen lokusu sıkı bağlamak deney sırasında gen izleme yardımcı olur, ancak gerekli değildir. </li></ol></li><li> Geçici transfekte proteinleri (nota bakınız) iyi bir ifade elde etmek için, hücrelerin en az 12 saat süreyle inkübe edin. </li><li> Tet-indüklenebilir CFP-aktin gen aktive etmek için deney hücrelere 1.5 mikrogram / ml doksisiklin (Sigma) eklemek 12 saat önce - 6. </li></ol> Notlar: * Şekilde transkripsiyon sitesi, arka plan sinyale göre özel olarak elde edilen sinyal maskelemek için transfekte proteinleri, çok yüksek ifade seviyelere ulaşmak için çok önemlidir. C) bir nükleer ihracat sinyali (NES) ekleyerek; b) promotor gücü (örneğin CMV L30 organizatörü daha güçlüdür) değiştirerek a) transfeksiyon ve deney arasında zaman ayarı: ifade düzeyleri ile kontrol edilebilir tüm hücre YFP sinyali dağıtmak yardımcı olacaktır YFP-MS2-NLS protein. * Tercihen uzun satın almalar boyunca ölçümler için kullanılan fluorofor photostable olmalıdır, bu nedenle yeşil / sarı yayan fluorophores kırmızı fluorophores daha iyi. Ref 10 farklı fluorophores hakkında bilgi bulunabilir. * Farklı ışık kanalları aracılığıyla kanama yok birbirlerine belirleyin. Kullanım slaytlar, her biri ile ayrı ayrı belirteçlerin etiketli örnekler içeren her slayt, her iki kanal yoğunluğunu ölçmek ve daha sonra kanama ile hesaplanır. 2. Sıkı bağlamak: Deney görüntüleri almak ve bir lazer ışını ile photobleaching performans yeteneğine sahip herhangi bir mikroskop yapılabilir. Tipik olarak, bir konfokal lazer tarama mikroskobu (CLSM) ile sıkı bağlamak deneyler yapılmaktadır. Ancak, bizim durumumuzda bu yana deney nispeten uzun (15-30 dakika), ve biz küçük bir çekirdek içinde lokus takip ediyor, bütün deney boyunca odak gen lokusu / transkripsiyon sitesi tutmak mümkün olmak önemlidir. Bu 3 boyutlu (4D) üzerinde hızlı görüntüleme gerektirir ve böyle bir satın alma oranları bir tarama konfokal mikroskop kullanılarak elde etmek zordur. Bu nedenle, yüksek hızda görüntü elde edebilirsiniz, bir EM-CCD (Quant-EM, Roper) ile donatılmış geniş bir alan Olympus IX81 mikroskobu (63X Planı-Apo 1.4 NA) üzerine inşa edilmiş bir 3D-sıkı bağlamak sistemi (Photometrics) (en fazla 30 görüntü / saniye). Sistemi örnek ilgi, belirli bir bölge (ROI) photobleaching etkinleştirmek için kamera ile senkronize edilebilen 405 nm ve 491 nm lazerler vardır. Mikroskop Lambda DG-4 ışık kaynağı (Sutter) ve Z-ekseninde hızlı ve doğru görüntüleme sağlayan bir XY ve Z sahne (Önceki) ile donatılmıştır. Tüm donanım, entegre ve MetaMorph (Moleküler Cihazlar) tarafından kontrol edilir. Canlı hücre deneyleri bir canlı hücre kamara sistemi (Tokai) kullanılarak 37 ° C,% 5 CO 2 yapılmaktadır. <ol><li> Prosedür: deney Yarım saat önce, ısıtma cihazı, mikroskop ve lazer açmak. Deney sırasındaMent sıcaklığının sabit kalması gerekiyor, aksi takdirde uzun satın alma kez sırasında odak değişiklikleri neden olabilir. Lazer gücü tutarlı güç çıkışı için kararlı olmalıdır. </li><li> Lazer kamera ile senkronize edin: <ol><li> Hücreleri (DIC kullanarak) içermez plaka bir alan ara. </li><li> Deneyleri için kullanılan aynı ışık kanal kullanın. Burada YFP kanal için 491 nm lazer kullanın. </li><li> Lazer resmin ortasına gelin. </li><li> Senkronize düğmesi (makro sağlanan) kullanın. </li><li> Lazer ve kamera senkronize olmasını sağlamak için bu alanda farklı noktalar deneyin. </li></ol></li><li> Deneme için iyi bir aday hücre seçin. Istikrarlı hücre hatları ile çalışmasına rağmen, tüm hücreleri benzer ekspresyon düzeyleri olduğunu bulabilirsiniz. Sonra tamamen kurtarmak için muktedir ve b) yeterli boş YFP-MS2 hücre içinde protein var; a) açık YFP MS2 etiketli diffüz YFP-MS2 arka plan üzerinde transkripsiyon sitesi sergilerler: iyi bir aday hücrelerin olurdu (sol hücre beyazlatma için iyi bir aday değil iki hücre karşılaştırmak Örneğin Şekil 1B) photobleaching. </li><li> Uygun ölçüm koşulları seçin. Sıkı bağlamak yordam birçok görüntü elde gerektirir ve bu nedenle uygun pozlama süreleri ve mümkün olduğunca düşük ışık kullanımı arasındaki denge önemlidir. Yüksek ışık seviyeleri fototoksisite nedeniyle hücre etkileyebilir ve photobleaching neden olacaktır. Bu farklı deneyler arasında görüntüleme parametreleri sabit tutmak için tavsiye edilir. Hücreler YFP 150 msn pozlama süreleri ile kanal görüntülü ve CFP-Laci (genomik lokus) tespiti için CFP kanal. CFP-Laci etiketli lokus YFP-MS2 mRNA sinyali (isteğe bağlı) photobleached bile genin algılanmasını sağlar. Her bir satın alma için, 7 Z-dilimleri her 350 nm alınır. 491 nm lazer kullanarak aktif transkripsiyon sitesi ağartılmıştır. </li><li> Tam bir deney yapın ama kasar. Sıkı bağlamak deney kararlı duruma dönmek için transkripsiyon sitesi için gereken zamanı ölçer. İlk olarak, aktif transkripsiyon sitesi kararlı durum fonksiyonel ve istikrarlı olduğunu doğrulamak için istiyorum. Bu nedenle, transkripsiyon sitesi ölçülen yoğunluğu deneme zaman diliminde değişmez sağlamak için ağartma kalmadan, tam bir sıkı bağlamak deneyi gerçekleştirmek ama. Ayrıca tam görüntüleme dizi kaynaklanan toplam photobleaching ölçerek görüntüleme koşullarını test etmek için bu deneyde kullanın. Genel bir kural olarak, tam bir film photobleach ilk yoğunluğunun% 30&#39;dan fazla olmamalıdır. Bu ilk görüntü (oranı 0.7 &#39;den büyük olmalıdır) bölünmesiyle son görüntü çekirdeğinde aynı noktada, yoğunluğu oranı kullanılarak ölçülebilir. </li><li> Sıkı bağlamak: 491 nm lazer kullanarak aktif transkripsiyon yerinde YFP-MS2 sinyal ağartılmıştır. 6 ön-bleach görüntüler elde edilir. Post-çamaşır suyu görüntüler 3 kez frekansları bir dizi elde edilir: 15 Resim her 3 saniyede, 15 fotoğraf her 6 saniye ve 26 (veya 45) görüntüleri uzun deneyler için her 30 sn. Bir görüntü elde etme frekans değişiklikleri sinyal değişiklikleri daha az belirgindir sonuna doğru en yüksek yoğunluğunu değiştirmek (ilk kurtarma), ve daha az görüntü zamanlarda daha fazla görüntü kazanmasını sağlamaktadır. </li></ol> Notlar: Bu deney o &quot;normal&quot; sıkı bağlamak farklıdır: Tipik sıkı bağlamak deneyler hücrenin farklı proteinler hareketliliği ölçmek ise mRNA transkripsiyon sitesi * sıkı bağlamak, doğmakta olan mRNA YFP-MS2 proteinlerin bağlama ölçer. Bu nedenle, YFP-MS2 proteinlerin uzadıya havuzu ölçüm hiçbir çıkarı yoktur. Ağartma ve ilk elde edilen görüntü arasındaki zaman oldukça uzun zaman ücretsiz YFP-MS2 proteinlerin bu difüzyon havuzu göz ardı etmek mümkündür. YFP MS2 sinyal kurtarma nispeten uzundur (15-30 dk) *, odak transkripsiyon sitede tutmak için önemlidir. Z-dilimleri bir dizi her zaman noktasında kazanılmış olmasının nedeni budur. 3. Sıkı bağlamak veriler Normalizasyon: 4D sıkı bağlamak veri, ücretsiz analiz yazılımı ImageJ (NIH, Bethesda, MD kullanılarak <a href="http://rsb.info.nih.gov/ij/">analiz</a> http://rsb.info.nih.gov/ij/) . Aşağıda ImageJ yazılım aracılığıyla makroları ile yapılan analiz, ama tabii kendi kendine yazılmış makrolar oluşturulabilir. <ol><li> Z-yığınlarının en ileri analiz için zaman içinde bir 2D film, her zaman bir noktada tahmin edilmektedir. </li><li> Transkripsiyon sitesi, her çerçeve içinde takip edilir ve ortalama yoğunluk Spot Tracker aracını kullanarak ölçülür. Ileri analiz için bir Excel sayfasında 11 veri kaydedilir. </li><li> Her zaman noktası için, ilgi (ROI) ve diğer bölgelerde ortalama yoğunlukları (plug-in ImageJ, Zaman Serileri Analyzer kullanarak) aşağıdaki gibi ölçülür: a) gerizemin hücre = B (t) dışında bir yatırım getirisi alınır. b) çekirdek plazması bir yatırım getirisi, ama mümkün olduğunca çamaşır suyu sitesinden = C (t). c) transkripsiyon site = S (t) (spot izci ile ölçülen). </li><li> Görüntüleme sırasında neden photobleaching veri Doğru: arka plan çıkarma ve diğer tüm ölçümlerden sonra çamaşır suyu doğru. Sc (t), t zamanında transkripsiyon sitesi düzeltilmiş yoğunluk </li></ol> eq. 1: <img src="/files/ftp_upload/2898/2898eq1.jpg" alt="Denklem 1" /><ol start="5"><li> Veri Normale: ilk kararlı durum (= &lt;Sc (pre-bleach)&gt;) transkripsiyon sitenin yoğunluğunu gösterir öncesi ağartıcı görüntüleri ortalamasını. </li></ol> Sonra veri normalleştirmek: eq. 2 <img src="/files/ftp_upload/2898/2898eq2.jpg" alt="Denklem 2" /> Veriler en az 10 deneyler için normalize edilirler. Deneyler her zaman nokta (Şekil 1C) hata çubuklar için ortalama ve standart sapma (STD) hesaplayın. Notlar: Sıkı bağlamak analizi sırasında YFP MS2 protein difüzyon bağlı YFP-MS2 mRNA yüksek afinite ile ilişkili iken, çok hızlı bir şekilde ücretsiz nucleoplasmic YFP-MS2 yayılma oranı beri göz ardı edildi ve transkripsiyon iliştirmeniz değildir site. Bu analizden önce beyazlatma sonra ilk görüntü neden kaldırılması gerektiği. 4. Bir matematiksel model kullanarak verileri analiz: Bu tür veri kümesi kinetik parametreleri almak için, biz bu tür veri sığabilecek en basit tarif modeli kullanıldı. Bu özel model tam bir açıklama burada 5 okunabilir. Model, şekil 2A düzeni açıklayan aşağıdaki denklemler içerir: <img src="/files/ftp_upload/2898/2898eq3.jpg" alt="Denklem 3" /> <img src="/files/ftp_upload/2898/2898eq4.jpg" alt="Denklem 4" /> Model parametreleri olması, uzama hızı hesaplamak mümkündür: <img src="/files/ftp_upload/2898/2898eq5.jpg" alt="Denklem 5" /> Biz Berkeley Madonna (kullanarak eğri analiz <a href="http://www.berkeleymadonna.com">http://www.berkeleymadonna.com</a> ), daha önce 5 modellenmiş ama diğer seçenekleri (MatLab, Sanal Hücre, COPASI vb.) mevcuttur . Veri modeline uygun ve hız sabitleri çıkarıldı. Berkeley Madonna kod ekleyebilirsiniz. En iyi biz kararlı durum hesaplanır ve sonra normalize modeli normalize deneysel verilere uygun verilerin sığması için. 5. Temsilcisi Sonuçlar: Biz yüksek lazer gücü kullanarak aktif transkripsiyon yerinde etiketli mRNA sinyal photobleached ve zamanla YFP-MS2 sinyal iyileşme izledi. Transkripsiyon yerinde floresan sinyal mRNA sentezi gibi sitesinden yayınlandı mRNA kararlı durum kinetiği oluşur. Ağartma olmadan zamanla transkripsiyon sitesi yoğunluğu ölçümü, bu genin bir göreli istikrarlı bir devlet olduğunu ima &#39;sabit&#39; sinyali (Şekil 1C, kırmızı noktalar) verir. Bu, yeni transkripsiyonu mRNA üzerinde biriken sinyal bir mRNA transkripsiyon sitesinden bırakıldığında yaprakları sinyal eşit olduğu anlamına gelir. Photobleached zaman, bu sistem kararlı durum devam eder, ancak kurtarmak için sinyal için gereken süreyi ölçmek için artık mümkün. Bu nedenle, floresan kurtarma çoğunlukla polimeraz uzama özelliklerine bağlıdır. 3D sıkı bağlamak sistemi sıkı bağlamak kurtarma sırasında tam 3 boyutlu nükleer hacmi satın izin ve böylece hiçbir sinyal deneyler sırasında kaybetti. Verilerden kinetik parametreleri hesaplamak için, normalize eğrisi diferansiyel denklemler dayalı kinetik model açıklayan uzama takıldı, basit bir ODE model kullanılarak 5 avantajı parametreleri sadece küçük bir sayı uygun olabilir . . Modelin ilk adım (giriş noktası) yani uzama, yeni MS2 bağlayıcı siteleri sentezleme sorumlu süreç. Son adım (çıkış noktası), çekirdek plazması içine mRNA serbest. Modeli kurtarma iki kinetik çözülmesi bileşenleri oluşan eğriler, bir hızlı ve yavaş bir dayanmaktadır. Yavaş bileşeni uzama sırasında duraklatma polimeraz olarak modellenmiş iken, hızlı bileşeni, uzama gösterir. Iki polimeraz devletler duraklatma bir stokastik geçiş uzama olarak modellenmiştir. 3.3 kb / dakikalık bir uzama hızı daha yavaş bir sentez oranı (kümülatif süre 2.5 dakika duraklamadan) için bir stokastik geçişle birlikte vermiştir bu model diferansiyel denklemler, optimize edilmiş. Modelleme tha gösterdit uzama gelen duraklatma uzama girdi polimerazları sadece% 11 etkilenir bu geçiş. <table border="1"><tbody><tr><td> K dışarı </td><td> 0,0112 </td><td></td></tr><tr><td> K pause_in </td><td> 0,0015 </td><td></td></tr><tr><td> K pause_out </td><td> 0,0067 </td><td></td></tr><tr><td> Uzama süresi </td><td> (K çıkışı + k pause_out) -1 </td><td> 56 sn. </td></tr><tr><td> Duraklama süresi </td><td> (K pause_out) -1 </td><td> 2.5 dakika </td></tr><tr><td> Pause olasılık </td><td> (K pause_in) / (K pause_in + k çıkışı) </td><td> % 11 </td></tr></tbody></table> Tablo 1 model bir parametre tablodaki sonuçlar. <img src="/files/ftp_upload/2898/2898fig1.jpg" alt="Şekil 1" /> Şekil 1. (A) deneysel hücre sistemi in vivo gen ekspresyonu için kullanılır. CFP-aktin gen şematik yapısı. 5&#39;-ucu RFP-Laci (kırmızı) ile bağlanır ve gen entegrasyon site işareti 256 Laço tekrarlar bir dizi içerir. Minimal CMV organizatörü transkripsiyonel indüksiyon dox varlığı Tet duyarlı elemanları (Tres), ters tetrasiklin transkripsiyonel aktivatörü (rtTA veya Tet-On) bağlanması ile elde edilir. Transkripsiyonu mRNA kodlama dizisi, CFP-β-aktin ve YFP MS2 füzyon proteini bağlı 24 MS2 tekrarlar içerir. 3&#39;-sonunda, bir tavşan β-globin ekzon-intron-ekson modülü bir kısmını bir bölünme Polya sinyal tarafından takip edilmektedir. Program, aynı zamanda, RNA Pol II transkripsiyonu yeni transkripsiyonu mRNA&#39;ların bağlı floresan MS2 proteinleri (sarı) gösteren uzama testi açıklar (B) aktif bir transkripsiyon sitesi (YFP-MS2, sağ hücre) photobleached ve floresan kurtarma paletli zaman içinde (altta çerçeveler). Biz çamaşır suyu (orta çizgi) ve non-beyazlatılmış (alt çizgi) aktif transkripsiyon siteleri floresan yoğunluğu ölçülür. Not sol hücre, bir photobleaching deney için uygun değildir (C) deneysel ölçümler CFP-aktin gen transkripsiyon sitelerinde . YFP MS2 sıkı bağlamak ölçümleri mavi kurtarma eğrileri. Kırmızı, kararlı durum transkripsiyon yerinde YFP-MS2 sinyali gösteren aynı deneyi olmayan bir ağartılmış hücre. <img src="/files/ftp_upload/2898/2898fig2.jpg" alt="Şekil 2" /> Şekil 2. Transkripsiyon sitesi YFP-MS2 molekülleri ile işaretlenen mRNA&#39;ların giriş ve çıkış kinetiği açıklayan model (A) Programı ve (B) YFP-MS2 sıkı bağlamak veri ve monte simülasyon (ortalama on deneyler modeli takıldı ) . Uyum hesaplanan artıklar altta sunulmaktadır.

<ol>
	<li>Wada, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+wave+of+nascent+transcription+on+activated+human+genes.">A wave of nascent transcription on activated human genes.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 106, 18357-18361 (2009).</li><li>Singh, J., Padgett, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rates+of+in+situ+transcription+and+splicing+in+large+human+genes.">Rates of in situ transcription and splicing in large human genes.</a> Nat Struct Mol Biol. 16, 1128-1133 (2009).</li><li>Brody, Y., Shav-Tal, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualizing+transcription+in+real-time.">Visualizing transcription in real-time.</a> Cent Eur J Biol. 3, 11-18 (2008).</li><li>Lamond, A. I., Swedlow, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=RNA+polymerase+II+transcription+in+living+color.">RNA polymerase II transcription in living color.</a> Nat Struct Mol Biol. 14, 788-790 (2007).</li><li>Darzacq, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+dynamics+of+RNA+polymerase+II+transcription.">In vivo dynamics of RNA polymerase II transcription.</a> Nat Struct Mol Biol. 14, 796-806 (2007).</li><li>Boireau, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+transcriptional+cycle+of+HIV-1+in+real-time+and+live+cells.">The transcriptional cycle of HIV-1 in real-time and live cells.</a> J Cell Biol. 179, 291-304 (2007).</li><li>Janicki, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+silencing+to+gene+expression;+real-time+analysis+in+single+cells.">From silencing to gene expression; real-time analysis in single cells.</a> Cell. 116, 683-698 (2004).</li><li>Ben-Ari, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+life+of+an+mRNA+in+space+and+time.">The life of an mRNA in space and time.</a> J Cell Sci. 123, 1761-1774 (2010).</li><li>Shav-Tal, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamics+of+single+mRNPs+in+nuclei+of+living+cells.">Dynamics of single mRNPs in nuclei of living cells.</a> Science. 304, 1797-1800 (2004).</li><li>Kremers, G. J., Gilbert, S. G., Cranfill, P. J., Davidson, M. W., Piston, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluorescent+proteins+at+a+glance.">Fluorescent proteins at a glance.</a> J. Cell Sci. 124, 157-160 (2011).</li><li>Sage, D., Neumann, F. R., Hediger, F., Gasser, S. M., Unser, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Automatic+tracking+of+individual+fluorescence+particles:+application+to+the+study+of+chromosome+dynamics.">Automatic tracking of individual fluorescence particles: application to the study of chromosome dynamics.</a> IEEE Trans Image Process. 14, 1372-1383 (2005).</li><li>Yunger, S., Rosenfeld, L., Garini, Y., Shav-Tal, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single-allele+analysis+of+transcription+kinetics+in+living+mammalian+cells.">Single-allele analysis of transcription kinetics in living mammalian cells.</a> Nat Methods. 7, 631-633 (2010).</li><li>Brody, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+in+vivo+kinetics+of+RNA+polymerase+II+elongation+during+co-transcriptional+splicing.">The in vivo kinetics of RNA polymerase II elongation during co-transcriptional splicing.</a> PLoS Biol. 9, e1000573-e1000573 (2011).</li><li>Munoz, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DNA+damage+regulates+alternative+splicing+through+inhibition+of+RNA+polymerase+II+elongation.">DNA damage regulates alternative splicing through inhibition of RNA polymerase II elongation.</a> Cell. 137, 708-720 (2009).</li><li>Hieda, M., Winstanley, H., Maini, P., Iborra, F. J., Cook, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Different+populations+of+RNA+polymerase+II+in+living+mammalian+cells.">Different populations of RNA polymerase II in living mammalian cells.</a> Chromosome Res. 13, 135-144 (2005).</li><li>Kimura, H., Sugaya, K., Cook, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+transcription+cycle+of+RNA+polymerase+II+in+living+cells.">The transcription cycle of RNA polymerase II in living cells.</a> J Cell Biol. 159, 777-782 (2002).</li></ol>

Çıkar çatışması ilan etti.

Canlı hücreler polimeraz kinetik aktivitesini ölçmek için yöntem iki bölüme ayrılabilir. Ilk bölümü, ikinci bölümünde, veri ODE model kullanılarak analiz ise, ölçüm ve mRNA transkripsiyon kinetik verileri almak &#39;ıslak&#39; prosedürü açıklamaktadır. 5 ayıklamak için bir dizi çalışma yaklaşımıdır canlı hücreler 5, 6, 8, 12-14 transkripsiyon kinetiği. Bu çalışmalar arasında en önemli fark, sıkı bağlamak kurtarma eğrisi kinetik parametreleri dönüştü...

<table border="1"><tbody><tr><th> Reaktifin Adı </th><th> Şirket </th></tr><tr><td> Doksisiklin </td><td> Sigma </td></tr><tr><td> FuGENE 6 transfeksiyon reaktif </td><td> Roche </td></tr></tbody></table>

measuring the kinetics of mrna transcription in single living cells

RNA polimeraz II (Pol II) transkripsiyonel aktivitesini dinamik bir süreçtir ve bu nedenle in vivo transkripsiyonel sürecin kinetiği ölçülmesi önem taşımaktadır . Pol II kinetiği, biyokimyasal ve moleküler yöntemler kullanılarak ölçüldü 1-3, son yıllarda yeni görüntüleme yöntemlerinin gelişmesi ile, gerçek zamanlı olarak tek bir canlı hücreler olarak ortaya çıkar transkripsiyon takip etmek mümkün hale gelmiştir 4 Burada nasıl tarif belirli bir gen lokusu (DNA), mRNA ürün ve nihai bir protein ürünü floresan etiketli ve in vivo görüntülendi hangi bir hücre satırını kullanarak canlı hücrelerin belirli bir gen Pol II uzaması kinetik analizi gerçekleştirmek için 5, 6 mRNA&#39;ların gerçek transkripsiyon, ilgi gen tespit etmek mümkündür. 7, 8 mRNA floresan in vivo, mRNA transkript 3&#39;UTR 24 MS2 kök-loop içeren, etiketleme mRNA&#39;ların MS2 sistemi kullanılarak etiketlenir mRNA transkripsiyonu gibi etiketler YFP MS2 kat protein bağlama bölgeleri için son derece özel sağlar tekrarlar, 9 (sıkı bağlamak) yöntemi Photobleaching sonra Floresan Kurtarma transkripsiyon kinetiği izlemek için. Transkripsiyon yerinde YFP-MS2 etiketli doğmakta olan transkript photobleaching ve sonra zamanla bu sinyal kurtarma, yeni yapılan mRNA&#39;ların sentezi oranı edinin. 5. Diğer bir deyişle, YFP-MS2 floresan kurtarma nesil yansıtır , yeni MS2 doğmakta olan transkript ve floresan YFP-MS2 çevreleyen çekirdek plazması giren moleküller tarafından, bağlayıcı kök döngüler. Daha sonra sıkı bağlamak kurtarma eğrileri, transkripsiyon kinetik parametreleri almak için, diferansiyel denklemlerin bir dizi resmiyet matematiksel mekanik modelleri kullanılarak analiz edilmektedir.

Watch this Scientific Journal Video about Measuring the Kinetics of mRNA Transcription in Single Living Cells at JoVE.com

Measuring the Kinetics of mRNA Transcription in Single Living Cells

RNA polimeraz II transkripsiyonel kinetiği canlı hücrelerin belirli genlerin ölçülür. ilgi gen transkripsiyonu mRNA&#39;ların floresan etiketli ve (sıkı bağlamak) in vivo kinetiği transkripsiyonel uzama elde edilir Photobleaching sonra Floresan Recovery programını kullanarak.

Tek Yaşayan Hücreler mRNA Transkripsiyon Kinetik Ölçüm

The transcriptional activity of RNA polymerase II (Pol II) is a dynamic process and therefore measuring the kinetics of the transcriptional process in ...

measuring-the-kinetics-of-mrna-transcription-in-single-living-cells

Research

JoVE Journal

Biology

15.5K Görüntüleme.  Bar-Ilan University. RNA polimeraz II transkripsiyonel kinetiği canlı hücrelerin belirli genlerin ölçülür. ilgi gen transkripsiyonu mRNA'ların floresan etiketli ve (sıkı bağlamak) in vivo kinetiği transkripsiyonel uzama elde edilir Photobleaching sonra Floresan Recovery programını kullanarak.

Video: Measuring the Kinetics of mRNA Transcription in Single Living Cells

Method for Measurement of Viral Fusion Kinetics at the Single Particle Level

Membrane fusion is an essential step during entry of enveloped viruses into cells. Conventional fusion assays typically report on a large number of fusion events, making it difficult to quantitatively analyze the sequence of the molecular steps involved. We have developed an in vitro, two-color fluorescence assay to monitor kinetics of single virus particles fusing with a target bilayer on an essentially fluid support.
Influenza viral particles are incubated with a green lipophilic fluorophore to stain the membrane and a red hydrophilic fluorophore to stain the viral interior. We deposit a ganglioside-containing lipid bilayer on the dextran-functionilized glass surface of a flow cell, incubate the viral particles on the planar bilayer and image the fluorescence of a 100 x 100 &mu;m2 area, containing several hundreds of particles, on a CCD camera. By imaging both the red and green fluorescence, we can simultaneously monitor the behavior of the membrane dye (green) and the aqueous content (red) of the particles.
Upon lowering the pH to a value below the fusion pH, the particles will fuse with the membrane. Hemifusion, the merging of the outer leaflet of the viral membrane with the outer leaflet of the target membrane, will be visible as a sudden change in the green fluorescence of a particle. Upon the subsequent fusion of the two remaining distal leaflets a pore will be formed and the red-emitting fluorophore in the viral particle will be released under the target membrane. This event will give rise to a decrease of the red fluorescence of individual particles. Finally, the integrated fluorescence from a pH-sensitive fluorophore that is embedded in the target membrane reports on the exact time of the pH drop.
From the three fluorescence-time traces, all the important events (pH drop, lipid mixing upon hemifusion, content mixing upon pore formation) can now be extracted in a straightforward manner and for every particle individually. By collecting the elapsed times for the various transitions for many individual particles in histograms, we can determine the lifetimes of the corresponding intermediates. Even hidden intermediates that do not have a direct fluorescent observable can be visualized directly from these histograms.

We present an in vitro, two-color fluorescence assay to visualize the fusion of single virus particles with a fluid target bilayer. By labeling viral particles with fluorophores that differentially stain the viral membrane and its interior, we are able to monitor the kinetics of hemifusion and pore formation.

Tek Parçacık Düzeyinde Viral Fusion Kinetik Ölçüm yöntemi

Membrane fusion is an essential step during entry of enveloped viruses into cells. Conventional fusion assays typically report on a large number of fusion ...

Biyoloji

Analysis of mRNA Nuclear Export Kinetics in Mammalian Cells by Microinjection

In eukaryotes, messenger RNA (mRNA) is transcribed in the nucleus and must be exported into the cytoplasm to access the translation machinery. Although the nuclear export of mRNA has been studied extensively in Xenopus oocytes1 and genetically tractable organisms such as yeast2 and the Drosophila derived S2 cell line3, few studies had been conducted in mammalian cells. Furthermore the kinetics of mRNA export in mammalian somatic cells could only be inferred indirectly4,5. In order to measure the nuclear export kinetics of mRNA in mammalian tissue culture cells, we have developed an assay that employs the power of microinjection coupled with fluorescent in situ hybridization (FISH). These assays have been used to demonstrate that in mammalian cells, the majority of mRNAs are exported in a splicing dependent manner6,7, or in manner that requires specific RNA sequences such as the signal sequence coding region (SSCR) 6. In this assay, cells are microinjected with either in vitro synthesized mRNA or plasmid DNA containing the gene of interest. The microinjected cells are incubated for various time points then fixed and the sub-cellular localization of RNA is assessed using FISH. In contrast to transfection, where transcription occurs several hours after the addition of nucleic acids, microinjection of DNA or mRNA allows for rapid expression and allows for the generation of precise kinetic data.

Here we describe an assay that employs the power of microinjection coupled with fluorescent in situ hybridization in order to accurately measure the nuclear export kinetics of mRNA in mammalian somatic cells.

Mikroenjeksiyon tarafından Memeli Hücreleri mRNA Nükleer İhracat Kinetik Analizi

In eukaryotes, messenger RNA (mRNA) is transcribed in the nucleus and must be exported into the cytoplasm to access the translation machinery. Although ...

Photobleaching Assays (FRAP &amp; FLIP) to Measure Chromatin Protein Dynamics in Living Embryonic Stem Cells

Fluorescence Recovery After Photobleaching (FRAP) and Fluorescence Loss In Photobleaching (FLIP) enable the study of protein dynamics in living cells with good spatial and temporal resolution. Here we describe how to perform FRAP and FLIP assays of chromatin proteins, including H1 and HP1, in mouse embryonic stem (ES) cells. In a FRAP experiment, cells are transfected, either transiently or stably, with a protein of interest fused with the green fluorescent protein (GFP) or derivatives thereof (YFP, CFP, Cherry, etc.). In the transfected, fluorescing cells, an intense focused laser beam bleaches a relatively small region of interest (ROI). The laser wavelength is selected according to the fluorescent protein used for fusion. The laser light irreversibly bleaches the fluorescent signal of molecules in the ROI and, immediately following bleaching, the recovery of the fluorescent signal in the bleached area - mediated by the replacement of the bleached molecules with the unbleached molecules - is monitored using time lapse imaging. The generated fluorescence recovery curves provide information on the protein's mobility. If the fluorescent molecules are immobile, no fluorescence recovery will be observed. In a complementary approach, Fluorescence Loss in Photobleaching (FLIP), the laser beam bleaches the same spot repeatedly and the signal intensity is measured elsewhere in the fluorescing cell. FLIP experiments therefore measure signal decay rather than fluorescence recovery and are useful to determine protein mobility as well as protein shuttling between cellular compartments. Transient binding is a common property of chromatin-associated proteins. Although the major fraction of each chromatin protein is bound to chromatin at any given moment at steady state, the binding is transient and most chromatin proteins have a high turnover on chromatin, with a residence time in the order of seconds. These properties are crucial for generating high plasticity in genome expression1. Photobleaching experiments are therefore particularly useful to determine chromatin plasticity using GFP-fusion versions of chromatin structural proteins, especially in ES cells, where the dynamic exchange of chromatin proteins (including heterochromatin protein 1 (HP1), linker histone H1 and core histones) is higher than in differentiated cells2,3.

Photobleaching Assays FRAP & FLIP to Measure Chromatin Protein Dynamics in Living Embryonic Stem Cells

We describe photobleaching methods including Fluorescence Recovery After Photobleaching (FRAP) and Fluorescence Loss In Photobleaching (FLIP) to monitor chromatin protein dynamics in embryonic stem (ES) cells. Chromatin protein dynamics, which is considered to be one of the means to study chromatin plasticity, is enhanced in pluripotent cells.

Embriyonik Kök Hücreler Yaşayan Kromatin Protein Dynamics Tedbir Tahliller (sıkı bağlamak ve FLIP) Photobleaching

Fluorescence Recovery After Photobleaching (FRAP) and Fluorescence Loss In Photobleaching (FLIP) enable the study of protein dynamics in living cells with ...

In vitro Transcription and Capping of Gaussia Luciferase mRNA Followed by HeLa Cell Transfection

In vitro transcription is the synthesis of RNA transcripts by RNA polymerase from a linear DNA template containing the corresponding promoter sequence (T7, T3, SP6) and the gene to be transcribed (Figure 1A). A typical transcription reaction consists of the template DNA, RNA polymerase, ribonucleotide triphosphates, RNase inhibitor and buffer containing Mg2+ ions.
Large amounts of high quality RNA are often required for a variety of applications. Use of in vitro transcription has been reported for RNA structure and function studies such as splicing1, RNAi experiments in mammalian cells2, antisense RNA amplification by the "Eberwine method"3, microarray analysis4 and for RNA vaccine studies5. The technique can also be used for producing radiolabeled and dye labeled probes6. Warren, et al. recently reported reprogramming of human cells by transfection with in vitro transcribed capped RNA7. The T7 High Yield RNA Synthesis Kit from New England Biolabs has been designed to synthesize up to 180 &mu;g RNA per 20 &mu;l reaction. RNA of length up to 10kb has been successfully transcribed using this kit. Linearized plasmid DNA, PCR products and synthetic DNA oligonucleotides can be used as templates for transcription as long as they have the T7 promoter sequence upstream of the gene to be transcribed.
Addition of a 5' end cap structure to the RNA is an important process in eukaryotes. It is essential for RNA stability8, efficient translation9, nuclear transport10 and splicing11. The process involves addition of a 7-methylguanosine cap at the 5' triphosphate end of the RNA. RNA capping can be carried out post-transcriptionally using capping enzymes or co-transcriptionally using cap analogs. In the enzymatic method, the mRNA is capped using the Vaccinia virus capping enzyme12,13. The enzyme adds on a 7-methylguanosine cap at the 5' end of the RNA using GTP and S-adenosyl methionine as donors (cap 0 structure). Both methods yield functionally active capped RNA suitable for transfection or other applications14 such as generating viral genomic RNA for reverse-genetic systems15 and crystallographic studies of cap binding proteins such as eIF4E16.
In the method described below, the T7 High Yield RNA Synthesis Kit from NEB is used to synthesize capped and uncapped RNA transcripts of Gaussia luciferase (GLuc) and Cypridina luciferase (CLuc). A portion of the uncapped GLuc RNA is capped using the Vaccinia Capping System (NEB). A linearized plasmid containing the GLuc or CLuc gene and T7 promoter is used as the template DNA. The transcribed RNA is transfected into HeLa cells and cell culture supernatants are assayed for luciferase activity. Capped CLuc RNA is used as the internal control to normalize GLuc expression.

In vitro Transcription and Capping of Gaussia Luciferase mRNA Followed by HeLa Cell Transfection

This method describes high yield in vitro synthesis of both capped and uncapped mRNA from a linearized plasmid containing the Gaussia luciferase (GLuc) gene. The RNA is purified and a fraction of the uncapped RNA is enzymatically capped using the Vaccinia virus capping enzyme. In the final step, the mRNA is transfected into HeLa cells and cell culture supernatants are assayed for luciferase activity.

HeLa Hücre Transfeksiyon Ardından Gaussia Lusiferaz mRNA in vitro transkripsiyon ve Kapatma yılında

In vitro transcription is the synthesis of RNA transcripts by RNA polymerase from a linear DNA template containing the corresponding promoter sequence ...

Measuring Cell Cycle Progression Kinetics with Metabolic Labeling and Flow Cytometry

Precise control of the initiation and subsequent progression through the various phases of the cell cycle are of paramount importance in proliferating cells. Cell cycle division is an integral part of growth and reproduction and deregulation of key cell cycle components have been implicated in the precipitating events of carcinogenesis 1,2. Molecular agents in anti-cancer therapies frequently target biological pathways responsible for the regulation and coordination of cell cycle division 3. Although cell cycle kinetics tend to vary according to cell type, the distribution of cells amongst the four stages of the cell cycle is rather consistent within a particular cell line due to the consistent pattern of mitogen and growth factor expression. Genotoxic events and other cellular stressors can result in a temporary block of cell cycle progression, resulting in arrest or a temporary pause in a particular cell cycle phase to allow for instigation of the appropriate response mechanism. 
The ability to experimentally observe the behavior of a cell population with reference to their cell cycle progression stage is an important advance in cell biology. Common procedures such as mitotic shake off, differential centrifugation or flow cytometry-based sorting are used to isolate cells at specific stages of the cell cycle 4-6. These fractionated, cell cycle phase-enriched populations are then subjected to experimental treatments. Yield, purity and viability of the separated fractions can often be compromised using these physical separation methods. As well, the time lapse between separation of the cell populations and the start of experimental treatment, whereby the fractionated cells can progress from the selected cell cycle stage, can pose significant challenges in the successful implementation and interpretation of these experiments.
Other approaches to study cell cycle stages include the use of chemicals to synchronize cells. Treatment of cells with chemical inhibitors of key metabolic processes for each cell cycle stage are useful in blocking the progression of the cell cycle to the next stage. For example, the ribonucleotide reductase inhibitor hydroxyurea halts cells at the G1/S juncture by limiting the supply of deoxynucleotides, the building blocks of DNA. Other notable chemicals include treatment with aphidicolin, a polymerase alpha inhibitor for G1 arrest, treatment with colchicine and nocodazole, both of which interfere with mitotic spindle formation to halt cells in M phase and finally, treatment with the DNA chain terminator 5-fluorodeoxyridine to initiate S phase arrest 7-9. Treatment with these chemicals is an effective means of synchronizing an entire population of cells at a particular phase. With removal of the chemical, cells rejoin the cell cycle in unison. Treatment of the test agent following release from the cell cycle blocking chemical ensures that the drug response elicited is from a uniform, cell cycle stage-specific population. However, since many of the chemical synchronizers are known genotoxic compounds, teasing apart the participation of various response pathways (to the synchronizers vs. the test agents) is challenging. 
Here we describe a metabolic labeling method for following a subpopulation of actively cycling cells through their progression from the DNA replication phase, through to the division and separation of their daughter cells. Coupled with flow cytometry quantification, this protocol enables for measurement of kinetic progression of the cell cycle in the absence of either mechanically- or chemically- induced cellular stresses commonly associated with other cell cycle synchronization methodologies 10. In the following sections we will discuss the methodology, as well as some of its applications in biomedical research.

Tracking subtle changes in the progression and kinetics of cell cycle stages can be accomplished by use of a combination of metabolic labeling of nucleic acids with BrdU and total genomic DNA staining via Propidium Iodide. This method avoids the need of chemical synchronization of cycling cells, thereby preventing the introduction of non-specific DNA damage, which in turn affects cell cycle progression.

Metabolik Etiketleme ve Flow Sitometri ile Hücre Döngüsü İlerleme Kinetik Ölçüm

Precise control of the initiation and subsequent progression through the various phases of the cell cycle are of paramount importance in proliferating ...

Analysis of Single-cell Gene Transcription by RNA Fluorescent In Situ Hybridization (FISH)

Adhesion of Plasmodium falciparum infected erythrocytes (IE) to human endothelial receptors during malaria infections is mediated by expression of PfEMP1 protein variants encoded by the var genes.
The haploid P. falciparum genome harbors approximately 60 different var genes of which only one has been believed to be transcribed per cell at a time during the blood stage of the infection. How such mutually exclusive regulation of var gene transcription is achieved is unclear, as is the identification of individual var genes or sub-groups of var genes associated with different receptors and the consequence of differential binding on the clinical outcome of P. falciparum infections. Recently, the mutually exclusive transcription paradigm has been called into doubt by transcription assays based on individual P. falciparum transcript identification in single infected erythrocytic cells using RNA fluorescent in situ hybridization (FISH) analysis of var gene transcription by the parasite in individual nuclei of P. falciparum IE1.
Here, we present a detailed protocol for carrying out the RNA-FISH methodology for analysis of var gene transcription in single-nuclei of P. falciparum infected human erythrocytes. The method is based on the use of digoxigenin- and biotin- labeled antisense RNA probes using the TSA Plus Fluorescence Palette System2 (Perkin Elmer), microscopic analyses and freshly selected P. falciparum IE. The in situ hybridization method can be used to monitor transcription and regulation of a variety of genes expressed during the different stages of the P. falciparum life cycle and is adaptable to other malaria parasite species and other organisms and cell types.

Analysis of Single-cell Gene Transcription by RNA Fluorescent In Situ Hybridization FISH

Fluorescent in situ hybridization (FISH) to identify mRNA transcripts in individual cells allows analysis of polygenic activity such as the simultaneous transcription of more than one member of the var multigene family in Plasmodium falciparum infected erythrocytes 1. The technique is adaptable and can be used on different types of genes, cells and organisms.

RNA Floresan tarafından Tek hücreli Gen Transkripsiyon Analizi<em&gt; In Situ</em&gt; Hibridizasyon (FISH)

Adhesion of Plasmodium falciparum infected erythrocytes (IE) to human endothelial receptors during malaria infections is mediated by expression of PfEMP1 ...

Visualization and Analysis of mRNA Molecules Using Fluorescence In Situ Hybridization in Saccharomyces cerevisiae

The Fluorescence in situ Hybridization (FISH) method allows one to detect nucleic acids in the native cellular environment. Here we provide a protocol for using FISH to quantify the number of mRNAs in single yeast cells. Cells can be grown in any condition of interest and then fixed and made permeable. Subsequently, multiple single-stranded deoxyoligonucleotides conjugated to fluorescent dyes are used to label and visualize mRNAs. Diffraction-limited fluorescence from single mRNA molecules is quantified using a spot-detection algorithm to identify and count the number of mRNAs per cell. While the more standard quantification methods of northern blots, RT-PCR and gene expression microarrays provide information on average mRNAs in the bulk population, FISH facilitates both the counting and localization of these mRNAs in single cells at single-molecule resolution.

Visualization and Analysis of mRNA Molecules Using Fluorescence In Situ Hybridization in Saccharomyces cerevisiae

This protocol describes an experimental procedure for performing Fluorescence in situ Hybridization (FISH) for counting mRNAs in single cells at single-molecule resolution.

Floresan kullanarak mRNA Moleküllerin Görselleştirme ve Analiz<em&gt; Yerinde</emIn&gt; Hibridizasyon<em&gt; Saccharomyces cerevisiae</em

The Fluorescence in situ Hybridization (FISH) method allows one to detect nucleic acids in the native cellular environment. Here we provide a protocol for ...

Real-time Imaging of Single Engineered RNA Transcripts in Living Cells Using Ratiometric Bimolecular Beacons

The growing realization that both the temporal and spatial regulation of gene expression can have important consequences on cell function has led to the development of diverse techniques to visualize individual RNA transcripts in single living cells. One promising technique that has recently been described utilizes an oligonucleotide-based optical probe, ratiometric bimolecular beacon (RBMB), to detect RNA transcripts that were engineered to contain at least four tandem repeats of the RBMB target sequence in the 3&#8217;-untranslated region. RBMBs are specifically designed to emit a bright fluorescent signal upon hybridization to complementary RNA, but otherwise remain quenched. The use of a synthetic probe in this approach allows photostable, red-shifted, and highly emissive organic dyes to be used for imaging. Binding of multiple RBMBs to the engineered RNA transcripts results in discrete fluorescence spots when viewed under a wide-field fluorescent microscope. Consequently, the movement of individual RNA transcripts can be readily visualized in real-time by taking a time series of fluorescent images. Here we describe the preparation and purification of RBMBs, delivery into cells by microporation and live-cell imaging of single RNA transcripts.

Ratiometric bimolecular beacons (RBMBs) can be used to image single engineered RNA transcripts in living cells. Here, we describe the preparation and purification of RBMBs, delivery of RBMBs into cells by microporation and fluorescent imaging of single RNA transcripts in real-time.

Oranlı metrik Bimoleküler Fenerleri kullanma Yaşam Hücrelerde Tek Engineered RNA Transkriptlerinin Gerçek zamanlı Görüntüleme

The growing realization that both the temporal and spatial regulation of gene expression can have important consequences on cell function has led to the ...

Measuring the Osmotic Water Permeability Coefficient (Pf) of Spherical Cells: Isolated Plant Protoplasts as an Example

Studying AQP regulation mechanisms is crucial for the understanding of water relations at both the cellular and the whole plant levels. Presented here is a simple and very efficient method for the determination of the osmotic water permeability coefficient (Pf) in plant protoplasts, applicable in principle also to other spherical cells such as frog oocytes. The first step of the assay is the isolation of protoplasts from the plant tissue of interest by enzymatic digestion into a chamber with an appropriate isotonic solution. The second step consists of an osmotic challenge assay: protoplasts immobilized on the bottom of the chamber are submitted to a constant perfusion starting with an isotonic solution and followed by a hypotonic solution. The cell swelling is video recorded. In the third step, the images are processed offline to yield volume changes, and the time course of the volume changes is correlated with the time course of the change in osmolarity of the chamber perfusion medium, using a curve fitting procedure written in Matlab (the &#8216;PfFit&#8217;), to yield Pf.

Measuring the Osmotic Water Permeability Coefficient Pf of Spherical Cells: Isolated Plant Protoplasts as an Example

Measuring the osmotic water permeability coefficient (Pf) of cells can help understand the regulatory mechanisms of aquaporins (AQPs). Pf determination in spherical plant cell protoplasts presented here involves protoplasts isolation and numerical analysis of their initial rate of volume change as a result of an osmotic challenge during constant bath perfusion.

Ozmotik Su Geçirgenliği Katsayısı (P Ölçme<sub&gt; F</sub&gt;) Küresel Hücreleri: Bir Örnek olarak İzole Bitki protoplastlan

Studying AQP regulation mechanisms is crucial for the understanding of water relations at both the cellular and the whole plant levels. Presented here is ...

Fluorescence Imaging with One-nanometer Accuracy (FIONA)

Fluorescence imaging with one-nanometer accuracy (FIONA) is a simple but useful technique for localizing single fluorophores with nanometer precision in the x-y plane. Here a summary of the FIONA technique is reported and examples of research that have been performed using FIONA are briefly described. First, how to set up the required equipment for FIONA experiments, i.e., a total internal reflection fluorescence microscopy (TIRFM), with details on aligning the optics, is described. Then how to carry out a simple FIONA experiment on localizing immobilized Cy3-DNA single molecules using appropriate protocols, followed by the use of FIONA to measure the 36 nm step size of a single truncated myosin Va motor labeled with a quantum dot, is illustrated. Lastly, recent effort to extend the application of FIONA to thick samples is reported. It is shown that, using a water immersion objective and quantum dots soaked deep in sol-gels and rabbit eye corneas (&#62;200 &#181;m), localization precision of 2-3 nm can be achieved.

Fluorescence Imaging with One-nanometer Accuracy FIONA

Single fluorophores can be localized with nanometer precision using FIONA. Here a summary of the FIONA technique is reported, and how to carry out FIONA experiments is described.

Bir nanometre Hassasiyet Floresans Görüntüleme (Fiona)

Fluorescence imaging with one-nanometer accuracy (FIONA) is a simple but useful technique for localizing single fluorophores with nanometer precision in ...