وأيد هذا العمل من المنح المقدمة للبحوث (NIH / NIDCD 009269، 012831 والأذربيجانية الإدارية الملحق المنح NIH) إلى وى هونغ لين. نحن نخص بالشكر السيد تيم فورد في UMBC للحصول على المساعدة الفنية له في تصوير بالفيديو والتجهيز. ونود أيضا أن نشكر الدكتور دافني بلومبرغ، السيدة Chere تافه في UMBC والسيد نيكولاس ماكولوم من أوليمبوس أمريكا وشركة للحصول على مساعدة معداتهم في تصوير بالفيديو.

1. الماوس إعداد الأنف كنا الكبار C57BL / 6 الفئران الخلفية في هذه الدراسة. تمت الموافقة على جميع الرعاية والإجراءات الحيوانية رعاية الحيوان واللجان الاستخدام (IACUC) من جامعة ميريلاند، مقاطعة بالتيمور. 1.1 الحصول على الأنف من الفئران paraformaldahyde ثابت <img src="/files/ftp_upload/50538/50538fig1.jpg" alt="الشكل 1" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50538/50538fig1highres.jpg"/> الشكل 1. عظام جمجمة فأر A: شاهد الظهري للجمجمة B: عرض بطني من الجمجمة مع الفك السفلي إزالتها. وقد أعد الجمجمة من الماوس القديمة 40 يوما. يتم تلوين العظام الفردية لأفضل تصور. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50538/50538fig1large.jpg" target="_blank">انقر هنا لعرض أكبر شخصية</a> . <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يروي transcardially لإصلاح الفئران الفردية التالية الالبريد بروتوكول لين، وآخرون، (2008) 16. لفترة وجيزة، وكانت الفئران تخدير عميق مع ثلاثي بروم إيثانول (آفيرتين 250 ميكروغرام / غرام من وزن الجسم)، perfused transcardially مع 0.1M الفوسفات العازلة (PB، 30-50 مل)، تليها الفوسفات مخزنة تثبيتي تحتوي على 3٪ بارافورمالدهيد، 19 مم L-يسين monohydrochloride، و 0.23٪ من الصوديوم M-بريودات (حوالي 35-50 مل). يمكن للمرء أيضا اتباع الخطوات الواردة في المقالة إن الرب لنضح الحيوان 35. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام زوج من مقص لقطع الفك السفلي (أو الفك السفلي) وإزالة الجلد على الرأس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فصل الرأس كله من بقية الجسم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الحنك. أيضا، وتنظيف وإزالة ما تبقى من النسيج الضام والعضلات على سطح الجمجمة للحصول على عينة هو مبين في الأرقام 1A و 1B. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحت المجهر تشريح، وإزالة عظم الجمجمة التي تغطي الدماغ وبصيلات الشم. تقليم قبالة الأنسجة الزائدة والعظام. لاالشركة المصرية للاتصالات، لإعداد الأنسجة الموسعة في الدماغ والتي الأنف البقاء على اتصال، يتم إزالة سوى عظام الجمجمة. للتجارب المناعى، وكان النسيج آخر ثابت لمدة 1.5 ساعة ونقلها إلى 0.1M الفوسفات مخزنة المالحة (PBS) مع 25٪ سكروز بين عشية وضحاها. يجب أن تبقى الأنسجة الأنفية مرطب طوال تشريح بواسطة غمس في محلول السكروز مخزنة عدة مرات. </li></ol> 1.2 الحصول على الأنف من الفئران الموت الرحيم طازجة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تم نقل الفئران الفردية إلى قفص نظيفة وتتعرض لثاني أكسيد الكربون غاز 2، الذي تبعه عنق الرحم التفكك 5 دقائق بعد الرمق الأخير. للحد من الدم في الأنسجة الأنف، استخدم مقصا لفتح الصدر وقطع القلب للسماح لاستنزاف الدم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر الخطوات من 1.1.2 إلى 1.1.5، باستثناء ما بعد التثبيت وcryoprotection مع 25٪ سكروز. يجب أن تبقى العينة ترطيب والحفاظ عليها مع المحتوية المالحة تايرود (مم): 140 ناCL، 5 بوكل، 1 MgCl 2، 1 و CaCl 2، 10 البيروفات نا، 10 D-الجلوكوز، و10 N-2-hydroxyethylpiperazine-N&#39;-2-ethanesulfonic حمض العازلة (HEPES، بعد تعديلها في درجة الحموضة 7.4). بدلا من ذلك، أضعاف قطعة من Kimwipes، نقع عليه مع حل تايرود، ومكان تحت العينة في حين تشريح وتراجع أحيانا العينة في حل من تايرود أو التخلي عن بعض الحل على الأنسجة للحفاظ على ترطيب للحفاظ على سلامة الخلايا والأنسجة . </li></ol> 2. القاطعة، الأمامي الميكعة وإزالة العظام الفك <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نبدأ من وجهة نظر بطني. تحديد موقع العظام الميكعة وكسر العظام الميكعة على طوله باستخدام مقراض أو ملقط مع الأسنان لكسر بطني جزء الأكبر من العظام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ملقط مسنن، وإزالة الأجزاء المكسورة من العظام الميكعة بواسطة تبحر بلطف شظايا العظام بعيدا عن الجهاز الميكعي (VNO). ملاحظة، بالنسبة للفئران أقل من شهر من العمر، أو إذا فقط المهتمة في وزارة التربية، وهذه STE اثنينيمكن تخطي PS. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عقد رئيس بحزم مع ملقط. استخدام مقراض لكسر الجزء الأمامي من كل من القواطع والمنطقة صوتها للفك العلوي الأمامي بين القواطع اثنين والعظام الميكعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كسر جزء بطني من الفك العلوي الأيمن في المنطقة الأمامية فقط للقوس الوجني يصل إلى مستوى لوحة الوجني الظهرية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الوجه على الأنف لوجهة نظر الظهرية. استخدام مقراض لكسر الفك العلوي الأمامي الأيمن من لوحة الوجني الظهرية. كامل الفك العلوي الأمامي الأيمن من لوحة الوجني يجب أن تكون فضفاضة. استخدام ملقط غرامة لفصل بلطف أي نوع من الأنسجة الأنفية الكامنة وراء الفك العلوي، ومن ثم رفع بلطف بعيدا جزء العظام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر الخطوات من 2.4 و 2.5 لتخفيف القاطعة اليسار واليسار الفك العلوي الأمامية وإزالتها بعد أن تم إزالة عظم الأنف. </li></ol> 3. عظم الأنف والظهرية الوجني إزالة اللوحة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام ملقط مسنن أو مقراض لإعادةنقل ما تبقى من العظام الأمامية الذيلية فقط إلى عظام الأنف. بعد إزالة هذه القطعة من العظام، وجزء ذيلي من عظم الأنف يمكن أن يجتاح باستخدام ملقط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام مقراض لكسر الجزء الأمامي من القوس الوجني، والتي يتم توصيلها إلى لوحة الوجني. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خذ ملقط غرامة على الحافة الجانبية للنهاية ظهري من لوحة الوجني والوجه بلطف العظام وإزالته. إذا كانت العظام ليست فضفاضة، استخدام مقراض لكبح منه بلطف لتخفيف ذلك من أجل إزالة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام ملقط غرامة أو شفرة حلاقة لتخفيف خياطة وسطي بين اليمين واليسار في عظام الأنف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام ملقط مسنن لقبضة نهاية الذيلية للعظم الأنف اليمنى. تحرك بلطف العظم من جانب إلى جانب لفصلها عن الأنسجة الكامنة. ومن المفيد لتحريك ملقط على طول الثالثة الذيلية من عظم الأنف لتحريك الجانب العظام إلى الجانب. كما يفصل عظم الأنف، ورفع ببطء العظم من نهاية الذيلية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في حين Tانه عظم الأنف يتم رفع قليلا، إمالة العظام أفقيا ليكشف عن البروز الجانبي من العظام التي واصطف مع رقيقة الأنسجة الظهارية في الجهاز التنفسي. استخدام ملقط غرامة لاطلاق سراح بلطف هذا النسيج من عظم الأنف. الاستمرار في رفع عظم الأنف. عندما يتم فصل العظام تماما من الأنسجة الكامنة، واستخدام مقص لقطع عظم الأنف في نهاية منقاري. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر الخطوات من 3.1 و 3.5 و 3.6 لإزالة عظم الأنف اليسرى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر الخطوات من 3.2 و 3.3 بالنسبة للجانب الأيسر من الأنف. </li></ol> 4. الجانبي الوجني إزالة اللوحة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة لوحة الوجني جانب واحد في وقت واحد. إما لوحة الوجني يمكن إزالتها أولا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> من وجهة نظر بطني، كسر الفك السفلي للقوس الوجني حتى كسر يصل إلى القوس الوجني. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> من وجهة نظر الظهرية، والاستيلاء بلطف القوس الوجني ورفع إلى الأمام والوحشي. إذا كان لا يزال يتم إرفاق لوحة الوجني إلى أي نوع من الأنسجة، واتخاذ غرامةملقط وقطع بلطف الاتصالات بين الأنسجة والعظام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر لوحة الوجني على الجانب الآخر من الأنف. </li></ol> 5. إزالة العظام المدار <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> من وجهة نظر بطني، وكسر العظام palantine بين الأضراس من الأنف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام مقراض لكسر 3 الأضراس والفك على كل جانب من الأنف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كسر وإزالة أي قطعة سميكة من العظام المتبقية بطني والخلفية إلى القرائن على كل جانب من الأنف. </li></ol> 6. إزالة عظم الغربالي <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كسر أي جزء من العظم الغربالي جاحظ الذيلية إلى القرائن. وهذا أمر ضروري لتجنب فقدان الأنسجة المحارة عند إزالة قطعة رقيقة من العظم الغربالي تغطي القرائن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بالنسبة للجانب الأيمن من الأنف، ووضع ملقط غرامة على حافة الأمامية للعظم الغربالي وإزالته بلطف. إذا كان جزء من العظم يبقى، كرر هذا الإجراء حتى كل<html> تمت إزالة العظم الرقيق الذي يغطي القرائن. العظام المحارة لا تحتاج إلى إزالتها في معظم التحضيرات. في الفئران الذين تتراوح أعمارهم، لوحة مثقب تصبح هشة. اذا كانت هناك حاجة cryosectioning من الأنسجة الأنفية، وإزالة قطع صغيرة من لوحة مع ملقط غرامة للحد من الأضرار المحتملة الناجمة عن العظام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر الخطوة 6.2) بالنسبة للجانب الأيسر من الأنف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة أي شظايا العظام المتبقية قبل باجتزاء. ملاحظة: في الحيوانات أكثر من سنة، المنطقة posterodorsal من عظم الحاجز سميكا نوعا ما وصعبة. يمكن للمرء أن إزالة هذا الجزء باستخدام ملقط غرامة. إدراج غيض من الملقط في كل جانب من العظام لفصل الجزء الظهري للعظم الحاجز والأنسجة الطلائية بطانة. استخدام زوج واحد من ملقط للاستيلاء على العظام وعقد العينة. استخدام زوج آخر من الملقط لكسر جزء عظمي العلوي من جزء غضروفي السفلي من الحاجز وإزالته بلطف. </li></ol>&gt; 7. إعداد الأنف لCryosectioning <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد مضخة فراغ الشافطة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الأنف في قالب التضمين. يغرق أنفه في وسائل الاعلام أكتوبر </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام الفراغ لإزالة فقاعات الهواء المحبوس داخل الأنسجة الأنف. هذه العملية تستغرق ما يصل الى 5 دقائق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد إزالة فقاعات الهواء، تعيين الأنسجة في الاتجاه المطلوب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجميد أكتوبر والأنسجة في قالب باستخدام الثلج الجاف. ويمكن بعد ذلك cryosectioned جزءا لا يتجزأ من النسيج مباشرة أو تخزينها في -80 درجة مئوية لاستخدامها في المستقبل. </li></ol>

<ol>
	<li>Naclerio, R. M., Pinto, J., Assanasen, P., Baroody, F. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Observations+on+the+ability+of+the+nose+to+warm+and+humidify+inspired+air.">Observations on the ability of the nose to warm and humidify inspired air.</a> Rhinology. 45, 102-111 (2007).</li><li>Bjermer, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+nose+as+an+air+conditioner+for+the+lower+airways.">The nose as an air conditioner for the lower airways.</a> Allergy. 54, 26-30 (1999).</li><li>Firestein, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+the+olfactory+system+makes+sense+of+scents.">How the olfactory system makes sense of scents.</a> Nature. 413, 211-218 (2001).</li><li>Bryant, B., Silver, W. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Chemisthesis: The common chemical sense. , (2000).</li><li>Gross, E. A., Swenberg, J. A., Fields, S., Popp, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+morphometry+of+the+nasal+cavity+in+rats+and+mice.">Comparative morphometry of the nasal cavity in rats and mice.</a> J. Anat. 135, 83-88 (1982).</li><li>Halpern, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+organization+and+function+of+the+vomeronasal+system.">The organization and function of the vomeronasal system.</a> Annu. Rev. Neurosci. 10, 325-362 (1987).</li><li>Rodolfo-Masera, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Su+l'esquoestizenza+di+un+particulare+organo+olfacttivo+nel+setto+nasale+della+cavia+e+di+altri+roditori.">Su l'esquoestizenza di un particulare organo olfacttivo nel setto nasale della cavia e di altri roditori.</a> Arch. Ital. Anat. Embryol. 48, 157-212 (1943).</li><li>Levai, O., Strotmann, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Projection+pattern+of+nerve+fibers+from+the+septal+organ:+DiI-tracing+studies+with+transgenic+OMP+mice.">Projection pattern of nerve fibers from the septal organ: DiI-tracing studies with transgenic OMP mice.</a> Histochemistry and Cell biology. 120, 483-492 (2003).</li><li>Storan, M. J., Key, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Septal+organ+of+Gruneberg+is+part+of+the+olfactory+system.">Septal organ of Gruneberg is part of the olfactory system.</a> J. Comp. Neurol. 494, 834-844 (2006).</li><li>Restrepo, D., Arellano, J., Oliva, A. M., Schaefer, M. L., Lin, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Emerging+views+on+the+distinct+but+related+roles+of+the+main+and+accessory+olfactory+systems+in+responsiveness+to+chemosensory+signals+in+mice.">Emerging views on the distinct but related roles of the main and accessory olfactory systems in responsiveness to chemosensory signals in mice.</a> Horm. Behav. 46, 247-256 (2004).</li><li>Breer, H., Fleischer, J., Strotmann, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+sense+of+smell:+multiple+olfactory+subsystems.">The sense of smell: multiple olfactory subsystems.</a> Cell Mol. Life Sci. 63, 1465-1475 (2006).</li><li>Munger, S. D., Leinders-Zufall, T., Zufall, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subsystem+organization+of+the+mammalian+sense+of+smell.">Subsystem organization of the mammalian sense of smell.</a> Annu. Rev. Physiol. 71, 115-140 (2009).</li><li>Finger, T. E., St Jeor, V. L., Kinnamon, J. C., Silver, W. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrastructure+of+substance+P-+and+CGRP-immunoreactive+nerve+fibers+in+the+nasal+epithelium+of+rodents.">Ultrastructure of substance P- and CGRP-immunoreactive nerve fibers in the nasal epithelium of rodents.</a> J. Comp. Neurol. 294, 293-305 (1990).</li><li>Papka, R. E., Matulionis, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Association+of+substance-P-immunoreactive+nerves+with+the+murine+olfactory+mucosa.">Association of substance-P-immunoreactive nerves with the murine olfactory mucosa.</a> Cell Tissue Res. 230, 517-525 (1983).</li><li>Baraniuk, J. N., Kim, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nasonasal+reflexes,+the+nasal+cycle,+and+sneeze.">Nasonasal reflexes, the nasal cycle, and sneeze.</a> Curr. Allergy Asthma Rep. 7, 105-111 (2007).</li><li>Lin, W., Ogura, T., Margolskee, R. F., Finger, T. E., Restrepo, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=TRPM5-expressing+solitary+chemosensory+cells+respond+to+odorous+irritants.">TRPM5-expressing solitary chemosensory cells respond to odorous irritants.</a> J. Neurophysiol. 99, 1451-1460 (2008).</li><li>Ogura, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cholinergic+microvillous+cells+in+the+mouse+main+olfactory+epithelium+and+effect+of+acetylcholine+on+olfactory+sensory+neurons+and+supporting+cells.">Cholinergic microvillous cells in the mouse main olfactory epithelium and effect of acetylcholine on olfactory sensory neurons and supporting cells.</a> J. Neurophysiol. 106, 1274-1287 (2011).</li><li>Finger, T. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Solitary+chemoreceptor+cells+in+the+nasal+cavity+serve+as+sentinels+of+respiration.">Solitary chemoreceptor cells in the nasal cavity serve as sentinels of respiration.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100, 8981-8986 (2003).</li><li>Gulbransen, B. D., Clapp, T. R., Finger, T. E., Kinnamon, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nasal+solitary+chemoreceptor+cell+responses+to+bitter+and+trigeminal+stimulants+in+vitro.">Nasal solitary chemoreceptor cell responses to bitter and trigeminal stimulants in vitro.</a> J. Neurophysiol. 99, 2929-2937 (2008).</li><li>Zhao, K., Dalton, P., Yang, G. C., Scherer, P. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Numerical+modeling+of+turbulent+and+laminar+airflow+and+odorant+transport+during+sniffing+in+the+human+and+rat+nose.">Numerical modeling of turbulent and laminar airflow and odorant transport during sniffing in the human and rat nose.</a> Chemical Senses. 31, 107-118 (2006).</li><li>Ressler, K. J., Sullivan, S. L., Buck, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+zonal+organization+of+odorant+receptor+gene+expression+in+the+olfactory+epithelium.">A zonal organization of odorant receptor gene expression in the olfactory epithelium.</a> Cell. 73, 597-609 (1993).</li><li>Vassar, R., Ngai, J., Axel, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatial+segregation+of+odorant+receptor+expression+in+the+mammalian+olfactory+epithelium.">Spatial segregation of odorant receptor expression in the mammalian olfactory epithelium.</a> Cell. 74, 309-318 (1993).</li><li>Fulle, H. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+receptor+guanylyl+cyclase+expressed+specifically+in+olfactory+sensory+neurons.">A receptor guanylyl cyclase expressed specifically in olfactory sensory neurons.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 92, 3571-3575 (1995).</li><li>Juilfs, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+subset+of+olfactory+neurons+that+selectively+express+cGMP-stimulated+phosphodiesterase+(PDE2)+and+guanylyl+cyclase-D+define+a+unique+olfactory+signal+transduction+pathway.">A subset of olfactory neurons that selectively express cGMP-stimulated phosphodiesterase (PDE2) and guanylyl cyclase-D define a unique olfactory signal transduction pathway.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 94, 3388-3395 (1997).</li><li>Lin, W., Arellano, J., Slotnick, B., Restrepo, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odors+detected+by+mice+deficient+in+cyclic+nucleotide-gated+channel+subunit+A2+stimulate+the+main+olfactory+system.">Odors detected by mice deficient in cyclic nucleotide-gated channel subunit A2 stimulate the main olfactory system.</a> The Journal of Neuroscience: The Official journal of the Society for Neuroscience. 24, 3703-3710 (2004).</li><li>Ishii, T., Omura, M., Mombaerts, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protocols+for+two-+and+three-color+fluorescent+RNA+in+situ+hybridization+of+the+main+and+accessory+olfactory+epithelia+in+mouse.">Protocols for two- and three-color fluorescent RNA in situ hybridization of the main and accessory olfactory epithelia in mouse.</a> J. Neurocyt. 33, 657-669 (2004).</li><li>Lee, A. C., Tian, H., Grosmaitre, X., Ma, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+patterns+of+odorant+receptors+and+response+properties+of+olfactory+sensory+neurons+in+aged+mice.">Expression patterns of odorant receptors and response properties of olfactory sensory neurons in aged mice.</a> Chemical Senses. 34, 695-703 (2009).</li><li>Packard, A., Schnittke, N., Romano, R. A., Sinha, S., Schwob, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DeltaNp63+regulates+stem+cell+dynamics+in+the+mammalian+olfactory+epithelium.">DeltaNp63 regulates stem cell dynamics in the mammalian olfactory epithelium.</a> The Journal of Neuroscience: the official journal of the Society for Neuroscience. 31, 8748-8759 (2011).</li><li>Matthews, J. B., Mason, G. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Influence+of+decalcifying+agents+on+immunoreactivity+of+formalin-fixed,+paraffin-embedded+tissue.">Influence of decalcifying agents on immunoreactivity of formalin-fixed, paraffin-embedded tissue.</a> Histochem J. 16, 771-787 (1984).</li><li>Athanasou, N. A., Quinn, J., Heryet, A., Woods, C. G., McGee, J. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+decalcification+agents+on+immunoreactivity+of+cellular+antigens.">Effect of decalcification agents on immunoreactivity of cellular antigens.</a> J. Clin. Pathol. 40, 874-878 (1987).</li><li>Hegg, C. C., Irwin, M., Lucero, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcium+store-mediated+signaling+in+sustentacular+cells+of+the+mouse+olfactory+epithelium.">Calcium store-mediated signaling in sustentacular cells of the mouse olfactory epithelium.</a> Glia. 57, 634-644 (2009).</li><li>Spehr, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Essential+role+of+the+main+olfactory+system+in+social+recognition+of+major+histocompatibility+complex+peptide+ligands.">Essential role of the main olfactory system in social recognition of major histocompatibility complex peptide ligands.</a> The Journal of Neuroscience: the official journal of the Society for Neuroscience. 26, 1961-1970 (2006).</li><li>Ma, M., Chen, W. R., Shepherd, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+characterization+of+rat+and+mouse+olfactory+receptor+neurons+from+an+intact+epithelial+preparation.">Electrophysiological characterization of rat and mouse olfactory receptor neurons from an intact epithelial preparation.</a> J. Neurosci. Methods. 92, 31-40 (1999).</li><li>Cygnar, K. D., Stephan, A. B., Zhao, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analyzing+responses+of+mouse+olfactory+sensory+neurons+using+the+air-phase+electroolfactogram+recording.">Analyzing responses of mouse olfactory sensory neurons using the air-phase electroolfactogram recording.</a> J. Vis. Exp. (37), e1850 (2010).</li><li>Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole+animal+perfusion+fixation+for+rodents.">Whole animal perfusion fixation for rodents.</a> J. Vis. Exp. (65), e3564 (2012).</li><li>Lin, W., Margolskee, R., Donnert, G., Hell, S. W., Restrepo, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfactory+neurons+expressing+transient+receptor+potential+channel+M5+(TRPM5)+are+involved+in+sensing+semiochemicals.">Olfactory neurons expressing transient receptor potential channel M5 (TRPM5) are involved in sensing semiochemicals.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104, 2471-2476 (2007).</li><li>Lin, W., Ezekwe, E. A., Zhao, Z., Liman, E. R., Restrepo, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=TRPM5-expressing+microvillous+cells+in+the+main+olfactory+epithelium.">TRPM5-expressing microvillous cells in the main olfactory epithelium.</a> BMC Neurosci. 9, 114 (2008).</li><li>Ogura, T., Krosnowski, K., Zhang, L., Bekkerman, M., Lin, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemoreception+regulates+chemical+access+to+mouse+vomeronasal+organ:+role+of+solitary+chemosensory+cells.">Chemoreception regulates chemical access to mouse vomeronasal organ: role of solitary chemosensory cells.</a> PLoS One. 5, e11924 (2010).</li><li>Sathyanesan, A., Feijoo, A. A., Mehta, S. T., Nimarko, A. F., Lin, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+profile+of+G-protein+&#946;&#947;+subunit+gene+transcripts+in+the+mouse+olfactory+sensory+epithelia.">Expression profile of G-protein &#946;&#947; subunit gene transcripts in the mouse olfactory sensory epithelia.</a> Frontiers in Cellular Neuroscience. 7, 84 (2013).</li></ol>

يعلن الكتاب أنه ليس لديهم مصالح مالية المتنافسة.

هنا، أثبتنا إجراء خطوة بخطوة لعزل الأنسجة حاسة الشم والجهاز التنفسي سليمة من الأنف الماوس عن طريق إزالة بالتتابع العظام المحيطة في حين أن يجنب الأنسجة أدناه. وتبين لنا أن إزالة العظام دقيق يمكن الحفاظ حتى على الأنسجة الأكثر حساسية في مجملها. نحن أيضا نشارك نظرة ثاقب?...

تجويف الأنف الثدييات يحتوي على أنواع مختلفة من الأنسجة والأجهزة التي تخدم وظائف متميزة. تجويف الأنف تشكل جزء من دخول الجهاز التنفسي العلوي، والذي يسمح السفر الجوي من وإلى الرئتين. استنشاق الهواء يمر عبر تجويف الأنف حيث يخضع لدرجة الحرارة والرطوبة تكييف 1 وكذلك تنظيف أو تصفية لإزالة المواد المهيجة والسامة والكائنات الحية الدقيقة المعدية 2. يتم تنفيذ كل من العلاجات بها الأنف ظهائر والأنسجة تحت الظهارة، بما في ذلك الغدد والأوعية وحاسمة لحماية الشعب الهوائية السفلى والرئتين. بالإضافة إلى دورها في التنفس والدفاع الظهارية، يحتوي على أنسجة الأنف أيضا الأجهزة الحسية الطرفية للأنظمة حاسة الشم والعصب الثلاثي التوائم، الذي كشف عن مجموعة واسعة من المواد الكيميائية في الهواء يمر. اعتمادا على أي نظام يتم تنشيط والكشف الحسي للمواد الكيميائية في الأنف يمكن أن تثير إماوحاسة الشم، وتهيج، أو ألم 3،4. نظام حاسة الشم الطرفية معقدة وتتكون من عدة مفصولة تشريحيا الحواس حاسة الشم داخل تجويف الأنف. فيما بينها، والظهارة الشمية الرئيسية (وزارة التربية) هو أكبر، والتي تشكل ما يقرب من 45-52٪ من ظهائر الأنف في القوارض (5) ويقع في المنطقة الخلفية. في المنطقة أمامي بطني، وهناك زوج من تركيبات أنبوبية المعروفة باسم الجهاز الميكعي 6، الذي يجلس على طول كل جانب من الحاجز الأنفي. مجموعتين إضافية صغيرة من الخلايا العصبية الحسية الشمية، والمعروفة باسم الجهاز الحاجز من ماسيرا 7،8 والعقدة Gruneberg 9، يقيمون على طول الحاجز البطني والمنطقة الظهرية من دخول تجويف الأنف، على التوالي. هذه الأجهزة الطرفية العصبية تحتوي على ظهائر مع السمات المميزة في التشكل والتعبير علامة الخلية، وظيفة فسيولوجية. معا أنها الكشف عن الآلاف من رائحةالجزيئات مع مجموعة رائعة وحساسية 10-12. بالإضافة إلى الأجهزة الحسية الشمية، تجويف الأنف أيضا يضم أنظمة الحسية الأخرى. ومن المعروف أن ببتيدي المفعول الألياف العصبية مثلث التوائم موجودة في الظهارة الأنفية، وخصوصا ظهارة التنفسي 13،14. بعض من هذه الألياف كشف المواد الكيميائية المهيجة والسامة، وهي المسؤولة عن الشروع في ردود الافعال واقية مثل السعال والعطس 4،15. ويمكن أيضا أن يتم الكشف عن مركبات معطر ومريرة مزعجة من قبل اكتشفت مؤخرا السكان من الخلايا حسي كيميائي الانفرادي (SCCS)، وكثير منها يتم معصب بواسطة الألياف العصبية مثلث التوائم 16-19. وتقع هذه SCCS في كثافة العالي في المنطقة من دخول تجويف الأنف والقنوات دخول الميكعي، ملمحا الى انه قد تخدم أيضا وظيفة وقائية 16-18. وبالتالي، يمكن أن الأنف ظهائر تختلف اختلافا جوهريا في وظيفة، مورفولوجيا، وتكوين الخلية اعتمادا على هممواقع التشريحية. حتى داخل الظهارة واحدة والمتخصصة، وهناك اختلافات إقليمية. وزارة التربية والتعليم هو أحد الأمثلة على ذلك. خطوط زارة التربية والتعليم مختلف القرائن، التي هي معقدة وكرة لولبية الهياكل. بسببهم، مناطق مختلفة من تجربة وزارة التربية مختلف معدلات تدفق الهواء، وبالتالي، معدلات إزالة جزيئات رائحة المحمولة جوا 20 نشر مختلفة و. أيضا، فمن المعروف أن الخلايا العصبية الحسية الشمية (OSNs) تعبر عن مستقبلات الرائحة نظرا تقع في واحدة من أربع مناطق التحايل من وزارة التربية 21،22. كيف يؤثر هذا الاختلاف الموقع استجابة لOSN لعطور وإلى حد كبير غير معروفة. وبالإضافة إلى ذلك، بعض السكان OSN يحمل تفضيل الإقليمية. OSNs غوانيليل محلقة-D (GC-D)، معربا عن ديها توزيعات منطقتين لصالح المناطق طريق مسدود دي الكيس من ectoturbinates 23،24. وفي الآونة الأخيرة، وجدنا جزء من السكان من OSNs الكنسي الذي يعبر عابر مستقبلات المحتملة قناة M5 (TRPM5) ويقع تفضيلي في المناطق الجانبية وبطني 25. هذه النتائج تشير إلى أن وزارة التربية ليست موحدة. ولكن، كيف تؤثر هذه الاختلافات الإقليمية الترميز حاسة الشم ليست مفهومة. هذا هو في جزء منه لأن التحقيق الفسيولوجية شامل من وزارة التربية والأنف كان محدودا بسبب صعوبة الحصول على حالها الأنف ظهائر مع منظمة التشريحية المحفوظة باستخدام الأساليب الحالية. ويحيط الأنف ظهائر في الغالب من قبل العظام الأمامي من الجمجمة، بما في ذلك الأنف، الفك العلوي، الحنكي، الوجني، وعظام الغربالي. في فئران بالغة ونماذج القوارض الأخرى، هذه العظام هي شاقة وصعبة لإزالة دون الإضرار الأنسجة الأنفية مرتبطة ارتباطا وثيقا، ولا سيما القرائن دقيق. في كثير من الأحيان، يتم استخدام زوال الكلس القائمة على المواد الكيميائية لتليين العظام للسماح cryosectioning من الأنسجة الأنفية للالمورفولوجية، المناعى، والدراسات التهجين في الموقع، ولكن depenقرع على عمر الحيوان، ويمكن أن تستمر عملية إزالة الكلس بين عشية وضحاها يصل إلى 7 أيام 24،26-28. يتم هذا العلاج محدودة أيضا لأنه يتطلب أن تكون الأنسجة تثبيتي الحفاظ عليها. بالإضافة إلى ذلك، يمكن إزالة الكلس الكيميائية أن تكون قاسية وتؤثر على الوسم المناعي من بعض الأجسام المضادة الحساسة 29،30. الدراسات الفسيولوجية، مطلوب الأنسجة الحية، وبالتالي، وكثيرا ما تجرى هذه التجارب في OSNs معزولة أو شرائح زارة التربية والتعليم التي تم الحصول عليها من حديثي الولادة الذين هم رقيقة وناعمة 17،31،32 عظام الجمجمة. يمكن أيضا الاستفادة من الدراسات الفسيولوجية الاستعدادات جبل بأكمله عن طريق تقسيم رأس 25،33،34، ولكن عادة فقط على السطح الإنسي من الأنف يمكن الوصول إليه بسهولة، مما يحد من التسجيلات الفسيولوجية على مجالات أخرى. هنا، نحن تصف، طريقة deboning دليل فعالة لإعداد الأنسجة الأنفية سليمة مع الحفاظ على منظمة التشريحية الأصلي والتشكل. نحن بالتسلسل إزالة العظام الرئيسية للالأماميوهناك حاجة الجمجمة تحت المجهر تشريح لفضح ظهارة الأنفية سليمة تماما تقريبا مع الحفاظ على العظام المحارة رقيقة سليمة إلا إذا كانت الفئران هي قديمة جدا وcryosectioning. ونعرب أيضا عن طريقة للحفاظ على العلاقة بين الأنسجة الأنفية وبصيلات الشم، فضلا عن بقية الدماغ، مما يسهل الفحص المتزامن للدوائر كلا الطرفية والمركزية. لدينا وسيلة يمكن استخدامها لإعداد بارافورمالدهيد ثابتة، وكذلك الطازجة، والأنسجة الأنفية الحية. وبالتالي، من المتوقع لدينا وسيلة لتسهيل الدراسات المورفولوجية، المناعى والفسيولوجية للتنفس، الشم، والأنف الضرر والمرض.

<table><tbody><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Dissection&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Rongeur, 1.0 mm Jaw width</td><td>World Precision Instruments (WPI)</td><td>501333</td><td></td></tr><tr><td>Fine forceps, Dumont 3 </td><td>WPI</td><td>503235</td><td></td></tr><tr><td>Fine forceps, Dumont 55</td><td>WPI</td><td>14099</td><td></td></tr><tr><td>Fine forceps, Dumont AA</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>11210-20</td><td></td></tr><tr><td>Specimen forceps, Serrated</td><td>VWR</td><td>82027-440</td><td></td></tr><tr><td>Operating scissors</td><td>WPI</td><td>501753</td><td></td></tr><tr><td>Iris scissors, Straight</td><td>Miltex</td><td>V95-304</td><td></td></tr><tr><td>Dissection microscope</td><td>Olympus</td><td>SZ40</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">[header]</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Tissue embedding&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Optimum cutting temperature (OCT) compound</td><td>Sakura Finetek</td><td>4583</td><td></td></tr><tr><td>Plastic embedding mold</td><td>VWR</td><td>15160-215</td><td></td></tr><tr><td>Aspirator vacuum pump</td><td>Fisher Scientific</td><td>09-960-2</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">[header]</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Section staining &lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Neutral red</td><td>ACROS Organic</td><td>CAS 553-24-2</td><td>Nuclei staining</td></tr></tbody></table>

an effective manual deboning method to prepare intact mouse nasal tissue with preserved anatomical organization

الأنف الثدييات هو جهاز متعدد الوظائف مع الهياكل الداخلية المعقدة. واصطف تجويف الأنف مع مختلف ظهائر مثل ظهائر حاسة الشم والجهاز التنفسي، والحرشفية التي تختلف بشكل ملحوظ في المواقع التشريحية، مورفولوجيا، ووظائفها. في فئران بالغة، ويتم تغطية الأنف مع مختلف عظام الجمجمة، مما يحد من وصول التجريبية إلى الهياكل الداخلية، خصوصا تلك الموجودة في تلك الخلفية كما الظهارة الشمية الرئيسية (وزارة التربية). نحن هنا وصف وسيلة فعالة للحصول على ما يقرب من الأنسجة الأنفية كامل وسليمة مع منظمة التشريحية الحفاظ عليها. باستخدام أدوات جراحية تحت مجهر تشريح، ونحن بشكل تسلسلي إزالة عظام الجمجمة المحيطة الأنسجة الأنفية. يمكن تنفيذ هذا الإجراء على حد سواء، ورؤساء الماوس البشرة بارافورمالدهيد ثابتة وتشريح طازجة. الإجراء deboning كامل يستغرق حوالي 20-30 دقيقة، والذي هو أقصر بكثير من الوقت التجريبية اللازمة لدي التقليدية القائمة على المواد الكيميائيةتكلس. وبالإضافة إلى ذلك، فإننا نقدم وسيلة سهلة لإزالة فقاعات الهواء المحبوس بين القرائن، وهو أمر حاسم للحصول على أجزاء متصلة أفقيا أو الاكليلية أو السهمي رقيقة من إعداد الأنسجة الأنفية. الأنسجة الأنفية إعدادها باستخدام طريقة لدينا يمكن استخدامها لمراقبة كامل جبل من ظهائر بأكمله، فضلا عن المورفولوجية، immunocytochemical، RNA التهجين في الموقع، والدراسات الفسيولوجية، وخاصة في الدراسات حيث منطقة محددة الفحص والمقارنة هي من الفائدة.

باستخدام هذه الطريقة، يمكننا الحصول بشكل موثوق الأنسجة الأنفية تقريبا سليمة تماما. ويبين الشكل 2A صورة عينة الأنف الكبار من رئيس بارافورمالدهيد ثابتة. في هذه العينة، وجميع الأجهزة الحسية الشمية الفرعية الأربعة، بما في ذلك وزارة التربية، الجهاز الحاجز، الع?...

Watch this Scientific Journal Video about An Effective Manual Deboning Method To Prepare Intact Mouse Nasal Tissue With Preserved Anatomical Organization at JoVE.com

An Effective Manual Deboning Method To Prepare Intact Mouse Nasal Tissue With Preserved Anatomical Organization

دليل طريقة فعالة لإعداد Deboning سليمة ماوس النسيج الأنفي مع منظمة التشريحية المحفوظة

The mammalian nose is a multi-functional organ with intricate internal structures.  The nasal cavity is lined with various epithelia such as olfactory, ...

an-effective-manual-deboning-method-to-prepare-intact-mouse-nasal

Research

JoVE Journal

Biology

35.1K Views.  University of Maryland Baltimore County. 

Video: An Effective Manual Deboning Method To Prepare Intact Mouse Nasal Tissue With Preserved Anatomical Organization

Isolating Nasal Olfactory Stem Cells from Rodents or Humans

The olfactory mucosa, located in the nasal cavity, is in charge of detecting odours. It is also the only nervous tissue that is exposed to the external environment and easily accessible in every living individual. As a result, this tissue is unique for anyone aiming to identify molecular anomalies in the pathological brain or isolate adult stem cells for cell therapy. 
Molecular abnormalities in brain diseases are often studied using nervous tissue samples collected post-mortem. However, this material has numerous limitations. In contrast, the olfactory mucosa is readily accessible and can be biopsied safely without any loss of sense of smell1. Accordingly, the olfactory mucosa provides an "open window" in the adult human through which one can study developmental (e.g. autism, schizophrenia)2-4 or neurodegenerative (e.g. Parkinson, Alzheimer) diseases4,5. Olfactory mucosa can be used for either comparative molecular studies4,6 or in vitro experiments on neurogenesis3,7.
The olfactory epithelium is also a nervous tissue that produces new neurons every day to replace those that are damaged by pollution, bacterial of viral infections. This permanent neurogenesis is sustained by progenitors but also stem cells residing within both compartments of the mucosa, namely the neuroepithelium and the underlying lamina propria8-10. We recently developed a method to purify the adult stem cells located in the lamina propria and, after having demonstrated that they are closely related to bone marrow mesenchymal stem cells (BM-MSC), we named them olfactory ecto-mesenchymal stem cells (OE-MSC)11.
Interestingly, when compared to BM-MSCs, OE-MSCs display a high proliferation rate, an elevated clonogenicity and an inclination to differentiate into neural cells. We took advantage of these characteristics to perform studies dedicated to unveil new candidate genes in schizophrenia and Parkinson's disease4. We and others have also shown that OE-MSCs are promising candidates for cell therapy, after a spinal cord trauma12,13, a cochlear damage14 or in an animal models of Parkinson's disease15 or amnesia16.
In this study, we present methods to biopsy olfactory mucosa in rats and humans. After collection, the lamina propria is enzymatically separated from the epithelium and stem cells are purified using an enzymatic or a non-enzymatic method. Purified olfactory stem cells can then be either grown in large numbers and banked in liquid nitrogen or induced to form spheres or differentiated into neural cells. These stem cells can also be used for comparative omics (genomic, transcriptomic, epigenomic, proteomic) studies.

We describe here a method for biopsying olfactory mucosa from rat and human nasal cavities. These biopsies can be used for either identifying molecular anomalies in brain diseases or isolating multipotent adult stem cells that can be utilized for cell transplantation in animal models of brain trauma/disease.

عزل الخلايا الجذعية الأنف الشم من القوارض أو البشر

The olfactory mucosa, located in the nasal cavity, is in charge of detecting odours. It is also the only nervous tissue that is exposed to the external ...

Neuroscience

Tissue Preparation and Immunostaining of Mouse Sensory Nerve Fibers Innervating Skin and Limb Bones

Detection and primary processing of physical, chemical and thermal sensory stimuli by peripheral sensory nerve fibers is key to sensory perception in animals and humans. These peripheral sensory nerve fibers express a plethora of receptors and ion channel proteins which detect and initiate specific sensory stimuli. Methods are available to characterize the electrical properties of peripheral sensory nerve fibers innervating the skin, which can also be utilized to identify the functional expression of specific ion channel proteins in these fibers. However, similar electrophysiological methods are not available (and are also difficult to develop) for the detection of the functional expression of receptors and ion channel proteins in peripheral sensory nerve fibers innervating other visceral organs, including the most challenging tissues such as bone. Moreover, such electrophysiological methods cannot be utilized to determine the expression of non-excitable proteins in peripheral sensory nerve fibers. Therefore, immunostaining of peripheral/visceral tissue samples for sensory nerve fivers provides the best possible way to determine the expression of specific proteins of interest in these nerve fibers. So far, most of the protein expression studies in sensory neurons have utilized immunostaining procedures in sensory ganglia, where the information is limited to the expression of specific proteins in the cell body of specific types or subsets of sensory neurons. Here we report detailed methods/protocols for the preparation of peripheral/visceral tissue samples for immunostaining of peripheral sensory nerve fibers. We specifically detail methods for the preparation of skin or plantar punch biopsy and bone (femur) sections from mice for immunostaining of peripheral sensory nerve fibers. These methods are not only key to the qualitative determination of protein expression in peripheral sensory neurons, but also provide a quantitative assay method for determining changes in protein expression levels in specific types or subsets of sensory fibers, as well as for determining the morphological and/or anatomical changes in the number and density of sensory fibers during various pathological states. Further, these methods are not confined to the staining of only sensory nerve fibers, but can also be used for staining any types of nerve fibers in the skin, bones and other visceral tissue.

Immunocytochemical identification of peripheral sensory nerve fiber subtypes (and detection of protein expression therein) are key to the understanding of molecular mechanisms underlying peripheral sensation. Here we describe methods for preparation of peripheral/visceral tissue samples, such as skin and limb bones, for specific immunostaining of peripheral sensory nerve fibers.

تحضير الأنسجة وImmunostaining من الألياف العصبية الحسية ماوس التعصيب الجلد والعظام الاطراف

Detection and primary processing of physical, chemical and thermal sensory stimuli by peripheral sensory nerve fibers is key to sensory perception in ...

Whole Animal Perfusion Fixation for Rodents

The goal of fixation is to rapidly and uniformly preserve tissue in a life-like state. While placing tissue directly in fixative works well for small pieces of tissue, larger specimens like the intact brain pose a problem for immersion fixation because the fixative does not reach all regions of the tissue at the same rate 5,7. Often, changes in response to hypoxia begin before the tissue can be preserved 12. The advantage of directly perfusing fixative through the circulatory system is that the chemical can quickly reach every corner of the organism using the natural vascular network. In order to utilize the circulatory system most effectively, care must be taken to match physiological pressures 3. It is important to note that physiological pressures are dependent on the species used. Techniques for perfusion fixation vary depending on the tissue to be fixed and how the tissue will be processed following fixation. In this video, we describe a low-cost, rapid, controlled and uniform fixation procedure using 4% paraformaldehyde perfused via the vascular system: through the heart of the rat to obtain the best possible preservation of the brain for immunohistochemistry. The main advantage of this technique (vs. gravity-fed systems) is that the circulatory system is utilized most effectively.

Here we describe a low-cost, rapid, controlled and uniform fixation procedure using 4% paraformaldehyde perfused via the vascular system: through the heart of the rat to obtain the best possible preservation of the brain.

كامل التثبيت الإرواء الحيوان للقوارض

The goal of fixation is to rapidly and uniformly preserve tissue in a life-like state. While placing tissue directly in fixative works well for small ...

Improved Preparation and Preservation of Hippocampal Mouse Slices for a Very Stable and Reproducible Recording of Long-term Potentiation

Long-term potentiation (LTP) is a type of synaptic plasticity characterized by an increase in synaptic strength and believed to be involved in memory encoding. LTP elicited in the CA1 region of acute hippocampal slices has been extensively studied. However the molecular mechanisms underlying the maintenance phase of this phenomenon are still poorly understood. This could be partly due to the various experimental conditions used by different laboratories. Indeed, the maintenance phase of LTP is strongly dependent on external parameters like oxygenation, temperature and humidity. It is also dependent on internal parameters like orientation of the slicing plane and slice viability after dissection.
The optimization of all these parameters enables the induction of a very reproducible and very stable long-term potentiation. This methodology offers the possibility to further explore the molecular mechanisms involved in the stable increase in synaptic strength in hippocampal slices. It also highlights the importance of experimental conditions in in vitro investigation of neurophysiological phenomena.

This paper presents a complete methodology to prepare and preserve in vitro acute hippocampal slices from adult mice. This protocol allows the recording of very stable long-lasting long-term potentiation (LTP) for more than 8 hours with a success rate of 95%.

تحسين إعداد والحفاظ على شرائح الحصين ماوس لتسجيل مستقرة جدا وقابلة للتكرار من التقوية بعيدة المدى

Long-term potentiation (LTP) is a type of synaptic plasticity characterized by an increase in synaptic strength and believed to be involved in memory ...

Tissue Preparation and Immunostaining of Mouse Craniofacial Tissues and Undecalcified Bone

Tissue immunostaining provides highly specific and reliable detection of proteins of interest within a given tissue. Here we describe a complete and simple protocol to detect protein expression during craniofacial morphogenesis/pathogenesis using mouse craniofacial tissues as examples. The protocol consists of preparation and cryosectioning of tissues, indirect immunofluorescence, image acquisition, and quantification. In addition, a method for preparation and cryosectioning of undecalcified hard tissues for immunostaining is described, using craniofacial tissues and long bones as examples. Those methods are key to determine the protein expression and morphological/anatomical changes in various tissues during craniofacial morphogenesis/pathogenesis. They are also applicable to other tissues with appropriate modifications. Knowledge of the histology and high quality of sections are critical to draw scientific conclusions from experimental outcomes. Potential limitations of this methodology include but are not limited to specificity of antibodies and difficulties of quantification, which are also discussed here.

Here, we present a detailed protocol to detect and quantify protein levels during craniofacial morphogenesis/pathogenesis by immunostaining using mouse craniofacial tissues as examples. In addition, we describe a method for preparation and cryosectioning of undecalcified hard tissues from young mice for immunostaining.

إعداد الأنسجة وتلطيخ المناعة من أنسجة الفئران القحفية والعظام غير الصائق

Tissue immunostaining provides highly specific and reliable detection of proteins of interest within a given tissue. Here we describe a complete and ...

Developmental Biology

Ex Vivo Preparations of the Intact Vomeronasal Organ and Accessory Olfactory Bulb

The mouse accessory olfactory system (AOS) is a specialized sensory pathway for detecting nonvolatile social odors, pheromones, and kairomones. The first neural circuit in the AOS pathway, called the accessory olfactory bulb (AOB), plays an important role in establishing sex-typical behaviors such as territorial aggression and mating. This small (&#60;1 mm3) circuit possesses the capacity to distinguish unique behavioral states, such as sex, strain, and stress from chemosensory cues in the secretions and excretions of conspecifics. While the compact organization of this system presents unique opportunities for recording from large portions of the circuit simultaneously, investigation of sensory processing in the AOB remains challenging, largely due to its experimentally disadvantageous location in the brain. Here, we demonstrate a multi-stage dissection that removes the intact AOB inside a single hemisphere of the anterior mouse skull, leaving connections to both the peripheral vomeronasal sensory neurons (VSNs) and local neuronal circuitry intact. The procedure exposes the AOB surface to direct visual inspection, facilitating electrophysiological and optical recordings from AOB circuit elements in the absence of anesthetics. Upon inserting a thin cannula into the vomeronasal organ (VNO), which houses the VSNs, one can directly expose the periphery to social odors and pheromones while recording downstream activity in the AOB. This procedure enables controlled inquiries into AOS information processing, which can shed light on mechanisms linking pheromone exposure to changes in behavior.

Ex Vivo Preparations of the Intact Vomeronasal Organ and Accessory Olfactory Bulb

The mouse accessory olfactory bulb (AOB) has been difficult to study in the context of sensory coding. Here, we demonstrate a dissection that produces an ex vivo preparation in which AOB neurons remain functionally connected to their peripheral inputs, facilitating research into information processing of mouse pheromones and kairomones.

فيفو السابقين الاستعدادات للالميكعي الجهاز سليمة والإكسسوار الشم لمبة

The mouse accessory olfactory system (AOS) is a specialized sensory pathway for detecting nonvolatile social odors, pheromones, and kairomones. The first ...

Whole Mount Labeling of Cilia in the Main Olfactory System of Mice

The mouse olfactory system comprises 6-10 million olfactory sensory neurons in the epithelium lining the nasal cavity. Olfactory neurons extend a single dendrite to the surface of the epithelium, ending in a structure called dendritic knob. Cilia emanate from this knob into the mucus covering the epithelial surface. The proteins of the olfactory signal transduction cascade are mainly localized in the ciliary membrane, being in direct contact with volatile substances in the environment. For a detailed understanding of olfactory signal transduction, one important aspect is the exact morphological analysis of signaling protein distribution. Using light microscopical approaches in conventional cryosections, protein localization in olfactory cilia is difficult to determine due to the density of ciliary structures. To overcome this problem, we optimized an approach for whole mount labeling of cilia, leading to improved visualization of their morphology and the distribution of signaling proteins. We demonstrate the power of this approach by comparing whole mount and conventional cryosection labeling of Kirrel2. This axon-guidance adhesion molecule is known to localize in a subset of sensory neurons and their axons in an activity-dependent manner. Whole mount cilia labeling revealed an additional and novel picture of the localization of this protein.

Cilia of olfactory sensory neurons contain proteins of the signal transduction cascade, but a detailed spatial analysis of their distribution is difficult in cryosections. We describe here an optimized approach for whole mount labeling and en face visualization of ciliary proteins.

كله جبل وصفها من سيليا في النظام الشمية الرئيسية من الفئران

The mouse olfactory system comprises 6-10 million olfactory sensory neurons in the epithelium lining the nasal cavity. Olfactory neurons extend a single ...

In-depth Physiological Analysis of Defined Cell Populations in Acute Tissue Slices of the Mouse Vomeronasal Organ

In most mammals, the vomeronasal organ (VNO) is a chemosensory structure that detects both hetero- and conspecific social cues. Vomeronasal sensory neurons (VSNs) express a specific type of G protein-coupled receptor (GPCR) from at least three different chemoreceptor gene families allowing sensitive and specific detection of chemosensory cues. These families comprise the V1r and V2r gene families as well as the formyl peptide receptor (FPR)-related sequence (Fpr-rs) family of putative chemoreceptor genes. In order to understand the physiology of vomeronasal receptor-ligand interactions and downstream signaling, it is essential to identify the biophysical properties inherent to each specific class of VSNs.
The physiological approach described here allows identification and in-depth analysis of a defined population of sensory neurons using a transgenic mouse line (Fpr-rs3-i-Venus). The use of this protocol, however, is not restricted to this specific line and thus can easily be extended to other genetically modified lines or wild type animals.

Here, we describe a physiological approach that allows identification and in-depth analysis of a defined population of sensory neurons in acute coronal tissue slices of the mouse vomeronasal organ using whole-cell patch-clamp recordings.

في التحليل المتعمق الفسيولوجية لبالسكان خلية المعرفة في الحادة الأنسجة شرائح من الميكعي الجهاز ماوس

In most mammals, the vomeronasal organ (VNO) is a chemosensory structure that detects both hetero- and conspecific social cues. Vomeronasal sensory ...

Evaluation of Host-Pathogen Responses and Vaccine Efficacy in Mice

Vaccines are a 20th century medical marvel. They have dramatically reduced the morbidity and mortality caused by infectious diseases and contributed to a striking increase in life expectancy around the globe. Nonetheless, determining vaccine efficacy remains a challenge. Emerging evidence suggests that the current acellular vaccine (aPV) for Bordetella pertussis (B. pertussis) induces suboptimal immunity. Therefore, a major challenge is designing a next-generation vaccine that induces protective immunity without the adverse side effects of a whole-cell vaccine (wPV). Here we describe a protocol that we used to test the efficacy of a promising, novel adjuvant that skews immune responses to a protective Th1/Th17 phenotype and promotes a better clearance of a B. pertussis challenge from the murine respiratory tract. This article describes the protocol for mouse immunization, bacterial inoculation, tissue harvesting, and analysis of immune responses. Using this method, within our model, we have successfully elucidated crucial mechanisms elicited by a promising, next-generation acellular pertussis vaccine. This method can be applied to any infectious disease model in order to determine vaccine efficacy.

Here we present an elegant protocol for in vivo evaluation of vaccine effectiveness and host immune responses. This protocol can be adapted for vaccine models that study viral, bacterial, or parasitic pathogens.

تقييم استجابات المضيف الممرض ونجاعة اللقاح في الفئران

Vaccines are a 20th century medical marvel. They have dramatically reduced the morbidity and mortality caused by infectious diseases and contributed to a ...

Immunology and Infection

Subcellular Fractionation for the Isolation of Synaptic Components from the Murine Brain

Synaptic terminals are the primary sites of neuronal communication. Synaptic dysfunction is a hallmark of many neuropsychiatric and neurological disorders. The characterization of synaptic sub-compartments by biochemical isolation is, therefore, a powerful method to elucidate the molecular bases of synaptic processes, both in health and disease. This protocol describes the isolation of synaptic terminals and synaptic sub-compartments from mouse brains by subcellular fractionation. First, sealed synaptic terminal structures, known as synaptosomes, are isolated following brain tissue homogenization. Synaptosomes are neuronal pre- and post-synaptic compartments with pinched-off and sealed membranes. These structures retain a metabolically active state and are valuable for studying synaptic structure and function. The synaptosomes are then subjected to hypotonic lysis and ultracentrifugation to obtain synaptic sub-compartments enriched for synaptic vesicles, synaptic cytosol, and synaptic plasma membrane. Fraction purity is confirmed by electron microscopy and biochemical enrichment analysis for proteins specific to sub-synaptic compartments. The presented method is a straightforward and valuable tool for studying the structural and functional characteristics of the synapse and the molecular etiology of various brain disorders.

This protocol presents a robust, detailed method to obtain highly pure synaptosomes, synaptic vesicles, and other synaptic fractions from the mouse brain. This method enables the evaluation of synaptic processes, including the biochemical analysis of protein localization and function with compartmental resolution.