Biz sinek stoklarının sinek yiyecek hazırlama ve bakımı için Chun-lan Hsu ve Yu-Chi Yang minnettarız ve Su-Ping Lee ve konfokal mikroskobu ile yardım için IMB Görüntüleme Core. Bu çalışma, 101-2321-B-001 -004 NSC 100-2321-B-001 -012 NSC 102-2321-B-001 -002, EN 103-2311-B-001 YHS (MGK hibe ile desteklenmiştir Ulusal Bilim Konseyi ve Çin Cumhuriyeti Bilim ve Teknoloji Bakanlığı&#39;ndan -035 -MY3).

1. Ön deneysel Kur <ol><li> 5 gün boyunca 25 ° C&#39;de bir sinek mδ0.5-Gal4 altında nükleer yeşil floresan proteininin (GFP) ifade eden yumurta ve kültürünü toplayın. </li><li> Mikrodalga agaroz 1x Fosfat tamponlu tuzlu su, 10 mL agaroz tamamen eriyene kadar (PBS) içinde, düşük erime 0.7 g. 37 ° C kuluçka makinesi içinde kullanıma kadar% 0.7 düşük erime sıcaklıklı jel tutun. </li><li> Birden fazla 12 saat boyunca% 70 etanol ile forseps, makas 42 mm x 0.17 mm lamelleri, 9 oyuklu cam nokta plaka ve bir manyetik kültür odası dahil olmak üzere tüm ekipman, sterilize edin. </li><li> % 2 Fetal Sığır Serumu (FBS),% 0.5 penisilin-streptomisin ve 1.25 mg / ml insülin ile takviye Schneider Drosophila ortamı: kültür ortamı 3 hazırlayın. kirlenmesini önlemek için, bir hücre kültürü kaputu ortamı hazırlar. 4 ° C &#39;de hazırlanan kültür ortamı Mağaza ve bir ay içinde kullanılır. </li><li> Diseksiyon platform ve deneyci&#39; temizleyindiseksiyon başlamadan önce ler% 70 etanol ile el. </li></ol> 2. Disk Diseksiyon <ol><li> Hava% 70 etanol gelen tüm ekipman kurutun. </li><li> Bir sinek şişesinden bir üçüncü evre larva seçin. sinek Flakondan kirlenmesini önlemek için, atık kaldırmak için 1x PBS 3x larva yıkayın. </li><li> bir diseksiyon mikroskobu altında 9 gözlü cam nokta plakada (oda sıcaklığında) kültür ortamının 1 mL temizlenmiş larva teşrih. </li><li> Yaklaşık bir arka ucundan bir şekilde üçüncü ve ağız kanca başka forseps ile bir çift forseps ile larva tutun. Iç doku serbest bırakmak için zıt yönlerde iki forseps çekin. <ol><li> Ağız kanca takılı göz-beyin kompleksinden tükürük bezleri, vücut yağ ve manikür çıkarın. ventral sinir kordonu hala bağlı ise, makasla onu kesip. </li></ol></li><li> co doku parçası kaldırmak için ağız kanca ve forseps bir çift kavrama forseps bir çift kullanındorsal bölümünde beyinleri ve göz diskleri nnects. NOT: Bu doku kaldırılmazsa, iki göz anten diskler birbirleriyle ve beyne yakın olacaktır. Bu doku, beyin ve göz anten disk, üçgen şekli çünkü göz Diskler daha sonra lamel üzerinde düz olarak durmaktadır olmaz. </li><li> Ventral-yukarı konuma bütün kompleks döndürün. Beyne kanca veya diski bağlayan filamanın çıkartın. NOT: filaman kaldırılmazsa ağız kanca kaldırıldığında, göz anten disk iki parça bölünecek. <ol><li> Ağız kanca çıkarın. sürecinde göz diski zarar vermemeye özen gösterin. NOT: Göz disk şimdi ortamdaki serbest ve tek optik sap ile beyne bağlı olduğunu. </li></ol></li></ol> 3. Montaj <ol><li> Hava ve kuru bir 42 mm x 0.17 mm örtücü kısım haznenin bileşenleri bir araya getirin. th tutmak için kapak kayma merkezine O-halkalarının bir çift katmanlı takınE agaroz. </li><li> lamel ile bölme bir araya getirin. aşama alıcı 42 mm x 0.17 mm lamel koyun. kapak üzerinde bulunan silikon bir O-halkası yerleştirin. tabanını yerleştirin. Sızdırmazlık dolap Kilit kapağı (Şekil 1) koyun. </li><li> Dikkatli bir şekilde 10-200 uL ucu olan bir 20 uL mikropipet kullanılarak O-ring merkezine parçalara göz-beyin kompleksi aktarın. </li><li> Sıvı ortamı en iyi çıkarın ve örnek (37 ° C&#39;de),% 0.7 düşük erime noktalı agaroz 12 uL ekleyin. NOT: Göz diskin pozisyon agaroz sertleşmesinden önce forseps ile değiştirilebilir. Agaroz 5 dakika içinde katılaşacaktır. <ol><li> O-ring merkezine oda sıcaklığında 1 ml kültür ortamı ilave et; her biri O-halka 4 örneğe kadar yükleyebilir. Agaroz numunenin sürüklenmesini önlemek için O-ring yapıştırılmış olduğundan emin olun. NOT: ortamın hiçbir havalandırma veya dolaşım gereklidir. </li></ol></li></ol>4. Konfokal mikroskopi <ol><li> sıcaklığı eşitlemek için 30 dakika boyunca bir ters konfokal mikroskop aşamasında odasına yerleştirin. Bu görüntüleme sırasında Z ekseni sürüklenme önleyebilir. </li><li> Uzun süreli canlı görüntüleme önce, doku diferansiyel girişim kontrast mikroskobu ile bozulmamış olup olmadığını kontrol edin. </li><li> fototoksisite önlemek için, 2 mW altındaki bir lazer gücü kullanacak. görüntüleme için 40X objektif kullanın. </li><li> 1 um bir optik aralıklarla 12 dakika içinde 62 um, Z-yığın görüntüler elde. 10 saatlik bir toplam üzerinden taramasından 40 döngü elde edin. her döngü görüntüleme 12 dk ve dinlenme 3 dakika içerdiğinden emin olun. </li></ol>

<ol>
	<li>Cohen, S. M., Bate, M., Martinez-Arias, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaginal+disc+development.">Imaginal disc development.</a> The Development of Drosophila melanogaster. 2, 747-842 (1993).</li><li>Auerbach, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+development+of+the+legs,+wings+and+halteres+in+wild+type+and+some+mutant+strains+of+Drosophila+melanogaster.">The development of the legs, wings and halteres in wild type and some mutant strains of Drosophila melanogaster.</a> Proc. R. Soc. Edinb. B. 58, 787-815 (1936).</li><li>Tsao, C. K., Ku, H. Y., Lee, Y. M., Huang, Y. F., Sun, Y. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+Ex+Vivo+Culture+and+Live+Imaging+of+Drosophila+Larval+Imaginal+Discs.">Long-term Ex Vivo Culture and Live Imaging of Drosophila Larval Imaginal Discs.</a> PLoS One. 11 (9), e0163744 (2016).</li><li>Ready, D. F., Hanson, T. E., Benzer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+the+Drosophila+retina,+a+neurocrystalline+lattice.">Development of the Drosophila retina, a neurocrystalline lattice.</a> Dev Biol. 53 (2), 217-240 (1976).</li><li>Wolff, T., Ready, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+beginning+of+pattern+formation+in+the+Drosophila+compound+eye:+the+morphogenetic+furrow+and+the+second+mitotic+wave.">The beginning of pattern formation in the Drosophila compound eye: the morphogenetic furrow and the second mitotic wave.</a> Development. 113 (3), 841-850 (1991).</li><li>Tomlinson, A., Ready, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+differentiation+in+Drosophila+ommatidium.">Neuronal differentiation in Drosophila ommatidium.</a> Dev Biol. 120 (2), 366-376 (1987).</li><li>Wolff, T., Ready, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Development of Drosophila Melanogaster. , 1277-1316 (1993).</li><li>Adler, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Planar+signaling+and+morphogenesis+in+Drosophila.">Planar signaling and morphogenesis in Drosophila.</a> Dev Cell. 2 (5), 525-535 (2002).</li><li>Choi, K. W., Benzer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Migration+of+glia+along+photoreceptor+axons+in+the+developing+Drosophila+eye.">Migration of glia along photoreceptor axons in the developing Drosophila eye.</a> Neuron. 12 (2), 423-431 (1994).</li><li>Strutt, D. I., Mlodzik, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ommatidial+polarity+in+the+Drosophila+eye+is+determined+by+the+direction+of+furrow+progression+and+local+interactions.">Ommatidial polarity in the Drosophila eye is determined by the direction of furrow progression and local interactions.</a> Development. 121 (12), 4247-4256 (1995).</li><li>Gaengel, K., Mlodzik, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Egfr+signaling+regulates+ommatidial+rotation+and+cell+motility+in+the+Drosophila+eye+via+MAPK/Pnt+signaling+and+the+Ras+effector+Canoe/AF6.">Egfr signaling regulates ommatidial rotation and cell motility in the Drosophila eye via MAPK/Pnt signaling and the Ras effector Canoe/AF6.</a> Development. 130 (22), 5413-5423 (2003).</li><li>Li, C., Meinertzhagen, I. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conditions+for+the+primary+culture+of+eye+imaginal+discs+from+Drosophila+melanogaster.">Conditions for the primary culture of eye imaginal discs from Drosophila melanogaster.</a> J Neurobiol. 28 (3), 363-380 (1995).</li><li>Carthew, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pattern+formation+in+the+Drosophila+eye.">Pattern formation in the Drosophila eye.</a> Curr Opin Genet Dev. 17 (4), 309-313 (2007).</li><li>Treisman, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Retinal+differentiation+in+Drosophila.">Retinal differentiation in Drosophila.</a> Wiley Interdiscip Rev Dev Biol. 2 (4), 545-557 (2013).</li><li>Huisken, J., Swoger, J., Del Bene, ., Wittbrodt, F., J, E. H., Stelzer, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+sectioning+deep+inside+live+embryos+by+selective+plane+illumination+microscopy.">Optical sectioning deep inside live embryos by selective plane illumination microscopy.</a> Science. 305 (5686), 1007-1009 (2004).</li><li>Keller, P. J., Stelzer, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+in+vivo+imaging+of+entire+embryos+with+Digital+Scanned+Laser+Light+Sheet+Fluorescence+Microscopy.">Quantitative in vivo imaging of entire embryos with Digital Scanned Laser Light Sheet Fluorescence Microscopy.</a> Curr Opin Neurobiol. 18 (6), 624-632 (2008).</li><li>Winter, P. W., Shroff, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Faster+fluorescence+microscopy:+advances+in+high+speed+biological+imaging.">Faster fluorescence microscopy: advances in high speed biological imaging.</a> Curr Opin Chem Biol. 20, 46-53 (2014).</li><li>Bosveld, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanical+Control+of+Morphogenesis+by+Fat/Dachsous/Four-Jointed+Planar+Cell+Polarity+Pathway.">Mechanical Control of Morphogenesis by Fat/Dachsous/Four-Jointed Planar Cell Polarity Pathway.</a> Science. 336 (6082), 724-727 (2012).</li><li>Ghannad-Rezaie, M., Wang, X., Mishra, B., Collins, C., Chronis, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+Chips+for+In+Vivo+Imaging+of+Cellular+Responses+to+Neural+Injury+in+Drosophila+Larvae.">Microfluidic Chips for In Vivo Imaging of Cellular Responses to Neural Injury in Drosophila Larvae.</a> Plos One. 7 (1), (2012).</li><li>Heemskerk, I., Lecuit, T., LeGoff, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+clonal+analysis+based+on+chronic+in+vivo+imaging+allows+multiscale+quantification+of+growth+in+the+Drosophila+wing+disc.">Dynamic clonal analysis based on chronic in vivo imaging allows multiscale quantification of growth in the Drosophila wing disc.</a> Development. 141 (11), 2339-2348 (2014).</li><li>Taylor, J., Adler, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+rearrangement+and+cell+division+during+the+tissue+level+morphogenesis+of+evaginating+Drosophila+imaginal+discs.">Cell rearrangement and cell division during the tissue level morphogenesis of evaginating Drosophila imaginal discs.</a> Dev Biol. 313 (2), 739-751 (2008).</li><li>Ward, R. E., Reid, P., Bashirullah, A., D'Avino, P. P., Thummel, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=GFP+in+living+animals+reveals+dynamic+developmental+responses+to+ecdysone+during+drosophila+metamorphosis.">GFP in living animals reveals dynamic developmental responses to ecdysone during drosophila metamorphosis.</a> Dev Biol. 256 (2), 389-402 (2003).</li><li>Gibbs, S. M., Truman, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nitric+oxide+and+cyclic+GMP+regulate+retinal+patterning+in+the+optic+lobe+of+Drosophila.">Nitric oxide and cyclic GMP regulate retinal patterning in the optic lobe of Drosophila.</a> Neuron. 20 (1), 83-93 (1998).</li><li>Fristrom, J. W., Logan, W. R., Murphy, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synthetic+and+Minimal+Culture+Requirements+for+Evagination+of+Imaginal+of+Drosophila-Melanogaster+in-Vitro.">Synthetic and Minimal Culture Requirements for Evagination of Imaginal of Drosophila-Melanogaster in-Vitro.</a> Dev Biol. 33 (2), 441-456 (1973).</li></ol>

Yazarlar hiçbir rakip mali çıkarları olduğunu beyan ederim.

Bu çalışmada, Drosophila hayali diskler üzerinde uzun süreli canlı görüntüleme deney için ayrıntılı bir protokol sağlar. Dikkatli diseksiyon disk zarar görmemesi için ve lamelleri yakın diskin yapışmasını sağlamak üzere pratik çok zaman geçirdi. Bu doku tutmak için Poli-L-lisin (PLL) ve agaroz düşük erime çalıştı; Sonunda, düşük erime noktalı agaroz doku tutmak için daha iyi bir yeteneği gösterdi. sadece göz diski 10 saat canlı görüntüleme döneminde fotoreseptör farklılaşması ve ommatidial normal dönme oluşumunu göstermek için bu yazıda kullanılmış olmasına rağmen, bir de gösterildiği gibi, bu yöntem de en az bir başka disk, kanat disk uygulanabilir Bir önceki çalışmada 3. Dahası, kültür ortamı hazırlama ve canlı görüntüleme kurulumu basittir ve havalandırma veya orta dolaşımını gerektirmez. Sürekli canlı görüntüleme biyolojik arifesinde net bir zamansal dizisi sağlayabilirnts. Göz diskin glia farklılaşma ve göç eden önceki raporda, sarma çlia göz pulunun 3 ön göç sonrasında mevcut glia ayırt o direkt kanıt sağladı. Uzun süreli ex vivo kültür davranışlarını 3 takip etmek böyle KAEDE floresan proteininin fotoğraf dönüşümü olarak hücrelerin, spesifik lazer aktive etiketleme sağlar. Aynı zamanda, kültür ortamı doğrudan ilave kimyasal maddelerin test barındırabilir; Bu şekilde, bir ilaç tarama platformu olarak kullanılabilir. Bazı dinamik süreç dakika veya saniye içinde cereyan ettiği için, yüksek zamansal çözünürlük gereklidir. Zamansal çözünürlük, ışık levha mikroskopisi 15, 16 veya eğirme disk mikroskopisi 17 arttırmak için iyi bir seçenek olabilir. Geçerli kültür koşulu mükemmel değildir. Bu disk büyümesini desteklemez. Hücre proliferation sadece yukarı 12 saat 3 için desteklenir. Ex vivo kültür içinde 12 saat sonra, fotoreseptör farklılaşma oranı 3 azalmaya başlar. Bu, belirli besinlerin veya hormonların eksikliği nedeniyle olabilir. Bu kültür ortamında önemli fark, yüksek insülin konsantrasyonu için, memeli insülin endojen insülin-benzeri peptidlerin fonksiyonunu taklit eden kısmen olabilir. Uçucu özü, böcek kan şekeri trehaloz ve deri değiştirme hormonu 20-hidroksiekdison çeşitli konsantrasyonlarının eklenmesi, 3 yararlı değildi. Ancak, 12-18 saat kültür dönemi birçok gelişim süreçlerini incelemek için yeterlidir. Larva hayali diskler kültürleme için alternatif kültürleme metotları 3 karşılaştırılmıştır ve bizim kültür ve görüntüleme koşulu canlı görüntüleme için en uzun zamanı penceresi ve en netlik sağlar. canlı larva ve pupa içinde diskleri doğrudan görüntülü olabilir rağmen18, 19, 20, 21, 22, gözlemler için çözünürlük ve zaman penceresi sınırlıdır. Geç larva ve pupa diskler uzun süre 23, 24 için kültüre, ancak diskler önemli morfonogenezi tabi tutulabilir. düz ve 2B larva disklerin yararlanmak için lütfen kültürü ve görüntüleme yöntemi şimdiye kadar en iyi çözümdür.

Drosophila larva hayali diskler biyolojik mekanizmaları çok çeşitli çalışma için tercih deneysel sistem olmuştur. Bu diskler, iki epitel tabakaları ile inşa kesesi benzeri yapılar embriyonik epitelden invagine haline, Peripodial Epitel (PE) ve uygun Disk (DP) 1, 2. hayali disk hücreleri çoğalır ve giderek larva ve pupa aşamalarında farklılaştırmak ve sonuçta erişkin vücut yapılarına gelişir. Nedeniyle hayali diskler düz ve basit iki katmanlı yapısı, onlar larva disseke zaman gözlemlemek kolaydır. Ancak, birçok gruplar tarafından çeşitli çabalara rağmen, hayali diskler uzun vadeli kültürü için mevcut yöntemler tatminkar olmamıştır. Geçenlerde en fazla 18 saat çoklu hayali diskler normal gelişimini devam edebilir bir kültür yöntemi geliştirdik ve bu canlı görüntüleme 3 tanır </s&gt; Yukarı. kültür yöntemi, hücre farklılaşması ve taşıma destekleyebilir, ancak yalnızca 7-12 saat boyunca hücre çoğalmasını destekleyebilir ve disk büyümesini desteklemez. Kültür ortamında önemli fark insülin 3 yüksek konsantrasyondur. yöntem basittir ve hiçbir özel havalandırma veya orta dolaşım gereklidir. en çok çalışılan hayali diskler biri göz anten disktir. Drosophila göz yaklaşık 800 ommatidia inşa edilmiştir. Her ommatidium sekiz fotoreseptör hücrelerinin (R1-R8) oluşur. Larva göz disk, fotoreseptör hücreleri 4, 5 anterior posterior göz diski süpürür Morfojenetik Furrow (MF), geçişi izleyen farklılaştığı. Bir ommatidium fotoreseptörlerin R2 / R5, R3 / R4, R1 / R6 ve R7 6 ardından R8 ile başlayan, sırayla ayırt. dorsal ommatidia&#39;lar ve ettikGöz diskin ntral yarımları zıt kiraliteye 7, 8 ile sonuçlanan, ters yönde 90 ° &#39;lik dönme tabi tutulur. dönme işlemi iki aşamada gerçekleşir: İlk olarak, 45 ° &#39;lik dönme başlar ve MF arkasında altıncı ommatidia&#39;lar satırdaki tamamlanır; ikinci 45 ° &#39;lik dönüş satır 16 9, yaklaşık 10 tamamlanır. R3 / 4 spesifik mδ0.5-GA4 11 ile işaretlenmiş ommatidial dönme kullanılan bu çalışma, kültüre bu yöntem sayesinde gözlemlenebilir normal hücresel farklılaşma ve dinamikleri göstermek ve göz diski imajını canlı.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="772">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Low-melting agarose</td>
			<td style="width:71px;">AMRESCO&#160;</td>
			<td style="width:215px;">0815-25G</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Phosphate buffered saline</td>
			<td>AMRESCO</td>
			<td>0780-2PK</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">42x0.17 mm cover slips&#160;</td>
			<td>PST</td>
			<td>G401-42</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Schneider&#8217;s Drosophila medium&#160;</td>
			<td>Thermo</td>
			<td>21720-024</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Fetal bovine serum</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>F9665</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Penicillin-streptomycin&#160;</td>
			<td>GIBCO</td>
			<td align="right">759</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Insulin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td style="width:215px;">I9278</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Culture chamber&#160;</td>
			<td>PECON</td>
			<td style="width:215px;"></td>
			<td>POC-R2 Cell Cultivation System</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">40x objective</td>
			<td style="width:71px;"></td>
			<td style="width:215px;"></td>
			<td>C-Apochromat 40x/1.2W Korr objective&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Fly strain:nls.GFP</td>
			<td style="width:71px;">Bloominggton</td>
			<td align="right" style="width:215px;">4775</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

long-term live imaging of drosophila eye disc

Canlı görüntüleme sürekli gerçek zamanlı olarak dinamik hücresel ve gelişimsel süreçleri izleme olanağı sağlar. Drosophila larva hayali diskler böyle hücre çoğalması, farklılaşması, büyümesi, göç, apoptoz, rekabet, hücreler arası iletimde, ve kompartıman sınır oluşumu gibi birçok biyolojik süreçleri, çalışma kullanılmıştır. Ancak, uzun süreli ex vivo kültür ve hayali diskler canlı görüntüleme yöntemleri birçok çabalara rağmen, tatmin edici olmamıştır. Son zamanlarda, uzun vadeli ex vivo kültür ve en fazla 18 saat hayali diskler canlı görüntüleme için bir yöntem geliştirdi. Kültür ortamı içinde, yüksek insülin konsantrasyonu kullanılarak ek olarak, bir düşük erime noktalı agaroz ayrıca, görüntüleme süresi boyunca kaymasını önlemek için disk gömmek için kullanılmıştır. Bu rapor örnek olarak göz anten diskleri kullanır. Fotoreseptör R3 / 4 spesifik mδ0.5-GA4 ekspresyon ayırıcı bu fotoreseptör göstermek için izlenmiştirdüzene sokan ve ommatidial rotasyon 10 saat canlı görüntüleme süresi boyunca görülebilir. Bu, bu basit bir yöntem açıklayan ayrıntılı bir protokoldür.

<html> Bu örnekte, R3 / R4 fotoreseptör fotoreseptör farklılaşmasını izlemek için mδ0.5-GA4 ile etiketlenmiştir. mδ0.5-GA4 olarak ommatidial dönme işlemi için, bu, R3 ve R4 için mükemmel bir patron yapım, R3 11&#39;de R4 güçlü ekspresyonu ve zayıf ekspresyonu sağlayan. Film 1, R3 ve R4, GFP ile etiketlenmiştir. 10 saat canlı görüntüleme oturumunun başında, ommatidial kümeler (Şekil 2A ve Film 1) ve sonunda (Şekil 2B) ommatidial kümelerinin 14 satır 8 satır vardı. Ommatidial farklılaşma oranı, in vivo olarak diskleri 7, 8, 9, 10, 11 1.5-2 saat / sıranın oranına yakın olan, sıra başına 1.67 saat olmuşturs = &quot;xref&quot;&gt; 12, 13, 14. R3 ve R4 nispi konumlarına bağlı olarak, ommatidial dönme canlı görüntüleme (Şekil 2A &#39;A&#39;, B&#39; ve B &#39;&#39;) sırasında, ex vivo kültürlenmiş disk meydana geldi. Tek bir R3 / R4 küme film 2&#39;nin birinci çerçevedeki bir beyaz küre ile etiketlenmiştir. Başlangıçta, R3 / R4 ekseni ekvator (Şekil 2C ve Film 2) dik olacak şekilde görünür. Daha sonra, sırasıyla, (Şekil 2C &#39;&#39; &#39;) h 3 (Şekil 2C&#39;), 6 (Şekil 2C &#39;&#39;) 15 °, 30 ° ve 45 ° döndürmek için görüntülenir ve 9. Bu veriler, bu yöntem 10 saat canlı görüntüleme sırasında fotoreseptör farklılaşmayı sürdürmek ileri sürmektedir. <img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/55748/55748fig1.jpg" /> Figu1 re: Oda Meclisinin Şematik. Hazne düzeneğinin şematik diyagramı: (1) aşama alıcı çift katmanlı O-ring bağlı lamel koyun. (2) bir kapak üzerinde silikon O-halka yerleştirin. (3), taban. (4) sızdırmazlık dolap kilitler. (5) O-ring merkezinde örnek yükleyin ve kapağını kapatın. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55748/55748fig1large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için buraya tıklayın.</a> <img alt="şekil 2" src="/files/ftp_upload/55748/55748fig2.jpg" /> Şekil 2, R3 / R4, türev ve Rotasyon Canlı Görüntüleme. R3 / R4 canlı görüntüleme 10 saat boyunca nükleer bir şekilde GFP ifade mδ0.5-Gal4 ile etiketlenmiş. Tüm rakamlar Film 1&#39;den ele geçirildi. Başında alınan (A) görüntüsü. ( <strong<html> &gt; A &#39;A&quot;) sola (A&#39;) ve sağ (A kutulu alandan genişlemiş Resmi&quot;). (B), resim 10 saatlik bir süre sonunda alınmıştır. &quot;((P&#39;-B) sola (B&#39;) ve sağdaki B) kutulu alandan genişlemiş Görüntü&quot;. (CC &#39; &#39;), (A bir ok ile gösterilen bir tek, R3 / R4 çift&#39;), R3 / R4 çiftinin rotasyon sergilemektedir için zaman içinde takip edilir. Ölçek çubukları = 15 um, sırasıyla 10 um, ve A, B, ve C de 5 um. Tüm şekiller maksimum yoğunluğu z tahminleridir. zaman ölçeği saat gösterilmektedir: min. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55748/55748fig2large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için buraya tıklayın.</a> <img alt="Film 1" src="/files/ftp_upload/55748/55748mov1.jpg" /> Film 1:rce.jove.com/files/ftp_upload/55748/Movie_1.avi&quot; target = &#39;_ blank&#39;&gt; Bu filmi indirmek için lütfen buraya tıklayın. <img alt="Film 2" src="/files/ftp_upload/55748/55748mov2.jpg" /> Film 1: <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55748/Movie_2.avi" target="_blank">Bu filmi indirmek için lütfen buraya tıklayın.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Long-term Live Imaging of Drosophila Eye Disc at JoVE.com

Long-term Live Imaging of Drosophila Eye Disc

Bu protokol uzun vadeli ex vivo kültür ve Drosophila hayali diskin canlı görüntüleme için ayrıntılı bir yöntem tarif etmektedir. Göz diskin canlı görüntüleme 10 saat süre içinde fotoreseptör farklılaşma ve ommatidial dönüşünü gösterir. protokol basit ve pahalı kurulum gerektirmez.

Uzun süreli Canlı Görüntüleme<em&gt; Drosophila</em&gt; Göz Disk

Live imaging provides the ability to continuously track dynamic cellular and developmental processes in real time. Drosophila larval imaginal discs have ...

long-term-live-imaging-of-drosophila-eye-disc

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Long-term Live Imaging of Drosophila Eye Disc

8.4K Görüntüleme.  National Yang-Ming University.  Bu protokol uzun vadeli ex vivo kültür ve Drosophila hayali diskin canlı görüntüleme için ayrıntılı bir yöntem tarif etmektedir. Göz diskin canlı görüntüleme 10 saat süre içinde fotoreseptör farklılaşma ve ommatidial dönüşünü gösterir. protokol basit ve pahalı kurulum gerektirmez. 

Video: Long-term Live Imaging of Drosophila Eye Disc

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track during live cell imaging. These processes include: retinal rotation, cell growth and organismal movement. Additionally, irregularities in the topology of the epithelium, including subtle bumps and folds often introduced as the pupa is prepared for imaging, make it challenging to acquire in-focus images of more than a few ommatidia in a single focal plane. The workflow outlined here remedies these issues, allowing easy analysis of cellular processes during Drosophila pupal eye development. Appropriately-staged pupae are arranged in an imaging rig that can be easily assembled in most laboratories. Ubiquitin-DE-Cadherin:GFP and GMR-GAL4&#8211;driven UAS-&#945;-catenin:GFP are used to visualize cell boundaries in the eye epithelium 1-3. After deconvolution is applied to fluorescent images captured at multiple focal planes, maximum projection images are generated for each time point and enhanced using image editing software. Alignment algorithms are used to quickly stabilize superfluous motion, making individual cell behavior easier to track.

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

This protocol presents an efficient method for imaging the live Drosophila pupal eye neuroepithelium. This method compensates for tissue movement and uneven topology, enhances visualization of cell boundaries through the use of multiple GFP-tagged junction proteins, and uses an easily-assembled imaging rig.

Canlı-görüntüleme<em&gt; Drosophila</em&gt; Pupa Göz

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track ...

Gelişim Biyolojisi

A Submerged Filter Paper Sandwich for Long-term Ex Ovo Time-lapse Imaging of Early Chick Embryos

Due to its availability, low cost, flat geometry, and transparency, the ex ovo chick embryo has become a major vertebrate animal model for the study of morphogenetic events, such as gastrulation2, neurulation3-5, somitogenesis6, heart bending7,8, and brain formation9-13, during early embryogenesis. Key to understanding morphogenetic processes is to follow them dynamically by time-lapse imaging. The acquisition of time-lapse movies of chick embryogenesis ex ovo has been limited either to short time windows or to the need for an incubator to control temperature and humidity around the embryo14. Here, we present a new technique to culture chick embryos ex ovo for high-resolution time-lapse imaging using transmitted light microscopy. The submerged filter paper sandwich is a variant of the well-established filter paper carrier technique (EC-culture)1 and allows for the culturing of chick embryos without the need for a climate chamber. The embryo is sandwiched between two identical filter paper carriers and is kept fully submerged in a simple, temperature-controlled medium covered by a layer of light mineral oil. Starting from the primitive streak stage (Hamburger-Hamilton stage 5, HH5)15 up to at least the 28-somite stage (HH16)15, embryos can be cultured with either their ventral or dorsal side up. This allows the acquisition of time-lapse movies covering about 30 hr of embryonic development. Representative time-lapse frames and movies are shown. Embryos are compared morphologically to an embryo cultured in the standard EC-culture.
The submerged filter paper sandwich provides a stable environment to study early dorsal and ventral morphogenetic processes. It also allows for live fluorescence imaging and micromanipulations, such as microsurgery, bead implantation, microinjection, gene silencing, and electroporation, and has a strong potential to be combined with immersion objectives for laser-based imaging (including light-sheet microscopy).

A Submerged Filter Paper Sandwich for Long-term Ex Ovo Time-lapse Imaging of Early Chick Embryos

Here, we present a new technique to culture chick embryos ex ovo for time-lapse imaging using transmitted light and fluorescence microscopy. The submerged filter paper sandwich is a variant of the well-established filter paper carrier technique1 that allows for the culturing of chick embryos fully-submerged in a liquid culture medium.

Uzun vadede bir Batık Filtre Kağıdı Sandviç<em&gt; Ex Ovo</emErken Civciv Embriyolar&gt; Time-lapse Görüntüleme

Due to its availability, low cost, flat geometry, and transparency, the ex ovo chick embryo has become a major vertebrate animal model for the study of ...

A Versatile Mounting Method for Long Term Imaging of Zebrafish Development

Zebrafish embryos offer an ideal experimental system to study complex morphogenetic processes due to their ease of accessibility and optical transparency. In particular, posterior body elongation is an essential process in embryonic development by which multiple tissue deformations act together to direct the formation of a large part of the body axis. In order to observe this process by long-term time-lapse imaging it is necessary to utilize a mounting technique that allows sufficient support to maintain samples in the correct orientation during transfer to the microscope and acquisition. In addition, the mounting must also provide sufficient freedom of movement for the outgrowth of the posterior body region without affecting its normal development. Finally, there must be a certain degree in versatility of the mounting method to allow imaging on diverse imaging set-ups. Here, we present a mounting technique for imaging the development of posterior body elongation in the zebrafish D. rerio. This technique involves mounting embryos such that the head and yolk sac regions are almost entirely included in agarose, while leaving out the posterior body region to elongate and develop normally. We will show how this can be adapted for upright, inverted and vertical light-sheet microscopy set-ups. While this protocol focuses on mounting embryos for imaging for the posterior body, it could easily be adapted for the live imaging of multiple aspects of zebrafish development.

Here, we present a versatile mounting method that allows for the long-term time-lapse imaging of the posterior body development of live zebrafish embryos without perturbing normal development.

Zebra balığı Kalkınma Uzun Süreli Görüntüleme için A yönlü Montaj Yöntemi

Zebrafish embryos offer an ideal experimental system to study complex morphogenetic processes due to their ease of accessibility and optical transparency. ...

A Simple Chamber for Long-term Confocal Imaging of Root and Hypocotyl Development

Several aspects of plant development, such as lateral root morphogenesis, occur on time spans of several days. To study underlying cellular and subcellular processes, high resolution time-lapse microscopy strategies that preserve physiological conditions are required. Plant tissues must have adequate nutrient and water supply with sustained gaseous exchange but, when submerged and immobilized under a coverslip, they are particularly susceptible to anoxia. One strategy that has been successfully employed is the use of a perfusion system to maintain a constant supply of oxygen and nutrients. However, such arrangements can be complicated, cumbersome, and require specialized equipment. Presented here is an alternative strategy for a simple imaging system using perfluorodecalin as an immersion medium. This system is easy to set up, requires minimal equipment, and is easily mounted on a microscope stage, allowing several imaging chambers to be set up and imaged in parallel. In this system, lateral root growth rates are indistinguishable from growth rates under standard conditions on agar plates for the first two days, and lateral root growth continues at reduced rates for at least another day. Plant tissues are supplied with nutrients via an agar slab that can be used also to administer a range of pharmacological compounds. The system was established to monitor lateral root development but is readily adaptable to image other plant organs such as hypocotyls and primary roots.

Presented here is a simple technique for high-resolution confocal time-lapse imaging of root and hypocotyl development for up to 3 days using high numerical-aperture objectives and perfluorodecalin as an immersion medium.

Kök ve Hipokotil Gelişimin Uzun Süreli Konfokal Görüntülemesi için Basit Bir Oda

Several aspects of plant development, such as lateral root morphogenesis, occur on time spans of several days. To study underlying cellular and ...

In Vitro Ovule Cultivation for Live-cell Imaging of Zygote Polarization and Embryo Patterning in Arabidopsis thaliana

In most flowering plants, the zygote and embryo are hidden deep in the mother tissue, and thus it has long been a mystery of how they develop dynamically; for example, how the zygote polarizes to establish the body axis and how the embryo specifies various cell fates during organ formation. This manuscript describes an in vitro ovule culture method to perform live-cell imaging of developing zygotes and embryos of Arabidopsis thaliana. The optimized cultivation medium allows zygotes or early embryos to grow into fertile plants. By combining it with a poly(dimethylsiloxane) (PDMS) micropillar array device, the ovule is held in the liquid medium in the same position. This fixation is crucial to observe the same ovule under a microscope for several days from the zygotic division to the late embryo stage. The resulting live-cell imaging can be used to monitor the real-time dynamics of zygote polarization, such as nuclear migration and cytoskeleton rearrangement, and also the cell division timing and cell fate specification during embryo patterning. Furthermore, this ovule cultivation system can be combined with inhibitor treatments to analyze the effects of various factors on embryo development, and with optical manipulations such as laser disruption to examine the role of cell-cell communication.

In Vitro Ovule Cultivation for Live-cell Imaging of Zygote Polarization and Embryo Patterning in Arabidopsis thaliana

This manuscript describes an in vitro ovule cultivation method that enables live-cell imaging of Arabidopsis zygotes and embryos. This method is utilized to visualize the intracellular dynamics during zygote polarization and the cell fate specification in developing embryos.

Vitro Zigot polarizasyon, Live-hücre görüntüleme ve Arabidopsis thaliana embriyo desenlendirme için ovule ekimi

In most flowering plants, the zygote and embryo are hidden deep in the mother tissue, and thus it has long been a mystery of how they develop dynamically; ...

Methods for Imaging Intracellular pH of the Follicle Stem Cell Lineage in Live Drosophila Ovarian Tissue

Changes in intracellular pH (pHi) play important roles in the regulation of many cellular functions, including metabolism, proliferation, and differentiation. Typically, pHi dynamics are determined in cultured cells, which are amenable to measuring and experimentally manipulating pHi. However, the recent development of new tools and methodologies has made it possible to study pHi dynamics within intact, live tissue. For Drosophila research, one important development was the generation of a transgenic line carrying a pHi biosensor, mCherry::pHluorin. Here, we describe a protocol that we routinely use for imaging live Drosophila ovarioles to measure pHi in the epithelial follicle stem cell (FSC) lineage in mCherry::pHluorin transgenic wild type lines; however, the methods described here can be easily adapted for other tissues, including the wing discs and eye epithelium. We describe techniques for expressing mCherry::pHluorin in the FSC lineage, maintaining ovarian tissue during live imaging, and acquiring and analyzing images to obtain pHi values.

Methods for Imaging Intracellular pH of the Follicle Stem Cell Lineage in Live Drosophila Ovarian Tissue

We provide a protocol for imaging intracellular pH of an epithelial stem cell lineage in live Drosophila ovarian tissue. We describe methods to generate transgenic flies expressing a pH biosensor, mCherry::pHluorin, image the biosensor using quantitative fluorescence imaging, generate standard curves, and convert fluorescence intensity values to pH values.

Canlı Drosophila yumurtalık dokusu içinde folikül kök hücre soyundan Imaging hücre içi pH için yöntemleri

Changes in intracellular pH (pHi) play important roles in the regulation of many cellular functions, including metabolism, proliferation, and ...

Live Imaging and Analysis of Muscle Contractions in Drosophila Embryo

Coordinated muscle contractions are a form of rhythmic behavior seen early during development in Drosophila embryos. Neuronal sensory feedback circuits are required to control this behavior. Failure to produce the rhythmic pattern of contractions can be indicative of neurological abnormalities. We previously found that defects in protein O-mannosylation, a posttranslational protein modification, affect the axon morphology of sensory neurons and result in abnormal coordinated muscle contractions in embryos. Here, we present a relatively simple method for recording and analyzing the pattern of peristaltic muscle contractions by live imaging of late stage embryos up to the point of hatching, which we used to characterize the muscle contraction phenotype of protein O-mannosyltransferase mutants. Data obtained from these recordings can be used to analyze muscle contraction waves, including frequency, direction of propagation and relative amplitude of muscle contractions at different body segments. We have also examined body posture and taken advantage of a fluorescent marker expressed specifically in muscles to accurately determine the position of the embryo midline. A similar approach can also be utilized to study various other behaviors during development, such as embryo rolling and hatching.

Live Imaging and Analysis of Muscle Contractions in Drosophila Embryo

Here, we present a method to record embryonic muscle contractions in Drosophila embryos in a non-invasive and detail-oriented manner.

Canlı görüntüleme ve Drosophila embryo kas kasılmaları Analizi

Coordinated muscle contractions are a form of rhythmic behavior seen early during development in Drosophila embryos. Neuronal sensory feedback circuits ...

Imaging Dpp Release from a Drosophila Wing Disc

The transforming Growth Factor-beta (TGF-&#946;) superfamily is essential for early embryonic patterning and development of adult structures in multicellular organisms. The TGF-&#946; superfamily includes TGF-&#946;, bone morphogenetic protein (BMPs), Activins, Growth and Differentiation Factors, and Nodals. It has long been known that the amount of ligand exposed to cells is important for its effects. It was thought that long-range concentration gradients set up embryonic pattern. However, recently it has become clear that the timing of exposure to these ligands is also important for their downstream transcriptional consequences. A TGF-&#946; superfamily ligand cannot have a developmental consequence until it is released from the cell in which it was produced. Until recently, it was difficult to determine when these ligands were released from cells. Here we show how to measure the release of a Drosophila BMP called Decapentaplegic (Dpp) from the cells of the wing primordium or wing disc. This method could be modified for other systems or signaling ligands.

Imaging Dpp Release from a Drosophila Wing Disc

The timing of exposure to ligands may impact their developmental consequences. Here we show how to image release of a Drosophila bone morphogenetic protein (BMP) called Dpp from cells of the wing disc.

Drosophila Wing Disc'ten Görüntüleme Dpp Salınımı

The transforming Growth Factor-beta (TGF-&#946;) superfamily is essential for early embryonic patterning and development of adult structures in ...

Imaging Intranuclear Actin Rods in Live Heat Stressed Drosophila Embryos

The purpose of this protocol is to visualize intranuclear actin rods that assemble in live Drosophila melanogaster embryos following heat stress. Actin rods are a hallmark of a conserved, inducible Actin Stress Response (ASR) that accompanies human pathologies, including neurodegenerative disease. Previously, we showed that the ASR contributes to morphogenesis failures and reduced viability of developing embryos. This protocol allows the continued study of mechanisms underlying actin rod assembly and the ASR in a model system that is highly amenable to imaging, genetics and biochemistry. Embryos are collected and mounted on a coverslip to prepare them for injection. Rhodamine-conjugated globular actin (G-actinRed) is diluted and loaded into a microneedle. A single injection is made into the center of each embryo. After injection, embryos are incubated at elevated temperature and intranuclear actin rods are then visualized by confocal microscopy. Fluorescence recovery after photobleaching (FRAP) experiments may be performed on the actin rods; and other actin-rich structures in the cytoplasm can also be imaged. We find that G-actinRed polymerizes like endogenous G-actin and does not, on its own, interfere with normal embryo development. One limitation of this protocol is that care must be taken during injection to avoid serious injury to the embryo. However, with practice, injecting G-actinRed into Drosophila embryos is a fast and reliable way to visualize actin rods and can easily be used with flies of any genotype or with the introduction of other cellular stresses, including hypoxia and oxidative stress.

Imaging Intranuclear Actin Rods in Live Heat Stressed Drosophila Embryos

The goal of this protocol is to inject Rhodamine-conjugated globular actin into Drosophila embryos and image intranuclear actin rod assembly following heat stress.

Canlı Isı Stresli Drosophila Embriyolarında İntranükleer Akin Çubuklarının Görüntülenmesi

The purpose of this protocol is to visualize intranuclear actin rods that assemble in live Drosophila melanogaster embryos following heat stress. Actin ...

Dissection and Live-Imaging of the Late Embryonic Drosophila Gonad

The Drosophila melanogaster male embryonic gonad is an advantageous model to study various aspects of developmental biology including, but not limited to, germ cell development, piRNA biology, and niche formation. Here, we present a dissection technique to live-image the gonad ex vivo during a period when in vivo live-imaging is highly ineffective. This protocol outlines how to transfer embryos to an imaging dish, choose appropriately-staged male embryos, and dissect the gonad from its surrounding tissue while still maintaining its structural integrity. Following dissection, gonads can be imaged using a confocal microscope to visualize dynamic cellular processes. The dissection procedure requires precise timing and dexterity, but we provide insight on how to prevent common mistakes and how to overcome these challenges. To our knowledge this is the first dissection protocol for the Drosophila embryonic gonad, and will permit live-imaging during an otherwise inaccessible window of time. This technique can be combined with pharmacological or cell-type specific transgenic manipulations to study any dynamic processes occurring within or between the&#160;cells in their natural gonadal environment.

Dissection and Live-Imaging of the Late Embryonic Drosophila Gonad

Here, we provide a dissection protocol required to live-image the late embryonic Drosophila male gonad. This protocol will permit observation of dynamic cellular processes under normal conditions or after transgenic or pharmacological manipulation.

Geç Embriyonik Drosophila Gonad'ın Diseksiyonu ve Canlı Görüntülemesi

The Drosophila melanogaster male embryonic gonad is an advantageous model to study various aspects of developmental biology including, but not limited to, ...

Uzun süreli Canlı Görüntüleme

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Canlı-görüntüleme

Uzun vadede bir Batık Filtre Kağıdı Sandviç