تصوير وتحليل آفات الشريان الأورطي الكامل الملطخة بالزيت الأحمر في نموذج فأر فرط شحميات الدم تمدد الأوعية الدموية

Summary

يوفر هذا البروتوكول إجراء خطوة بخطوة لتحليل عبء تصلب الشرايين في الفئران. يمكن للمحققين استخدام هذا البروتوكول لمقارنة وفرة وموقع وحجم آفات تصلب الشرايين في الحيوانات المختلفة.

Abstract

الفئران المفرطة للدهون الناقصة Apolipoprotein E (Apoe) - أو مستقبلات البروتين الدهني منخفض الكثافة (Ldlr) هي النموذجان الأكثر استخداما لأبحاث تصلب الشرايين. يتم استخدامها لدراسة تأثير العوامل الوراثية المختلفة وأنواع الخلايا المختلفة على تكوين آفة تصلب الشرايين وكذلك اختبار تطوير علاجات جديدة. العزل ، واستئصال الشريان الأورطي بأكمله ، والقياس الكمي لآفات تصلب الشرايين الملطخة بالزيت الأحمر O هي طرق مورفومترية أساسية تستخدم لتقييم عبء تصلب الشرايين. الهدف من هذا البروتوكول هو وصف طريقة جراحية محسنة خطوة بخطوة لتشريح وإصلاح الثقب والعزل والبقع والصورة وتحليل آفات تصلب الشرايين في الشريان الأورطي للفئران باستخدام Oil Red O. نظرا لأن الآفات التصلب الأذيني يمكن أن تتشكل في أي مكان في شجرة الأبهر بأكملها ، فإن طريقة تلطيخ الأبهر بالزيت الأحمر O بأكملها تتمتع بميزة تقييم اللويحات المحملة بالدهون في الشريان الأورطي بأكمله وجميع الفروع في فأر واحد. بالإضافة إلى تلطيخ الزيت الأحمر O ، يمكن استخدام الأبهر الكامل المعزول الطازج لمجموعة متنوعة من التجارب في المختبر وفي الجسم الحي وعزل الخلايا.

Introduction

عادة ما يحدث مرض الشريان التاجي، وهو سبب رئيسي للوفيات في الولايات المتحدة، بسبب تصلب الشرايين، وهي عملية تؤدي إلى تراكم اللويحات داخل جدران ^{الشرايين1}. تعد الفئران المعرضة لفرط شحميات الدم المعرضة لنقص Apoe و Ldlr أساسية لتحقيقات تصلب الشرايين ومضاعفاته وتطوير العلاجات2،^3،4،5. يعد التحديد الكمي لآفات تصلب الشرايين من الشريان الأورطي في الوجه تحليلا مهما لنقطة النهاية لتقييم تأثير التلاعب الجيني في أنواع الخلايا المختلفة. كما أنه يساعد على دراسة العلاجات الجديدة المصممة للتأثير على بدء مرض تصلب الشرايين وتطوره وانحداره. يمكن أن تتشكل آفات تصلب الشرايين في أي مكان في الشريان الأورطي وفروعه (أي الشرايين العضدية والسباتية وتحت الترقوة في الصدر، وكذلك الشرايين الكلوية والحرقفية والفخذية الشائعة أسفل الحجاب الحاجز)⁶. يتطلب التقييم الشامل لعبء تصلب الشرايين والعلاج المناسب تقييم عبء المرض في مواقع مختلفة ، وهو تحد غالبا ما يتم تجاهله.

يصف هذا البروتوكول كيفية إجراء تحليل شامل لآفات تصلب الشرايين ، بدءا من الشريان الأورطي الكامل غير المفتوح والمضي قدما في إعداد الوجه ، في فأر واحد. يسمح تلطيخ الشريان الأورطي الكامل غير المفتوح بالزيت الأحمر O بإجراء تقييم سريع ونوعي للويحات المحملة بالدهون في الشريان الأورطي بأكمله وفروعه ، بينما يوفر إعداد الوجه تقييما كميا لتوزيع آفة تصلب الشرايين في الشريان الأورطي للفأر.

تستخدم هذه التقنية فئران عمرها 8 أسابيع مع حذف TGFβR2 خاص بخلايا العضلات الملساء على خلفية Apoe-^/- hyperlipidemic (MYH11-CreERT2; Tgfbr2f/f;mT/mGf^/f; أبو-^/-; يشار إليها فيما يلي باسم الفئران TGFβR2iSMC-Apoe) وعناصر التحكم في القمامة ^Apoe-/- (MYH11-CreERT2;mT/mGf^/f; أبو-^/-; يشار إليها فيما يلي باسم Apoe-^/- الفئران). يتم الاحتفاظ بالحيوانات لمدة 16 أسبوعا على نظام غذائي عالي الكوليسترول عالي الدهون (HCHFD) كمواد ^دراسة7. عند إنهاء الدراسة ، يتم تلطيخ الأبهر الكامل غير المفتوح وتصويره (بما في ذلك جميع الفروع الرئيسية) باستخدام Oil Red O للتقييم النوعي للويحات المحملة بالدهون. يتم قطع الشريان الأورطي عن طريق إعداد الوجه ، ويتم تصوير جميع آفات تصلب الشرايين وتحديدها كميا. يمكن استخدام هذا البروتوكول لدراسة تطور آفة تصلب الشرايين في نماذج الفئران Apoe-/- أو Ldlr-^/- فرط شحميات الدم وتوسيعه ليشمل تطبيقات بيولوجيا الأوعية الدموية العامة المتعلقة بالشريان الأورطي.

Protocol

تم شراء الفئران mT / mG (رقم المخزون 007676) ، و Apoe-^/- (رقم المخزون 002052) من مختبر جاكسون. كانت الفئران Myh11-CreERT2 هدية من ستيفان أوفرمان (متوفرة من مختبر جاكسون كمخزون رقم 019079). تم الحصول على الفئران Tgfbr2fl ^{/ fl} من هارولد ل. موسى (جامعة فاندربيلت). تم تنفيذ جميع الإجراءات الحيوانية باستخدام بروتوكولات معتمدة من قبل لجنة رعاية واستخدام الحيوانات المؤسسية بجامعة ييل.

1. الفئران

1. إنتاج MYH11-CreERT2 ؛ mT / mGf / ^f ؛ أبو^-/- و MYH11-CreERT2; Tgfbr2f/f;mT/mGf^/f; Apoe-^/- الفئران كما هو موضح ^سابقا7. تولد سلالات متحولة إلى خلفية C57BL/6J لأكثر من عشرة أجيال.
   ملاحظة: يوفر خط الماوس Myh11-CreERT2 Cre أداة قوية لدراسة دور خلايا العضلات الملساء في توازن الأوعية الدموية وأمراض الأوعية الدموية. يتم إدخال أليل Cre في كروموسوم Y. وبالتالي ، فإن الفئران الإناث لا تعبر عن هذا البناء.

2. التنميط الجيني للفئران ، تحريض تاموكسيفين ، وتغذية النظام الغذائي عالي الدهون عالي الكوليسترول

1. إجراء التنميط الجيني للفأر باستخدام الحمض النووي لأذن الفأر وتحليل PCR. يجب عزل الحمض النووي لأذن الفأر باستخدام مجموعة عزل الحمض النووي للدم والأنسجة (جدول المواد) وفقا لتعليمات الشركة المصنعة. وترد في الجدول 1 قائمة بمواد الاشعال لتفاعل البوليميراز المتسلسل.
2. حث إعادة تركيب Cre-Lox عن طريق حقن تاموكسيفين عند 1 ملغ / يوم i.p. لمدة 5 أيام في MYH11-CreERT2 البالغ من العمر 6 أسابيع ؛ mT / mGf / ^f ؛ أبو^-/- و MYH11-CreERT2; Tgfbr2f/f;mT/mGf^/f; Apoe-^/- ذكر الفئران.
3. حث تصلب الشرايين عن طريق وضع الفئران الذكور البالغة من العمر 8 أسابيع (بعد أسبوعين من علاج تاموكسيفين) على نظام غذائي HCHF (40 ٪ من الدهون سعرة حرارية ، 1.25 ٪ من الكوليسترول ، 0 ٪ حمض الكوليك) لمدة 16 أسبوعا.

3. إعداد الكواشف وأدوات التشريح

1. إعداد محلول Stock Oil Red O: قم بإذابة 1 جم من الزيت الأحمر O في 100 مل من كحول الأيزوبروبيل.
2. إعداد محلول الزيت الأحمر O العامل: امزج 24 مل من محلول Oil Red O مع 16 مل من _dH2O. قم بتصفية الزيت الأحمر المخفف O مع مرشحات حقنة معقمة 0.45 ميكرومتر (الحل جيد فقط لمدة 1-2 ساعة).
3. 60٪ إعداد الكحول الأيزوبروبيل: مزيج 60 مل من الكحول الأيزوبروبيل مع 40 مل من _dH2O.
4. 4 ٪ الفورمالديهايد في إعداد 1x DPBS: تمييع 10 مل من الفورمالديهايد 16 ٪ في 30 مل من 1x DPBS.
5. تنظيف جميع أدوات التشريح مع 70 ٪ من الإيثانول (الشكل 1).

4. القتل الرحيم (الشكل 2 أ)

1. قياس وزن الفأر قبل القتل الرحيم.
2. القتل الرحيم للفأر عن طريق الحقن داخل الصفاق من الكيتامين والزيلازين (كل ملليلتر يحتوي على 10 ملغ / مل الكيتامين و 2 ملغ / مل زيلازين).
3. ضع الماوس في وضع ضعيف (جانب البطن وجها لوجه).

5. فتح تجويف الصدر والبطن وتروية القلب (الشكل 2B)

1. تحضير حقنة 10 مل مع 10 مل من 1x DPBS. غطاء بإبرة 25 جم. سيتم استخدام المحقنة لطرد القلب.
2. امسك الجلد باستخدام ملاقط (النمط 5) وقطعه بمقص ناعم من قاعدة البطن إلى أعلى الرقبة.
3. افتح جدار البطن أسفل القفص الصدري.
4. ارفع القص باستخدام ملاقط (النمط 5) واقطع الحجاب الحاجز ، ثم اقطع القفص الصدري لكشف التجويف الصدري.
5. قم بعمل شق صغير في الأذين الأيمن للقلب.
6. اندمج من خلال ثقب البطين الأيسر القمي عن طريق حقن 10 مل ببطء من 1x DPBS. بمجرد أن يتم فحصها بدقة ، يصبح لون الكبد والكلى بنيا فاتحا.
7. نظف تجويف الصدر من الدم والسوائل الدخيلة باستخدام إسفنجة غير منسوجة لامتصاص المادة.

6. عزل الشريان الأورطي والفروع (الشكل 2 ج)

1. قم بإزالة الأعضاء (أي الرئة والكبد والطحال والجهاز الهضمي والأعضاء التناسلية) وقطع الترقوة باستخدام ملاقط (النمط 5) ومقص دقيق مع ترك القلب والكلى والشريان الأورطي سليمة في الموقع.
   ملاحظة: تأكد من عدم تهتك القلب أو أي أوعية دموية رئيسية.
2. ضع الماوس تحت المجهر المجسم.
3. تشريح فروع الشريان الأورطي والشريان الأورطي بما في ذلك الشريان العضدي والشرايين السباتية والشرايين تحت الترقوة والشرايين الكلوية والشرايين الحرقفية الشائعة والشرايين الفخذية باستخدام ملاقط (النمط 4) ومقص الربيع.
   ملاحظة: غطي الشريان الأورطي بإسفنجة مبللة وغير منسوجة لتجنب الجفاف أثناء تشريح فروع الشريان الأورطي.
4. تشريح بعناية وإزالة الأنسجة الدهنية والضام حول فروع الشريان الأورطي والشريان الأورطي باستخدام ملاقط (النمط 4) ومقص الربيع.
   ملاحظة: نظرا لأن الالتهاب بارز في فأر فرط شحميات الدم تمدد الأوعية الدموية ، فمن الصعب إزالة الغدة الدرقية. احرص على عدم تمزيق أو تمزق فروع الشريان الأورطي والشريان الأورطي. هذه الخطوة تتطلب الممارسة والصبر.

7. تثبيت القلب والشريان الأورطي (الشكل 2D ، E)

1. تحضير حقنة 10 مل مع 10 مل من الفورمالديهايد 4 ٪ في 1x من DPBS. غطاء بإبرة 25 جم.
   تحذير: الفورمالديهايد خطير. اقرأ MSDS قبل العمل مع هذه المادة الكيميائية. ارتداء القفازات ونظارات السلامة وإنتاج حلول التخفيف داخل غطاء الدخان.
   ملاحظة: 4٪ يتحلل محلول الفورمالديهايد بمرور الوقت. من المهم استخدام الفورمالديهايد الطازج بنسبة 4٪ للتثبيت.
2. إصلاح شجرة الأوعية الدموية من خلال ثقب البطين الأيسر القمي عن طريق حقن ببطء 10 مل من الفورمالديهايد 4٪.
   ملاحظة: يتداخل تثبيت الفورمالديهايد مع العديد من التطبيقات النهائية ، مثل زراعة الخلايا ، وتحليل FACS ، وتحليل تسلسل الحمض النووي الريبي أحادي الخلية. تخطي هذه الخطوة إذا كان سيتم استخدام الشريان الأورطي لأي من هذه التطبيقات.
3. نظف تجويف الصدر من أي سائل غريب باستخدام إسفنجة غير منسوجة لامتصاص المادة.
4. افصل القلب عن الشريان الأورطي عن طريق الإمساك بالقلب باستخدام ملاقط (النمط 4) واستخدام مقص زنبركي دقيق التشريح.
   ملاحظة: لإجراء تلطيخ في الوجه بالزيت الأحمر O بعد هذه الخطوة ، يوصى بقطع الشريان الأورطي مفتوحا في الموقع بدلا من خارج الجسم الحي والمتابعة إلى القسم 8. هذا يجعل من السهل على الشريان الأورطي في الوجه الاستلقاء بشكل مسطح.
5. عزل واستئصال الشريان الأورطي وكبيره من 1 مم فوق الشريان السباتي إلى نهاية الشريان الفخذي باستخدام ملاقط (النمط 4) ومقص الربيع.
6. انقل الوعاء إلى طبق بتري شمعي أو أنبوب طرد مركزي دقيق 1.5 مل واملأه ب 1x DPBS حتى يغطي الشريان الأورطي.
   ملاحظة: يمكن إيقاف البروتوكول مؤقتا هنا.

8. تلطيخ الزيت الأحمر O وتصوير الشريان الأورطي الكامل غير المفتوح (الشكل 3)

1. قم بتثبيت الوعاء على طبق بتري من الشمع باستخدام دبابيس دقيقة (الشكل 3A).
2. شطف السفينة مرة واحدة مع 1x DPBS.
3. صب 25 مل من محلول الزيت الأحمر الطازج O في طبق بتري (الشكل 3B).
   ملاحظة: (1) الأيزوبروبانول خطير وسائل قابل للاشتعال. استخدام معدات الحماية الشخصية المناسبة. (2) يمكن أن يترسب محلول Oil Red O بسهولة. يمكن أن تتداخل الجسيمات المترسبة مع التلطيخ اللاحق. من المهم إزالة الراسب عن طريق تصفية محلول Oil Red O من خلال مرشح 0.45 ميكرومتر قبل الاستخدام. (3) من الأفضل تحضير محلول Oil Red O الطازج والتخلص من أي محلول غير مستخدم. (4) بالإضافة إلى Oil Red O ، السودان الرابع هو مركب كيميائي آخر يستخدم لتلطيخ الدهون والدهون الثلاثية والبروتينات الدهنية. ومع ذلك ، فقد حل Oil Red O تدريجيا محل السودان IV لأن اللون الأحمر الذي ينتجه Oil Red O أكثر كثافة وبالتالي يمكن أن يجعل الدهون أسهل بكثير في الرؤية.
4. قم بتلطيخ الشريان الأورطي لمدة 60 دقيقة في درجة حرارة الغرفة (RT). سوف يقوم الزيت الأحمر O بتلطيخ البلاك الغني بالدهون باللون الأحمر ، تاركا المناطق الأخرى التي لا تحتوي على البلاك شاحبة اللون.
5. يغسل مرة واحدة لمدة 20 دقيقة مع 60٪ ايزوبروبانول في RT.
   ملاحظة: الإفراط في الشطف يمكن أن يزيل البلاك.
6. شطف الشريان الأورطي 3x مع _dH2O لمدة 5 دقائق لإزالة الأيزوبروبانول.
7. تحت المجهر المجسم، نظف بلطف جميع الأنسجة الدهنية المحيطة بالأوعية الدموية حول الشريان الأورطي باستخدام ملاقط (النمط 4) ومقص زنبركي (الشكل 3C، D).
   ملاحظة: من المهم تنظيف جميع الأنسجة الدهنية المحيطة بالأوعية الدموية حول الشريان الأورطي وفروعه بعد التلطيخ ، لأن الأنسجة الدهنية حول الأوعية الدموية الملطخة باللون الأحمر O يمكن أن تنتج خلفية خاطئة وتتداخل مع قياس البلاك وتحديد مساحة اللويحات. تأكد من عدم إزالة جزء من جدار الأبهر. املأ طبق الشمع ب _dH2O حتى يغطي الشريان الأورطي الملون أثناء التنظيف. هذه الخطوة تتطلب الممارسة والصبر.
8. انقل الوعاء إلى شريحة مجهر زجاجية نظيفة.
9. احصل على صور مجهرية رقمية باستخدام كاميرا متصلة بمجهر ضوئي. احفظ الصور عالية الدقة، ويفضل أن يكون ذلك بتنسيق ملف الصور (TIFF) (الشكل 3E).
   ملاحظة: يمكن إيقاف البروتوكول مؤقتا هنا. لمنع الشريان الأورطي من الجفاف ، انقل الوعاء إلى أنبوب طرد مركزي دقيق 1.5 مل واملأه ب 1x DPBS حتى يغطي الشريان الأورطي. يخزن على درجة حرارة 4 درجات مئوية.

9. تصاعد الشريان الأورطي في الوجه (الشكل 4 ، الشكل 5)

1. انقل الوعاء إلى طبق بتري الشمع واملأه ب 1x DPBS حتى يغطي الشريان الأورطي.
2. قطع الشرايين السباتية تحت الترقوة في قوس الأبهر والشرايين الحرقفية في الشريان الأورطي البطني 1-2 مم بعد التشعبات. قطع الشرايين الكلوية. (الشكل 4 ألف)
3. قطع طوليا إعداد الشريان الأورطي على طول الانحناء الداخلي (الشكل 4B1) والشرايين الحرقفية وحدها (الشكل 4B2) مع مقص زنبركي تشريحي دقيق.
4. اقطع الفروع الثلاثة للقوس الأبهري (أي الترشيح ، الشريان السباتي المشترك الأيسر ، الشريان تحت الترقوة الأيسر) على طول الانحناء الأكبر حتى المستوى الأساسي للانحناء الداخلي (x-mark) (الشكل 4B3-B8) باستخدام مقص زنبركي تشريحي دقيق.
5. قم بتثبيت الشريان الأورطي بشكل مسطح (جانب التجويف وجها لوجه) في طبق شمعي مع دبابيس دقيقة وتطبيق 1x DPBS حتى يغطي الشريان الأورطي لمنعه من الجفاف (الشكل 4C).
   ملاحظة: (1) من المهم جعل الشريان الأورطي الملفوف مسطحا وتثبيته على وجهه دون التمدد. ستستغرق هذه الخطوة بضعة أيام اعتمادا على شدة تصلب الشرايين. (2) بالنسبة للشريان الأورطي من Apoe-/- أو Ldlr-^/- ، يوصى بتثبيت الشريان الأورطي بشكل مسطح لمدة 24 ساعة. (3) يمكن إيقاف البروتوكول مؤقتا هنا.
6. نظف شرائح المجهر الزجاجي باستخدام 70٪ من الإيثانول ومساحات المهام الحساسة (الشكل 5A).
7. انقل الشريان الأورطي إلى شريحة مجهر زجاجية نظيفة وضع 15 قطرة من مركب درجة حرارة القطع المثلى (OCT) على شريحة مجهر زجاجية نظيفة أخرى (الشكل 5B).
8. ضع شريحة المجهر الزجاجي بعناية مع مركب OCT فوق الشريان الأورطي وتجنب محاصرة فقاعات الهواء على الشريحة (الشكل 5C).
9. قم بتسمية الشرائح بأسماء العينات (الشكل 5D).
   ملاحظة: يمكن تخزين شرائح الشريان الأورطي المثبتة في الوجه في غرفة الرطوبة عند 4 درجات مئوية لعدة أشهر.

10. التصوير وتحديد كمية الآفة للشريان الأورطي في الوجه (الشكل 6)

1. احصل على صور مجهرية رقمية باستخدام كاميرا متصلة بمجهر ضوئي. احفظ الصور عالية الدقة، ويفضل أن يكون ذلك بتنسيق ملف الصور (TIFF) (الشكل 6A).
2. انقل صور الشريان الأورطي الكامل الملطخ بالوجه إلى جهاز كمبيوتر مجهز ببرنامج ImageJ.
3. في ImageJ ، حدد أداة "التحديد الحر" وقم بوضع دائرة حول جميع اللوحات الملطخة بالألوان باللون الأحمر الزيتي يدويا (بقع حمراء مكثفة) أثناء الضغط على مفتاح "Alt" (لجهاز الكمبيوتر الذي يعمل بنظام Windows) أو مفتاح "Shift" (لنظام التشغيل Mac). ثم انقر فوق "قياس" في قائمة "تحليل" لعرض مناطق الآفة في نافذة النتيجة (الشكل 6B على اليسار).
   ملاحظة: هناك العديد من المزالق لتحديد كمية آفات تصلب الشرايين: (1) أي قطع صغيرة من الدهون الظهورية الملطخة التي ظلت متصلة بالشريان الأورطي من الخطوة 8.7 يمكن أن تسفر عن خلفية خاطئة وتتداخل مع تحديد كمية اللويحات. (2) إزالة جزء من جدار الأبهر أو إتلاف الشريان الأورطي من الخطوتين 6.4 و 8.7 يمكن أن تتداخل مع تحديد كمية اللويحات. (3) يمكن أن تتداخل الفقاعات والطيات التي تشكلت في الشريان الأورطي بعد التركيب (الخطوة 9.8) مع تحديد كمية اللويحات. و (4) لوحة تصلب الشرايين هي ظاهرة ثلاثية الأبعاد ، وقد لا تعكس القياسات التي يتم إجراؤها في مستوى 2D المدى الحقيقي للوحة. بالإضافة إلى تحليل منطقة لوحة الشريان الأورطي en face ، يوصى بتحليل حجم اللويحات في جذر الأبهر والشريان العضدي العضدي والشريان الأورطي الصاعد والشريان الأورطي البطني بشكل ^منفصل8.
4. ضع دائرة حول خط الحدود الخارجي للشريان الأورطي وانقر فوق "قياس" في قائمة "تحليل" لعرض منطقة الشريان الأورطي في نافذة النتيجة (الشكل 6B على اليمين).
5. تصدير كافة القياسات إلى ملف Excel.
6. احسب نسبة مساحة البلاك من إجمالي مساحة الشريان الأورطي وقم بتطبيع القيمة كنسبة مئوية من إجمالي مساحة سطح الزيت الأحمر O.
7. احسب نسبة مساحة البلاك في 8-10 فئران Apoe-^/- و 8-10 TGFβR2iSMC-Apoe. اعرض البيانات كمتوسط ± SEM (الشكل 6C).
8. قم بإجراء اختبار t للطالب غير المقترن للتحليل الإحصائي لنسبة بيانات منطقة اللوحة مقارنة بمجموعة ماوس أخرى. ضع في اعتبارك الاختلافات في القيم المتوسطة على أنها معنوية عند p < 0.05.

النتائج

في هذا البروتوكول ، تم تحليل آفات تصلب الشرايين في الفئران TGFβR2iSMC-Apoe بعد 4 أشهر على نظام غذائي HCHF ⁷. بالإضافة إلى تصلب الشرايين واسع النطاق ، طورت هذه الفئران تمدد الأوعية الدموية الأبهري الصدري والبطني ، كما ذكر سابقا. بالمقارنة مع الفئران Apoe-^/- ، أظهرت جدران الأبهر ?...

Discussion

البروتين الشحمي E (Apoe) ومستقبلات البروتين الدهني منخفضة الكثافة (Ldlr) الفئران الناقصة مفيدة لدراسة تطور وعلاج تصلب الشرايين. يمكن للمحققين تقييم تأثير الوراثة والتلاعب العلاجي على بدء الأمراض المرتبطة بتصلب الشرايين وتطورها وتراجعها باستخدام تلطيخ الزيت الأحمر O للشريان الأورطي...

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
1.5 mL Eppendorf tube	DENVILLE	C2170
10 mL syringe	BD	302995
16% Formaldehyde	Polysciences	18814-10
70% ethanol	VWR	RC2546.70-5	To clean the dissection tools
Black dissection wax	CR Scientific	C3541
Corn oil	Sigma	C8267	Solvent for Tamoxifen
DNeasy Blood & Tissue kit	QIAGEN	69506	To isolate DNA from mouse ear
Dulbecco’s Phosphate-buffered saline (1X DPBS), pH 7.4	Gibco	14190-144
Fine scissors	Fine Science Tools	14059-11	To cut the mouse skin and open the ribcage
Fisherbrand Economy Plain Glass Microscope Slides	Fisher Scientific	12-550-A3
High cholesterol high fat diet	Research Diets	D12108	To induce atherosclerosis
Imaging software	National Institutes of Health	Image J	Aortic lesion quantification
Isopropanol	VWR	JT9079-5
Kimwipes	Fisher Scientific	06-666A	To clean the glass microscope slides
McPherson-Vannas Micro Dissecting Spring Scissors	ROBOZ	RS-5602	To separate the heart and the aorta and to cut open the aorta and aorta branches
Microscope control software	Olympus	DP Controller	For aorta imaging
Minutien pins	Fine Science Tools	26002-10
Needle-25G	BD	305124
NonWoven Sponge	McKesson	94442000
Oil Red O	Sigma	O-0625	To stain the atherosclerosis lesions
Pall Acrodisc Sterile Syringe Filters with Super Membrane	VWR	28143-312	To filter working Oil Red O solution
Spring Scissors	Fine Science Tools	15021-15	To dissect and clean the aorta
Statistical software	GraphPad	Prism 8	Statical analysis
Stereomicroscope	Nikon	SMZ1000	For aorta dissection
Stereomicroscope	Olympus	SZX16	For aorta imaging
Tamoxifen	Sigma	T5648	To induce Cre-loxP recombination
Tissue-Tek O.C.T Compound, Sakura Finetek	VWR	25608-930
Tweezer Style 4	Electron Microscopy Sciences	0302-4-PO	To cut the mouse skin and open the ribcage
Tweezer Style 5	Electron Microscopy Sciences	0302-5-PO	To dissect and clean the aorta