Bu çalışma Weihong Lin için araştırma destekleri (NIH / NIDCD 009.269, 012.831 ve ARRA idari ek NIH hibe) tarafından desteklenmiştir. Biz özellikle kamera çekimi ve işleme yaptığı teknik yardım için UMBC de Bay Tim Ford teşekkür ederim. Ayrıca videoya, kendi ekipman yardım için Olympus America Inc Dr Daphne Blumberg, UMBC de Bayan Chere Petty ve Bay Nicholas McCollum teşekkür etmek istiyorum.

1. Fare Burun Hazırlık Bu çalışmada, yetişkin C57BL / 6 fareleri kullanılmıştır plan. Tüm hayvan bakımı ve işlemleri University of Maryland, Baltimore County Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi (IACUC) tarafından onaylanmıştır. 1.1 paraformaldahyde sabit fareler burun Edinme <img src="/files/ftp_upload/50538/50538fig1.jpg" alt="Şekil 1" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50538/50538fig1highres.jpg"/> Şekil 1. Bir fare kafatası kemikleri bir:. Kafatasının dorsal görünüş B:. Kaldırıldı çene ile kafatasının alttan görünüşü. Kafatası 40 günlük bir fareden hazırlandı. Bireysel kemikler daha iyi görünüm için renkli. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50538/50538fig1large.jpg" target="_blank">büyük rakam görmek için buraya tıklayın</a> . <ol><li> Inci takip bireysel fareler düzeltmek için transcardially serpmekLin ve diğ. e protokolü, (2008) 16. Kısaca, fareler,% 3 paraformaldehit içeren bir fosfat tamponlu sabitleştirici ve ardından 0.1 M fosfat tampon maddesi (PB, 30-50 mL) ile transkardiyal perfüze tribromoethanol (Avertin 250 mcg / g vücut ağırlığı) ile derin bir anestezi uygulanmıştır 19 mM L-Lizin monohidroklorür ve% 0.23 sodyum m-periodat (yaklaşık 35-50 ml) eklenmiştir. Bir de hayvan perfüzyon 35 vallahi makaledeki adımları takip edebilirsiniz. </li><li> Çene kesilmiş (ya da alt çene) ve kafasına cilt kaldırmak için bir makas kullanın. </li><li> Vücudun geri kalanından tüm kafa ayırın. </li><li> Damak çıkarın. Ayrıca, temiz ve Şekiller 1A ve 1B &#39;de gösterilen örnek almak için kafatası yüzeyi üzerinde kalan bağ dokusu ve kas çıkarın. </li><li> Bir diseksiyon mikroskobu altında, beyin ve koku ampuller kapsayan kafatası kemiği kaldırmak. Aşırı doku ve kemikleri keserek. Yokte, beyin ve burun bağlı kalır hangi genişletilmiş doku hazırlanması için, sadece kafatası kemikleri kaldırılır. Immünohistokimyasal deneyler için, doku, 1.5 saat boyunca post-sabit ve gece boyunca% 25 sukroz ile (PBS), 0.1 M fosfat tamponlu salin aktarılmıştır. Burun doku tamponlu sükroz çözeltisi içinde birkaç kez batırarak diseksiyon boyunca nemlendirilmiş tutulmalıdır. </li></ol> 1.2 taze ötenazi fareler burun Kazanılması <ol><li> Bağımsız farenin temiz bir kafes aktarılır ve son nefes sonra servikal dislokasyon 5 dakika izledi CO2 gazı, maruz bırakılmıştır. Burun dokusunda kan azaltmak için, göğüs açık ve kan boşalması için kalp kesmek için bir makas kullanın. </li><li> % 25 sakaroz ile sonrası tespit ve cryoprotection dışında, 1.1.5 için adımları 1.1.2 tekrarlayın. Numune, nemlendirilmiş bir muhafaza ve Tyrode tuz çözeltisi ihtiva eden (mM olarak) ile muhafaza edilmelidir: 140 NaCl, 5 KCI, 1 MgCl2, 1 CaCl2, 10 Na piruvat, 10 D-glikoz, 10 N-2-hydroxyethylpiperazine-N&#39;-2-etansülfonik asit tampon maddesi (HEPES, pH 7.4 &#39;de ayarlandı). Alternatif olarak, Kimwipes bir parça kat diseksiyon sırasında numune altında Tyrode çözümü ve yer ile ıslatın ve bazen hücre ve dokuların canlılığını korumak için nemlendirilmiş tutmak için Tyrode çözüm numune daldırma veya doku üzerine bazı çözüm bırakın . </li></ol> 2. Kesici, Ön Vomer ve Çene Kemik Temizleme <ol><li> Bir ventral bakış açısından başlar. Vomer kemik bulun ve kemik ventral çoğunlukla kırmak için dişli bir rongeur veya forseps kullanarak uzunluğu boyunca vomer kemik kırmak. </li><li> Dişli forseps kullanarak, yavaşça vomeronasal organı (VNO) uzak kemik parçaları dolaşan tarafından vomer kemik kırık parçaları çıkarın. Not,, eski bir aydan az, ya da Çevre Bakanlığı ile ilgilenen yalnızca fareler için bu iki steps atlanabilir. </li><li> Forseps ile sıkıca kafa tutun. Kesici dişler ve iki kesici dişler ve vomer kemik arasında ön maksilla eklemli bölgenin hem ön kısmını kırmaya rongeur kullanın. </li><li> Kadar dorsal elmacık plaka seviyesine elmacık kemer için sadece ön bölgede sağ maksilla ventral kısmı kırın. </li><li> Dorsal bakış açısı için burun ters çevirin. Dorsal elmacık plaka sağ maksilla anterior kırmak için rongeur kullanın. Elmacık plaka tüm sağ maksilla ön gevşek olmalıdır. Yavaşça maksilla altında yatan herhangi bir burun doku ayırmak için ince forseps kullanın ve sonra yavaşça kemik parçası kaldırarak. </li><li> Sol kesici ve sol ön maksilla gevşetin ve burun kemiği çıkarıldıktan sonra bunları kaldırmak için adımları 2.4 ve 2.5 tekrarlayın. </li></ol> 3. Burun kemik ve dorsal Zigomatik Plaka Kaldırma <ol><li> Yeniden dişli forseps veya rongeur kullanınburun kemikleri sadece kaudal frontal kemiklerin kalan taşıyın. Kemik bu parça çıkardıktan sonra, burun kemiğinin kuyruk parçası forseps kullanarak kavradı edilebilir. </li><li> Elmacık plakasına bağlı olan elmacık kemer, ön kısmı kırmak için rongeur kullanın. </li><li> Elmacık plaka dorsal sonu lateral kenarında ince forseps alın ve yavaşça kemik çevirmek ve çıkarın. Kemik gevşek değilse, kaldırılması için gevşetmek için yavaşça kelepçe için rongeur kullanın. </li><li> Sağ ve sol burun kemikleri arasındaki medial dikiş gevşetmek için ince forseps veya bir jilet kullanın. </li><li> Sağ burun kemiğinin kuyruk sonuna kavrama dişli forseps kullanın. Yavaşça doku yatan ayırmak için iki yana kemik hareket ettirin. Bu yan, kemik yana hareket için burun kemiğinin kaudal üçüncü boyunca forseps hareket için yararlıdır. Burun kemiği ayıran olarak, yavaş yavaş kuyruk ucundan kemik kaldırın. </li><li> T iseo burun kemiği hafifçe kaldırdı, ince solunum epitel doku ile kaplı olduğu kemik bir yan yüzeyleyen ortaya çıkarmak için yanal kemik yatırın. Yavaşça burun kemiği bu doku serbest bırakmak için ince forseps kullanın. Burun kemiği kaldırmak için devam edin. Kemik tamamen temel dokusu ayrılır zaman, rostral sonunda burun kemik kesmek için makas kullanın. </li><li> Sol burun kemiğin çıkarılması için adımları 3.1, 3.5 ve 3.6 tekrarlayın. </li><li> Adımlar burun sol tarafı için 3.2 ve 3.3 tekrarlayın. </li></ol> 4. Yanal Zigomatik Plaka Kaldırma <ol><li> Bir anda elmacık plaka bir tarafı çıkarın. Ya elmacık plaka ilk kaldırılabilir. </li><li> Bir ventral bakış açısından, ara zigomatik ark ulaşana kadar zigomatik ark aşağı maksilla kırmak. </li><li> Dorsal bakış açısından, yavaşça zigomatik ark kapmak ve ileri ve yanal kaldırın. Elmacık plaka hala herhangi bir dokuya bağlıysa, ince almakforseps ve hafifçe doku ve kemik arasındaki bağlantıları sever. </li><li> Burun bölgesinin, diğer tarafta elmacık plaka için tekrarlayın. </li></ol> 5. Orbit Kemik Temizleme <ol><li> Bir ventral bakış açısından, burun azı dişleri arasındaki palantine kemik kırmak. </li><li> Burnun her iki tarafında 3 azı dişleri ve maksilla kırmak için rongeur kullanın. </li><li> Burnun her iki tarafında konka için ventral ve posterior kemik kalan kalın parçaları kırmak ve çıkarın. </li></ol> 6. Etmoid kemik Temizleme <ol><li> Konkalar için kuyruk çıkıntılı etmoid kemik herhangi bir bölümünü kırmak. Bu konka kapsayan etmoid kemik ince parçalar çıkarırken konka doku kaybını önlemek için gereklidir. </li><li> Burun sağ taraf için, etmoid kemiğin ön kenarında ince forseps yerleştirin ve yavaşça çıkarın. Kemiğin bir kısmı kalacak, tüm kadar bu işlemi tekrarlayınkonka kapsayan ince kemik kaldırıldı. Konka kemikler hazırlıkları çoğunda kaldırılması gerekmez. Yaşlı farelerde, kribriform plaka kırılgan hale gelir. Nazal doku cryosectioning gerekli ise, kemik kaynaklanan olası hasarı azaltmak için ince forseps ile plakanın küçük parçalar çıkarın. </li><li> Burun sol tarafında için adım 6.2) tekrarlayın. </li><li> Önce kesit için kalan kemik parçaları çıkarın. Not: hayvanlarda daha septum kemik bir yaşındaki, posterodorsal bölge biraz daha kalın ve sert. Güzel bir forseps kullanarak bu bölümünü kaldırabilirsiniz. Septum kemik ve astar epitel doku dorsal kısmını ayırmak için kemiğin her iki tarafına forseps ucu yerleştirin. Kemik kapmak ve örnek tutmak için forseps bir çift kullanın. Septum alt kıkırdak kısmı üst kemik kısmı kırmak ve yavaşça çıkarmak için forseps başka bir çift kullanın. </li></ol><ol><li> Aspiratör vakum pompası ayarlayın. </li><li> Bir gömme kalıp burun yerleştirin. Ekim medyada Batmak burun. </li><li> Burun dokusu içinde hava kabarcığı kaldırmak için bir vakum kullanın. Bu işlem 5 dakika kadar sürer. </li><li> Hava kabarcığı çıkarmadan sonra, istenen yönde doku ayarlayın. </li><li> OCT ve kuru buz kullanarak kalıp doku dondurma. Gömülü doku sonra hemen cryosectioned veya -80 ° C ileride kullanmak üzere saklanabilir. </li></ol>

<ol>
	<li>Naclerio, R. M., Pinto, J., Assanasen, P., Baroody, F. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Observations+on+the+ability+of+the+nose+to+warm+and+humidify+inspired+air.">Observations on the ability of the nose to warm and humidify inspired air.</a> Rhinology. 45, 102-111 (2007).</li><li>Bjermer, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+nose+as+an+air+conditioner+for+the+lower+airways.">The nose as an air conditioner for the lower airways.</a> Allergy. 54, 26-30 (1999).</li><li>Firestein, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+the+olfactory+system+makes+sense+of+scents.">How the olfactory system makes sense of scents.</a> Nature. 413, 211-218 (2001).</li><li>Bryant, B., Silver, W. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Chemisthesis: The common chemical sense. , (2000).</li><li>Gross, E. A., Swenberg, J. A., Fields, S., Popp, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+morphometry+of+the+nasal+cavity+in+rats+and+mice.">Comparative morphometry of the nasal cavity in rats and mice.</a> J. Anat. 135, 83-88 (1982).</li><li>Halpern, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+organization+and+function+of+the+vomeronasal+system.">The organization and function of the vomeronasal system.</a> Annu. Rev. Neurosci. 10, 325-362 (1987).</li><li>Rodolfo-Masera, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Su+l'esquoestizenza+di+un+particulare+organo+olfacttivo+nel+setto+nasale+della+cavia+e+di+altri+roditori.">Su l'esquoestizenza di un particulare organo olfacttivo nel setto nasale della cavia e di altri roditori.</a> Arch. Ital. Anat. Embryol. 48, 157-212 (1943).</li><li>Levai, O., Strotmann, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Projection+pattern+of+nerve+fibers+from+the+septal+organ:+DiI-tracing+studies+with+transgenic+OMP+mice.">Projection pattern of nerve fibers from the septal organ: DiI-tracing studies with transgenic OMP mice.</a> Histochemistry and Cell biology. 120, 483-492 (2003).</li><li>Storan, M. J., Key, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Septal+organ+of+Gruneberg+is+part+of+the+olfactory+system.">Septal organ of Gruneberg is part of the olfactory system.</a> J. Comp. Neurol. 494, 834-844 (2006).</li><li>Restrepo, D., Arellano, J., Oliva, A. M., Schaefer, M. L., Lin, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Emerging+views+on+the+distinct+but+related+roles+of+the+main+and+accessory+olfactory+systems+in+responsiveness+to+chemosensory+signals+in+mice.">Emerging views on the distinct but related roles of the main and accessory olfactory systems in responsiveness to chemosensory signals in mice.</a> Horm. Behav. 46, 247-256 (2004).</li><li>Breer, H., Fleischer, J., Strotmann, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+sense+of+smell:+multiple+olfactory+subsystems.">The sense of smell: multiple olfactory subsystems.</a> Cell Mol. Life Sci. 63, 1465-1475 (2006).</li><li>Munger, S. D., Leinders-Zufall, T., Zufall, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subsystem+organization+of+the+mammalian+sense+of+smell.">Subsystem organization of the mammalian sense of smell.</a> Annu. Rev. Physiol. 71, 115-140 (2009).</li><li>Finger, T. E., St Jeor, V. L., Kinnamon, J. C., Silver, W. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrastructure+of+substance+P-+and+CGRP-immunoreactive+nerve+fibers+in+the+nasal+epithelium+of+rodents.">Ultrastructure of substance P- and CGRP-immunoreactive nerve fibers in the nasal epithelium of rodents.</a> J. Comp. Neurol. 294, 293-305 (1990).</li><li>Papka, R. E., Matulionis, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Association+of+substance-P-immunoreactive+nerves+with+the+murine+olfactory+mucosa.">Association of substance-P-immunoreactive nerves with the murine olfactory mucosa.</a> Cell Tissue Res. 230, 517-525 (1983).</li><li>Baraniuk, J. N., Kim, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nasonasal+reflexes,+the+nasal+cycle,+and+sneeze.">Nasonasal reflexes, the nasal cycle, and sneeze.</a> Curr. Allergy Asthma Rep. 7, 105-111 (2007).</li><li>Lin, W., Ogura, T., Margolskee, R. F., Finger, T. E., Restrepo, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=TRPM5-expressing+solitary+chemosensory+cells+respond+to+odorous+irritants.">TRPM5-expressing solitary chemosensory cells respond to odorous irritants.</a> J. Neurophysiol. 99, 1451-1460 (2008).</li><li>Ogura, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cholinergic+microvillous+cells+in+the+mouse+main+olfactory+epithelium+and+effect+of+acetylcholine+on+olfactory+sensory+neurons+and+supporting+cells.">Cholinergic microvillous cells in the mouse main olfactory epithelium and effect of acetylcholine on olfactory sensory neurons and supporting cells.</a> J. Neurophysiol. 106, 1274-1287 (2011).</li><li>Finger, T. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Solitary+chemoreceptor+cells+in+the+nasal+cavity+serve+as+sentinels+of+respiration.">Solitary chemoreceptor cells in the nasal cavity serve as sentinels of respiration.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100, 8981-8986 (2003).</li><li>Gulbransen, B. D., Clapp, T. R., Finger, T. E., Kinnamon, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nasal+solitary+chemoreceptor+cell+responses+to+bitter+and+trigeminal+stimulants+in+vitro.">Nasal solitary chemoreceptor cell responses to bitter and trigeminal stimulants in vitro.</a> J. Neurophysiol. 99, 2929-2937 (2008).</li><li>Zhao, K., Dalton, P., Yang, G. C., Scherer, P. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Numerical+modeling+of+turbulent+and+laminar+airflow+and+odorant+transport+during+sniffing+in+the+human+and+rat+nose.">Numerical modeling of turbulent and laminar airflow and odorant transport during sniffing in the human and rat nose.</a> Chemical Senses. 31, 107-118 (2006).</li><li>Ressler, K. J., Sullivan, S. L., Buck, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+zonal+organization+of+odorant+receptor+gene+expression+in+the+olfactory+epithelium.">A zonal organization of odorant receptor gene expression in the olfactory epithelium.</a> Cell. 73, 597-609 (1993).</li><li>Vassar, R., Ngai, J., Axel, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatial+segregation+of+odorant+receptor+expression+in+the+mammalian+olfactory+epithelium.">Spatial segregation of odorant receptor expression in the mammalian olfactory epithelium.</a> Cell. 74, 309-318 (1993).</li><li>Fulle, H. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+receptor+guanylyl+cyclase+expressed+specifically+in+olfactory+sensory+neurons.">A receptor guanylyl cyclase expressed specifically in olfactory sensory neurons.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 92, 3571-3575 (1995).</li><li>Juilfs, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+subset+of+olfactory+neurons+that+selectively+express+cGMP-stimulated+phosphodiesterase+(PDE2)+and+guanylyl+cyclase-D+define+a+unique+olfactory+signal+transduction+pathway.">A subset of olfactory neurons that selectively express cGMP-stimulated phosphodiesterase (PDE2) and guanylyl cyclase-D define a unique olfactory signal transduction pathway.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 94, 3388-3395 (1997).</li><li>Lin, W., Arellano, J., Slotnick, B., Restrepo, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odors+detected+by+mice+deficient+in+cyclic+nucleotide-gated+channel+subunit+A2+stimulate+the+main+olfactory+system.">Odors detected by mice deficient in cyclic nucleotide-gated channel subunit A2 stimulate the main olfactory system.</a> The Journal of Neuroscience: The Official journal of the Society for Neuroscience. 24, 3703-3710 (2004).</li><li>Ishii, T., Omura, M., Mombaerts, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protocols+for+two-+and+three-color+fluorescent+RNA+in+situ+hybridization+of+the+main+and+accessory+olfactory+epithelia+in+mouse.">Protocols for two- and three-color fluorescent RNA in situ hybridization of the main and accessory olfactory epithelia in mouse.</a> J. Neurocyt. 33, 657-669 (2004).</li><li>Lee, A. C., Tian, H., Grosmaitre, X., Ma, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+patterns+of+odorant+receptors+and+response+properties+of+olfactory+sensory+neurons+in+aged+mice.">Expression patterns of odorant receptors and response properties of olfactory sensory neurons in aged mice.</a> Chemical Senses. 34, 695-703 (2009).</li><li>Packard, A., Schnittke, N., Romano, R. A., Sinha, S., Schwob, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DeltaNp63+regulates+stem+cell+dynamics+in+the+mammalian+olfactory+epithelium.">DeltaNp63 regulates stem cell dynamics in the mammalian olfactory epithelium.</a> The Journal of Neuroscience: the official journal of the Society for Neuroscience. 31, 8748-8759 (2011).</li><li>Matthews, J. B., Mason, G. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Influence+of+decalcifying+agents+on+immunoreactivity+of+formalin-fixed,+paraffin-embedded+tissue.">Influence of decalcifying agents on immunoreactivity of formalin-fixed, paraffin-embedded tissue.</a> Histochem J. 16, 771-787 (1984).</li><li>Athanasou, N. A., Quinn, J., Heryet, A., Woods, C. G., McGee, J. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+decalcification+agents+on+immunoreactivity+of+cellular+antigens.">Effect of decalcification agents on immunoreactivity of cellular antigens.</a> J. Clin. Pathol. 40, 874-878 (1987).</li><li>Hegg, C. C., Irwin, M., Lucero, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcium+store-mediated+signaling+in+sustentacular+cells+of+the+mouse+olfactory+epithelium.">Calcium store-mediated signaling in sustentacular cells of the mouse olfactory epithelium.</a> Glia. 57, 634-644 (2009).</li><li>Spehr, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Essential+role+of+the+main+olfactory+system+in+social+recognition+of+major+histocompatibility+complex+peptide+ligands.">Essential role of the main olfactory system in social recognition of major histocompatibility complex peptide ligands.</a> The Journal of Neuroscience: the official journal of the Society for Neuroscience. 26, 1961-1970 (2006).</li><li>Ma, M., Chen, W. R., Shepherd, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+characterization+of+rat+and+mouse+olfactory+receptor+neurons+from+an+intact+epithelial+preparation.">Electrophysiological characterization of rat and mouse olfactory receptor neurons from an intact epithelial preparation.</a> J. Neurosci. Methods. 92, 31-40 (1999).</li><li>Cygnar, K. D., Stephan, A. B., Zhao, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analyzing+responses+of+mouse+olfactory+sensory+neurons+using+the+air-phase+electroolfactogram+recording.">Analyzing responses of mouse olfactory sensory neurons using the air-phase electroolfactogram recording.</a> J. Vis. Exp. (37), e1850 (2010).</li><li>Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole+animal+perfusion+fixation+for+rodents.">Whole animal perfusion fixation for rodents.</a> J. Vis. Exp. (65), e3564 (2012).</li><li>Lin, W., Margolskee, R., Donnert, G., Hell, S. W., Restrepo, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfactory+neurons+expressing+transient+receptor+potential+channel+M5+(TRPM5)+are+involved+in+sensing+semiochemicals.">Olfactory neurons expressing transient receptor potential channel M5 (TRPM5) are involved in sensing semiochemicals.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104, 2471-2476 (2007).</li><li>Lin, W., Ezekwe, E. A., Zhao, Z., Liman, E. R., Restrepo, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=TRPM5-expressing+microvillous+cells+in+the+main+olfactory+epithelium.">TRPM5-expressing microvillous cells in the main olfactory epithelium.</a> BMC Neurosci. 9, 114 (2008).</li><li>Ogura, T., Krosnowski, K., Zhang, L., Bekkerman, M., Lin, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemoreception+regulates+chemical+access+to+mouse+vomeronasal+organ:+role+of+solitary+chemosensory+cells.">Chemoreception regulates chemical access to mouse vomeronasal organ: role of solitary chemosensory cells.</a> PLoS One. 5, e11924 (2010).</li><li>Sathyanesan, A., Feijoo, A. A., Mehta, S. T., Nimarko, A. F., Lin, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+profile+of+G-protein+&#946;&#947;+subunit+gene+transcripts+in+the+mouse+olfactory+sensory+epithelia.">Expression profile of G-protein &#946;&#947; subunit gene transcripts in the mouse olfactory sensory epithelia.</a> Frontiers in Cellular Neuroscience. 7, 84 (2013).</li></ol>

Yazarlar hiçbir rakip mali çıkarlarının olmadığını beyan ederim.

Burada, aşağıdaki doku koruyucu iken sırayla çevreleyen kemik kaldırarak fare burnundan sağlam koku ve solunum doku izole etmek için bir adım-adım prosedürü gösterdi. Dikkatli kemik kaldırma bütün olarak bile en hassas dokuları korumak olduğunu göstermektedir. Biz de sinir bağlantısını korumak için birlikte beyin ve burun dokusu hem izole edildiği bu tekniğin olası değişiklikler, fikir paylaşmak. Bu yeni yöntem, in situ hibridizasyon ile immünohistokimyasal, RNA, daha fazla işle...

Memeli burun boşluğu doku ve farklı fonksiyonlara hizmet organların çeşitli türlerini içerir. Burun boşluğuna, akciğerlere ve dışına hava yolculuğu sağlayan, üst solunum yolu, ve giriş kısmını oluşturur. Solunan hava o da temizlik ya da rahatsız edici ve toksik maddeler ve bulaşıcı mikroorganizmaların 2 kaldırmak için filtreleme olarak sıcaklık ve nem klima 1 uğrar burun boşluğu geçer. Her iki tedavi burun epiteli ve bezleri ve damarlar da dahil olmak üzere subepitelial dokular, tarafından yürütülen ve alt solunum yolları ve akciğer korumak için büyük öneme sahiptir. Solunum ve epitel savunma rolüne ek olarak, nazal doku da geçen hava kimyasal maddelerin geniş bir tespit koku ve trigeminal sistemleri, periferal duyu cihazları içerir. Aktif olduğu sistemine bağlı olarak, burun kimyasalların duyusal algılama ya temin edebilirsinizkoku, tahriş, ya da ağrı 3,4 duygusu. Periferik koku alma sistemi karmaşık ve burun boşluğu içinde çeşitli anatomik olarak ayrılmış koku alma duyu organları oluşur olduğunu. Bunlar arasında, ana koku epiteli (MEB) kemirgenler 5 burun epitel yaklaşık 45-52% oluşturur ve arka bölgede bulunduğu, en büyüğüdür. Anteroventral bölgede, burun septum her tarafında oturup vomeronasal organı 6, ​​olarak bilinen boru yapıların bir çift vardır. Masera 7,8 ve Grüneberg ganglion 9 septal organı olarak bilinen koku duyu nöronlarının iki ek küçük gruplar, sırasıyla, ventral septum ve burun boşluğunun dorsal giriş bölgesine birlikte bulunur. Bu çevresel organlar ayırt edici morfolojik özellikleri, hücre belirteci ifade ve fizyolojik fonksiyonu ile nöro-epitel içerir. Birlikte koku binlerce tespitzarif hassasiyeti 10-12 ile moleküller. Koku alma duyu organları ek olarak, burun boşluğunun diğer duyu sistemleri ev sahipliği yapmaktadır. Bu peptiderjik trigeminal sinir lifleri burun epitelinde, özellikle solunum yolu epitel 13,14 mevcut olduğu bilinmektedir. Bu liflerin bazı rahatsız edici ve zehirli kimyasallar tespit etmek ve bu tür öksürük ve 4,15 hapşırma gibi koruyucu refleksleri başlatmak için sorumludur. Rahatsız edici kokulu ve acı bileşikler de birçoğu trigeminal sinir lifleri 16-19 tarafından innerve tek kimyasal-duyusal hücreler (SCC), bir yeni keşfedilen nüfus ile tespit edilebilir. Bu SCC aynı zamanda bir koruyucu fonksiyon 16-18 hizmet olabileceğini ima, burun boşluğu ve vomeronasal giriş kanallarının giriş bölgesinde daha yüksek yoğunluğa sahip bulunmaktadır. Böylece, burun epitel fonksiyonu, morfolojisi önemli ölçüde farklı olabilir, ve hücre kompozisyon kendi bağlı olarakanatomik yerleri. Hatta tek ve özel epitel içinde, bölgesel farklılıklar vardır. MEB böyle bir örnektir. Karmaşık ve yapılar kıvrılmış MEB hatları çeşitli konka,. Böylece onları nedeniyle, farklı MEB deneyimi farklı hava akış oranlarının bölgelere ve farklı difüzyon ve hava koku moleküllerini 20 kota kullanım oranları. Ayrıca, belirli bir koku reseptörü ifade koku duyu nöronlarının (OSNs) MEB 21,22 bölgeleri etrafından dört birinde yer olduğu bilinmektedir. Bu konumu fark nasıl etkilediğini koku bir OSN cevabı büyük ölçüde bilinmemektedir. Buna ek olarak, bazı nüfus OSN bölgesel olarak tercih sergiler. Guanil siklaz-D (GC-D)-ifade OSNs ectoturbinates 23,24 ve cul-de-sac bölgeler lehine bölgeli dağılımları var. Daha yakın zamanlarda, biz (tr geçici reseptör potansiyeli kanal M5 ifade kanonik OSNs bir alt bulunduPm5) ve tercihli olarak, lateral ve ventral bölgeleri 25 bulunur. Bu sonuçlar MEB tekdüze değildir gösterir. Ancak bu bölgesel farklılıklar koku kodlama nasıl etkilediğini anlaşılamamıştır. Ayrıntılı fizyolojik MEB incelenmesi ve burun mevcut yöntemlerle korunmuş anatomik organizasyonu ile sağlam nazal epitel elde zorluğu ile sınırlı olduğundan bu kısmındadır. Burun epitel ağırlıklı olarak burun, maksilla, damak, elmacık ve etmoid kemikler de dahil olmak üzere kafatası ön kemikleri ile çevrilidir. Yetişkin fare ve diğer kemirgen modellerinde, bu kemikler özellikle yakından bağlantılı nazal doku, hassas konka zarar vermeden kaldırmak zordur ve zordur. Genellikle, kimyasal bazlı yumuşatma immünohistokimyasal, morfolojik ve in situ hibridizasyon çalışmalar için nazal dokuların cryosectioning izin kemikleri yumuşatmak için kullanılan, ancak, bağımlıding hayvanın yaşına, yumuşatma işlemi bir gecede en fazla 7 gün 24,26-28 sürebilir. Bu doku fiksatif korunmuş olması gerekir, çünkü bu tedavi de sınırlıdır. Ayrıca, kimyasal yumuşatma sert ve bazı hassas antikor 29,30 ve immün etkileyebilir. Fizyolojik çalışmalar için, canlı doku gereklidir ve bu nedenle, bu deneyler genellikle izole OSNs veya olan kafatası kemikleri ince ve 17,31,32 yumuşak yenidoğan elde MEB dilim yürütülmektedir. Fizyolojik çalışmalar da bölme kafa 25,33,34 tarafından bütün montaj hazırlıkları yararlanabilirler, ancak burun medial yüzeyi genellikle sadece diğer alanlarda fizyolojik kayıtları sınırlayıcı, kolayca erişilebilir. Burada, korunmuş orijinal anatomik organizasyon ve morfolojisi ile sağlam burun dokuları hazırlamak için etkili, el kemik sıyırma yöntem açıklanmaktadır. Biz sırayla ön en önemli kemikleri çıkarınfareler çok eski olmadıkça ince konka kemikleri sağlam tutmak ve cryosectioning ise neredeyse tamamen sağlam burun epitel ortaya çıkarmak için bir diseksiyon mikroskop altında kafatası gereklidir. Ayrıca, böylece çevresel hem de merkezi devrelerinin aynı anda inceleme kolaylığı, nazal doku ve olfaktor arasındaki bağlantı, hem de beynin geri kalanı korumak için yöntem uzanır. Önerilen yöntem, paraformaldehid sabit, hem de taze, canlı nazal doku hazırlamak için de kullanılabilir. Böylece, yöntem solunum, koku alma ve burun hasar ve hastalık, morfolojik immünohistokimyasal ve fizyolojik çalışmalar kolaylaştırmak için bekleniyor.

<table><tbody><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Dissection&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Rongeur, 1.0 mm Jaw width</td><td>World Precision Instruments (WPI)</td><td>501333</td><td></td></tr><tr><td>Fine forceps, Dumont 3 </td><td>WPI</td><td>503235</td><td></td></tr><tr><td>Fine forceps, Dumont 55</td><td>WPI</td><td>14099</td><td></td></tr><tr><td>Fine forceps, Dumont AA</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>11210-20</td><td></td></tr><tr><td>Specimen forceps, Serrated</td><td>VWR</td><td>82027-440</td><td></td></tr><tr><td>Operating scissors</td><td>WPI</td><td>501753</td><td></td></tr><tr><td>Iris scissors, Straight</td><td>Miltex</td><td>V95-304</td><td></td></tr><tr><td>Dissection microscope</td><td>Olympus</td><td>SZ40</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">[header]</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Tissue embedding&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Optimum cutting temperature (OCT) compound</td><td>Sakura Finetek</td><td>4583</td><td></td></tr><tr><td>Plastic embedding mold</td><td>VWR</td><td>15160-215</td><td></td></tr><tr><td>Aspirator vacuum pump</td><td>Fisher Scientific</td><td>09-960-2</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">[header]</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Section staining &lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Neutral red</td><td>ACROS Organic</td><td>CAS 553-24-2</td><td>Nuclei staining</td></tr></tbody></table>

an effective manual deboning method to prepare intact mouse nasal tissue with preserved anatomical organization

Memeli burun karmaşık iç yapıları ile çok fonksiyonlu bir organdır. Burun boşluğu gibi anatomik yerleri, morfolojisi ve fonksiyonlarında belirgin farklılık, koku solunum ve skuamöz epitel gibi çeşitli epitel ile kaplı olduğu. Erişkin farelerde, burun özellikle iç yapıları, ana koku epiteli (MEB) olarak posterior bu olanlara deneysel erişimi sınırlayarak, çeşitli kafatası kemikleri ile kaplıdır. Burada korunmuş anatomik organizasyonu ile neredeyse tüm ve sağlam burun dokuları elde etmek için etkili bir yöntem tarif. Bir mikroskop altında cerrahi aletler kullanarak, sırayla burun doku çevreleyen kafatası kemikleri çıkarın. Bu işlem hem paraformaldehid-sabit ve taze disseke, tenli fare başlarına yapılabilir. Tüm kemik sıyırma işlemi geleneksel kimyasal bazlı de için gerekli deneysel zaman çok daha kısadır 20-30 dk, alırkalsifikasyon. Ayrıca, burun doku hazırlık sağlam ince yatay ya da koronal veya sagittal kesitler elde etmek için önemlidir konka, arasında sıkışan hava kabarcıklarını çıkarmak için kolay bir yöntem mevcut. Bizim yöntem kullanılarak hazırlanabilir burun doku özellikle bölgeye özgü inceleme ve karşılaştırma ilgilendiren çalışmalarda, bütün montaj tüm epitel gözlenmesi, hem morfolojik, immünositokimyasal, RNA in situ hibridizasyon ve fizyolojik çalışmalar için kullanılabilir.

Bu yöntemi kullanarak, biz güvenilir neredeyse tamamen sağlam burun dokusu elde edebilirsiniz. Şekil 2A bir paraformaldehid sabit kafasından yetişkin burun örnek bir görüntü gösterir. Bu örnek olarak, MEB, septal organı, Grüneberg ganglion ve VNO dahil olmak üzere dört alt-koku alma duyu organları, bozulmamış. Ayrıca, solunum epitel ve bu bezleri ve damarlar gibi subepitelial dokular, korunur. Biz başarıyla biz morfolojisi, dağılımı, sinir innervasyon ve çeşitli özel duyusal...

Watch this Scientific Journal Video about An Effective Manual Deboning Method To Prepare Intact Mouse Nasal Tissue With Preserved Anatomical Organization at JoVE.com

An Effective Manual Deboning Method To Prepare Intact Mouse Nasal Tissue With Preserved Anatomical Organization

Korunan Anatomik Örgütü ile bozulmamış Fare Burun Doku hazırlamak için etkili bir Manuel kemik sıyırma Yöntemi

The mammalian nose is a multi-functional organ with intricate internal structures.  The nasal cavity is lined with various epithelia such as olfactory, ...

an-effective-manual-deboning-method-to-prepare-intact-mouse-nasal

Research

JoVE Journal

Biology

35.3K Görüntüleme.  University of Maryland Baltimore County. 

Video: An Effective Manual Deboning Method To Prepare Intact Mouse Nasal Tissue With Preserved Anatomical Organization

Multielectrode Array Recordings of the Vomeronasal Epithelium

Understanding neural circuits requires methods to record from many neurons simultaneously. For in vitro studies, one currently available technology is planar multielectrode array (MEA) recording. Here we document the use of MEAs to study the mouse vomeronasal organ (VNO), which plays an essential role in the detection of pheromones and social cues via a diverse population of sensory neurons expressing hundreds of types of receptors. Combining MEA recording with a robotic liquid handler to deliver chemical stimuli, the sensory responses of a large and diverse population of neurons can be recorded. The preparation allows us to remove the intact neuroepithelium of the VNO from the mouse and stimulate with a battery of chemicals or potential ligands while monitoring the electrical activity of the neurons for several hours. Therefore, this technique serves as a useful method for assessing ligand activity as well as exploring the properties of receptor neurons. We present the techniques needed to prepare the vomeronasal epithelium, MEA recording, and chemical stimulation.

Multielectrode array (MEA) recordings provide a method for studying the electrical activity of large populations of neurons. Here, we present the details of a MEA preparation to record from the mouse vomeronasal epithelium while simultaneously stimulating the tissue.

Vomeronasal Epitel Multielectrode Dizi Kayıtlar

Understanding neural circuits requires methods to record from many neurons simultaneously. For in vitro studies, one currently available technology is ...

Nörobilim

Isolating Nasal Olfactory Stem Cells from Rodents or Humans

The olfactory mucosa, located in the nasal cavity, is in charge of detecting odours. It is also the only nervous tissue that is exposed to the external environment and easily accessible in every living individual. As a result, this tissue is unique for anyone aiming to identify molecular anomalies in the pathological brain or isolate adult stem cells for cell therapy. 
Molecular abnormalities in brain diseases are often studied using nervous tissue samples collected post-mortem. However, this material has numerous limitations. In contrast, the olfactory mucosa is readily accessible and can be biopsied safely without any loss of sense of smell1. Accordingly, the olfactory mucosa provides an "open window" in the adult human through which one can study developmental (e.g. autism, schizophrenia)2-4 or neurodegenerative (e.g. Parkinson, Alzheimer) diseases4,5. Olfactory mucosa can be used for either comparative molecular studies4,6 or in vitro experiments on neurogenesis3,7.
The olfactory epithelium is also a nervous tissue that produces new neurons every day to replace those that are damaged by pollution, bacterial of viral infections. This permanent neurogenesis is sustained by progenitors but also stem cells residing within both compartments of the mucosa, namely the neuroepithelium and the underlying lamina propria8-10. We recently developed a method to purify the adult stem cells located in the lamina propria and, after having demonstrated that they are closely related to bone marrow mesenchymal stem cells (BM-MSC), we named them olfactory ecto-mesenchymal stem cells (OE-MSC)11.
Interestingly, when compared to BM-MSCs, OE-MSCs display a high proliferation rate, an elevated clonogenicity and an inclination to differentiate into neural cells. We took advantage of these characteristics to perform studies dedicated to unveil new candidate genes in schizophrenia and Parkinson's disease4. We and others have also shown that OE-MSCs are promising candidates for cell therapy, after a spinal cord trauma12,13, a cochlear damage14 or in an animal models of Parkinson's disease15 or amnesia16.
In this study, we present methods to biopsy olfactory mucosa in rats and humans. After collection, the lamina propria is enzymatically separated from the epithelium and stem cells are purified using an enzymatic or a non-enzymatic method. Purified olfactory stem cells can then be either grown in large numbers and banked in liquid nitrogen or induced to form spheres or differentiated into neural cells. These stem cells can also be used for comparative omics (genomic, transcriptomic, epigenomic, proteomic) studies.

We describe here a method for biopsying olfactory mucosa from rat and human nasal cavities. These biopsies can be used for either identifying molecular anomalies in brain diseases or isolating multipotent adult stem cells that can be utilized for cell transplantation in animal models of brain trauma/disease.

Kemirgenler ve İnsanlar Burun Koku Kök Hücreler Yalıtımlı

The olfactory mucosa, located in the nasal cavity, is in charge of detecting odours. It is also the only nervous tissue that is exposed to the external ...

Examining the Role of Nasopharyngeal-associated Lymphoreticular Tissue (NALT) in Mouse Responses to Vaccines

The nasopharyngeal-associated lymphoreticular tissues (NALT) found in humans, rodents, and other mammals, contribute to immunity in the nasal sinuses1-3. The NALT are two parallel bell-shaped structures located in the nasal passages above the hard palate, and are usually considered to be secondary components of the mucosal-associated lymphoid system4-6. Located within the NALT are discrete compartments of B and T lymphocytes interspersed with antigen-presenting dendritic cells4,7,8. These cells are surrounded by an epithelial cell layer intercalated with M-cells that are responsible for antigen retrieval from the mucosal surfaces of the air passages9,10. Naive lymphocytes circulating through the NALT are poised to respond to first encounters with respiratory pathogens7. While NALT disappear in humans by the age of two years, the Waldeyer's Ring and similarly structured lymphatic organs continue to persist throughout life6. In contrast to humans, mice retain NALT throughout life, thus providing a convenient animal model for the study of immune responses originating within the nasal sinuses11.
Cultures of single-cell suspensions of NALT are not practical due to low yields of mononuclear cells. However, NALT biology can be examined by ex vivo culturing of the intact organ, and this method has the additional advantage of maintaining the natural tissue structure. For in vivo studies, genetic knockout models presenting defects limited to NALT are not currently available due to a poor understanding of the developmental pathway. For example, while lymphotoxin-&alpha; knockout mice have atrophied NALT, the Peyer's patches, peripheral lymph nodes, follicular dendritic cells and other lymphoid tissues are also altered in these genetically manipulated mice12,13. As an alternative to gene knockout mice, surgical ablation permanently eliminates NALT from the nasal passage without affecting other tissues. The resulting mouse model has been used to establish relationships between NALT and immune responses to vaccines1,3. Serial collection of serum, saliva, nasal washes and vaginal secretions is necessary for establishing the basis of host responses to vaccination, while immune responses originating directly from NALT can be confirmed by tissue culture. The following procedures outline the surgeries, tissue culture and sample collection necessary to examine local and systemic humoral immune responses to intranasal (IN) vaccination.

Examining the Role of Nasopharyngeal-associated Lymphoreticular Tissue NALT in Mouse Responses to Vaccines

Methods to examine contributions of the nasopharyngeal-associated lymphoreticular tissues (NALT) to nasal and systemic immune responses of mice to intranasal vaccines are described. We demonstrate a surgical procedure to establish a NALT-dependent mouse model and ex vivo cultures of extracted NALT.

Aşılar Fare yanıtlar içinde Nazofaringeal ilişkili lenforetiküler Doku (NALT) Rolü incelenmesi

The nasopharyngeal-associated lymphoreticular tissues (NALT) found in humans, rodents, and other mammals, contribute to immunity in the nasal sinuses1-3. ...

İmmünoloji ve Enfeksiyon

Imaging Pheromone Sensing in a Mouse Vomeronasal Acute Tissue Slice Preparation

Peter Karlson and Martin L&uuml;scher used the term pheromone for the first time in 19591 to describe chemicals used for intra-species communication. Pheromones are volatile or non-volatile short-lived molecules2 secreted and/or contained in biological fluids3,4, such as urine, a liquid known to be a main source of pheromones3. Pheromonal communication is implicated in a variety of key animal modalities such as kin interactions5,6, hierarchical organisations3 and sexual interactions7,8 and are consequently directly correlated with the survival of a given species9,10,11. In mice, the ability to detect pheromones is principally mediated by the vomeronasal organ (VNO)10,12, a paired structure located at the base of the nasal cavity, and enclosed in a cartilaginous capsule. Each VNO has a tubular shape with a lumen13,14 allowing the contact with the external chemical world. The sensory neuroepithelium is principally composed of vomeronasal bipolar sensory neurons (VSNs)15. Each VSN extends a single dendrite to the lumen ending in a large dendritic knob bearing up to 100 microvilli implicated in chemical detection16. Numerous subpopulations of VSNs are present. They are differentiated by the chemoreceptor they express and thus possibly by the ligand(s) they recognize17,18. Two main vomeronasal receptor families, V1Rs and V2Rs19,20,21,22, are composed respectively by 24023 and 12024 members and are expressed in separate layers of the neuroepithelium. Olfactory receptors (ORs)25 and formyl peptide receptors (FPRs)26,27 are also expressed in VSNs.
Whether or not these neuronal subpopulations use the same downstream signalling pathway for sensing pheromones is unknown. Despite a major role played by a calcium-permeable channel (TRPC2) present in the microvilli of mature neurons28 TRPC2 independent transduction channels have been suggested6,29. Due to the high number of neuronal subpopulations and the peculiar morphology of the organ, pharmacological and physiological investigations of the signalling elements present in the VNO are complex.
Here, we present an acute tissue slice preparation of the mouse VNO for performing calcium imaging investigations. This physiological approach allows observations, in the natural environment of a living tissue, of general or individual subpopulations of VSNs previously loaded with Fura-2AM, a calcium dye. This method is also convenient for studying any GFP-tagged pheromone receptor and is adaptable for the use of other fluorescent calcium probes. As an example, we use here a VG mouse line30, in which the translation of the pheromone V1rb2 receptor is linked to the expression of GFP by a polycistronic strategy.

In mice, the ability to detect pheromones is principally mediated by the vomeronasal organ (VNO). Here, an acute tissue slice preparation of VNO for performing calcium imaging is described. This physiological approach allows observations of subpopulations and/or individual neurons in a living tissue and is convenient for receptor-ligand identification.

Görüntüleme Feromon Fare Vomeronasal Akut Doku Dilim Hazırlama içinde Algılama

Peter Karlson and Martin L&uuml;scher used the term pheromone for the first time in 19591 to describe chemicals used for intra-species communication. ...

Tissue Preparation and Immunostaining of Mouse Craniofacial Tissues and Undecalcified Bone

Tissue immunostaining provides highly specific and reliable detection of proteins of interest within a given tissue. Here we describe a complete and simple protocol to detect protein expression during craniofacial morphogenesis/pathogenesis using mouse craniofacial tissues as examples. The protocol consists of preparation and cryosectioning of tissues, indirect immunofluorescence, image acquisition, and quantification. In addition, a method for preparation and cryosectioning of undecalcified hard tissues for immunostaining is described, using craniofacial tissues and long bones as examples. Those methods are key to determine the protein expression and morphological/anatomical changes in various tissues during craniofacial morphogenesis/pathogenesis. They are also applicable to other tissues with appropriate modifications. Knowledge of the histology and high quality of sections are critical to draw scientific conclusions from experimental outcomes. Potential limitations of this methodology include but are not limited to specificity of antibodies and difficulties of quantification, which are also discussed here.

Here, we present a detailed protocol to detect and quantify protein levels during craniofacial morphogenesis/pathogenesis by immunostaining using mouse craniofacial tissues as examples. In addition, we describe a method for preparation and cryosectioning of undecalcified hard tissues from young mice for immunostaining.

Fare Kraniyofacial dokularda ve Undecalcified kemik doku hazırlama ve Immünostasyon

Tissue immunostaining provides highly specific and reliable detection of proteins of interest within a given tissue. Here we describe a complete and ...

Gelişim Biyolojisi

Ex Vivo Preparations of the Intact Vomeronasal Organ and Accessory Olfactory Bulb

The mouse accessory olfactory system (AOS) is a specialized sensory pathway for detecting nonvolatile social odors, pheromones, and kairomones. The first neural circuit in the AOS pathway, called the accessory olfactory bulb (AOB), plays an important role in establishing sex-typical behaviors such as territorial aggression and mating. This small (&#60;1 mm3) circuit possesses the capacity to distinguish unique behavioral states, such as sex, strain, and stress from chemosensory cues in the secretions and excretions of conspecifics. While the compact organization of this system presents unique opportunities for recording from large portions of the circuit simultaneously, investigation of sensory processing in the AOB remains challenging, largely due to its experimentally disadvantageous location in the brain. Here, we demonstrate a multi-stage dissection that removes the intact AOB inside a single hemisphere of the anterior mouse skull, leaving connections to both the peripheral vomeronasal sensory neurons (VSNs) and local neuronal circuitry intact. The procedure exposes the AOB surface to direct visual inspection, facilitating electrophysiological and optical recordings from AOB circuit elements in the absence of anesthetics. Upon inserting a thin cannula into the vomeronasal organ (VNO), which houses the VSNs, one can directly expose the periphery to social odors and pheromones while recording downstream activity in the AOB. This procedure enables controlled inquiries into AOS information processing, which can shed light on mechanisms linking pheromone exposure to changes in behavior.

Ex Vivo Preparations of the Intact Vomeronasal Organ and Accessory Olfactory Bulb

The mouse accessory olfactory bulb (AOB) has been difficult to study in the context of sensory coding. Here, we demonstrate a dissection that produces an ex vivo preparation in which AOB neurons remain functionally connected to their peripheral inputs, facilitating research into information processing of mouse pheromones and kairomones.

Bozulmamış Vomeronasal Organ ve Aksesuar Koku Ampul Ex Vivo Hazırlıklar

The mouse accessory olfactory system (AOS) is a specialized sensory pathway for detecting nonvolatile social odors, pheromones, and kairomones. The first ...

Whole Mount Labeling of Cilia in the Main Olfactory System of Mice

The mouse olfactory system comprises 6-10 million olfactory sensory neurons in the epithelium lining the nasal cavity. Olfactory neurons extend a single dendrite to the surface of the epithelium, ending in a structure called dendritic knob. Cilia emanate from this knob into the mucus covering the epithelial surface. The proteins of the olfactory signal transduction cascade are mainly localized in the ciliary membrane, being in direct contact with volatile substances in the environment. For a detailed understanding of olfactory signal transduction, one important aspect is the exact morphological analysis of signaling protein distribution. Using light microscopical approaches in conventional cryosections, protein localization in olfactory cilia is difficult to determine due to the density of ciliary structures. To overcome this problem, we optimized an approach for whole mount labeling of cilia, leading to improved visualization of their morphology and the distribution of signaling proteins. We demonstrate the power of this approach by comparing whole mount and conventional cryosection labeling of Kirrel2. This axon-guidance adhesion molecule is known to localize in a subset of sensory neurons and their axons in an activity-dependent manner. Whole mount cilia labeling revealed an additional and novel picture of the localization of this protein.

Cilia of olfactory sensory neurons contain proteins of the signal transduction cascade, but a detailed spatial analysis of their distribution is difficult in cryosections. We describe here an optimized approach for whole mount labeling and en face visualization of ciliary proteins.

Fareler Ana Koku Sistemde Cilia Whole Dağı Etiketleme

The mouse olfactory system comprises 6-10 million olfactory sensory neurons in the epithelium lining the nasal cavity. Olfactory neurons extend a single ...

In-depth Physiological Analysis of Defined Cell Populations in Acute Tissue Slices of the Mouse Vomeronasal Organ

In most mammals, the vomeronasal organ (VNO) is a chemosensory structure that detects both hetero- and conspecific social cues. Vomeronasal sensory neurons (VSNs) express a specific type of G protein-coupled receptor (GPCR) from at least three different chemoreceptor gene families allowing sensitive and specific detection of chemosensory cues. These families comprise the V1r and V2r gene families as well as the formyl peptide receptor (FPR)-related sequence (Fpr-rs) family of putative chemoreceptor genes. In order to understand the physiology of vomeronasal receptor-ligand interactions and downstream signaling, it is essential to identify the biophysical properties inherent to each specific class of VSNs.
The physiological approach described here allows identification and in-depth analysis of a defined population of sensory neurons using a transgenic mouse line (Fpr-rs3-i-Venus). The use of this protocol, however, is not restricted to this specific line and thus can easily be extended to other genetically modified lines or wild type animals.

Here, we describe a physiological approach that allows identification and in-depth analysis of a defined population of sensory neurons in acute coronal tissue slices of the mouse vomeronasal organ using whole-cell patch-clamp recordings.

Fare Vomeronazal Organ Akut Doku Dilimleri Tanımlı hücre popülasyonlarının derinlemesine Fizyolojik Analizi

In most mammals, the vomeronasal organ (VNO) is a chemosensory structure that detects both hetero- and conspecific social cues. Vomeronasal sensory ...

Evaluation of Host-Pathogen Responses and Vaccine Efficacy in Mice

Vaccines are a 20th century medical marvel. They have dramatically reduced the morbidity and mortality caused by infectious diseases and contributed to a striking increase in life expectancy around the globe. Nonetheless, determining vaccine efficacy remains a challenge. Emerging evidence suggests that the current acellular vaccine (aPV) for Bordetella pertussis (B. pertussis) induces suboptimal immunity. Therefore, a major challenge is designing a next-generation vaccine that induces protective immunity without the adverse side effects of a whole-cell vaccine (wPV). Here we describe a protocol that we used to test the efficacy of a promising, novel adjuvant that skews immune responses to a protective Th1/Th17 phenotype and promotes a better clearance of a B. pertussis challenge from the murine respiratory tract. This article describes the protocol for mouse immunization, bacterial inoculation, tissue harvesting, and analysis of immune responses. Using this method, within our model, we have successfully elucidated crucial mechanisms elicited by a promising, next-generation acellular pertussis vaccine. This method can be applied to any infectious disease model in order to determine vaccine efficacy.

Here we present an elegant protocol for in vivo evaluation of vaccine effectiveness and host immune responses. This protocol can be adapted for vaccine models that study viral, bacterial, or parasitic pathogens.

Ana bilgisayar-patojen yanıt ve aşı etkinliği farelerde değerlendirilmesi

Vaccines are a 20th century medical marvel. They have dramatically reduced the morbidity and mortality caused by infectious diseases and contributed to a ...

Subcellular Fractionation for the Isolation of Synaptic Components from the Murine Brain

Synaptic terminals are the primary sites of neuronal communication. Synaptic dysfunction is a hallmark of many neuropsychiatric and neurological disorders. The characterization of synaptic sub-compartments by biochemical isolation is, therefore, a powerful method to elucidate the molecular bases of synaptic processes, both in health and disease. This protocol describes the isolation of synaptic terminals and synaptic sub-compartments from mouse brains by subcellular fractionation. First, sealed synaptic terminal structures, known as synaptosomes, are isolated following brain tissue homogenization. Synaptosomes are neuronal pre- and post-synaptic compartments with pinched-off and sealed membranes. These structures retain a metabolically active state and are valuable for studying synaptic structure and function. The synaptosomes are then subjected to hypotonic lysis and ultracentrifugation to obtain synaptic sub-compartments enriched for synaptic vesicles, synaptic cytosol, and synaptic plasma membrane. Fraction purity is confirmed by electron microscopy and biochemical enrichment analysis for proteins specific to sub-synaptic compartments. The presented method is a straightforward and valuable tool for studying the structural and functional characteristics of the synapse and the molecular etiology of various brain disorders.

This protocol presents a robust, detailed method to obtain highly pure synaptosomes, synaptic vesicles, and other synaptic fractions from the mouse brain. This method enables the evaluation of synaptic processes, including the biochemical analysis of protein localization and function with compartmental resolution.