The authors thank David Larson for developing the original protocol for imaging the live Drosophila pupal eye. We thank our colleagues Richard Carthew, Shoichiro Tsukita and Matthew Freeman, who developed the transgenic flies that we combined to generate our live-imaging fly lines. Brittany Baldwin-Hunter gave helpful comments on the manuscript. This work was supported by start-up funds awarded to Ruth Johnson by Wesleyan University.

Şekil 3 deney prosedürünün bir özetini gösterir. 1. Doku Hazırlanması <ol><li> C iki kez aşağıdaki çapraz kurmak ilgi konusu bir genin değiştirilmiş ekspresyon sonuçlarını, tespit etmek ve 25 ° C&#39;de korumak için: UAS transgen (erkek) X, GMR-GAL4; UAS-α-cat: GFP, ubi-DE-Cad: GFP; + / SM5-TM6b (bakire kadın) NOT: Kontrol doku çapraz UAS-lacZ edinmek için GMR-GAL4&#39;e erkekler; UAS-α-cat: GFP, ubi-DE-Cad: GFP kadın. β-galaktosidaz retina hücre davranışında kusurları yaratır. </li><li> RNAi transgenlerin etkinliğini artırmak için, çapraz UAS RNAi GMR-GAL4, UAS-DCR-2 erkek; UAS-α-cat: GFP, ubi-DE-Cad: GFP; + / SM5-TM6b bakire kadın. Not: ektopik DCR-2 gözlenmiştir ifade retinae hücre davranışında sıra kusurları (veriler gösterilmemiştir). Teyakkuz Bu yaklaşım kullanarak, eğer tavsiye edilir. </li><li> S1.5 ml mikrosantrifüj tüpler seçilen beyaz uygun genotiplerin ön-pupa ve yer. Pupa DCR-2 ifade ederse, erkek veya kadın pupa seçin: UAS-DCR-2, X kromozomu üzerinde bir ekleme, ifadesi erkeklerde güçlüdür. Pupa pupa halinde pigmentasyonu önce 0 saat APF de cinsiyetli olmalıdır - erkek gonadlar pupa (posterior yaklaşık üçte biri) yan tarafta büyük saydam küreler gibi görünür. </li><li> 25 ° C&#39;de temiz bir plastik ucu-kutusunda, pupa içeren mikrosantrifüj tüpleri inkübe. Pupa yer ucu kutu içine damıtılmış su içinde ıslatılmış bir doku, 10 cm 2 parça, kurumayı önlemek için. NOT: ucu-kutusunda nem çok yüksek olursa pupa durum daha sonraki adımlarda incelemek için hantal ve zor olabilir. </li><li> Uygun bir süre için inkübe edilir. Yaklaşık 17 saat APF, 20 saat APF veya 24 saat AP de görüntüleme için pupa hazırlamak, göz desenlendirme ile ilişkili hücre davranışlarını yakalamak içinF. spesifik hücre davranışları en iyi şekilde gözlenen ne zaman daha fazla tartışma için Temsilcisi Sonuçları gör. </li><li> Siyah sylgard diseksiyon çanak üzerine taze çift taraflı bant bir parça yerleştirin. Çift taraflı bant (Şekil 1A) yapıştırılmış pupa başkanı ile, kadar pupa, dorsal yüzü yerleştirin .try çift taraflı bant pupa toraks ve batın bölgeleri bağlı değil. Forseps ile dikkatlice kaldırın ve pupa kafa maruz kapakçık çıkarın. Bir göz çevresini maruz pupa halinde kenarı boyunca gözyaşı. </li><li> Yavaşça yapışkan bant pupa çıkarın. Pupa yapışık kalırsa, yapışma zayıflatmak için pupa halinde ve bant arasındaki kavşak distile su küçük bir hacim uygulayın. </li></ol> 2. Montaj <ol><li> Kurutma kağıdından küçük 15 mm2 çerçeve inşa ve middlethat bir delik çapı 5,5 mm (Şekil 1B) &#39;dir. Damıtılmış su ve yer daldırınBir mikroskop lamı merkezi. Vazelin düzgün bir halka sıkmak, 30 cc şırınga kullanarak kurutma kağıdı çerçevesini çevreleyen. Vazelin halka pupa genişliğinden daha ve halka çapı bir kapak kayma genişliğinden daha marjinal az olduğunu marjinal yüksek olduğundan emin olun. </li><li> Vazelin boncuk (Şekil 1D) tarafından desteklenen yüzü üzerinde, .Carefully pupa düzenlemek kurutma kağıdı (Şekil 1C) içine sokulur deliğe doğrudan slayt üzerine vazelin küçük bir boncuk ekleyin. </li><li> Vazelin halkasının üstüne bir lamel yerleştirin temas göz neuroepithelium (Şekil 1D) Yukarıdaki epitel böylece. Yavaşça vazelin karşı lamel mühür ve pupa göz bölgesi ve kapak arasında bir küçük düz temas yüzeyi oluşturmak için hazırlık sıkıştırmak. </li></ol> 3. Floresans Görüntüleme <ol><li> Image kullanarak pupa hazırlıkfloresan mikroskop. Her 7 dk yakalama adherens kavşak bölgesinde göz neuroepithelium apikal etki yoluyla seri bölümleri. NOT: a) Uygun bir seri kesitler genellikle 4-5 0.2 mikron z-adımlardan oluşur z-yığını başına bulunmaktadır. b) hafif darbelere ve kıvrımlar dahil epitel topolojisinde, düzensizlikler, doku büyük bölgelerin içinde odak görüntüleri elde etmek için bu zorlu hale getirebilir. Görüntüleme yaparken, bir odakta olması için ilgi alanı bölümünü bulabilirsiniz, ve bir komşu bölge dışı odak olmak. Pupa göz ve lamel arasında distile su küçük bir damlacık da dahil olmak üzere pupa göz morfolojilerinden erken aşamalarında hafif düzensiz topoloji karakteristiği bazı akut doku kat değil ortadan kaldırabilir. Bu durumlarda odakta dilimleri tüm alan için edinilen kadar z-yığını uzatarak doku oversample. c) Her 7 dk önemli Redu olmadan 3 saat 4 için canlı görüntüleme etkinleştirmeniz gerekir seri bölümleri yakalamagörüntü kalitesini bozabilir GFP floresan yoğunluğu ction. Daha kısa zaman aralıkları-görüntüleme toplam süresini azaltabilir. </li><li> 3-4 saat için görüntüleme devam edin. Pupa büyüme ve hemolimf pompalama retina ve konumunu taşır yana birçok floresan mikroskoplar geçerli bir otomatik odaklama ve zaman işlevini kullanmak etmeyin uyanık yeniden odaklama her 14-21 dakikada gereklidir. Yavaş veya göz morfojenezini durak olabilir 4 saat ötesinde görüntüleme NOT. </li><li> Arka plan azaltmak ve seri bölüm resimlerin kontrastını artırmak için uygun Dekonvolüsyonun yazılımını kullanın. Her z-yığın dosyası için, (Malzeme Tablo) LAS AF yazılımında aşağıdakileri gerçekleştirin: Araçlar paneline gidin, 3D Dekonvolüsyon seçin ve Uygula&#39;yı tıklatın. </li><li> Her deconvoluted yığın dosyası için maksimum projeksiyon (MP) görüntü oluşturun: Araçlar paneline gidin, 3D Projeksiyon seçin ve Uygula&#39;yı tıklatın. NOT: Maksimum Projeksiyon algoritması üniforma oluşturmak için başarısız olabiliroversampled olan doku ly odakta görüntü. Out-of-odak bölgelerini bileme için bir tekniktir adım 5.2&#39;de özetlenmiştir. </li></ol> 4. Pupa Rescue and Fenotip Doğrulaması sonrası görüntüleme <ol><li> Forseps lamel kaldırmak ve gıda temiz bir şişeye aktarın pupa kullanarak: eserler tanıtıldı veya görüntüleme sırasında zarar pupa, dikkatli görüntüleme teçhizat gelen pupa kaldırmak olup olmadığını ele almak. Oda sıcaklığında saklayın veya 25 ° C yetişkin sinek çıkıncaya kadar. </li><li> Dikkatle yetişkin göz fenotip incelemek ve özgün sinek çapraz çıkan erişkin sinek gözlerine karşılaştırın. </li></ol> 5. Görüntü İşleme <ol><li> Otomatik Görüntü Ayarı: NOT: Canlı Drosophila doku vardiya ve görüntüleme süreci boyunca büyüyecek. Sonuç olarak, görüntülerin merkezleri Drosophila dokusunda aynı noktaya uygun olmayabilir ardışık zaman noktalarında toplandı. Ek olarakTüm retina disk ~ 21 ve 23 saat APF arasında yaklaşık 30 ° döner. Bireysel hücre davranışlarını vurgulamak ve organizma büyüme nedeniyle dağıtıcı unsurları azaltmak, bu elle yapılabilir, her milletvekili image.While, burada kullanılan resim düzenleme yazılımı hizalamak için süreci hızlandırmak yerleşik algoritmaları vardır (Malzeme Tablo). <ol><li> Stack içine ana menüde, açık Scripts basıp Yük Dosyaları Dosya sekmesinde. </li><li> Yük Katmanlar paneline MP görüntü dosyalarını içe ve Tamam seçeneğini seçin. Otomatik Kaynak Görüntüler seçeneğini hizalayın girişimi seçili olmadığından emin olun. NOT: Bu seçenek seçilirse, yazılım görüntü verilerini bozan bir hizalama algoritması kullanabilirsiniz. </li><li> Tüm MP dosyaları Katmanlar bölmesine yüklenen sonra, tüm görüntüler erken zaman noktası katman yığınının üstünde olacak şekilde kronolojik sırayla olduğundan emin olun. Katmanlar, doğru düzen, sürükle değildir ve onlar sipariş kadar onları bırakın Eğerdoğru. </li><li> Ana menüde Düzenle sekmesinden Otomatik Hizala Katmanlar seçin. Konumlandırmak seçin ve Tamam &#39;ı tıklatın. </li><li> Otomatik Hizala algoritması ilgili bir odak noktasına çerçeveleri yönlendirmek için başarısız olursa, Taşı aracını kullanarak küçük ayarlamalar yapmak. </li></ol></li><li> Kompozit Bileme: NOT: Bir başlangıç ​​milletvekili görüntünün Out-of-odak bölgeleri &#39;kırpma&#39; LAS AF yazılım gelen deconvoluted yığını ile bilenmiş edilebilir. Bir yığın dosyası Kırpma bir el Maksimum Projeksiyon algoritması tabi z-yığını aralığını sınırlamak için olanak sağlar. <ol><li> (Süreç sekmesi altında) Araçlar panelinde Kırpma işlevi bulun. Elle onlar başlangıçta out-of-odak bölgesi içinde sadece yapışma kemer kapsayan şekilde ilk ve son dilim kısıtlamak. Bu bölge için optimize edilmiş yeni bir yığın dosyası oluşturmak için Uygula&#39;yı tıklatın. </li><li> TIFF dosyası olarak yerel optimize yığını ve ihracat için yeni bir Maksimum Projeksiyon oluşturun. </li><li> The resim düzenleme yazılımı (Malzeme Tablo), Stack içine (ana menüde Dosya sekmesinde bulunur) açık Script seçin ve Dosyaları Yükle. </li><li> Yük Katmanlar paneline belirli bir zaman noktası için başlangıç ​​MP görüntü dosyası ve yerel optimize MP dosyasını alma ve Tamam seçeneğini seçin. Otomatik Kaynak Görüntüler seçeneğini hizalayın girişimi seçili olmadığından emin olun. </li><li> Katmanlar bölmesinde iki katmanı seçin ve ardından bir muntazam retina alanı içinde odak veren, otomatik iki görüntü uygun bölgeleri maskelemek için (ana menüde Düzenle sekmesinde bulunur) Otomatik Karıştır Katmanlar seçin. TIFF dosyası olarak bu kompozit görüntü kaydetme. </li><li> Tekrar tüm bırakıyorsa MP görüntüler için 5.2.5 ile 5.2.1 adımları. </li></ol></li><li> Ek Ayarlar: Döndürme, kırpma ve ayarlama Film Katmanlar Düzeyleri: <ol><li> Tüm katmanları seçili retinanın dorsal-ventral eksen hizalanmış böylece, görüntüleri döndürmek için Transform aracı (Edit&gt; Free Transform) kullanınFilm çerçevesinin y-eksenine. </li><li> Gerekirse, istenen boyut ve şekline görüş alanını azaltmak için Kırpma aracını kullanın. </li><li> Hücre zarı ve hücre gövdesi arasındaki kontrastı artırmaya yardımcı olmak için (bireysel kare) seviyesi ayarını kullanın. </li><li> Üslup amaçlar için ve her çerçevenin ilgi noktaları vurgulamak için yanlış renk tanıtmak, belirli bir hücre davranışlarını vurgulamak için. </li></ol></li><li> Animasyon: Bir Film içine Görüntüler dönüştürün: <ol><li> Ana menüde Windows sekmesinden Animasyon bölmesini açın. Animasyon bölmesinin sağ üst köşesinde bulunan menüden Katmanlar Kareleri yapın seçin. </li><li> Tabakalar yığının altından başlayarak sırayla animasyon bölmesine eklenir unutmayın. İlk kare, tüm seçin ve ardından Animasyon bölmesi menüsünden Kareleri Ters seçin, kare sırasını tersine çevirmek için. </li><li> Çerçeve başparmak altındaki açılır menüyü kullanarak her kare için bir çerçeve gecikme süresini seçinTırnak. Not: 1 Bu yazıda sunulan 4 Filmler çerçeve gecikmesi 0.8 sn. </li><li> Ve ana menüye, açık İhracat Dosya sekmesinde video Render seçin. Dosya Seçenekleri altında QuickTime Dışa seçin ve istenen video biçimini seçin. Seçenekler Özel olarak Frame Rate set Render altında, 15 bir kare hızı girin ve Render tıklayın. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Oda, H., Tsukita, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-time+imaging+of+cell-cell+adherens+junctions+reveals+that+Drosophila+mesoderm+invagination+begins+with+two+phases+of+apical+constriction+of+cells.">Real-time imaging of cell-cell adherens junctions reveals that Drosophila mesoderm invagination begins with two phases of apical constriction of cells.</a> J. Cell. Sci. 114, 493-501 (2001).</li><li>Oda, H., Tsukita, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+features+of+adherens+junctions+during+Drosophila+embryonic+epithelial+morphogenesis+revealed+by+a+Dalpha-catenin-GFP+fusion+protein.">Dynamic features of adherens junctions during Drosophila embryonic epithelial morphogenesis revealed by a Dalpha-catenin-GFP fusion protein.</a> Dev. Genes Evol. 209, 218-225 (1999).</li><li>Freeman, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reiterative+use+of+the+EGF+receptor+triggers+differentiation+of+all+cell+types+in+the+Drosophila+eye.">Reiterative use of the EGF receptor triggers differentiation of all cell types in the Drosophila eye.</a> Cell. 87, 651-660 (1996).</li><li>Cagan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+fate+specification+in+the+developing+Drosophila.+retina.">Cell fate specification in the developing Drosophila. retina.</a> Dev Suppl. , 19 (1993).</li><li>Wolff, T., Ready, D. F., Bate, M., Arias, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pattern+formation+in+the+Drosophila.+retina.">Pattern formation in the Drosophila. retina.</a> The Development of Drosophila melanogaster. , 1277-1325 (1993).</li><li>Larson, D. E., Liberman, Z., Cagan, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+behavior+in+the+developing.+Drosophila+pupal+retina.">Cellular behavior in the developing. Drosophila pupal retina.</a> Mech. Dev. 125, 223-234 (2008).</li><li>Monserrate, J. P., Brachmann, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+the+death+zone:+a+spatially+restricted+region+for+programmed+cell+death+that+sculpts+the+fly+eye.">Identification of the death zone: a spatially restricted region for programmed cell death that sculpts the fly eye.</a> Cell Death Differ. 14, 209-217 (2007).</li><li>Lee, Y. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+roles+for+Drosophila+Dicer-1+and+Dicer-2+in+the+siRNA/miRNA+silencing+pathways.">Distinct roles for Drosophila Dicer-1 and Dicer-2 in the siRNA/miRNA silencing pathways.</a> Cell. 117, 69-81 (2004).</li><li>Zitserman, D., Roegiers, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Live-cell+imaging+of+sensory+organ+precursor+cells+in+intact+Drosophila+pupae.">Live-cell imaging of sensory organ precursor cells in intact Drosophila pupae.</a> J. Vis. Exp. (51), 2706 (2011).</li><li>Classen, A. K., Aigouy, B., Giangrande, A., Eaton, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+Drosophila+pupal+wing+morphogenesis.">Imaging Drosophila pupal wing morphogenesis.</a> Methods Mol. Biol. 420, 265-275 (2008).</li><li>Sato, M., Suzuki, T., Nakai, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Waves+of+differentiation+in+the+fly+visual+system.">Waves of differentiation in the fly visual system.</a> Dev. Biol. 380, 1-11 (2013).</li><li>Cordero, J., Jassim, O., Bao, S., Cagan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+role+for+wingless+in+an+early+pupal+cell+death+event+that+contributes+to+patterning+the+Drosophila+eye.">A role for wingless in an early pupal cell death event that contributes to patterning the Drosophila eye.</a> Mech. Dev. 121, 1523-1530 (2004).</li><li>Larson, D. E., Johnson, R. I., Swat, M., Cordero, J. B., Glazier, J. A., Cagan, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Computer+simulation+of+cellular+patterning+within+the+Drosophila+pupal+eye.">Computer simulation of cellular patterning within the Drosophila pupal eye.</a> PLoS Comput. Biol. 6, e1000841 (2010).</li><li>Cagan, R. L., Ready, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+emergence+of+order+in+the+Drosophila+pupal+retina.">The emergence of order in the Drosophila pupal retina.</a> Dev. Biol. 136, 346-362 (1989).</li><li>Cagan, R. L., Ready, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Notch+is+required+for+successive+cell+decisions+in+the+developing+Drosophila+retina.">Notch is required for successive cell decisions in the developing Drosophila retina.</a> Genes Dev. 1099, 1112 (1989).</li><li>Miller, D. T., Cagan, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Local+induction+of+patterning+and+programmed+cell+death+in+the+developing+Drosophila+retina.">Local induction of patterning and programmed cell death in the developing Drosophila retina.</a> Development. 125, 2327-2335 (1998).</li><li>Sawamoto, K., Okano, H., Kobayakawa, Y., Hayashi, S., Mikoshiba, K., Tanimura, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+function+of+argos+in+regulating+cell+fate+decisions+during+Drosophila+eye+and+wing+vein+development.">The function of argos in regulating cell fate decisions during Drosophila eye and wing vein development.</a> Dev. Biol. 164, 267-276 (1994).</li><li>Yu, S. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+pathway+of+signals+regulating+effector+and+initiator+caspases+in+the+developing+Drosophila+eye.">A pathway of signals regulating effector and initiator caspases in the developing Drosophila eye.</a> Development. 129, 3269-3278 (2002).</li><li>Liu, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanical+tugging+force+regulates+the+size+of+cell-cell+junctions.">Mechanical tugging force regulates the size of cell-cell junctions.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. 107, 9944-9949 (2010).</li><li>Miyake, Y., Inoue, N., Nishimura, K., Kinoshita, N., Hosoya, H., Yonemura, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Actomyosin+tension+is+required+for+correct+recruitment+of+adherens+junction+components+and+zonula+occludens+formation.">Actomyosin tension is required for correct recruitment of adherens junction components and zonula occludens formation.</a> Exp. Cell Res. 312, 1637-1650 (2006).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

yabani tip geliştirme (yukarıda) açıklaması RNAi desenleme olayları veya aşırı ekspresyonu genotip karşılaştırmalar için temel oluşturur. Hücre davranışları ilgi protein tarafından düzenlenir hangi kesin belirlerken canlı doku gelişiminin Karşılaştırmalar paha biçilmezdir. Bundan başka, burada tarif edilmeyen, canlı hücre görüntüleme bir desen göz olaylarda ilgi konusu bir genin rol kalitatif ve / veya kantitatif tanımlama yapmak mümkün kılar. 30-32 saat APF en pigment hücreleri i...

Bileşik Drosophila göz aksesuar pigment hücrelerinin 4,5 olan bir petek-kafes ile ayrılmış olan ~ 750 ommatidia kalıplaşmış düzenleme ile karakterizedir. Yerel hücre hareketleri, hücre büyümesinin, hücre şeklinde değişikliklere, ve apoptoz: Bu pigment hücreleri etkinlikleri koordine kombinasyonu ile desenli. Bu epitel Canlı görselleştirme biri bir fizyolojik ilgili ve soğukkanlı üç boyutlu bağlamda bu olayları destekleyen moleküler mekanizmaları çalışma sağlar. Daha önceki protokollarda 6,7 tersine, burada anlatılan teknik görüntüleme işlemi çıkartılabilir olamaz yabancı doku hareketini stabilize edilmesi için etkili bir yöntem içermektedir. Görüntüleme boyunca, büyür dönen bir doku ve vardiya - Bu yöntem gelişmekte Drosophila pupa göz epitel hücre davranış çalışmaları geliştirir. Ayrıca hareket istikrar tekniği de içindeBurada tarif yabancı hareket meydana başka bağlamlarda hücreleri üzerinde çalışmak için yararlı olacaktır. Göz özgü sürücü GMR-GAL4 1-3 kontrolü altında GFP: GFP yanı sıra UAS-α-katenin: Drosophila retina alanında hücre sınırlarını görselleştirmek için, transgenik sinek hatları ubi-DE-Kadherin ifade oluşturulur edildi. İki GFP-etiketli membran belirteçlerin kullanımı düşük yoğunlukta ışık hücre sınırlarının görselleştirme sağlar. Bu yüksek enerjili dalga boylarına tekrarlanan maruz kalma, artan sağlayan kare hızı ve film süresine doku hasarı ve photobleaching en aza indirir. UAS DCR-2, aynı zamanda, ikinci bir uçucu hattı 8 dahil edildi RNAi transgenlerinin etkinliğini geliştirmek için. Önceki protokollerden üçüncü güncellemesinde, kolayca en laboratuarlarda monte basit bir görüntüleme teçhizat açıklanmıştır. Bu cihaz özel bir görüntüleme r olması gerektiğini ortadan kaldırırig bir üniversitenin &#39;makine dükkanı&#39; veya benzer hizmeti tarafından oluşturulan. Bu görüntüleme kulesi görüntü diğer pupa dokulara 9,10 için kullanılan benzer. Doğrudan 17-42 saat puparium oluşumu (hr APF) sonra ~ den göz dokusuna katkıda morfogenetik olayları değerlendirmek için kullanılabilecek basit bir canlı hücre görüntüleme protokolü burada sundu. Spesifik olarak, bu protokol, pupa gelişimi esnasında gen ekspresyonunu modifiye sonuçlarını belirlemek için bir olanak sağlar.

<table><tbody><tr><td>GMR-GAL4; UAS-a-cat:GFP, ubi-DE-Cadherin:GFP ; + / SM5-TM6b</td><td>Available on request from authors</td><td></td><td></td></tr><tr><td>UAS-dcr-2; UAS-a-cat:GFP, ubi-DE-Cadherin:GFP; + / SM5-TM6b&amp;nbsp;</td><td>Available on request from authors</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Scotch double stick tape</td><td>3M</td><td>665</td><td></td></tr><tr><td>Black Sylgard dissection dish</td><td></td><td></td><td>Fill glass petri dish to rim with Sylgard (colored black with finely-ground charcoal powder) or Sylgard 170; leave at room temperature for 24-48 hr to polymerize</td></tr><tr><td>Sylgard</td><td>Dow Corning</td><td>SYLG184</td><td></td></tr><tr><td>Sylgard (Black)</td><td>Dow Corning</td><td>SYLG170</td><td></td></tr><tr><td>Glass petri dish</td><td>Corning</td><td>7220-85</td><td></td></tr><tr><td>25 x 75 x 1 mm glass microscope slide</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-550-413</td><td></td></tr><tr><td>22 x 40 mm glass coverslip</td><td>VWR</td><td>48393-172</td><td></td></tr><tr><td>Forceps&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools</td><td>91150-20</td><td></td></tr><tr><td>Whatman 3mm Chromatography Paper</td><td>Fisher Scientific</td><td>05-713-336</td><td></td></tr><tr><td>Vaseline</td><td>Fisher Scientific</td><td>19-086-291</td><td>Or purchase at local pharmacy.</td></tr><tr><td>30 ml syringe</td><td>Fisher Scientific</td><td>S7510-30</td><td></td></tr><tr><td>Leica TCS SP5 DM microscope</td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td></td></tr><tr><td>LAS AF Version 2.6.0.7266 microscope software</td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

live-imaging of the drosophila pupal eye

Drosophila pupa gelişme doğasında süreçleri vardiya ve canlı hücre görüntüleme sırasında izlemek için bireysel hücre davranışı zorlaştıran şekilde göz epitel bozabilir. Bu süreçler şunları içerir: Retina döndürme, hücre büyümesini ve organizma hareketinin. Pupa zorlu bir tek odak düzlemi birkaç ommatidia fazla in-odak görüntüleri elde etmek için yapmak, görüntüleme için hazırlanan Ek olarak, ince darbelere ve dahil epitel topolojisinde, düzensizlikler genellikle tanıtıldı kıvrımlar. iş akışı Drosophila pupa göz gelişimi sırasında hücresel süreçlerin kolay analizini sağlayan, Çareleri burada bu konuları sıraladı. Bu duruma uygun şekilde kademeli pupa kolayca en laboratuvarlarda monte edilebilir bir görüntüleme teçhizat düzenlenmiş Ubikuitin DE-kaderin:., GFP ve GMR-GAL4 -sürümlü UAS-α-katenin GFP göz epitel 1 hücre sınırlarını görselleştirmek için kullanılır -3. Dekonvolüsyon sonraBirden fazla odak düzlemleri yakalanan floresan görüntülere uygulanan maksimum projeksiyon görüntüleri her zaman noktası için oluşturulan ve görüntü düzenleme yazılımı kullanılarak geliştirilmiştir. Hizalama algoritmaları izlemek için tek tek hücre davranışı kolaylaştıran, hızlı bir şekilde gereksiz hareket stabilize etmek için kullanılırlar.

Pupa göz Canlı görüntüleme neuroepithelium desenlendirme katkıda hücre davranışlarını gözlemlemek için başarılı bir strateji. Belirli proteinlerin rolü kolayca göz gelişimi sırasında protein düzeylerini değiştirmek transgenleri ifade ile tespit edilebilir. Bu GMR-GAL4 yapmak için morfogenetik oluktan arkasında transgen ekspresyonunu tahrik etmek için kullanılır. Bu ilk iki larva dönemi boyunca göz alanını kurmak önceki olayları bozucu değil avantajı sunuyor. Ayrıca birçok ...

Watch this Scientific Journal Video about Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye at JoVE.com

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

This protocol presents an efficient method for imaging the live Drosophila pupal eye neuroepithelium. This method compensates for tissue movement and uneven topology, enhances visualization of cell boundaries through the use of multiple GFP-tagged junction proteins, and uses an easily-assembled imaging rig.

Canlı-görüntüleme<em&gt; Drosophila</em&gt; Pupa Göz

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track ...

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

9.4K Görüntüleme.  Wesleyan University. This protocol presents an efficient method for imaging the live Drosophila pupal eye neuroepithelium. This method compensates for tissue movement and uneven topology, enhances visualization of cell boundaries through the use of multiple GFP-tagged junction proteins, and uses an easily-assembled imaging rig.

Video: Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

Live-cell Imaging of Sensory Organ Precursor Cells in Intact Drosophila Pupae

Since the discovery of Green Fluorescent Protein (GFP), there has been a revolutionary change in the use of live-cell imaging as a tool for understanding fundamental biological mechanisms. Striking progress has been particularly evident in Drosophila, whose extensive toolkit of mutants and transgenic lines provides a convenient model to study evolutionarily-conserved developmental and cell biological mechanisms. We are interested in understanding the mechanisms that control cell fate specification in the adult peripheral nervous system (PNS) in Drosophila. Bristles that cover the head, thorax, abdomen, legs and wings of the adult fly are individual mechanosensory organs, and have been studied as a model system for understanding mechanisms of Notch-dependent cell fate decisions. Sensory organ precursor (SOP) cells of the microchaetes (or small bristles), are distributed throughout the epithelium of the pupal thorax, and are specified during the first 12 hours after the onset of pupariation. After specification, the SOP cells begin to divide, segregating the cell fate determinant Numb to one daughter cell during mitosis. Numb functions as a cell-autonomous inhibitor of the Notch signaling pathway.
Here, we show a method to follow protein dynamics in SOP cell and its progeny within the intact pupal thorax using a combination of tissue-specific Gal4 drivers and GFP-tagged fusion proteins 1,2.This technique has the advantage over fixed tissue or cultured explants because it allows us to follow the entire development of an organ from specification of the neural precursor to growth and terminal differentiation of the organ. We can therefore directly correlate changes in cell behavior to changes in terminal differentiation. Moreover, we can combine the live imaging technique with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) system to assess the dynamics of tagged proteins in mitotic SOPs under mutant or wildtype conditions. Using this technique, we and others have revealed novel insights into regulation of asymmetric cell division and the control of Notch signaling activation in SOP cells (examples include references 1-6,7 ,8).

Live-cell Imaging of Sensory Organ Precursor Cells in Intact Drosophila Pupae

In this video, we describe a method for live cell imaging of asymmetrically dividing sensory organ progenitor cells and epidermal cells in intact Drosophila pupae

Bozulmamış Duyu Organ Öncü Hücreler Canlı hücre Görüntüleme Drosophila Pupa

Since the discovery of Green Fluorescent Protein (GFP), there has been a revolutionary change in the use of live-cell imaging as a tool for understanding ...

Nörobilim

Long-term Live Imaging of Drosophila Eye Disc

Live imaging provides the ability to continuously track dynamic cellular and developmental processes in real time. Drosophila larval imaginal discs have been used to study many biological processes, such as cell proliferation, differentiation, growth, migration, apoptosis, competition, cell-cell signaling, and compartmental boundary formation. However, methods for the long-term ex vivo culture and live imaging of the imaginal discs have not been satisfactory, despite many efforts. Recently, we developed a method for the long-term ex vivo culture and live imaging of imaginal discs for up to 18 h. In addition to using a high insulin concentration in the culture medium, a low-melting agarose was also used to embed the disc to prevent it from drifting during the imaging period. This report uses the eye-antennal discs as an example. Photoreceptor R3/4-specific m&#948;0.5-Ga4 expression was followed to demonstrate that photoreceptor differentiation and ommatidial rotation can be observed during a 10 h live imaging period. This is a detailed protocol describing this simple method.

Long-term Live Imaging of Drosophila Eye Disc

This protocol describes a detailed method for the long-term ex vivo culture and live imaging of a Drosophila imaginal disc. It demonstrates photoreceptor differentiation and ommatidial rotation within the 10 h period of live imaging of the eye disc. The protocol is simple and does not require expensive setup.

Uzun süreli Canlı Görüntüleme<em&gt; Drosophila</em&gt; Göz Disk

Live imaging provides the ability to continuously track dynamic cellular and developmental processes in real time. Drosophila larval imaginal discs have ...

Gelişim Biyolojisi

Live Imaging of Glial Cell Migration in the Drosophila Eye Imaginal Disc

Glial cells of both vertebrate and invertebrate organisms must migrate to final target regions in order to ensheath and support associated neurons. While recent progress has been made to describe the live migration of glial cells in the developing pupal wing (1), studies of Drosophila glial cell migration have typically involved the examination of fixed tissue. Live microscopic analysis of motile cells offers the ability to examine cellular behavior throughout the migratory process, including determining the rate of and changes in direction of growth. Paired with use of genetic tools, live imaging can be used to determine more precise roles for specific genes in the process of development. Previous work by Silies et al. (2) has described the migration of glia originating from the optic stalk, a structure that connects the developing eye and brain, into the eye imaginal disc in fixed tissue. Here we outline a protocol for examining the live migration of glial cells into the Drosophila eye imaginal disc. We take advantage of a Drosophila line that expresses GFP in developing glia to follow glial cell progression in wild type and in mutant animals.

Here we describe a protocol to examine the migration of glial cells into the developing Drosophila eye using live microscopic analysis paired with GFP tagged glial cells.

Drosophila Göz hayali Disk Glial Hücre Göç Canlı Görüntüleme

Glial cells of both vertebrate and invertebrate organisms must migrate to final target regions in order to ensheath and support associated neurons.  While ...

Biyoloji

In Vivo Imaging of Muscle-tendon Morphogenesis in Drosophila Pupae

Muscles together with tendons and the skeleton enable animals including humans to move their body parts. Muscle morphogenesis is highly conserved from animals to humans. Therefore, the powerful Drosophila model system can be used to study concepts of muscle-tendon development that can also be applied to human muscle biology. Here, we describe in detail how morphogenesis of the adult muscle-tendon system can be easily imaged in living, developing Drosophila pupae. Hence, the method allows investigating proteins, cells and tissues in their physiological environment. In addition to a step-by-step protocol with helpful tips, we provide a comprehensive overview of fluorescently tagged marker proteins that are suitable for studying the muscle-tendon system. To highlight the versatile applications of the protocol, we show example movies ranging from visualization of long-term morphogenetic events &#8211; occurring on the time scale of hours and days &#8211; to visualization of short-term dynamic processes like muscle twitching occurring on time scale of seconds. Taken together, this protocol should enable the reader to design and perform live-imaging experiments for investigating muscle-tendon morphogenesis in the intact organism.

In Vivo Imaging of Muscle-tendon Morphogenesis in Drosophila Pupae

Here, we present an easy-to-use and versatile method to perform live imaging of developmental processes in general and muscle-tendon morphogenesis in particular in living Drosophila pupae.

Vivo Kas-tendon morfogenez Drosophila pupa içinde görüntüleme

Muscles together with tendons and the skeleton enable animals including humans to move their body parts. Muscle morphogenesis is highly conserved from ...

Mesoscopic Fluorescence Tomography for In-vivo Imaging of Developing Drosophila

Visualizing developing organ formation as well as progession and treatment of disease often heavily relies on the ability to optically interrogate molecular and functional changes in intact living organisms. Most existing optical imaging methods are inadequate for imaging at dimensions that lie between the penetration limits of modern optical microscopy (0.5-1mm) and the diffusion-imposed limits of optical macroscopy (&gt;1cm) [1]. Thus, many important model organisms, e.g. insects, animal embryos or small animal extremities, remain inaccessible for in-vivo optical imaging. 
Although there is increasing interest towards the development of nanometer-resolution optical imaging methods, there have not been many successful efforts in improving the imaging penetration depth. The ability to perform in-vivo imaging beyond microscopy limits is in fact met with the difficulties associated with photon scattering present in tissues. Recent efforts to image entire embryos for example [2,3] require special chemical treatment of the specimen, to clear them from scattering, a procedure that makes them suitable only for post-mortem imaging. These methods however evidence the need for imaging larger specimens than the ones usually allowed by two-photon or confocal microscopy, especially in developmental biology and in drug discovery.
We have developed a new optical imaging technique named Mesoscopic Fluorescence Tomography [4], which appropriate for non-invasive in-vivo imaging at dimensions of 1mm-5mm. The method exchanges resolution for penetration depth, but offers unprecedented tomographic imaging performance and it has been developed to add time as a new dimension in developmental biology observations (and possibly other areas of biological research) by imparting the ability to image the evolution of fluorescence-tagged responses over time. As such it can accelerate studies of morphological or functional dependencies on gene mutations or external stimuli, and can importantly, capture the complete picture of development or tissue function by allowing longitudinal time-lapse visualization of the same, developing organism.
The technique utilizes a modified laboratory microscope and multi-projection illumination to collect data at 360-degree projections. It applies the Fermi simplification to Fokker-Plank solution of the photon transport equation, combined with geometrical optics principles in order to build a realistic inversion scheme suitable for mesoscopic range. This allows in-vivo whole-body visualization of non-transparent three-dimensional structures in samples up to several millimeters in size.
We have demonstrated the in-vivo performance of the technique by imaging three-dimensional structures of developing Drosophila tissues in-vivo and by following the morphogenesis of the wings in the opaque Drosophila pupae in real time over six consecutive hours.

Mesoscopic Fluorescence Tomography for In-vivo Imaging of Developing Drosophila

Mesoscopic fluorescence tomography operates beyond the penetration limits of tissue-sectioning fluorescence microscopy. The technique is based on multi-projection illumination and a photon transport description. We demonstrate in-vivo whole-body 3D visualization of the morphogenesis of GFP-expressing wing imaginal discs in Drosophila melanogaster.

Mezoskopik Floresans Tomografi için In-vivo Görüntüleme Geliştirme Drosophila</em

Visualizing  developing organ formation as well as progession and treatment of disease often  heavily relies on the ability to optically interrogate ...

Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts

Stem cells divide asymmetrically to generate two progeny cells with unequal fate potential: a self-renewing stem cell and a differentiating cell. Given their relevance to development and disease, understanding the mechanisms that govern asymmetric stem cell division has been a robust area of study. Because they are genetically tractable and undergo successive rounds of cell division about once every hour, the stem cells of the Drosophila central nervous system, or neuroblasts, are indispensable models for the study of stem cell division. About 100 neural stem cells are located near the surface of each of the two larval brain lobes, making this model system particularly useful for live imaging microscopy studies. In this work, we review several approaches widely used to visualize stem cell divisions, and we address the relative advantages and disadvantages of those techniques that employ dissociated versus intact brain tissues. We also detail our simplified protocol used to explant whole brains from third instar larvae for live cell imaging and fixed analysis applications.

Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts

This protocol details a streamlined method used to conduct live cell imaging in the context of an intact larval brain. Live cell imaging approaches are invaluable for the study of asymmetric neural stem cell divisions as well as other neurogenic and developmental processes, consistently uncovering mechanisms that were previously overlooked.

Canlı Görüntüleme<em&gt; Drosophila</em&gt; Larva nöroblastomun

Stem cells divide asymmetrically to generate two progeny cells with unequal fate potential: a self-renewing stem cell and a differentiating cell. Given ...

Preparation of Developing and Adult Drosophila Brains and Retinae for Live Imaging

The Drosophila brain and visual system are widely utilized model systems to study neuronal development, function and degeneration. Here we show three preparations of the brain and visual system that cover the range from the developing eye disc-brain complex in the developing pupae to individual eye and brain dissection from adult flies. All protocols are optimized for the live culture of the preparations. However, we also present the conditions for fixed tissue immunohistochemistry where applicable. Finally, we show live imaging conditions for these preparations using conventional and resonant 4D confocal live imaging in a perfusion chamber. Together, these protocols provide a basis for live imaging on different time scales ranging from functional intracellular assays on the scale of minutes to developmental or degenerative processes on the scale of many hours.

Preparation of Developing and Adult Drosophila Brains and Retinae for Live Imaging

This protocol describes three Drosophila preparations: 1) adult brain dissection, 2) adult retina dissection and 3) developing eye disc- brain complexes dissection. Emphasis is laid on special preparation techniques and conditions for live imaging, although all preparations can be used for fixed tissue immunohistochemistry.

Geliştirilmesi ve Yetişkin hazırlanması Drosophila Brain ve Canlı Görüntüleme için Retinae

The Drosophila brain and visual system are widely utilized model systems to study neuronal development, function and degeneration. Here we show three ...

<meta charset="utf8"></head><body>Drosophila Pupa Bacak Morfogenezinin Puparium Olmadan Genişletilmiş Canlı Görüntülenmesi

Long-Term Live Imaging of Drosophila Pupal Leg Development After Puparium Removal

Over the past decades, significant progress has been made in understanding the mechanisms of cell fate determination. However, the process by which fate-determined cells form three-dimensional organismal shapes remains unclear. Recent advances in confocal microscopy have facilitated efforts to observe cell dynamics during development through live imaging. The Drosophila melanogaster pupa is ideal for live imaging due to its immobility, transparent pupal cuticle, and the availability of fluorescent reporter lines. A primary challenge for imaging is the puparium, the cuticle surrounding the pupa, which obstructs optical imaging. While previous methods involved either partial or complete removal of the puparium, maintaining pupal viability for extended periods after this procedure has remained challenging. Here, a simple method is presented for days-long live imaging of the Drosophila leg during the pupal stage, involving complete puparium removal. The method includes removing the puparium from a pupa adhered to double-sided tape, followed by assembling a small chamber on a glass-bottom dish to enclose the pupa and a drop of water. This setup is straightforward, reliable, and supports extended pupal survival by preventing desiccation. Long-term live imaging of the Drosophila pupa has significantly contributed to capturing how the adult leg undergoes dramatic three-dimensional structural changes over 2-3 days. These changes include the transient formation of an intriguing structure (the Parthenon-like structure) by epithelial cells, rapid tissue narrowing, joint formation, and bristle elongation. This method is applicable to the observation of various tissues and can potentially be combined with other techniques, such as optical gene induction, to advance the understanding of cell dynamics during the final shape formation of tissues in the pupal stage.

<meta charset="utf8"></head><body>Yazar Spotlight: Drosophila Gelişimi Sırasında Dinamik Epitel Yapılarının Ortaya Çıkarılması

Here, a protocol is presented for long-term live imaging of the Drosophila leg during the pupal stage, involving complete removal of the puparium. This protocol can also be applied to other tissues.

Puparium çıkarıldıktan sonra Drosophila pupa bacak gelişiminin uzun süreli canlı görüntülenmesi

Over the past decades, significant progress has been made in understanding the mechanisms of cell fate determination. However, the process by which ...

Canlı-görüntüleme

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Bozulmamış Duyu Organ Öncü Hücreler Canlı hücre Görüntüleme Drosophila Pupa

Uzun süreli Canlı Görüntüleme

Drosophila Göz hayali Disk Glial Hücre Göç Canlı Görüntüleme

Vivo Kas-tendon morfogenez Drosophila pupa içinde görüntüleme

Mezoskopik Floresans Tomografi için In-vivo Görüntüleme Geliştirme Drosophila

Canlı Görüntüleme

Geliştirilmesi ve Yetişkin hazırlanması Drosophila Brain ve Canlı Görüntüleme için Retinae

Puparium çıkarıldıktan sonra Drosophila pupa bacak gelişiminin uzun süreli canlı görüntülenmesi

Puparium çıkarıldıktan sonra Drosophila pupa bacak gelişiminin uzun süreli canlı görüntülenmesi

Puparium çıkarıldıktan sonra Drosophila pupa bacak gelişiminin uzun süreli canlı görüntülenmesi