JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

هنا ، نصف استخدام التصوير المقطعي للتماسك البصري للمجال الطيفي (SD-OCT) لتصور هياكل الشبكية والعين في الجسم الحي في نماذج تنكس الشبكية ، والزرق ، واعتلال الشبكية السكري ، وقصر النظر.

Abstract

التصوير المقطعي للتماسك البصري الطيفي (SD-OCT) مفيد لتصور هياكل الشبكية والعين في الجسم الحي. في مجال البحث ، يعد SD-OCT أداة قيمة لتقييم وتوصيف التغيرات في مجموعة متنوعة من نماذج أمراض وإصابات الشبكية والعين. في نماذج تنكس الشبكية الناجم عن الضوء ، يمكن استخدام SD-OCT لتتبع ترقق طبقة المستقبلات الضوئية بمرور الوقت. في نماذج الجلوكوما ، يمكن استخدام SD-OCT لمراقبة انخفاض طبقة الألياف العصبية في شبكية العين وسمك الشبكية الكلي ومراقبة حجامة العصب البصري بعد إحداث ارتفاع ضغط الدم في العين. في القوارض المصابة بالسكري ، ساعد SD-OCT الباحثين على ملاحظة انخفاض سمك الشبكية الكلي وكذلك انخفاض سمك طبقات شبكية معينة ، وخاصة طبقة الألياف العصبية في شبكية العين مع تطور المرض. في نماذج الماوس من قصر النظر ، يمكن استخدام SD-OCT لتقييم المعلمات المحورية ، مثل تغيرات الطول المحوري. تشمل مزايا SD-OCT التصوير في الجسم الحي لهياكل العين ، والقدرة على تتبع التغيرات الكمية في أبعاد العين بمرور الوقت ، وسرعة المسح السريع والدقة العالية. هنا ، نقوم بتفصيل طرق SD-OCT ونعرض أمثلة على استخدامه في مختبرنا في نماذج تنكس الشبكية ، والزرق ، واعتلال الشبكية السكري ، وقصر النظر. تشمل الطرق التخدير وتصوير SD-OCT ومعالجة الصور لقياسات السماكة.

Introduction

التصوير المقطعي للتماسك البصري الطيفي (SD-OCT) هو طريقة تصوير دقيقة وعالية الدقة تسمح للأطباء والباحثين بفحص هياكل العين بشكل غير جراحي. تعتمد تقنية التصوير هذه على قياس التداخل لالتقاط صور شبكية ثلاثية الأبعاد في الجسم الحي بمقياس ميكرومتر 1,2. لقد أصبحت واحدة من أكثر طرق التصوير استخداما في أبحاث الرؤية وفي العيادة بسبب سهولة اكتشاف ودقة السمات المرضية مثل العيوب الهيكلية و / أو ترقق طبقات الشبكية والسائل تحت الشبكية3. في البحث باستخدام النماذج الحيوانية للاضطرابات المرتبطة بالرؤية ، قدمت SD-OCT تحليلات أساسية غير جراحية للعلاقات بين البنية والوظيفة وأصولها النسيجية المرضية4. نظرا لدقتها (حتى 2-3 ميكرون ، اعتمادا على العمق في العين5) ، فإن SD-OCT لديها القدرة على اكتشاف حتى التغيرات الصغيرة في سمك طبقة الشبكية. يمكن أن يوفر هذا النوع من التحليل معلومات أساسية لتطور المرض وتقييم فعالية طرق الحماية العصبية والعلاجات للاضطرابات المرتبطة بالرؤية.

SD-OCT هو بديل غير جراحي لفحص البنية نسيجيا ، وقد ثبت أن الاثنين مرتبطان6. في حين أن SD-OCT لا يصل إلى الدقة الخلوية ، إلا أنه يسمح بإجراء دراسات طولية على الحيوانات. هذا مفيد لأنه يمكن تتبع تطور المرض في الحيوانات الفردية بمرور الوقت بدلا من الاضطرار إلى القتل الرحيم للحيوانات في نقاط زمنية محددة. ومع استمرار تحسن تقنيات التصوير، ستتقدم تقنية SD-OCT أيضا، مما يوفر جودة صورة محسنة بالإضافة إلى القدرة على تقييم العمليات البيولوجية مثل وظيفة الأوعية الدموية في شبكية العين بتفاصيل دقيقة. حتى منذ ظهورها في عام 1991 ، شهدت تقنية SD-OCT تقدما هائلا في الدقة والسرعة والحساسية7.

تستخدم الدراسة الحالية نظام SD-OCT لقياس التغيرات في طبقات الشبكية في نماذج القوارض لتنكس الشبكية والزرق واعتلال الشبكية السكري. نظام SD-OCT المستخدم هنا هو نظام OCT بمجال فورييه يستخدم ضوءا منخفضا للطاقة وقريبا من الأشعة تحت الحمراء للحصول على الصور التي تم حلها بعمق ومعالجتها وتخزينها في الوقت الفعلي. يتمتع نظام SD-OCT بقدرة تصوير عمق ممتدة في نطاق الطول الموجي 800 نانومتر ، مما يوفر عمقا 8 مم ودقة 4 ميكرومتر. في اكتشاف مجال فورييه ، يتم تحويل إشارة التداخل بين الضوء المتناثر من الأنسجة والمسار المرجعي إلى فورييه لإنشاء عمليات مسح محورية و / أو ملامح عمق محورية ذات كثافة مبعثرة8. بالنسبة للدراسات هنا ، يتم فحص شعاع OCT على بنية الشبكية المطلوبة أثناء الحصول على مسح محوري بشكل متسلسل. عادة ، يكتسب نمط المسح الشبكة ثنائية الأبعاد (B-Scans) كمجموعة من خطوط المسح الخطي أحادي البعد (A-Scans) ، والتي تتوافق مع صور مقطعية 2D باستخدام نمط المسح النقطية. بالنسبة للدراسات التي تركز على قصر النظر في الفئران ، يستخدم هذا النظام أيضا لقياس أبعاد هياكل العين (على سبيل المثال ، سمك القرنية ، وسمك العدسة ، وعمق الغرفة الزجاجية ، والطول المحوري).

يسمح النظام الحالي للمستخدمين بتصميم بروتوكولاتهم الخاصة ، وإنشاء عمليات مسح يمكن تخصيصها واختيارها بناء على الهياكل العينية ذات الاهتمام. تجعل عمليات الفحص الرئيسية الواردة في هذه البروتوكولات المحددة من قبل المستخدم تقنية التصوير هذه سهلة الاستخدام. بالنسبة لتحليلات الصور ، قمنا بتطوير برمجة مخصصة في برنامج نمذجة رياضية. SD-OCT هي أداة قوية لتحديد التغيرات المرضية في هياكل العين وقياسها بشكل غير جراحي ومراقبة تطور الأمراض المرتبطة بالرؤية.

Protocol

تمت الموافقة على جميع الإجراءات الموصوفة من قبل لجنة رعاية واستخدام الحيوانات المؤسسية لشؤون المحاربين القدامى في أتلانتا وتتوافق مع دليل المعاهد الوطنية للصحة لرعاية واستخدام المختبر (منشورات المعاهد الوطنية للصحة، الطبعة 8 ، محدثة 2011).

ملاحظة: نظام SD-OCT المستخدم لتطوير البروتوكول أدناه موضح في جدول المواد. في حين أن بعض الإجراءات خاصة بهذا النظام المعين ، يمكن تكييف النهج العام مع أجهزة OCT الأخرى والنماذج الحيوانية. علاوة على ذلك ، في مختبرنا ، تستخدم هذه البروتوكولات بشكل شائع في الفئران والجرذان. ومع ذلك ، يمكن اعتماد النهج العام لنماذج حيوانية مختلفة وأجهزة SD-OCT بشرط أن يكون لدى الفرد العدسة والقدرات الصحيحة على أجهزته.

1. قم بإعداد معدات التصوير المقطعي للتماسك البصري

  1. افتح برنامج SD-OCT (جدول المواد).
  2. حدد من يأخذ OCT ، والدراسة ، وذراع العلاج (إذا كان ذلك مناسبا). قم بتسمية هذه الفئات بطريقة تساعد الباحثين في البحث عن عمليات الفحص المطلوبة لاحقا أثناء تحليل البيانات.
    1. في علامة التبويب المريض/الفحص ، انقر فوق فاحص الاختبار. حدد اسم الفاحص. استخدم زر إعداد الفاحصين والأطباء لإضافة فاحصين جدد.
    2. انقر فوق اسم الدراسة لتعريف الدراسة. انقر فوق علامة التبويب دراسة لإضافة دراسة جديدة أو تعديل العلاجات في دراسة موجودة. انقر على يمين حدد ذراع العلاج لتحديد ذراع العلاج .
  3. انقر فوق الزر إضافة مريض ، والذي يستخدم لإضافة نقطة زمنية جديدة لمجموعة بأكملها. عندما تظهر النافذة ، أدخل رقم الهوية والاسم الأول واسم العائلة. حدد ذكر أو أنثى. أدخل تاريخ الميلاد.
  4. انقر فوق الزر "إضافة اختبار " لإضافة الفئران الفردية. لتحديد الفئران ، انقر فوق امتحان. انقر على تحرير الاختبار. أدخل رقم المعرف في المربع إدخال ملاحظات . انقر فوق الزر حفظ التغييرات .
  5. قم بتوصيل العدسة المناسبة بالجهاز (الشكل 1B) ، وحدد التكوين المقابل في البرنامج ، واطلب موضع الذراع المرجعي المرتبط.
    ملاحظة: يحتوي نظام SD-OCT الموصوف على عدسات مخصصة وأنماط مسح محددة مسبقا وإعدادات ذراع مرجعية خاصة بأنواع الحيوانات ومنطقة العين التي يتم تصويرها (شبكية العين أو القرنية أو الفأر أو الفئران). بعض هذه التفاصيل خاصة بنظام SD-OCT الموصوف (انظر جدول المواد). على سبيل المثال ، لا توفر جميع الأجهزة ضبطا يدويا لطول مسار الذراع المرجعي .
  6. في علامة التبويب المريض / الفحص ، انقر نقرا مزدوجا فوق الاختبار المميز للمتابعة إلى علامة التبويب التصوير وبدء التصوير أو ببساطة انقر فوق علامة التبويب التصوير . إذا كان هناك فحص افتراضي ، فانقر بزر الماوس الأيمن لحذفه.
  7. قم بتحميل بروتوكول فحص محدد مسبقا بالنقر فوق الزر تحديد بروتوكول من القائمة . بدلا من ذلك ، أضف عمليات مسح فردية.
  8. بالنسبة لنماذج الفئران من الجلوكوما واعتلال الشبكية السكري ونماذج الفئران من تنكس الشبكية ، اختر مجموعة مسبقة تتكون من أربع صور: 2 OD و 2 OS scans. بالنسبة لقصر النظر بالماوس ، اختر إعدادا مسبقا يتكون من 8 صور: 4 OD و 4 عمليات مسح لنظام التشغيل.
    ملاحظة: سيتم شرح التصوير المحدد مسبقا بمزيد من التفصيل في القسم 3. هذا شيء يصنعه كل مختبر لنفسه أو مع الشركة المصنعة أثناء التثبيت في الموقع.

2. تخدير الحيوان

  1. تطبيق مخدر.
    1. تخدير الفئران بالكيتامين (60 ملغ/كغ) وزيلازين (7.5 ملغ/كغم) عن طريق الحقن داخل الصفاق.
    2. تخدير الفئران بالكيتامين (80 ملغ/كغ) وزيلازين (16 ملغ/كغ) عن طريق الحقن داخل الصفاق.
    3. انتظر حتى يتم تخدير الحيوانات بالكامل ولا تستجيب لقرصة إصبع القدم.
  2. تطبيق قطرات توسيع حدقة العين (1٪ تروبيكاميد). انتظر حتى يتوسع التلاميذ قبل التصوير.
    ملاحظة: توسيع حدقة العين يزيد من مجال الرؤية ولكنه ليس شرطا. يجب أيضا استخدام قطرات مخدر موضعية (القرنية) (0.5٪ تيتراكائين) لتخدير العين إذا كان أي شيء سيلمس العين (على سبيل المثال ، في حالة وضع العدسات اللاصقة أو استخدام دليل). الدليل هو جهاز يتم وضعه فوق رأس المسح الضوئي ويساعد المبتدئين على اصطفاف العين ورأس المسح.
  3. بعد تخدير القوارض ، ضع القوارض في نظام محاذاة القوارض الذي يمكنه تدوير الحيوان في مساحة ثلاثية الأبعاد (الشكل 1 أ ، 1 ج ، & 1 د). توفير الدعم الحراري.
    ملاحظة: حاليا ، نستخدم أنظمة محاذاة القوارض للفئران والجرذان المصممة والمباعة بجهاز SD-OCT.
  4. ضع سائلا (مثل الدموع المالحة أو الاصطناعية) للحفاظ على ترطيب العينين. تأكد من أن العين لا تجف أثناء التصوير بحيث يتم الحفاظ على الخصائص البصرية للعين بين عمليات المسح (عندما تكون القرنية مبللة ، يمكن رؤية الشبكية بوضوح).
    1. تأكد من الحفاظ على الرطوبة في العين المقابلة عند مسح العين الأولى حتى لا تجف.
  5. استخدم مسحا دقيقا للتخلص من المحلول الملحي الزائد قبل التصوير مباشرة ، لأن الكثير أو القليل جدا من مواد التشحيم على العين ستؤثر على جودة الصورة.
    ملاحظة: لا ينصح باستخدام جل التشحيم المعقم أثناء OCT لأنه يمكن أن يتداخل مع التصوير. إذا لزم الأمر ، يمكن استخدام هلام التشحيم المعقم بعد العملية. يمكن أيضا وضع العدسات اللاصقة لضمان الرطوبة الكافية على العين طوال الاختبار. في تجربتنا ، لم توفر العدسات اللاصقة تحسنا ملحوظا في جودة الصورة ، لكن العدسات اللاصقة تساعد في تقليل خطر جفاف القرنية أثناء جلسة التصوير.

3. تصوير القوارض OCT

  1. ابدأ بعين واحدة (OS أو OD) وصور العين المقابلة بعد ذلك.
    1. ضع الحيوان باستخدام حركتي الدوران لنظام محاذاة القوارض ، بحيث تكون النظرة أفقية وتنظر إلى أسفل محور عدسة OCT (الشكل 1D).
    2. استخدم OCT في وضع التشغيل الحر لتوجيه شبكية العين لجمع البيانات. استخدم وضع الهدف (بالنقر فوق زر الهدف) في البداية لعرض مستمر لكل من عمليات المسح الأفقية والرأسية B في الوقت الفعلي.
    3. حرك رأس الفحص بالقرب من العين حتى تصبح شبكية العين مرئية (نظرا لأن عدسات شبكية العين للفأر والفئران ذات تركيز ثابت ، فإن تحريك العدسة نحو العين يركز بشكل أعمق في شبكية العين). ثم استخدم نظام محاذاة القوارض لضبط وضع الحيوان لأعلى / لأسفل والدوران / الالتواء لوضع رأس العصب البصري في المركز ، وجعل المسح الأفقي أفقيا ، والمسح الرأسي الرأسي (الشكل 1 أ).
    4. اضبط مسافة العمل بحيث تكون صورة الشبكية مسطحة وليست منحنية.
    5. اضبط موضع الذراع المرجعي للاحتفاظ بالصورة بالقرب من أعلى نافذة العرض. احرص على عدم الدفع بعيدا وإلا ستنقلب صورة العين على نفسها.
  2. تصوير الشبكية
    1. بالنسبة لنماذج الجلوكوما وتنكس الشبكية واعتلال الشبكية السكري: حدد فحصا حجميا يتكون من 1000 × 100 × 1 (مسح A × B مسح x مسح B متكرر) لحساب المتوسط. في الفئران ، خذ فحصا للحجم بحجم 3 × 3 مم. في الفئران ، قم بإجراء مسح بحجم 1.5 × 1.5 مم.
    2. قم بتوسيط العصب البصري في الوصول الأفقي والرأسي بحيث يكون مسح الحجم في المنتصف. خذ بعض الوقت للتأكد من أن رأس العصب البصري في مركز الفحص ومستقيم على طول المحاور الأنفية الصدغية والعلوية السفلية (الشكل 2). قم بالمسح وإعادة التوسيط للتأكد من أنه في المنتصف تماما ، إذا لزم الأمر. كرر هذا الفحص حسب الضرورة حتى يتم توسيط رأس العصب البصري ومحاذاته على طول كلا المحورين. انقر فوق الزر لقطة لالتقاط صورة.
      ملاحظة: تحتوي بعض أجهزة SD-OCT على خيار معالجة انحناء العين بصريا (على سبيل المثال ، الصورة مسطحة) عن طريق ضبط مسافة العين من مصدر الضوء باستخدام الذراع المرجعي. نوصي بتسطيح الصور وتوسيطها عند إجراء قياسات سمك مباشرة عبر طبقات الشبكية لتحسين الدقة على طول الاتجاه الأمامي الخلفي.
    3. انقر فوق الزر حفظ لحفظ الصورة.
    4. قم بإجراء فحص شعاعي متمركز عند رأس العصب البصري بحجم 1000 × 4 × 20 (A-scan x B-scan x B-scans المتكرر). استخدم فحوصات B المتكررة لتعزيز وضوح صورة العين أو شبكية العين ، مما سيساعد على تفسير مناطق العين أو طبقات الشبكية أثناء تحليل البيانات.
      ملاحظة: مرة أخرى ، في الفئران هذا المسح الشعاعي هو 3 ملم ، بينما في الفئران المسح شعاعي هو 1.5 ملم.
    5. احفظ الصورة.
    6. كرر الخطوات من 3.1 إلى 3.2.5 في العين المقابلة.
  3. قياسات الطول المحوري
    1. بالنسبة للمشاريع التي تتضمن تصوير العين بأكملها ، مثل قصر نظر الفأر ، قم بإجراء ثلاثة فحوصات للعين بأكملها ومسح شبكية واحد لكل عين. اختر مجموعة مسبقة تتكون من مسح شعاعي بحجم 500 × 20 × 1 ويشمل القطر الكامل للعين.
      ملاحظة: يوفر هذا الإعداد صورة لكامل طول عين الفأرة من القرنية إلى المشيمية.
    2. تمركز منتصف العين والشبكية في مجال الرؤية. خذ ثلاث فحوصات شعاعية (مسح كامل للعين): مسح B خطي بحجم 1000 × 5 × 2 ومسحان خطيان B إضافيان 1000 × 5 × 2 في نفس الموقع. احفظ الصور.
    3. بعد ذلك ، إذا رغبت في ذلك ، قم بالتكبير وإجراء مسح حجمي أو مستطيل (مسح شبكية العين) مشابه للوصف الوارد في 3.2 والذي يتكون من مسح 1000 × 20 أمبير × ب. احفظ مسح وحدة التخزين.
    4. كرر الخطوات من 3.3 إلى 3.3.3 في العين المقابلة.
      ملاحظة: قياسات الطول المحوري ممكنة فقط على العيون الصغيرة (الماوس أو أصغر) نظرا لأن نافذة التصوير للأنظمة الحالية ليست كبيرة بما يكفي لالتقاط عين أكبر.

4. خطوات ما بعد التصوير

  1. قم بتخزين البيانات المحفوظة على سحابة ، وهي ممارسة جيدة لإدارة البيانات وتسمح بالوصول السهل للتحليل اللاحق. إجراء تحليل البيانات باستخدام برنامج مخصص تم تطويره في برنامج النمذجة الرياضية (جدول المواد).
  2. قم بإزالة القوارض من نظام محاذاة القوارض وإعطاء حقنة داخل الصفاق من أتيباميزول (1 مجم / كجم للجرذان والفئران) لعكس آثار الزيلازين ، بحيث يستيقظ القوارض بسرعة أكبر.
  3. اسمح للقوارض بالتعافي على وسادة التدفئة على نار خفيفة. أعط قطرات ملحية إضافية حسب الحاجة. إعادة القوارض إلى قفص منزلهم عندما يستعيدون الإسعاف الكامل.
  4. أغلق البرنامج وأوقف تشغيل OCT.

5. المعالجة اللاحقة لصور OCT

  1. معالجة الصور باستخدام برنامج مخصص تم تطويره في برنامج نمذجة رياضية ليناسب احتياجات OCT المحددة (على سبيل المثال ، قياس سمك مناطق الاهتمام عن طريق وضع علامة على الصور يدويا).
  2. اعتمادا على الغرض من الصورة (شبكية الفأر أو شبكية الفئران أو قصر النظر / الطول المحوري) ، استخدم أحد البرامج الثلاثة المختلفة:
    1. لمعالجة شبكية العين ، حدد فحوصات OCT لتحميلها. أولا ، حدد مركز رأس العصب البصري بنقرة بسيطة.
    2. شاهد البرنامج وهو يولد خطوطا عمودية تحدد المسافات على جانبي رأس العصب البصري. لاحظ أنه في شبكية الفئران ، تكون هذه الخطوط على بعد 0.5 مم و 1.2 مم من مركز رأس العصب البصري ، ليصبح المجموع 4 خطوط رأسية تمثل المحاور الأنفية الصدغية والسفلية العلوية للعين اعتمادا على الفحص B الشعاعي الذي تم تحليله حاليا.
      ملاحظة: في شبكية الفأر ، تكون هذه الخطوط الرأسية عند 0.25 مم و 0.5 مم من مركز رأس العصب البصري.
    3. حدد الطبقات التالية على طول كل سطر:
      طبقة الألياف العصبية الشبكية (RNFL) ، طبقة الضفيرة الداخلية (IPL) ، الطبقة النووية الداخلية (INL) ، طبقة الضفيرة الخارجية (OPL) ، الطبقة النووية الخارجية (ONL) ، غشاء الحد الخارجي (ELM) ، الأجزاء الداخلية / الأجزاء الخارجية (IS / OS) ، ظهارة صبغة الشبكية (RPE) ، وسمك الشبكية الكلي.
      ملاحظة: لا يحتوي الفحص الشعاعي عادة على تسميات أنفية / زمنية وأعلى / أدنى عند فتحه. يمكن إنشاء عمليات المسح بحيث يكون لها اتجاه n / t و s / I ، ويتم تحليل عمليات المسح هذه على وجه الخصوص لاحقا.
    4. بعد تحديد صورة وإغلاق البرنامج ، قم بتصدير هذه القياسات إلى برنامج جدول بيانات لتحليل البيانات.
  3. استخدم قيم الطول والسمك هذه من الخطوة 5 لإجراء مقارنات بين المجموعات ، على سبيل المثال ، تحديد ما إذا كانت هناك اختلافات إقليمية (n / t / s / i) ، أو تغييرات طولية.
  4. بالنسبة لقياسات الشبكية ، حدد أولا ما إذا كانت هناك أي اختلافات في المحور الأنفي الصدغي والمحور السفلي العلوي عند مسافات 0.5 مم و 1.2 مم.
    ملاحظة: إذا لم يتم ملاحظة الاختلافات في الأرباع ، فقد يتم حساب متوسط قياسات 0.5 مم و 1.2 مم معا. هذا هو نهج مماثل لمسح شبكية العين الماوس فقط في 0.25 ملم و 0.5 ملم.
  5. لدراسات قصر النظر ، استخدم هذا البرنامج لتقييم معلمات العين على طول المحور البصري للعين. افتح برنامج النمذجة الرياضية. أولا ، حدد صورة لتحميلها.
    1. بعد تحميل الصورة ، قم بتمييز كل مسح ضوئي يدويا (المسح الضوئي الشعاعي و B). حدد الحواف الأمامية والخلفية للقرنية والعدسة والغرفة الزجاجية والشبكية ، بحيث يقوم البرنامج بحساب سمك القرنية وسمك العدسة وعمق الغرفة الأمامية والزجاجية وسمك الشبكية الكلي والطول المحوري الكلي.
    2. بعد وضع العلامات ، اخرج من البرنامج الذي يطالب بقائمة حفظ. احفظ القيم المحددة في برنامج جدول بيانات وقم بحساب متوسط عمليات الفحص الثلاثة المنفصلة معا.

النتائج

يعتبر SD-OCT ناجحا إذا تم الحصول على صور عالية الجودة بحيث يمكن قياس أبعاد العين بشكل موثوق. هنا ، يتم توضيح مجموعة متنوعة من استخدامات SD-OCT باستخدام نماذج تنكس الشبكية ، والزرق ، واعتلال الشبكية السكري ، وقصر النظر.

في نموذج تنكس الشبكية الناجم عن الضوء (LIRD) ، يؤدي التعرض للضوء ?...

Discussion

يسمح التصوير عالي الدقة لهياكل العين في الجسم الحي بتقييم تغيرات الشبكية والعين بمرور الوقت. في هذا البروتوكول ، تم إثبات SD-OCT لالتقاط الاختلافات في هياكل العين في الجسم الحي في نماذج تنكس الشبكية ، الجلوكوما ، اعتلال الشبكية السكري ، وقصر النظر.

الجانب الأكثر أهمية عند إجر?...

Disclosures

ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.

Acknowledgements

تم دعم هذا العمل من خلال جوائز التطوير الوظيفي لخدمة إعادة التأهيل في خدمة إعادة التأهيل التابعة لوزارة شؤون المحاربين القدامى (CDA-1, RX002111; CDA-2 ؛ RX002928) إلى RSA ، وجائزة الاستحقاق (RX002615) وجائزة عالم البحث الوظيفي (RX003134) إلى MTP ، وجائزة التطوير الوظيفي (CDA-2 ، RX002342) إلى AJF ، و EY028859 إلى MTP ، و NEI Core Grant P30EY006360 ، وأبحاث الوقاية من العمى ، ومؤسسة مكافحة العمى.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
1% tropicamideSandozSandoz #6131403550; NDC- 24208-585-59
0.5% tetracaineAlconNDC 0065-0741-12
AIM-RAS G3 120 VLeica Bioptigen90-AIMRAS-G3-120Specialized platform to hold the OCT Scanner Head for mice
Celluvisc gelREFRESH CELLUVISC#4554; NDC-0023-4554-30
G3 18 mm Telecentric LensLeica Bioptigen90-BORE-G3-18
G3 Mouse LensLeica Bioptigen90-BORE-G3-M
G3 Rat LensLeica Bioptigen90-BORE-G3-R
heating padFabrication11-1130
InVivoVue softwareLeica BioptigenSpecialized software that pairs with the Leica Bioptigen SD-OCT system
MATLABMathworksmathematical modeling program
Mouse/Rat KitLeica Bioptigen90-KIT-M/RMouse/rat rodent alignment system
salineADDIPAK200-39
System Envisu R4300 VHR 120 VLeica Bioptigen90-R4300-V1-120SD-OCT system

References

  1. Wojtkowski, M., et al. Ultrahigh-resolution, high-speed, Fourier domain optical coherence tomography and methods for dispersion compensation. Optics Express. 12 (11), 2404-2422 (2004).
  2. Nassif, N., et al. In vivo high-resolution video-rate spectral-domain optical coherence tomography of the human retina and optic nerve. Optics Express. 12 (3), 367-376 (2004).
  3. Theelen, T., Teussink, M. M. Inspection of the Human Retina by Optical Coherence Tomography. Methods in Molecular Biology. 1715, 351-358 (2018).
  4. Nakazawa, M., Hara, A., Ishiguro, S. I. Optical Coherence Tomography of Animal Models of Retinitis Pigmentosa: From Animal Studies to Clinical Applications. Biomed Research International. 2019, 8276140 (2019).
  5. Drexler, W., et al. Ultrahigh-resolution ophthalmic optical coherence tomography. Nature Medicine. 7 (4), 502-507 (2001).
  6. VanLeeuwen, J. E., et al. Altered AMPA receptor expression with treadmill exercise in the 1-methyl-4-phenyl-1,2,3,6-tetrahydropyridine-lesioned mouse model of basal ganglia injury. Journal of Neuroscience Research. 88 (3), 650-668 (2010).
  7. Tian, J., et al. Performance evaluation of automated segmentation software on optical coherence tomography volume data. Journal of Biophotonics. 9 (5), 478-489 (2016).
  8. Kraus, M. F., et al. Motion correction in optical coherence tomography volumes on a per A-scan basis using orthogonal scan patterns. Biomedical Optics Express. 3 (6), 1182-1199 (2012).
  9. Boatright, J. H., et al. Tool from ancient pharmacopoeia prevents vision loss. Molecular Vision. 12, 1706-1714 (2006).
  10. Morrison, J. C., et al. A rat model of chronic pressure-induced optic nerve damage. Experimental Eye Research. 64 (1), 85-96 (1997).
  11. Feola, A. J., et al. Menopause exacerbates visual dysfunction in experimental glaucoma. Experimental Eye Research. 186, 107706 (2019).
  12. Goto, Y., Kakizaki, M., Masaki, N. Production of spontaneous diabetic rats by repetition of selective breeding. The Tohoku Journal of Experimental Medicine. 119 (1), 85-90 (1976).
  13. Allen, R. S., et al. Retinal Deficits Precede Cognitive and Motor Deficits in a Rat Model of Type II Diabetes. Investigative Ophthalmolology & Visual Science. 60 (1), 123-133 (2019).
  14. Stone, R. A., et al. Altered ocular parameters from circadian clock gene disruptions. PLoS One. 14 (6), 0217111 (2019).
  15. Chakraborty, R., et al. Circadian rhythms, refractive development, and myopia. Ophthalmic & Physiological Optics. 38 (3), 217-245 (2018).
  16. Davies, E. C., et al. Retinal ganglion cell layer volumetric assessment by spectral-domain optical coherence tomography in multiple sclerosis: application of a high-precision manual estimation technique. Journal of Neuro-ophthalmology. 31 (3), 260-264 (2011).
  17. Carnevali, A., et al. Optical coherence tomography angiography analysis of retinal vascular plexuses and choriocapillaris in patients with type 1 diabetes without diabetic retinopathy. Acta Diabetologica. 54 (7), 695-702 (2017).
  18. Springelkamp, H., et al. Population-based evaluation of retinal nerve fiber layer, retinal ganglion cell layer, and inner plexiform layer as a diagnostic tool for glaucoma. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 55 (12), 8428-8438 (2014).
  19. Allen, R. S., et al. Long-Term Functional and Structural Consequences of Primary Blast Overpressure to the Eye. Journal of Neurotrauma. 35 (17), 2104-2116 (2018).
  20. Zhao, D., et al. Age-related changes in the response of retinal structure, function and blood flow to pressure modification in rats. Scientific Reports. 8 (1), 2947 (2018).
  21. Schmucker, C., Schaeffel, F. A paraxial schematic eye model for the growing C57BL/6 mouse. Vision Research. 44 (16), 1857-1867 (2004).
  22. Aung, M. H., Kim, M. K., Olson, D. E., Thule, P. M., Pardue, M. T. Early visual deficits in streptozotocin-induced diabetic long evans rats. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 54 (2), 1370-1377 (2013).
  23. Puzyeyeva, O., et al. High-Resolution Optical Coherence Tomography Retinal Imaging: A Case Series Illustrating Potential and Limitations. Journal of Ophthalmology. 2011, 764183 (2011).
  24. Liu, A. S., et al. Topography and pachymetry maps for mouse corneas using optical coherence tomography. Experimental Eye Research. 190, 107868 (2020).
  25. Mohan, K., Kecova, H., Hernandez-Merino, E., Kardon, R. H., Harper, M. M. Retinal ganglion cell damage in an experimental rodent model of blast-mediated traumatic brain injury. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 54 (5), 3440-3450 (2013).
  26. Harper, M. M., et al. Blast-Mediated Traumatic Brain Injury Exacerbates Retinal Damage and Amyloidosis in the APPswePSENd19e Mouse Model of Alzheimer's Disease. Investigative Ophthalmology Visual Science. 60 (7), 2716-2725 (2019).
  27. Zhang, M., et al. Advanced image processing for optical coherence tomographic angiography of macular diseases. Biomedical Optics Express. 6 (12), 4661-4675 (2015).
  28. Muhlfriedel, R., et al. Optimized Subretinal Injection Technique for Gene Therapy Approaches. Methods in Molecular Biology. 1834, 405-412 (2019).
  29. Adekunle, A. N., et al. Integration of Perforated Subretinal Prostheses With Retinal Tissue. Translational Vision Science & Technology. 4 (4), 5 (2015).
  30. Sajdak, B. S., et al. Noninvasive imaging of the tree shrew eye: Wavefront analysis and retinal imaging with correlative histology. Experimental Eye Research. 185, 107683 (2019).
  31. Dominik Fischer, M., et al. Detailed functional and structural characterization of a macular lesion in a rhesus macaque. Documenta Ophthalmologica. 125 (3), 179-194 (2012).
  32. Hagag, A. M., Gao, S. S., Jia, Y., Huang, D. Optical coherence tomography angiography: Technical principles and clinical applications in ophthalmology. Taiwan Journal of Ophthalmology. 7 (3), 115-129 (2017).
  33. Treister, A. D., et al. Prevalence of Subclinical CNV and Choriocapillaris Nonperfusion in Fellow Eyes of Unilateral Exudative AMD on OCT Angiography. Translational Vision Science & Technology. 7 (5), 19 (2018).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

161

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved