Yazarlar kritik tartışmalar W. Sun ve K. Jansen teşekkür ve Singapur Ulusal Üniversitesi Nano Biyomekanik Lab tarafından destek kabul. NAK Marie Curie IIF Bursu ile destek kabul eder.

1. Hücre Hasat <ol><li> 37 ° C,% 5 CO2 inkübatöründe MD-MBA-231 hücreleri elde edilir. % 0.5 Tripsin-EDTA çözeltisi kullanılarak doku kültürü hücreleri plakadan ayırın. Bir T25 şişesi içinde kültürlenmiş bir hücre için Tripsin-EDTA solüsyonu, 1 ml kullanın. </li><li> 4 dakika için 200 x g&#39;da santrifüjleme ile 15 ml konik bir tüp içinde Pelet hücreleri, süpernatanı havalandırın, ve tekrar süspansiyon hücreleri kültür ortamı, 5 ml. </li><li> Bir hemasitometre kullanarak, ρ, hücre yoğunluğu sayısı. Not: Hücre numaralı seribaşı iç jel hazırlamak için, hücre süspansiyonu daha sonra 10 × nihai hücre tohumlama yoğunluğu ulaşmak için seyreltilmiş edilecektir. Bu nedenle, 10 x konsantre hücre süspansiyonu gereklidir. </li><li> 10 x hücre konsantrasyonunu elde etmek için gerekli ortamın miktarı hesaplanır: <img alt="Denklem 1" fo:content-width="2in" src="/files/ftp_upload/52735/52735eq1.jpg" width="175" /> Not: nihai hücre tohum yoğunluğu son C, yaklaşık 215; 10 6 hücre / ml MD-MBA-231 hücreleri için tavsiye edilir ve bu protokol kullanılır. Diğer tohumlama yoğunlukları da diğer hücre tipleri için keşfedilebilir. </li><li> Pelet hücreleri bir kez daha, 4 dakika için 200 x g&#39;da santrifüjleme ile 15 ml konik bir tüp içinde süresi ve süpernatan aspire. </li><li> Hücre topaklanma en aza indirmek için iyice serumsuz hücre kültür ortamının (adım 1.3 hesaplanan V ortam) gerekli miktarda tekrar süspansiyon hücreleri. Not: Fenol kırmızı otomatik floresan ve floresan / yansıma görüntüleme engelleyebilir. Fenol kırmızı içermeyen ortamda kullanılması en iyi görüntü kalitesini elde etmek için kabul edilebilir. </li></ol> Kollajen Çözümleri 2. Hazırlık <ol><li> Stok kolajen çözeltisi, 10 x PBS tampon, Milli-Q, H2, O, 0.1 M NaOH ve çeşitli mikrosantrifüj tüpleri elde edilir. Erken kollajen polimerizasyonu önlemek için buz üzerinde tüm tutun, ve steril durumunu korumak. </li><li> Steril cam-dengeye37 ° C inkübatör içinde ön ısıtmaya göre alt yemek. Not: Bu protokol tüm birimleri de 12 mm cam alt çanak için optimize edilmiştir. Diğer çanak tipi kullanılırsa, buna hacimleri ayarlayın. </li><li> Kollajen stok konsantrasyonuna bağlı olarak, iç jeli (çözelti l) 2.4 mg / ml kolajen çözeltisi 50 ul hazırlanması için ihtiyaç duyulan gerekli hacmi hesaplanır. Not: İç jeli diğer kollajen konsantrasyonları da kullanılabilir. </li><li> Steril bir ortamda (tipik olarak bir biyo-güvenlik kapağı) &#39;de yavaş yavaş hafif döndürme ile (adım 2.3 olarak hesaplanmıştır) kollajen stok çözeltisi gerekli miktarda 10 x PBS tamponu 5 ul ilave edin. Hava kabarcığı oluşumunu önlemek için dikkat edin. </li><li> Kalibre pH metre kullanılarak 0.1 M NaOH ile 7.4&#39;e karışımın pH ayarlayın. Bir kaba bir kılavuz olarak, (miktar stok konsantrasyonu ve pH değerine bağlı olarak değişir) 7.4 pH yakın getirmek için yaklaşık 5 ul kullanın. Not: hacimleri bu işin unutmayınadım standart bir pH metre kullanımı için çok küçüktür. Aşağıdaki hileler birini kullanın: <ol><li> Birden çok numune için kolajen solüsyonları hazırlayın. Standart pH metre kullanılarak toplu pH ayarlayın ve numuneler arasında kollajen çözümleri dağıtmak. </li><li> Seçenek olarak ise, daha büyük bir hacimde bir kolajen çözeltisi pH&#39;ın ayarlanması, (i. E., Standart bir pH metre kullanımına izin hacmi). Nihai pH, pH getirmek için gereken NaOH miktarını not edin. Hacimleri küçültün ve deney için NaOH uygun miktarda kullanın. Turnusol kağıdı kullanılarak pH değeri onaylayın. </li><li> Aksi takdirde, daha doğru bir şekilde az miktarda pH değerini ayarlamak için bir mikro pH elektrodu kullanın. </li></ol></li><li> O. H 2 kullanarak ul 45 bir hacme çözüm getir Erken kollajen polimerizasyonu önlemek için buz üzerinde tüm adımları uygulayın. </li></ol> Konsantrik Jel Kültür 3. Oluşumu <ol><li> Önceden ısıtılmış cam alt çanak alın th (adım 2.2 bakınız)E inkübatör. </li><li> Çözelti I yeniden askıya almak için (adım 1.5 hazırlandı) 10 x konsantre hücre süspansiyonu 5 ul iyice ekleyin. Hava kabarcığı oluşumunu önlemek için dikkat edin. Karışım, hemen 50 ul arasında değişen bir hacme sahip ve (nihai = 2 x 10 6 hücre / ml c) Nihai kollajen konsantrasyonu (2.4 mg / ml) ve hücre yoğunluğu içerir. </li><li> Bu kubbe şeklinde bir damla (Şekil 1A) oluşturan bu yüzden de merkezine yavaş hücre içeren bir çözeltinin 20 ul ekle. Bu aşamada kabarcık oluşumunu önlemek için dikkat edin. Bir kabarcık formları ise, dikkatli ama hızlı bir şekilde çalışın ya da kopma veya pipet kullanarak dışarı emmek. Yavaşça iç jel 45 dakika süreyle polimerize izin geri inkübatör çanak koyun. </li><li> (Dış, aselüler kollajen jel için) çözüm O bu inkübasyon adımı bitmeden yaklaşık 15 dakika hazırlayın. Not: dış jel durumu kollajen konsantrasyonu ve polimerizasyon pH koşullarını değişik olabilirFarklı mikroyapılanna 10 ile ağları edinin. 7.4 arasında bir pH değerinde polimerize 4.0 mg / ml kolajen jel - Bu protokolde, 1.5 odaklanır. <ol><li> Kollajen stok konsantrasyonuna dayalı olarak, nihai konsantrasyonda kolajen çözeltisi O 200 ul hazırlanması için ihtiyaç duyulan gerekli hacmi hesaplanır. </li></ol></li><li> 10 x PBS içinde 20 ul yumuşak döndürme ile (adım 3.4 olarak hesaplanmıştır) kollajen stok çözeltisi gerekli miktarda yavaş yavaş tampon ekleyin. Kalibre pH metre kullanımı ile, 0.1 M NaOH ile son pH karışımın pH ayarlayın. PH ayarlaması ile ilgili 2,5 adıma nota bakınız. </li><li> O H2 kullanılarak ul 200 ul son hacme çözüm getirmek Erken kollajen polimerizasyonu önlemek için buz üzerinde tüm adımları uygulayın. </li><li> İç jel 45 dakika polimerizasyondan sonra inkübatör çanak alın (adım 3.3). Çözelti tamamen iç kaplayacak şekilde yavaşça iç jelinin üzerine çözelti, O 180 uljel ve kuyu (Şekil 1B) doldurur. <ol><li> Dış jelde homojen olmayan bir lif yönelimleri yol açabilir çözeltisi, karıştırma olmadan dikkatlice adımı gerçekleştirir. Bir pipet ile iç jel dokunmaktan kaçınmak için özen ve kabarcıkları veya hava ceplerinin oluşumunu önlemek için. Bir kabarcık formları ise, dikkatli ama hızlı bir şekilde çalışın ya da kopma veya pipet kullanarak dışarı emmek. Yavaşça dış jel, polimerik maddelerin izin inkübatör çanak geri yerleştirin. </li></ol></li><li> Polimerizasyon 45 dakika sonra inkübatör çanak alın. yaklaşık olarak kullanıldığı takdirde yine alt yüzeyinden ayırmak, ancak jel zaten oldukça, bu noktada katılaşan olmalıdır. <ol><li> Yavaşça çanak (Şekil 1C) ısıtıldı hücre kültür ortamının 2 ml dökün. Jel tamamen ortamında batık emin olun. Kültür süresi boyunca 3 gün - her 2 orta yenileyin. </li></ol></li></ol> 4. Canlı hücre Görüntüleme <ol><li> Uzun vadeli canlı hücre görüntüleme yeteneği ile donatılmış bir ters konfokal mikroskop kullanılarak görüntüleme gerçekleştirin. Dahil dahili bir sıcaklığa (37 ° C) ve CO2 (% 5), kontrol ile inkübasyon odası. Mikroskop açın ve deneye başlamadan önce evre en az 1 saat ısıtın. Not: Uzun çalışma mesafesi ile kullanın objektif 3D jellerin hücrelerin gözlem ve lokalizasyonu optimize etmek. </li><li> 3D sistemindeki hücrelerin doğru belirlenmesine olanak tanımaktadır, 30 dakika için floresan hücre izleyici boya 5 ul ihtiva eden bir ortam içinde jel inkübe edin. Daha sonra, 1 x PBS ile yıkanarak üç kez bağlanmamış boya çıkarın. Daha sonra, çanak hücre kültür ortamı ilave edin. </li><li> Inkübatör çanak alın ve mikroskop aşamasında (Şekil 1D) üzerine yerleştirin. Not: Canlı hücre görüntüleme sağ dış jel polimerizasyon sonrası prensip olarak başlayabilirsiniz. Bununla birlikte bu noktada, hücreler in iç jel henüz yayılmış değil. Dış jel, canlı hücre görüntüleme kültürünün başlatılmasından sonra (hücre tipine göre) 24 saat başlayabilir işgal ilk hücrelerinin göçünü incelemek. Bir kaba bir kılavuz olarak, yaklaşık 12 - kültür 14 gün dış jel girmek iç jel hücrelerin çoğu için gereklidir. </li><li> İç jel çevreleyen dış jel bölgelerde Manzaralı (VoV en) Seç Birimleri. Kuluçkadan 24 saat, hücre popülasyonu, yayılmış olur sonra, iç ve dış jel arasındaki ara yüzü geçti ve dış jel işgal başladı. <ol><li> VoV en için, hemen yanındaki dış jel 7, olay yakın jel arayüzü, ara bölgeler ve bölgelere jel bölgelerini içerir. Mümkün olan kenar etkileri önlemek için, jel üst hem de daha yakın bir alt ve yan yüzeyler ile 50 um den bölge hariç. Her VoV tipik x (647 × 647 × 100 mm 3 ölçerZ -stack 5 um aralığında olan, sırasıyla, y ve z, tarifi). </li></ol></li><li> Emin olun görüntüleme modları, kanallar / filtreler, pozlama süreleri ve görüntü çözünürlükleri doğru seçilir. Kollajen ağının etiketi ücretsiz görüntüleme için, zaman atlamalı canlı hücre görüntüleme sırasında eş zamanlı olarak konfokal yansıma mikroskopi kullanın. </li><li> Örnek görüntüleri alın yoğunluk histogramlar arsa ve yeterli sinyal gözlemlemek ve histogram sıfır ve maksimum yoğunluğu arasında yatıyor sağlayarak doygunluk önlemek için kazanç ve uzaklıklar ayarlayın. Deney süresi boyunca bir daha bu ayarları değiştirmeyin. </li><li> 8 saat (veya gerekirse daha uzun) için 10 dakika, bir zaman aralığı, Δ t ile, seçilen VoV yılların zaman atlamalı görüntüleri çekin. </li></ol> 5. Hücre İzleme ve Veri Analizi <ol><li> ÖDENEK kullanarak z -stack görüntülerden kantitatif görüntü post-processing yürütmek<html> te görüntü işleme yazılımı. <ol><li> Segment time-lapse görüntüleri otomatik olarak (x, y, z, t) 3D hücre pozisyonları seçin. </li><li> Her çerçeve için, elle lokalizasyon doğruluğunu kontrol ve hücreler için yanılmış olabilir hücre artıkları ve hücresel çıkıntılar nedeniyle yanlış pozitif kaldırın. Farklı nesnelere analiz ve bölünmüş örtüşen veya bağlı hücreleri çoğalma hücreleri çıkarmak. </li></ol></li><li> Zaman dizisi her hücrenin yerini bağlayarak önceki aşamada elde edilen hücre koordinatları (x, y, z, t), 3D hızlandırılmış hücre parçaları üretir. </li><li> Bir eşik hat uzunluğu (genellikle 20 dk) daha kısa parçaları kaldırarak rastgele ve sistem gürültüsünü ortadan kaldırın. </li><li> Gerekirse parça gelen toplam net değiştirmeleri çıkarılarak örnek sürüklenme için düzeltin. </li><li> Hücre deplasman hesaplayın,iles / ftp_upload / 52.735 / 52735eq2.jpg &quot;width =&quot; 80 &quot;/&gt; ve hücre göçü mesafesi, <img alt="Denklem 3" fo:content-width="1in" src="/files/ftp_upload/52735/52735eq3.jpg" width="100" /> Gözlenen hücre yörüngeleri, burada zaman, bir hücrenin 3D konumunu temsil eden bir vektördür ve zaman noktalarının toplam sayısıdır. <ol><li> Δ t kare arasındaki zaman aralığı S d = / (n • Δ t) gibi hücre hızı, hesaplayın. P = Δd / d kullanarak hücre göçü yönlülük (veya sebat) hesaplayın. Sebat Bu basit önlem P = 0 net deplasman sıfır ve p = 1 için yörünge düz yönlü çizgi olduğunu ima eder. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Horwitz, R., Webb, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+migration.">Cell migration.</a> Curr Biol. 13 (19), R756-R759 (2003).</li><li>Liang, C. C., Park, A. Y., Guan, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+scratch+assay:+a+convenient+and+inexpensive+method+for+analysis+of+cell+migration+in+vitro.">In vitro scratch assay: a convenient and inexpensive method for analysis of cell migration in vitro.</a> Nat. Protoc. 2 (2), 329-333 (2007).</li><li>Provenzano, P. P., Eliceiri, K. W., Inman, D. R., Keely, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineering+three-dimensional+collagen+matrices+to+provide+contact+guidance+during+3D+cell+migration.">Engineering three-dimensional collagen matrices to provide contact guidance during 3D cell migration.</a> Curr. Prot. Cell Biol. 10, 10-17 (2010).</li><li>Friedl, P., Sahai, E., Weiss, S., Yamada, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+dimensions+in+cell+migration.">New dimensions in cell migration.</a> Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 13 (11), 743-747 (2012).</li><li>Grinnell, F., Petroll, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+motility+and+mechanics+in+three-dimensional+collagen+matrices.">Cell motility and mechanics in three-dimensional collagen matrices.</a> Annu. Rev. Cell. Dev. Biol. 26, 335-361 (2010).</li><li>Wirtz, D., Konstantopoulos, K., Searson, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+physics+of+cancer:+the+role+of+physical+interactions+and+mechanical+forces+in+metastasis.">The physics of cancer: the role of physical interactions and mechanical forces in metastasis.</a> Nat. Rev. Cancer. 11 (7), 512-522 (2011).</li><li>Sun, W., Kurniawan, N. A., Kumar, A. P., Rajagopalan, R., Lim, C. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+migrating+cell-induced+matrix+reorganization+on+3D+cancer+cell+migration.">Effects of migrating cell-induced matrix reorganization on 3D cancer cell migration.</a> Cell. Mol. Bioeng. 7 (2), 205-217 (2014).</li><li>Achilli, M., Mantovani, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tailoring+mechanical+properties+of+collagen-based+scaffolds+for+vascular+tissue+engineering:+the+effects+of+pH,+temperature+and+ionic+strength+on+gelation.">Tailoring mechanical properties of collagen-based scaffolds for vascular tissue engineering: the effects of pH, temperature and ionic strength on gelation.</a> Polymers. 2 (4), 664-680 (2010).</li><li>Kurniawan, N. A., Wong, L. H., Rajagopalan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Early+stiffening+and+softening+of+collagen:+interplay+of+deformation+mechanisms+in+biopolymer+networks.">Early stiffening and softening of collagen: interplay of deformation mechanisms in biopolymer networks.</a> Biomacromolecules. 13 (3), 691-698 (2012).</li><li>Sun, W., Lim, C. T., Kurniawan, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanistic+adaptability+of+cancer+cells+strongly+affects+anti-migratory+drug+efficacy.">Mechanistic adaptability of cancer cells strongly affects anti-migratory drug efficacy.</a> J. R. Soc. Interface. 11 (99), 20140638 (2014).</li><li>Guzman, A., Ziperstein, M. J., Kaufman, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+fibrillar+matrix+architecture+on+tumor+cell+invasion+of+physically+challenging+environments.">The effect of fibrillar matrix architecture on tumor cell invasion of physically challenging environments.</a> Biomaterials. 35 (25), 6954-6963 (2014).</li><li>Wolf, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physical+limits+of+cell+migration:+control+by+ECM+space+and+nuclear+deformation+and+tuning+by+proteolysis+and+traction+force.">Physical limits of cell migration: control by ECM space and nuclear deformation and tuning by proteolysis and traction force.</a> J. Cell Biol. 201 (7), 1069-1084 (2013).</li><li>Friedl, P., Gilmour, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Collective+cell+migration+in+morphogenesis,+regeneration+and+cancer.">Collective cell migration in morphogenesis, regeneration and cancer.</a> Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 10 (7), 445-457 (2009).</li><li>Vedula, S. R. K., Ravasio, A., Lim, C. T., Ladoux, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Collective+cell+migration:+a+mechanistic+perspective.">Collective cell migration: a mechanistic perspective.</a> Physiology. 28 (6), 370-379 (2013).</li><li>Petrie, R. J., Doyle, A. D., Yamada, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Random+versus+directionally+persistent+cell+migration.">Random versus directionally persistent cell migration.</a> Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 10 (8), 538-549 (2009).</li><li>Miron-Mendoza, M., Seemann, J., Grinnell, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+differential+regulation+of+cell+motile+activity+through+matrix+stiffness+and+porosity+in+three+dimensional+collagen+matrices.">The differential regulation of cell motile activity through matrix stiffness and porosity in three dimensional collagen matrices.</a> Biomaterials. 31 (25), 6425-6435 (2010).</li><li>Mouw, J. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+mechanics+modulate+microRNA-dependent+PTEN+expression+to+regulate+malignant+progression.">Tissue mechanics modulate microRNA-dependent PTEN expression to regulate malignant progression.</a> Nat. Med. 20 (4), 360-367 (2014).</li><li>Wolf, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Collagen-based+cell+migration+models+in+vitro+and+in+vivo.">Collagen-based cell migration models in vitro and in vivo.</a> Semin. Cell Dev. Biol. 20 (8), 931-941 (2009).</li><li>Wong, L. H., Kurniawan, N. A., Too, H. -. P., Rajagopalan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatially+resolved+microrheology+of+heterogeneous+biopolymer+hydrogels+using+covalently+bound+microspheres.">Spatially resolved microrheology of heterogeneous biopolymer hydrogels using covalently bound microspheres.</a> Biomech. Model. Mechanobiol. 13 (4), 839-849 (2014).</li><li>Gupton, S. L., Waterman-Storer, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatiotemporal+feedback+between+actomyosin+and+focal-adhesion+systems+optimizes+rapid+cell+migration.">Spatiotemporal feedback between actomyosin and focal-adhesion systems optimizes rapid cell migration.</a> Cell. 125 (7), 1361-1374 (2006).</li><li>Provenzano, P. P., Inman, D. R., Eliceiri, K. W., Trier, S. M., Keely, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contact+guidance+mediated+three-dimensional+cell+migration+is+regulated+by+Rho/ROCK-dependent+matrix+reorganization.">Contact guidance mediated three-dimensional cell migration is regulated by Rho/ROCK-dependent matrix reorganization.</a> Biophys. J. 95 (11), 5374-5384 (2008).</li><li>Wolf, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-step+pericellular+proteolysis+controls+the+transition+from+individual+to+collective+cancer+cell+invasion.">Multi-step pericellular proteolysis controls the transition from individual to collective cancer cell invasion.</a> Nat. Cell Biol. 9 (8), 893-904 (2007).</li><li>Jansen, K. A., Bacabac, R. G., Piechocka, I. K., Koenderink, G. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cells+actively+stiffen+fibrin+networks+by+generating+contractile+stress.">Cells actively stiffen fibrin networks by generating contractile stress.</a> Biophys. J. 105 (10), 2240-2251 (2013).</li></ol>

Yazarlar ifşa hiçbir şey yok.

In this protocol we describe an in vitro assay to study the 3D migrational behavior of cells in matrix environments that topologically resemble ECMs encountered in vivo. There are three main strengths of this assay as compared to other currently available methods. First, this assay allows one to simultaneously examine the cell migration mechanisms at both population level and individual cell level. This opens up possibilities of studying collective cell migration13, which has to date been lar...

Hücrelerin göç embriyonik gelişme, hemostaz ve bağışıklık tepkisi gibi gibi vasküler hastalıklar, enflamasyon ve kanser 1 gibi patolojik süreçlerde çeşitli fizyolojik tepkiler içindeki önemli bir rol oynar. Hücre göçü temel biyokimyasal ve biyofiziksel faktörleri Kesme hücresel fonksiyonların temel ilkelerini anlamak için değil, aynı zamanda böyle bir doku mühendisliği anti-metastaz ve anti-enflamatuar ilaç geliştirme gibi çeşitli biyomedikal uygulamalar ilerletmek için, sadece bu nedenle temel olarak önemlidir. In vivo gözlem teknik açıdan zor olduğundan, çabalarının bir sürü hücre göçü in vitro recapitulation odaklanmıştır. Hücre göçü incelemek için in vitro yöntemler büyük ölçüde en önemlisi, iki boyutlu (2D) yüzeylerde deneyleri için çizik olarak tasarlanmış veya tahlil 2 yara iyileşmesi edilmiştir. Bu tür deneyler basit deney düzeneği sunuyoruz, kolay yaşanılırhücre görüntüleme ve hücre göçü yatan çeşitli biyokimyasal mekanizmaların yararlı açılımlar sağlamaktadır. Bununla birlikte, bu deneyler, in vivo göç anlaşılmasında kritik yönleri olan hücre dışı matris (ECM), mimari ve yeniden modellenmesi hesaba katmaz. Son zamanlarda, giderek artan bir şekilde 3B kültürü modeli, genellikle kolajen-esaslı matrisler 3, daha iyi in vivo durum benzer bir platform temin ettiği takdir edilecektir. Nitekim, hücreler nedeniyle özellikle çevre 4 farklı boyutluluk için, 2B yüzeylerde olanlardan farklıdır Göçmen dinamikleri sergilerler. Ayrıca, matris biyo-fiziksel ve mekanik özellikleri, hassas tümör hücre istilası 6 bağlamında da dahil olmak üzere, hücre göçünü 5 etkiler. Burada, biz hazırlık koşulları ile kolayca çeşitli olabilir biyofiziksel özellikleri ile ECM 3D hücre göçü davranışlarını incelemek için bir yöntem mevcut. hücrelerdirBir &quot;iç gel&quot; numaralı seribaşı ve içine kaçmak ve başlangıçta Aselüler &quot;dış jel&quot; işgal izin verilir. yöntem yakından hücre 7 mechanosensing bağlantılı dış jel, hücre-serbest bölgelere, göç hücrenin varlığını tanımak yeteneği ve eğilimine dayanır. Bu çalışmada, biz son derece invaziv meme kanseri hücrelerinin, MD-MBA-231 tarafından işgal ECMs olarak kollajen ağları kullanır. mekanik özellikler ve hem iç hem de dış jellerin mikro 8 olarak ayarlanmış ve fizyolojik olarak uygun koşulları elde etmek için 9 karakterize edilebilir. Hücre parça İmar ve analiz nüfus düzeyi ve bireysel hücre düzeyinde hem de uzaysal göç davranışının ayrıntılı nicel incelenmesine olanak. Önemlisi, konsantrik jel sistemi kurulumu ve böylece önemli anlayışlar sunarak, özellikle kanser hücrelerini istila, hücreler göç ile karşı karşıya in vivo doku topolojisini taklitHücre göçü ve metastaz fiziksel mekanizmaları.

<table><tbody><tr><td>Cell culture incubator</td><td>Fisher Scientific Pte Ltd</td><td>Model: 371, S/No 318854-6055</td><td></td></tr><tr><td>Confocal microscope</td><td>Nikon A1R</td><td></td><td>Inverted confocal laser scanning microscope equipped with incubator chamber</td></tr><tr><td>Dulbecco&#039;s Modified Eagle&#039;s Medium (DMEM)</td><td>Life Technologies</td><td>11965-092</td><td></td></tr><tr><td>Fetal Bovine Serum (FBS)</td><td>Life Technologies</td><td>10082-147</td><td></td></tr><tr><td>Fluorescent CellTracker dye CMTMR</td><td>Life Technologies</td><td>C2927</td><td></td></tr><tr><td>Glass-bottom dish</td><td>IWAKI Cell Biology</td><td>3931-035</td><td>35 mm diameter dish with 12 mm diameter glass-bottom well</td></tr><tr><td>Hemocytometer</td><td>iN CYTO</td><td>DHC-N01 (Neubauer Improved)</td><td></td></tr><tr><td>Microprocessor pH meter</td><td>Hanna Instruments</td><td>pH 211</td><td></td></tr><tr><td>Nutragen Collagen</td><td>Advanced BioMatrix</td><td>#5010-D</td><td>Acid-solubilized bovine collagen type I (stock pH ~ 2)</td></tr><tr><td>Objective lens</td><td>Nikon</td><td></td><td>CFI Super Plan Fluor ELWD ADM 20XC, W.D. 8.2-6.9mm, NA 0.45.</td></tr><tr><td>Penicillin-Streptomycin</td><td>Life Technologies</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>pH meter</td><td>Sartorius</td><td>S/No 29153352</td><td>Basic pH Meter PB-11</td></tr><tr><td>Trypsin-EDTA</td><td>Life Technologies</td><td>15400-054</td><td></td></tr></tbody></table>

concentric gel system to study the biophysical role of matrix microenvironment on 3d cell migration

göç hücrelerin yeteneği tümör ve kanser metastazı embriyonik gelişim yaşamın ve yara iyileşmesi süresince hücre fonksiyonları geniş bir yelpazede çok önemlidir. Yoğun araştırma çabalarına rağmen, hücre göçü temel biyokimyasal ve biyofiziksel prensipler hala tam özellikle fizyolojik ilgili üç boyutlu (3D) mikroçevrelerde, anlaşılmış değildir. Burada, 3B hücre göçü davranışları kantitatif olarak incelenmesini sağlamak için tasarlanmış bir in vitro testi. yöntemi daha önce boş hücre dışı matriks (ECM) göç etmek hücrenin mechanosensing yeteneği ve eğilimi patlatır. Bir model sistem olarak kollajen jel oldukça invazif göğüs kanseri hücrelerinin invazyonu, MDA-MB-231 kullanımı. kültür hafta boyunca hücre popülasyonunun yayılması ve tek tek hücrelerin göç dinamikleri canlı hücre görüntüleme kullanılarak izlenir ve spatiotemporally çözülmüş verilerin çıkarılması için analiz edilebilir. AyrıcaYöntem böylece hücre göçü üzerinde mikroçevresinin biyofiziksel faktörlerin rolünü araştırmak için basit ama güçlü bir şekilde sunan, çeşitli hücre dışı matrisler için kolayca uyarlanabilir.

Burada yer alan eş-merkezli jel tahlili, yüksek oranda istilacı meme kanseri hücreleri kullanılarak gerçekleştirildi, MDA-MB-231, 2.4 mg / ml&#39;lik bir iç kollajen jel ve bir örnek olarak = 2 x 10 6 hücre / ml&#39;lik bir hücre tohumlama yoğunluğuna sahip. Şekil 2&#39;de gösterildiği gibi, tipik olarak kültür birkaç gün sonra, hücreler, iç-dış jel arayüzü ihlal ve dış jel işgal başladı. hücre popülasyonu radyal olarak dışarı doğru ağırlıklı olarak ya...

Watch this Scientific Journal Video about Concentric Gel System to Study the Biophysical Role of Matrix Microenvironment on 3D Cell Migration at JoVE.com

Concentric Gel System to Study the Biophysical Role of Matrix Microenvironment on 3D Cell Migration

Mekanik özellikler ve hücre dışı matris mikro güçlü hücre 3D göç etkiler. In vitro bir yöntem, nüfus ve tek tek hücre düzeylerde biyofiziksel değişken ortamlarda uzaysal hücre göçü davranışı incelemek için, tarif edilmektedir.

Konsantrik Jel Sistemi 3D Hücre Göç Matrix mikroçevresinin biyofiziksel Rolü Eğitim için

The ability of cells to migrate is crucial in a wide variety of cell functions throughout life&#160;from embryonic development and wound healing&#160;to ...

concentric-gel-system-to-study-biophysical-role-matrix

Research

JoVE Journal

Bioengineering

8.5K Görüntüleme.  FOM Institute AMOLF.  Mekanik özellikler ve hücre dışı matris mikro güçlü hücre 3D göç etkiler. In vitro bir yöntem, nüfus ve tek tek hücre düzeylerde biyofiziksel değişken ortamlarda uzaysal hücre göçü davranışı incelemek için, tarif edilmektedir. 

Video: Concentric Gel System to Study the Biophysical Role of Matrix Microenvironment on 3D Cell Migration

Live-cell Imaging of Migrating Cells Expressing Fluorescently-tagged Proteins in a Three-dimensional Matrix

Traditionally, cell migration has been studied on two-dimensional, stiff plastic surfaces. However, during important biological processes such as wound healing, tissue regeneration, and cancer metastasis, cells must navigate through complex, three-dimensional extracellular tissue. To better understand the mechanisms behind these biological processes, it is important to examine the roles of the proteins responsible for driving cell migration. Here, we outline a protocol to study the mechanisms of cell migration using the epithelial cell line (MDCK), and a three-dimensional, fibrous, self-polymerizing matrix as a model system. This optically clear extracellular matrix is easily amenable to live-cell imaging studies and better mimics the physiological, soft tissue environment. This report demonstrates a technique for directly visualizing protein localization and dynamics, and deformation of the surrounding three-dimensional matrix. 
Examination of protein localization and dynamics during cellular processes provides key insight into protein functions. Genetically encoded fluorescent tags provide a unique method for observing protein localization and dynamics. Using this technique, we can analyze the subcellular accumulation of key, force-generating cytoskeletal components in real-time as the cell maneuvers through the matrix. In addition, using multiple fluorescent tags with different wavelengths, we can examine the localization of multiple proteins simultaneously, thus allowing us to test, for example, whether different proteins have similar or divergent roles. Furthermore, the dynamics of fluorescently tagged proteins can be quantified using Fluorescent Recovery After Photobleaching (FRAP) analysis. This measurement assays the protein mobility and how stably bound the proteins are to the cytoskeletal network.
By combining live-cell imaging with the treatment of protein function inhibitors, we can examine in real-time the changes in the distribution of proteins and morphology of migrating cells. Furthermore, we also combine live-cell imaging with the use of fluorescent tracer particles embedded within the matrix to visualize the matrix deformation during cell migration. Thus, we can visualize how a migrating cell distributes force-generating proteins, and where the traction forces are exerted to the surrounding matrix. Through these techniques, we can gain valuable insight into the roles of specific proteins and their contributions to the mechanisms of cell migration.

Cellular processes such as cell migration have traditionally been studied on two-dimensional, stiff plastic surfaces. This report describes a technique for directly visualizing protein localization and analyzing protein dynamics in cells migrating in a more physiologically relevant, three-dimensional matrix.

Üç boyutlu Matrix floresan etiketli Proteinler ifade Geçiş Hücreler Canlı hücre Görüntüleme

Traditionally, cell migration has been studied on two-dimensional, stiff plastic surfaces. However, during important biological processes such as wound ...

Biyomühendislik

Study of Cell Migration in Microfabricated Channels

The method described here allows the study of cell migration under confinement in one dimension. It is based on the use of microfabricated channels, which impose a polarized phenotype to cells by physical constraints. Once inside channels, cells have only two possibilities: move forward or backward. This simplified migration in which directionality is restricted facilitates the automatic tracking of cells and the extraction of quantitative parameters to describe cell movement. These parameters include cell velocity, changes in direction, and pauses during motion. Microchannels are also compatible with the use of fluorescent markers and are therefore suitable to study localization of intracellular organelles and structures during cell migration at high resolution. Finally, the surface of the channels can be functionalized with different substrates, allowing the control of the adhesive properties of the channels or the study of haptotaxis. In summary, the system here described is intended to analyze the migration of large cell numbers in conditions in which both the geometry and the biochemical nature of the environment are controlled, facilitating the normalization and reproducibility of independent experiments.

A quantitative method to study spontaneous migration of cells in a one-dimensional confined microenvironment is described. This method takes advantage of microfabricated channels and can be used to study migration of large number of cells under different conditions in single experiments.

Microfabricated Kanallar Hücre Göç Çalışması

The method described here allows the study of cell migration under confinement in one dimension. It is based on the use of microfabricated channels, which ...

Analysis of Cell Migration within a Three-dimensional Collagen Matrix

The ability to migrate is a hallmark of various cell types and plays a crucial role in several physiological processes, including&#160;embryonic development, wound healing, and immune responses. However, cell migration is also a key mechanism in cancer enabling these cancer cells to detach from the primary tumor to start metastatic spreading. Within the past years various cell migration assays have been developed to analyze the migratory behavior of different cell types. Because the locomotory behavior of cells markedly differs between a two-dimensional (2D) and three-dimensional (3D) environment it can be assumed that the analysis of the migration of cells that are embedded within a 3D environment would yield in more significant cell migration data. The advantage of the described 3D collagen matrix migration assay is that cells are embedded within a physiological 3D network of collagen fibers representing the major component of the extracellular matrix. Due to time-lapse video microscopy real cell migration is measured allowing the determination of several migration parameters as well as their alterations in response to pro-migratory factors or inhibitors. Various cell types could be analyzed using this technique, including lymphocytes/leukocytes, stem cells, and tumor cells. Likewise, also cell clusters or spheroids could be embedded within the collagen matrix concomitant with analysis of the emigration of single cells from the cell cluster/ spheroid into the collagen lattice. We conclude that the 3D collagen matrix migration assay is a versatile method to analyze the migration of cells within a physiological-like 3D environment.

Cell migration is a biological phenomenon that is involved in a plethora of physiological, such as wound healing and immune responses, and pathophysiological processes, like cancer. The 3D-collagen matrix migration assay is a versatile tool to analyze the migratory properties of different cell types within in a 3D physiological-like environment.

Bir Üç boyutlu Kollajen Matrix içindeki Hücre Göç Analizi

The ability to migrate is a hallmark of various cell types and plays a crucial role in several physiological processes, including&#160;embryonic ...

Revealing the Cytoskeletal Organization of Invasive Cancer Cells in 3D

Cell migration has traditionally been studied in 2D substrates. However, it has become increasingly evident that there is a need to study cell migration in more appropriate 3D environments, which better resemble the dimensionality of the physiological processes in question. Migratory cells can substantially differ in their morphology and mode of migration depending on whether they are moving on 2D or 3D substrates. Due to technical difficulties and incompatibilities with most standard protocols, structural and functional analysis of cells embedded within 3D matrices still remains uncommon. This article describes methods for preparation and imaging of 3D cancer cell cultures, either as single cells or spheroids. As an appropriate ECM substrate for cancer cell migration, we use nonpepsinized rat tail collagen I polymerized at room-temperature and fluorescently labeled to facilitate visualization using standard confocal microscopes. This work also includes a protocol for 3D immunofluorescent labeling of endogenous cell cytoskeleton. Using these protocols we hope to contribute to a better description of the molecular composition, localization, and functions of cellular structures in 3D.

This article presents a method to fluorescently label collagen that can be further used for both fix and live imaging of 3D cell cultures. We also provide an optimized protocol to visualize endogenous cytoskeletal proteins of cells cultured in 3D environments.

3D İnvaziv Kanser Hücrelerinin Sitoskeletal Örgütü ortaya

Cell migration has traditionally been studied in 2D substrates. However, it has become increasingly evident that there is a need to study cell migration ...

Tıp

Planar Gradient Diffusion System to Investigate Chemotaxis in a 3D Collagen Matrix

The importance of cell migration can be seen through the development of human life. When cells migrate, they generate forces and transfer these forces to their surrounding area, leading to cell movement and migration. In order to understand the mechanisms that can alter and/or affect cell migration, one can study these forces. In theory, understanding the fundamental mechanisms and forces underlying cell migration holds the promise of effective approaches for treating diseases and promoting cellular transplantation. Unfortunately, modern chemotaxis chambers that have been developed are usually restricted to two dimensions (2D) and have complex diffusion gradients that make the experiment difficult to interpret. To this end, we have developed, and describe in this paper, a direct-viewing chamber for chemotaxis studies, which allows one to overcome modern chemotaxis chamber obstacles able to measure cell forces and specific concentration within the chamber in a 3D environment to study cell 3D migration. More compelling, this approach allows one to successfully model diffusion through 3D collagen matrices and calculate the coefficient of diffusion of a chemoattractant through multiple different concentrations of collagen, while keeping the system simple and user friendly for traction force microscopy (TFM) and digital volume correlation (DVC) analysis.

Cell migration is an important part of human development and life. In order to understand the mechanisms that can alter cell migration, we present a planar gradient diffusion system to investigate chemotaxis in a 3D collagen matrix, which allows one to overcome modern diffusion chamber limitations of existing assays.

Planar Gradient Difüzyon Sistemi 3D Kollajen Matrix Kemotaksis Araştırma

The importance of cell migration can be seen through the development of human life. When cells migrate, they generate forces and transfer these forces to ...

Preparation of 3D Collagen Gels and Microchannels for the Study of 3D Interactions In Vivo

Historically, most cellular processes have been studied in only 2 dimensions. While these studies have been informative about general cell signaling mechanisms, they neglect important cellular cues received from the structural and mechanical properties of the local microenvironment and extracellular matrix (ECM). To understand how cells interact within a physiological ECM, it is important to study them in the context of 3 dimensional assays. Cell migration, cell differentiation, and cell proliferation are only a few processes that have been shown to be impacted by local changes in the mechanical properties of a 3-dimensional ECM. Collagen I, a core fibrillar component of the ECM, is more than a simple structural element of a tissue. Under normal conditions, mechanical cues from the collagen network direct morphogenesis and maintain cellular structures. In diseased microenvironments, such as the tumor microenvironment, the collagen network is often dramatically remodeled, demonstrating altered composition, enhanced deposition and altered fiber organization. In breast cancer, the degree of fiber alignment is important, as an increase in aligned fibers perpendicular to the tumor boundary has been correlated to poorer patient prognosis1. Aligned collagen matrices result in increased dissemination of tumor cells via persistent migration2,3. The following is a simple protocol for embedding cells within a 3-dimensional, fibrillar collagen hydrogel. This protocol is readily adaptable to many platforms, and can reproducibly generate both aligned and random collagen matrices for investigation of cell migration, cell division, and other cellular processes in a tunable, 3-dimensional, physiological microenvironment.

Preparation of 3D Collagen Gels and Microchannels for the Study of 3D Interactions In Vivo

Collagen is a core component of the ECM, and provides essential cues for several cellular processes ranging from migration to differentiation and proliferation. Provided here is a protocol for embedding cells within 3D collagen hydrogels, and a more advanced technique for generating randomized or aligned collagen matrices using PDMS microchannels.

3D Etkileşimleri Çalışmaları 3D Kollajen jeller ve Mikrokanallarda Hazırlanması<em&gt; İn Vivo</em

Historically, most cellular processes have been studied in only 2 dimensions.  While these studies have been informative about general cell signaling ...

Characterizing Cell Migration Within Three-dimensional In Vitro Wound Environments

Currently, most in vitro models of wound healing, such as well-established scratch assays, involve studying cell migration and wound closure on two-dimensional surfaces. However, the physiological environment in which in vivo wound healing takes place is three-dimensional rather than two-dimensional. It is becoming increasingly clear that cell behavior differs greatly in two-dimensional vs. three-dimensional environments; therefore, there is a need for more physiologically relevant in vitro models for studying cell migration behaviors in wound closure. The method described herein allows for the study of cell migration in a three-dimensional model that better reflects physiological conditions than previously established two-dimensional scratch assays. The purpose of this model is to evaluate cell outgrowth via the examination of cell migration away from a spheroid body embedded within a fibrin matrix in the presence of pro- or anti-migratory factors. Using this method, cell outgrowth from the spheroid body in a three-dimensional matrix can be observed and is easily quantifiable over time via brightfield microscopy and analysis of spheroid body area. The effect of pro-migratory and/or inhibitory factors on cell migration can also be evaluated in this system. This method provides researchers with a simple method of analyzing cell migration in three-dimensional wound associated matrices in vitro, thus increasing the relevance of in vitro cell studies prior to the use of in vivo animal models.

Characterizing Cell Migration Within Three-dimensional In Vitro Wound Environments

The goal of this protocol is to evaluate the effect of pro- and anti-migratory factors on cell migration within a three-dimensional fibrin matrix.

İçinde üç boyutlu Vitro hücre göç karakterize ortamlar yara

Currently, most in vitro models of wound healing, such as well-established scratch assays, involve studying cell migration and wound closure on ...

3D Analysis of Multi-cellular Responses to Chemoattractant Gradients

Various limitations of 2D cell culture systems have sparked interest in 3D cell culture and analysis platforms, which would better mimic the spatial and chemical complexity of living tissues and mimic in vivo tissue functions. Recent advances in microfabrication technologies have facilitated the development of 3D in vitro environments in which cells can be integrated into a well-defined extracellular matrix (ECM) and a defined set of soluble or matrix associated biomolecules. However, technological barriers have limited their widespread use in research laboratories. Here, we describe a method to construct simple devices for 3D culture and experimentation with cells and multicellular organoids in 3D microenvironments with a defined chemoattractant gradient. We illustrate the use of this platform for analysis of the response of epithelial cells and organoids to gradients of growth factors, such as epidermal growth factor (EGF). EGF gradients were stable in the devices for several days leading to directed branch formation in breast organoids. This analysis allowed us to conclude that collective gradient sensing by groups of cells is more sensitive vs. single cells. We also describe the fabrication method, which does not require photolithography facilities nor advanced soft lithography techniques. This method will be helpful to study 3D cellular behaviors in the context of the analysis of development and pathological states, including cancer.

We describe a method to construct devices for 3D culture and experimentation with cells and multicellular organoids. This device allows analysis of cellular responses to soluble signals in 3D microenvironments with defined chemoattractant gradients. Organoids are better than single cells at detection of weak noisy inputs.

Chemoattractant degradelere Multi-hücresel tepkiler 3D Analizi

Various limitations of 2D cell culture systems have sparked interest in 3D cell culture and analysis platforms, which would better mimic the spatial and ...

Quantifying Three-Dimensional Cell Migration Within and Into Granular Hydrogel Biomaterials

Granular hydrogel scaffolds hold significant potential in regenerative medicine, functioning either as carriers for cell delivery or as interfaces for tissue integration. This article introduces two novel approaches for quantifying cell migration within and into granular hydrogels, highlighting the distinct applications of these scaffolds. First, a cell monolayer interface assay that simulates tissue growth into granular hydrogels for integration purposes is presented. Second, a spheroid-based assay is described, designed to track cell movement within the hydrogel matrix, specifically suited for applications involving cell delivery. Both methods enable precise and controlled measurements of cell migration, providing a comprehensive toolkit for researchers utilizing granular hydrogel scaffolds. The motivation for these methods stems from the need for tailored control over cell migration within the scaffold to align with specific applications. By optimizing and standardizing these quantification techniques, researchers can iteratively refine granular hydrogel properties, ensuring their effectiveness in diverse regenerative medicine contexts. This robust set of quantitative tools offers new opportunities to enhance granular hydrogel scaffolds, advancing their use in both cell delivery and tissue integration applications.

A protocol for the quantitative evaluation of 3D cell migration within and into the interface of granular hydrogels is presented here.

Granül Hidrojel Biyomalzemeler İçinde ve İçine Üç Boyutlu Hücre Migrasyonunun Ölçülmesi

Granular hydrogel scaffolds hold significant potential in regenerative medicine, functioning either as carriers for cell delivery or as interfaces for ...

Preparation of a User-Defined Peptide Gel for Controlled 3D Culture Models of Cancer and Disease

There is a growing awareness that cells grown in 3D better model in vivo behavior than those grown in 2D. In this protocol, we describe a simple and tunable 3D hydrogel, suitable for culturing cells and tissue in a setting that matches their native environment. This is particularly important for researchers investigating the initiation, growth, and treatment of cancer where the interaction between cells and their local extracellular matrix is a fundamental part of the model. Moving to 3D culture can be challenging and is often associated with a lack of reproducibility due to high batch-to-batch variation in animal-derived 3D culture matrices. Similarly, handling issues can limit the usefulness of synthetic hydrogels. In response to this need, we have optimized a simple self-assembling peptide gel, to enable the culture of relevant cell line models of cancer and disease, as well as patient-derived tissue/cells. The gel itself is free from matrix components, apart from those added during encapsulation or deposited into the gel by the encapsulated cells. The mechanical properties of the hydrogels can also be altered independent of matrix addition. It, therefore, acts as a &#8216;blank slate&#8217; allowing researchers to build a 3D culture environment that reflects the target tissue of interest and to dissect the influences of mechanical forces and/or biochemical control of cell behavior independently.

We present a method for creating a 3D cell culture environment, which can be used to investigate the importance of cell/matrix interactions in cancer progression. Using a simple self-assembling octapeptide, the matrix surrounding encapsulated cells can be controlled, with independent regulation of mechanical and biochemical cues.

There is a growing awareness that cells grown in 3D better model in vivo behavior than those grown in 2D. In this protocol, we describe a simple and ...